CC BY
48DOI: 10.24412/1999-6780-2022-3-54-61 УДК 582.282.23
К ВОПРОСУ О ПРОБЛЕМАХ ИДЕНТИФИКАЦИИ CANDIDA AURIS
^Оганесян Э.Г. (ассистент кафедры)*, 3Гордеева С.А. (зав. лаб.), 2Тараскина А.Е. (зав. лаб.), 2Чилина Г.А. (зав. лаб.), 2Босак И.А. (с.н.с.), 'Мошкевич И.Р. (ассистент кафедры), 4Круглов А.Н. (зав. лаб.), 5Орлова O.E. (зав. лаб.), Богданова Т.В. (ассистент кафедры), ^Богомолова Т.С. (зав. лаб.), Козлова О.П. (доцент), Жовыршин C.B. (студент), Алексеев А.Ю. (студент),12Васильева Н.В. (директор института, зав. кафедрой)
'Северо-Западный государственный медицинский университет им. И.И. Мечникова, Санкт-Петербург; 2НИИ медицинской микологии им. П.Н. Кашкина, Санкт-Петербург; 3Клиническая инфекционная больница им. С.П. Боткина, Санкт-Петербург; 4Московский многопрофильный клинический центр «Коммунарка», Москва; 5Городская клиническая больница №67 им. Л.А. Ворохо-бова, Москва, Россия
Представлены данные сравнительного исследования идентификации Candida auris фенотипическими (биохимическое профилирование), физико-химическими (MALDI-TOF-масс-спектрометрия) и молекулярно-генетическими методами (таргетное секвенирование). C. auris вызывает инфекционный процесс повышенной контагиозности, связанный с оказанием медицинской помощи, и обладает сниженной чувствительностью к противогрибковым лекарственным средствам и дезинфектантам. Показаны преимущество таргетного секвенирования и MALDI-TOF-масс-спектрометрии для идентификации C. auris и необходимость ре-идентификации дрожжевых патогенов в случае использования методов, основанных только на биохимической идентификации, в лаборатории, оснащенной MALDI-TOF-масс-спектрометром или анализатором для секвенирования.
Ключевые слова: Candida auris, идентификация, MALDI-TOF-масс-спектрометрия, хромогенная среда, таргетное секвенирование, VITEK 2 YST, микробиологическая лаборатория
Контактное лицо: Оганесян Эллина Григорьевна, e-mail: Ellina.Oganesyan@szgmu.ru
ON THE QUESTION OF IDENTIFICATION PROBLEMS OF CANDIDA AURIS
^Oganesyan E.G. (assistant of the department), 3Gordeeva S.A. (head of the laboratory), 2Taraskina A.E. (head of the laboratory), 2Chilina G.A. (head of the laboratory), 2Bosak I.A. (senior scientific researcher), 'Moshkevich I.R. (assistant of the department), 4Kruglov A.N. (head of the laboratory), 5Orlova O.E. (head of the laboratory), ^Bogdanova T.V. (assistant of the department), 1,2Bogomolova T.S (head of the laboratory), 'Kozlova O.P. (associate professor), ^ovyrshin S.V. (student), 'Alekseev A.Yu. (student), 12Vasilyeva N.V. (director of the institute, head of the department)
1 North-Western State Medical University named after I.I. Mechnikov, St. Petersburg; 2Kashkin Research Institute of Medical Mycology, St. Petersburg; 3Clinical Infectious Hospital named after S.P. Botkin, St. Petersburg, 4Moscow Multi-disciplinary Clinical Center "Kommunarka", Moscow; 5L.A. Vorokhobov Municipal Clinical Hospital №67, Moscow, Russia
The article presents data of a comparative study of the identification of Candida auris by phenotypic (biochemical profiling), physicochemical (MALDI-TOF-mass spectrometry) and molecular genetic methods (targeted sequencing). C. auris causes a highly contagious infectious process associated with medical care, and has a reduced susceptibility to antifungal drugs and disinfectants. The advantage of targeted sequencing and MALDI-TOF-mass spectrometry for the identification of C. auris and the needfor re-identification of yeast pathogens in the case of using methods based only on biochemical identification in a laboratory equipped with a MALDI-TOFmass spectrometer or analyzer for sequencing are shown.
Key words: Candida auris, identification, MALDI-TOF-MS, chromogenic medium, sequencing, VITEK 2 YST, microbiological laboratory
ВВЕДЕНИЕ
Род Candida включал к концу XX в. около 200 видов, большинство из которых являются непатогенными [1]. Сегодня, в связи с внедрением молеку-лярно-генетических методов, эта цифра стремительно возрастает. Более 40 видов Candida spp. - возбудители инвазивного кандидоза (Candida albicans,
54
Candida glabrata, Candida parapsilosis, Candida dubliniensis, Candida tropicalis, Candida krusei, Candida guilliermondii и др.) [2]. В XXI веке отмечают сдвиг в эпидемиологическом ландшафте инвазивного кан-дидоза: ранее превалирующий вид C. albicans стал уступать Candida non-albicans видам, среди которых преобладают виды со сниженной чувствительностью к противогрибковым лекарственным средствам (ПГЛС) [3].
Одним из таких видов является C. auris, который появился в мировой клинической практике в 2009 г., активно распространился на пяти континентах и представляет серьезную угрозу в области здравоохранения во всем мире [4, 5]. С. auris — контагиозный нозокомиальный патоген, ассоциированный с оказанием медицинской помощи, вызывает трудно устранимые внутрибольничные вспышки, устойчив к основным классам ПГЛС и ряду дезинфектантов, применяемых в клинической практике. В связи с этим точная видовая идентификация грибов рода Candida важна, так как, с одной стороны, будет способствовать эффективной терапии тяжелой грибковой инфекции, а с другой - предотвращению внут-рибольничной передачи контагиозного дрожжевого патогена. Следует отметить, что лаборатории не всегда имеют возможность идентифицировать дрожжи рода Candida, выделенные из биосубстратов больных инвазивным кандидозом, надежными методами до вида и определить чувствительность к ПГЛС в соответствии с клиническими рекомендациями [6].
За последние годы совершен настоящий прорыв в методологии идентификации микроорганизмов: способы определения стали более точными и информативными. В настоящее время идентификация C. auris на основе секвенирования (внутренних транскрибируемых спейсеров (ITS) или большой субъединицы LSU рибосомной ДНК (рДНК)) является эталонной, однако применение ее в рутиной практике затруднительно из-за длительной пробо-подготовки, необходимости дорогостоящего оборудования и соответствующей квалификации у специалиста лаборатории.
Использование в микробиологических лабораториях MALDI-TOF масс-спектрометрии как метода идентификации патогенов революционно расширило возможности точного определения этиологии заболевания, которые ранее были прерогативой узкоспециализированных центров, применяющих метод таргетного секвенирования для этих целей. Масс-спектрометры MALDI Biotyper (Bruker-Daltonics), Vitek MS (bioMerieux) могут надежно дифференцировать C. auris от других видов Candida, только если база данных содержит необходимую информацию. В данном случае фактором, ограничивающим использование этого метода в рутиной клинической практике, является, безусловно, высокая цена оборудования.
Поэтому по-прежнему самыми удобными и доступными методами идентификации клинических изолятов дрожжей для большинства лабораторий являются методы, основанные на фенотипических свойствах микроорганизмов (биохимические, характеризующие способность патогена к ассимиляции и ферментации субстратов). Отметим, что хромоген-ные среды длительное время были основным диагностическим инструментом для определения видов Candida [7]. Они позволяют идентифицировать виды Candida за счет образования видоспецифического цвета колоний. Большинство хромогенных сред дают возможность идентифицировать четыре наиболее распространенных в клинической практике возбудителя рода Candida: C. albicans, C. tropicalis, C. glabrata, C. krusei. Между тем, пейзаж микромицетов - возбудителей микозов становится разнообразнее, и этот факт диктует новые задачи перед производителями сред и тест-систем для идентификации микроорганизмов. За последние годы были разработаны хро-могенные среды для видовой идентификации C. auris. Однако у каждой из них есть свои определенные ограничения в применении для этих целей.
Показано, что использование только классических методов идентификации в случаях редких или новых видов дрожжевых патогенов с пониженной чувствительностью к ПГЛС, в том числе и C. auris, приводит к ошибкам в определении видовой принадлежности возбудителя в связи со сходными профилями ассимиляции и ферментации субстратов близкородственных видов Candida [8].
На сегодняшний день весьма перспективны методы идентификации дрожжей на основе полимераз-ной цепной реакции (ПЦР) с прямым выделением ДНК из биоматериала, полученного от пациента [9]. ПЦР - это относительно быстрый и доступный метод для большинства лабораторий, поэтому разработка таких тест-систем и внедрение в клиническую практику увеличивают возможности микробиолога точно идентифицировать грибковый патоген.
В связи с этим целью настоящего исследования было сравнительное изучение фенотипических (биохимических), физико-химических (масс-спектрометрических), молекулярно-генетических (таргетное секвенирование) методов для идентификации C. auris и определение оптимальных подходов при идентификации дрожжевых патогенов в практической деятельности микробиолога.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
В исследование было включено 60 клинических изолятов C. auris, выделенных из биологических субстратов пациентов с COVID-19 в период 20202021 гг. и депонированных в Российскую коллекцию патогенных грибов (РК1II ). Штаммы культивировали 24 часа при 35 °C на агаре Сабуро с добавлением
хлорамфеникола. Для сравнительной идентификации C. auris использовали таргетное секвенирование, MALDI-TOF-масс-спектрометрию, анализатор для идентификации / определения чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам (Vitek 2), хромогенную среду CHROMID Candida (CAN2). Исследование проводили на базе НИИ медицинской микологии им. П.Н. Кашкина ФГБОУ ВО «СЗГМУ им. И.И. Мечникова» и Клинической инфекционной больницы им. С.П. Боткина (Санкт-Петербург).
Таргетное секвенирование. Эталонной идентификацией считали секвенирование ITS-региона рДНК [10]. ДНК микромицетов экстрагировали с помощью набора QlAquick PCR Purification Kit (Qiagen, Германия) согласно инструкции производителя. Таксономически информативный ITS-локус рДНК грибов C. auris был амплифицирован в результате ПЦР с использованием стандартных праймеров ITS4 [TCC-TCC-GCT-TAT-TGA-TAT-GC] и ITS5 [GGA-AGT-AAA-AGT-CGT-AAC-AAG-G] (Син-тол, Москва). Секвенирование ПЦР-фрагмента выполняли по методу Сэнгера на генетическом анализаторе ABI Prizm 3500 (Applied Bisystems, США). Реакцию проводили с помощью набора BigDye Terminator v3.1 Cycle Sequencing Kit (Thermo Fisher Scientific, США) в объеме 10 мкл согласно рекомендациям производителя. Очистку от терминирующих аналогов нуклеотидов осуществляли набором BigDye XTerminator Purification Kit (Thermo Fisher Scientific, США). Секвенирование выполняли в обоих направлениях. Идентификацию микромицетов проводили c помощью алгоритма BLAST путем выравнивания анализируемой нуклео-тидной последовательности с последовательностями, представленными в GenBank. Для видовой идентификации использовали показатель сходства > 98% в последовательностях ITS.
Культивирование Candida spp. с использованием хромогенной среды. Чистые культуры мик-ромицетов засевали на хромогенную среду CHROMID Candida (CAN2) (bioMerieux) для селективного выделения дрожжевых грибов и прямой идентификации C. albicans. В работе использовали чистые культуры C. auris (n=60) и другие клинически значимые виды (C. albicans, C. krusei, C. tropicalis, C. glabrata). Учет результатов обычно выполняли через 24, 48, 72 часа инкубации.
Интерпретацию результатов проводили по изменению цвета колоний согласно инструкции производителя:
• от голубого до темно-синего — C. albicans;
• розовый: C. tropicalis, C. lusitaniae и C. kefyr.;
• кремово-белый: нет прогностического значения.
C. auris на данной среде может образовывать розовые или кремово-белые колонии.
Анализатор для идентификации / определения чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам (Vitek 2). Идентификацию до вида колоний дрожжей осуществляли с помощью автоматизированной системы VITEK 2 версия 9.2 (BioMerieux, Франция), применяя карты для идентификации клинически значимых дрожжей и дрожжеподобных микроорганизмов Vitek 2 YST. Использовали суточные культуры С. auris на агаре Сабуро, которые стерильным тампоном вносили в 3,0 мл стерильного физиологического раствора в прозрачную пластиковую пробирку с плотностью от 1,9 до 2 по McFarland. Карта Vitek 2 YST содержит 46 биохимических тестов, позволяющих оценить утилизацию углерода и азота, а также ферментативную активность микроорганизма. Результат учитывали через 18 часов.
При сравнительном анализе профилей биохимической активности исследуемых штаммов дрожжей использована логарифмическая регрессия с регуляризацией. Статистическую обработку результатов проводили в системе R.
MALDI-TOF- масс-спектрометрия. Матрич-но-ассоциированную лазерную десорб-
цию/ионизацию - времяпролетную масс-спектрометрию (MALDI-TOF-MS) выполняли параллельно на двух анализаторах: Autoflex speed TOF/TOF Bruker Daltonics (Германия) с пакетом программного обеспечения flexControl v. 3.4, flex Analysis v. 3.4, MALDI Biotyper v. 3.1 c базами «Bruker Taxonomy» и VITEK MS (BioMerieux, Франция) в автоматическом режиме). Изолированные колонии в двух повторностях наносили на ячейки мишени, экстрагировали муравьиной кислотой, после чего добавляли 2 мкл матрицы (а-циано-4-гидроксикоричная кислота и раствор, содержащий 50% ацетонитрила и 2,5% трифторуксусной кислоты).
РЕЗУЛЬТАТЫ
Все штаммы микромицетов (n=60), включенные в исследование, были идентифицированы с помощью ITS- секвенирования как C. auris. В результате посева изолятов C. auris на агар CHROMID Candida через 24 часа не было выявлено изменения окраски, также как и других видов Candida sp. Изменение цвета колоний наблюдали через 48 часов культивирования, которое оставалось неизменным в дальнейшем при визуальной оценке через 72 часа. Так, штаммы C. krusei и С. glabrata имели кремовую окраску, С. albicans — синюю, C. tropicalis — розовую (Рис. 1).
Рис. 1. Рост грибов Candida spp. на агаре CHROMID Candida (CAN2) через 48 часов культивирования при 35
Все протестированные изоляты C. auris (n=60) были окрашены в розовый цвет, что соответствовало инструкции (Рис. 2).
>
ff f,тЖ* 1' к* ■ vé ущЩЩ
ьГ 4 SWRO > J uguL fiВ _ Ч. f / я»
Candida auris
Рис. 2. Рост грибов С. auris на агаре CHROMID Candida (CAN2) через 48 часов культивирования при 35 °С.
При идентификации C. auris (n=60), ранее идентифицированных с помощью таргетного секвениро-вания, на анализаторе для идентификации микроорганизмов Vitek 2 YST 9.2 вид C. auris определялся с высоким уровнем точности (высокая дискриминация) в 47% случаев; 38% штаммов были идентифицированы до вида C. auris с низкой дискриминацией, 15% штаммов ошибочно идентифицированы в качестве других видов (Candida duobushaemulonii, Candida pelliculosa) (табл.1).
Таблица 1
Сравнительная характеристика биохимических, физико-химических и молекулярно-генетических методов идентификации С. аит (п=60)
Vitek 2 YST MALDI-TOF MS Секвениро-вание ДНК C. auris (ITS-регион)
Уровень идентификации C.auris (%) Bruker C.auris (%) VITEK MS C.auris(%) ITS -регион (98-100%)
Высокий уровень идентификации C. auris - 47 100 100 100
Низкий уровень идентификации C. auris - 38
Ошибочная идентификация C. duobushaemulonii - 13 C. pelliculosa -2
Мы провели анализ исходов всех 46 используемых для биохимической идентификации тестов и установили, что в большей степени на ошибочный результат влияют 6 параметров. (Рис 3).
При оценке результатов MALDI-TOF- масс-спектрометрии установлено, что видовая идентификация с высоким уровнем у всех штаммов C. auris (n=60) была получена как на Bruker Biotyper, так и на Vitek MS (табл. 1, 2). Таким образом, физико-химический метод (MALDI-TOF-масс-
спектрометрия) для идентификации C. auris можно считать надежным способом идентификации C. auris наравне с генетическим методом (таргетное секве-нирование).
Таблица 2
Идентификация C. auris fn=60J с помощью MALDI-TOF-MS (Bruker Daltonics GmbH,Германия)
Показатели MALDI Bruker
Score value > 2 <1,9 -2,0 <1,8-1,9 <1,8 -1,7
Количество штаммов (%) 40% 20% 21,6% 18,3%
ОБСУЖДЕНИЕ
На основании проведенного исследования было установлено, что полученные результаты при использовании хромогенной среды CHROMID Candida (CAN2) для идентификации Candida spp., в том числе C. auris, совпадают с интерпретацией, заявленной в инструкции. Однако можно заключить, что такой метод идентификации целесообразно применять только в качестве скрининга с учетом морфологических особенностей микромицетов при первичном посеве биоматериала от пациента. В дальнейшем для точной видовой идентификации дрожжей рекомендуется использовать дополнительные тесты, а в случае с C. auris все подозрительные (на данной среде - розовые через 48 ч. колонии) изоляты идентифицировать более надежными методами. Применяемые для этой цели обычно тест-системы (API 20C , API ID 32C, RapID Yeast Plus и др.) не относятся к таковым, так как биохимический профиль для идентификации C. auris в них отсутствует. Это относится и к картам для идентификации дрожжей с помощью микробиологических анализаторов, вследствие чего возможны ошибочные результаты при обнаружении C. auris (C. haemulonii, C. famata, C. kefyr, C. duobushaemulonii, C. pseudohaemulonii, C. krusei, Rhodotorula glutinis и др.) вместо C. auris. Следует отметить, что в 2017 г. программное обеспечение для идентификации Vitek 2 было обновлено до версии 8.01, в которую были добавлены следующие четыре вида: C. auris, C. duobushaemulonii, C. haemulonii var. vulnera и Cryptococcus gattii. Это позволило точно идентифицировать изоляты C. auris из клады IV (южноамериканская), но этого обновления было недостаточно для точной идентификации изолятов из клады I (южно-азиатская) или III (африканская) [11]. Сейчас для анализатора Vitek 2 существует версия 9.2, но сведения об оценке обновленной версии всех пяти клад C. auris ещё ограничены. Результаты идентификации, полученные в настоящей работе с помощью Vitek 2 (версия 9.2), коррелируют с данными других авторов. В многоцентровом исследовании с участием трех микробиологических лабораторий определяли 35 изолятов C. auris на Vitek 2 (версия 8.01), и правильная идентификация (высокая дискриминация) была в 52% протестированных образцов. Результаты низкой дискриминации с невозможностью различить C. auris, C. duobushaemulonii и C. famata были отмечены в среднем в 27% образцов. Неправильные результаты идентификации отмечали в среднем в 21% образцов, большинство из которых
(91%) были идентифицированы как C. duobushaemulonii, а остальные 9% были зарегистрированы как C. lusitaniae [12].
В другом исследовании C. auris, в которое было включено 12 штаммов из 3 географических клад, верно было идентифицировано 7 изолятов (58,3%), остальные ошибочно определены как C. duobushaemulonii или С. haemulonii [11].
Следовательно, подозрительные изоляты, которые либо идентифицированы с помощью Vitek 2 YST как C. auris c низкой дискриминацией, либо как близкородственные виды, должны быть ре-тестированы экспертными методами.
Другие авторы показали, что автоматизированная система BD Phoenix (Becton Dickinson and Company) также может ошибочно идентифицировать C. catenulata, C. haemulonii, C. duobushaemulonii, C. famata вместо C. auris. При исследовании двумя системами идентификации (API AUX 20C и Phoenix) штаммов C. auris были получены следующие результаты: анализатор Phoenix идентифицировал все изоляты дрожжей как C. haemolunii, тогда как системой API AUX 20C получено несколько вариантов идентификаций (C. famata — в большинстве, Rhodotorula glutinis, C. haemolunii) [13].
Есть сведения о том, что система API 20C AUX (bioMérieux) может ошибочно идентифицировать C. auris как Candida saKe, C. famata и Saccharomyces cerevisiae. Кроме того, эта система может также ошибочно идентифицировать C. auris как Rhodotorula glutinis в изолятах с отрицательной уреазной реакцией, в которых отсутствуют характерные для R. glutinis колонии с розовым пигментом [10, 14].
Безусловно, если в системах API 20C AUX и в базе MicroScan (Beckman Coulter) не содержатся данные о C. auris, то ошибки неизбежны. Анализатор MicroScan ошибочно определяет вместо C. auris C. famata, C. guilliermondii, C. lusitaniae, C. parapsilosis [15, 16].
Таким образом, из-за схожего биохимического профиля C. auris c близкородственными видами затруднено или практически невозможно определение вида биохимическими методами с высокой точностью.
Опубликованы наиболее распространённые ошибки при идентификации C. auris биохимическим методом [17] (табл. 3). Эти данные могут помочь избежать ошибок при идентификации C. auris, а при необходимости — применить дополнительные тесты или отправить подозрительный на C. auris штамм на идентификацию в другую лабораторию.
Следовательно, сотрудники микробиологических лабораторий, идентифицирующие дрожжи только биохимическими методами, должны быть проинформированы о возможных ошибках идентификации C. auris на используемой системе и применять дополнительные тесты, позволяющие уточнить вид микромицета, или отправлять эти виды для ре-идентификации в лаборатории, оснащенные надежными методами.
Так, в качестве дополнительных тестов при идентификации биохимическими методами таких видов дрожжей, как C. haemulonii и C. duobushaemulonii, и отсутствии возможности быстрой ре-идентификации более надежными методами можно дополнительно использовать тест на рост культуры при 40 °C на агаре Сабуро с высокой концентрацией хлорида натрия (>10%). C. auris, как правило, может хорошо расти при таких условиях в отличие от C. haemulonii и C. duobushaemulonii [18].
Несмотря на то, что другие исследователи предлагают для дифференциации C. guilliermondii, C. lusitaniae и C. parapsilosis от C. auris делать посев культуры микромицета на агар с содержанием кукурузной муки, полученные результаты неоднозначны. С одной стороны, если гифы или псевдогифы выросшей культуры отсутствуют, это должно насторожить исследователя, поскольку C. auris обычно не образует гифы или псевдогифы. Однако, с другой стороны, есть сведения, что некоторые изоляты C. auris образовывали гифы или псевдогифы [10].
Что касается имеющихся в мировой практике ПЦР-тест систем для индикации C. auris, можно выделить мультиплексную ПЦР для идентификации нескольких родов/видов грибов (например, Fungiplex Candida auris (Bruker, Германия) и Candida auris-специфическую ПЦР (AurisID (OLM Diagnostics, Великобритания) [19].
Сравнительное исследование ПЦР тест-систем Auris ID (OLM Diagnostics, Великобритания) и Fungiplex Candida auris (Bruker, Германия) продемонстрировало высокую чувствительность наборов с пределом обнаружения (LoD) C. auris 1 копия генома/реакция и 9 копий/реакцию соответственно. Однако были получены ложноположительные результаты при большом количестве ДНК близкородственных видов C. haemulonii, C. duobushaemulonii и C. pseudohaemulonii при использовании набора Auris ID [20]. Данные ПЦР-тест системы не зарегистрированы на территории России, поэтому не доступны для использования в клинической практике.
Недавно в РФ была зарегистрирована мультиплексная ПЦР панель BCID2 (Blood culture identification 2) для анализатора BioFire FilmArray (BioMerieux, Франция). Использование этой тест-системы, предназначенной для одновременной идентификации 33 возбудителей инфекций кровотока и/или их групп, включая Грам+/Грам- бактерии и грибы, а также 10 генетических маркеров устойчивости к антибактериальным препаратам, позволяет получить результат за 60 минут из положительного флакона при гемокультивировании. Данная технология, в том числе, позволяет определить 6 видов Candida: (C. albicans, C. auris, C. glabrata, C. krusei, C. parapsilosis, C. tropicalis), что подтверждено рядом исследований [21-23].
Коммерческий набор «МикозоСкрин» (ДНК-технология, Россия), предназначенный для выявления и типирования возбудителей грибковых инфекций родов Candida, Malassezia, Saccharomyces и Debaryomyces в препаратах, полученных из биологического материала человека, позволяет детектировать C. auris. Вместе с тем, мы не нашли независимой оценки этого продукта относительно определения C. auris в рецензируемых публикациях [24].
В настоящее время сведения о других ПЦР-тестах, зарегистрированных в РФ, которые были бы валидированы для диагностики инвазивного канди-доза в многоцентровых исследованиях, ограничены, и практически нет убедительных доказательств преимуществ какого-либо коммерческого теста, несмотря на несомненный потенциал ПЦР-диагностики микозов за счет сокращения времени исполнения и стоимости проводимого исследования.
Точная идентификация C. auris играет важную роль для эффективного лечения инвазивного канди-доза, понимания эпидемиологии возбудителя и своевременного предотвращения внутрибольничных вспышек. Из-за недостатков различных коммерческих тест-систем, основанных на биохимической идентификации C. auris, определение этого вида может быть успешным только при применении дополнительных методов исследования. Это в значительной степени поможет избежать ошибочного
Таблица 3
Возможные ошибки при идентификации C. auris с помощью биохимических систем
Способ идентификации Возможные ошибки идентификации (вместо C.auris)
Vitek 2 YST Candida haemulonii Candida duobushaemulonii
API 20C Rhodotorula glutinis Candida sake
API ID 32C Candida intermedia Candida sake Saccharomyces kluyveri
BD Phoenix Candida haemulonii Candida catenulata
MicroScan Candida famata Candida guilliermondii Candida lusitaniae Candida parapsilosis
определения вида при отсутствии в лаборатории экспертных (МЛЬВ1-ТОЕ-М8, секвенирование) методов идентификации C. auris.
Таким образом, из анализа приведенных данных (собственных и других исследований) следует, что существуют проблемы в идентификации C. auris — нозокомиального контагиозного возбудителя инва-зивного кандидоза, и эти вопросы применительно к быстрому и точному его обнаружению еще ждут своего решения.
Хромогенная среда CHROMID Candida (CAN2) и карты для идентификации дрожжей Vitek 2 YST предоставлены ООО «ЫоМепеихРус».
Исследование выполнено в рамках государственного задания Минздрава России на 2022-2024 гг. «Генетические биомаркеры и биологические особенности Candida auris — возбудителя инвазивного кандидоза» (№ НИОКТР 122012100283-8).
ЛИТЕРАТУРА
1. Елинов Н.П., Васильева Н.В., Степанова А.А., Чилина Г.А. Candida. Кандидозы. Лабораторная диагностика: учебное пособие. СПб.: Коста, 2010: 5-6. [Elinov N.P., Vasilyeva N.V., Stepanova A.A., Chilina G.A. Candida. Candidiasis. Laboratory diagnostics: a textbook. St. Petersburg: Costa, 2010: 5-6. (In Russ)].
2. http://indexfungorum.org/
3. Vasilyeva N.V., Raush E.R., Rudneva M.V., et al. Etiology of invasive candidosis agents in Russia: a multicenter epidemiological survey. Frontiers of Medicine. 2018; 12 (1): 84-91. doi: 10.1007/s11684-017-0612-x
4. Rudramurthy S., Chakrabarti A., Paul R.A., et al. Candida auris candidaemia in Indian ICUs: Analysis of risk factors. J. Antimicrob. Chemother. 2017; 72: 1794-1801. doi.org/10.1093/jac/dkx034
5. Du H., Bing J., Hu T., et al. Candida auris: Epidemiology, biology, antifungal resistance, and virulence. PLoS Pathog. 2020; 16: e1008921. doi.org/10.1371/journal.ppat.1008921
6. Клинические рекомендации. Рекомендации МАКМАХ «Определение чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам» , 2021. [Clinical recommendations. Recommendations of the IACMAC "Determination of the susceptibility of microorganisms to antimicrobial drugs", 2021. (In Russ)].
7. OddsF.C., BernaertsR.I.A. CHROMagar Candida, a new differential isolation medium for presumptive identification of clinically important Candida species. Journal of clinical microbiology. 1994; 32 (8): 1923-1929. doi.org/10.1128/jcm.32.8.1923-1929.1994
8. Chowdhary A., Sharma C, Meis J.F. Candida auris: a rapidly emerging cause of hospital-acquired multidrug-resistant fungal infections globally. PLoS Pathog. 2017; 13: e1006290. doi.org/10.1371/journal.ppat.1006290
9. Mahmoudi S., et al. Methods for identification of Candida auris, the yeast of global public health concern: A review. J. Mycol. Med. 2019; 29 (2): 174-179. doi: 10.1016/j.mycmed.2019.04.004
10. Centers for Disease Control and Prevention: https://www.cdc.gov/fungal/candida-auris/identification.html?CDC_AA_refVal=https%3A%2F%2Fwww.cdc.gov%2Ffungal%2Fcandida-auris%2Frecommendations.html
11. Tan Y.E., et al. Candida auris in Singapore: Genomic epidemiology, antifungal drug resistance, and identification using the updated 8.01 VITEK® 2 system. International journal of antimicrobial agents. 2019; 54 (6): 709-715. doi.org/10.1016/j.ijantimicag.2019.09.016
12. Ambaraghassi G, et al. Identification of Candida auris by use of the updated Vitek 2 yeast identification system, version 8.01: a multilaboratory evaluation study. Journal of Clinical Microbiology. 2019; 57 (11): e00884-19. doi.org/10.1128/JCM.00884-19
13. Mohsin J., Weerakoon S., Ahmed S., et al. A cluster of Candida auris blood stream infections in a tertiary care hospital in Oman from 2016 to 2019. Antibiotics. 2020; 9: 638. doi.org/10.3390/antibiotics9100638
14. Lone S.A., Ahmad A. Candida auris - the growing menace to global health. Mycoses. 2019; 62 (8): 620-637. doi.org/10.1111/myc.12904
15. Mizusawa M., et al. Can multidrug-resistant Candida auris be reliably identified in clinical microbiology laboratories? Journal of Clinical Microbiology. 2017; 55 (2): 638-640. doi.org/10.1128/JCM.02202-
16. Parra-Giraldo C.M., et al. First report of sporadic cases of Candida auris in Colombia. International Journal of Infectious Diseases. 2018; 69: 63-67. doi.org/10.1016/j.ijid.2018.01.034
17. Centers for Disease Control and Prevention: https://www.cdc.gov/fungal/candida-auris/pdf/Testing-algorithm_by-Method_508.pdf
18. Welsh R.M., et al. Survival, persistence, and isolation of the emerging multidrug-resistant pathogenic yeast Candida auris on a plastic health care surface. Journal of Clinical Microbiology. 2017; 55 (10): 2996-3005. doi.org/10.1128/JCM.00921-17
19. Lockhart S.R., Lyman M.M., Sexton D.J. Tools for detecting a "Superbug": updates on Candida auris testing. Journal of Clinical Microbiology. 2022: e00808-21. doi.org/10.1128/jcm.00808-21
20. Sattler J., et al. Comparison of two commercially available qPCR kits for the detection of Candida auris. Journal of Fungi. 2021; 7 (2): 154. doi.org/10.3390/jof7020154
21. Simor AE et al. Rapid Identification of Candida Species from Positive Blood Cultures by Use of the FilmArray Blood Culture Identification Panel. J Clin Microbiol. 2018 Nov 27;56(12):e01387-18. doi: 10.1128/JCM.01387-18.
22. Holma T., et al. Rapid molecular detection of pathogenic microorganisms and antimicrobial resistance markers in blood cultures: evaluation and utility of the next-generation FilmArray Blood Culture Identification 2 panel. Eur. J. Clin .Microbiol. Infect Dis. 2022; 41 (3): 363-371. doi: 10.1007/s10096-021-04314-2
23. Timbrook T.T., et al. Epidemiology of antimicrobial resistance among blood and respiratory specimens in the United States using genotypic analysis from a cloud-based population surveillance network. Open Forum Infect. Dis. 2022; 9 (7): ofac296. doi.org/10.1093/ofid/ofac296
24. https://www.dna-technology.ru/equipmentpr/nabory-reagentov-dlya-pcr-vozbuditeli-gribkovyh-infekciy/mikozoskrin
Поступила в редакцию журнала 26.09.2022 Рецензент: Ю.В. Борзова
