CC BY
85
УДК 577.323.2, 547.963.3 2
Вестник СПбГУ. Сер. 4. Т. 1 (59). 2014. Вып. 4
Н. А. Касьяненко, М. С. Варшавский, Чжан Цюши, Г. В. Алексеев, В. М. Бакулев К ВОПРОСУ О МЕТАЛЛИЗАЦИИ ДНК В РАСТВОРЕ*
Санкт-Петербургский государственный университет, Российская Федерация, 199034, Санкт-Петербург, Университетская наб., 7—9
Рассмотрен результат металлизации ДНК в растворе после образования её комплексов с ионами серебра и добавления восстановителя. Показано, что концентрация реагентов и порядок их добавления в раствор ДНК приводят к различным результатам. Проанализированы спектральные свойства систем (спектры поглощения и люминесценции), получены данные об изменении объёма молекулярного клубка ДНК и его оптической анизотропии при образовании металлических наночастиц, обладающих плазмонным резонансом, и люминесцирующих нанокластеров серебра. В первом случае появление наночастиц серебра фиксировали по появлению соответствующей полосы плазмонного резонанса в спектре поглощения растворов ДНК. Во втором случае такая полоса в спектре поглощения отсутствовала, однако наблюдалось появление люминесценции в растворах ДНК, что свидетельствовало о формировании нанокластеров серебра, размеры которых существенно меньше размеров наночастиц. Биб-лиогр. 15 назв. Ил. 8. Табл. 1.
Ключевые слова: ДНК, наночастицы и нанокластеры серебра, восстановление серебра, жёсткость ДНК.
N. A. Kasyanenko, M. S. Varshavski, Zhang Qiushi, G. V. Alekseev, V. M. Bakulev CONCERNING DNA METALLIZATION IN A SOLUTION
St. Petersburg State University, 7—9, Universitetskaya nab., St. Petersburg, 199034, Russian Federation
The result of the metallization of DNA in a solution after the formation of its complexes with silver ions and adding a reducing agent was considered. It was shown that the variation in the concentration of the chemicals and the procedure of their adding into DNA solution lead to different results. The spectral properties of systems (absorption and luminescence spectra), the change in DNA molecular coil volume and its optical anisotropy after the formation of metal nanoparticles with plasmonic resonance and luminescent silver nanoclusters were studied. In the first case, the existence of silver nanoparticles was fixed by the appearance of the corresponding plasmon resonance band in the absorption spectra of DNA solutions. In the second case, the absorption band was missing, but the appearance of the luminescence in DNA solutions was observed, indicating the formation of silver nanoclusters whose dimensions are substantially smaller than the size of nanoparticles. Refs 15. Figs 8. Tables 1.
Keywords: DNA, nanoparticles, nanoclusters, silver reduction, DNA rigidity.
Введение. Молекула ДНК в последнее время используется в качестве матрицы для создания различных наноструктур. Широко известна технология ДНК-оригами [1—3], которая нашла применение для самосборки двух- и трёхразмерных конструкций. Однако она не всегда оказывается удобной при решении задач в области наноэлектрони-ки и нанооптики. Дешевле и проще использовать высокомолекулярную ДНК, проводя направленные конформационные изменения в растворе. Такая ДНК способна к образованию структур с заданными свойствами, которые можно модифицировать с помощью различных включений. В частности, возможно формирование генных векторов в растворе через формирование ДНК-полимерных комплексов [4], которые трансформируются в люминесцирующие структуры при использовании ДНК с нанокластерами серебра [5]. Применение в таких структурах металлических наночастиц может открыть
* Работа поддержана грантами РФФИ (13-03-01192A) и СПбГУ (11.38.644.2013; 11.38.267.2014).
новые возможности в медицинской практике. Например, наночастицы серебра обладают бактерицидными свойствами [6, 7], известна и способность наночастиц металлов усиливать люминесценцию соединений [8, 9], что можно использовать в фотодинамической терапии. Наночастицы серебра интересны своими уникальными оптическими свойствами: их коллоидные растворы имеют специфическую полосу поглощения в видимой области спектра, обусловленную плазмонным резонансом. Изменение этой полосы под действием различных факторов даёт возможность следить за состоянием нано-частиц в растворе. Наночастицы металлов можно использовать для обнаружения, визуализации и лечения злокачественных опухолей [10]. С помощью наночастиц возможно улучшить терапевтический индекс цитотоксических лекарственных препаратов и доставлять лекарственные вещества к раковым клеткам напрямую [11]. Возможно создание оптических сенсорных устройств на основе серебряных наночастиц, которые можно будет применять для зондирования биологически важных молекул [12]. Однако их применение требует осторожности: активно обсуждается негативное влияние наночастиц металлов на генетический аппарат клетки [13]. В связи с этим представляется актуальным изучение взаимодействия наночастиц металлов с молекулой ДНК в растворе.
Кроме сопряжения макромолекул с уже готовыми наночастицами перспективным приёмом является металлизация молекулы ДНК в растворе после образования её комплексов с ионами серебра. Для этого используют различные восстановители, в частности, боргидрид натрия. Подробное изучение влияния компонентов взаимодействия на состояние молекулы ДНК в растворе даст основания для направленной металлизации макромолекулы в растворе. Этим вопросам посвящена представляемая работа.
Материалы и методы исследования. В работе использовали коммерческий препарат ДНК тимуса телёнка (Sigma), молекулярная масса M которого была определена по значению характеристической вязкости в 0,15М NaCl и составила 10 МДа. Препарат ДНК растворяли в дистиллированной воде, после 5 дней хранения при температуре 4 С в раствор добавляли NaNÜ3 для достижения требуемой ионной силы (обычно 0,005M). Растворы ДНК центрифугировали или фильтровали перед использованием.
В качестве компонентов для синтеза наночастиц (соль серебра и восстановитель) использовали коммерческие препараты — серебро азотнокислое AgNO3 и боргидрид натрия NaBH4 марки х.ч. Боргидрид натрия растворяли в дистиллированной воде непосредственно перед употреблением.
Спектры поглощения растворов получены на спектрофотометре СФ-56 (Россия), спектры кругового дихроизма — на автодихрографе Mark IV (Jabin Yvon, Франция). Относительные вязкости растворов ДНК c различными компонентами цг определяли на низкоградиентном ротационном вискозиметре типа Зимма—Крозерса. Затем рассчитывали приведённую вязкость растворов (nr — 1)/C, где C — концентрация ДНК. Экстраполяция концентрационной зависимости приведённой вязкости к C = 0 даёт значение характеристической вязкости ДНК [n] = lim (nr — 1)/C, которое связано
с приведённым объёмом молекулярного клубка V/M и с гидродинамической длиной макромолекулы L и её жёсткостью (длиной статистического сегмента A) соотношением
где а — коэффициент линейного набухания клубка; Ф — параметр Флори.
Значение двойного лучепреломления растворов ДНК Дп при разных градиентах скорости g определяли на установке с полутеневым эллиптическим компенсатором.
Значение (Ап/д)/(цг — 1)по для ДНК пропорционально оптической анизотропии макромолекулы ух — у2 — разности поляризуемостей молекулярного эллипсоида в главных осях, которая пропорциональна оптической анизотропии статистического сегмента (ах — а2) = БАв (Б — количество пар оснований в сегменте; Др — разность поляризуемостей пары оснований вдоль оси спирали ДНК и перпендикулярно ей).
Результаты и их обсуждение. В работе осуществляли синтез НЧ при комнатной температуре с использованием водных растворов AgN0з и ^ВЩ. Результат проверяли по появлению характерного спектра поверхностного плазмонного резонанса наночастиц серебра с максимумом около 400 нм (рис. 1).
В 0,8 -
300 450 600 750 900 Я, нм
Рис. 1. Пик плазмонного резонанса коллоидного раствора наночастиц серебра, полученных восстановлением ионов серебра боргидридом натрия:
С^КО3) = 8 • 10~БМ, С(ШБЩ) = = 10~4М
При металлизации ДНК в растворе на первом этапе смешивали растворы ДНК в 0,005М ^N03 с раствором AgNOз. Образование комплекса ионов серебра с молекулой ДНК сопровождается характерным изменением спектров УФ поглощения (рис. 2) и кругового дихроизма (КД) макромолекулы (рис. 3). В спектре УФ поглощения ДНК наблюдается смещение максимума, появление плеча и небольшой гипохромный эффект,
250 300 0,0 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0 3,5
Я, нм С^)-10-5, М
Рис. 2. Спектры поглощения ДНК в комплексе с ионами серебра (а) и результат анализа этих спектров (б) — зависимость оптической плотности растворов при длине волны 260 нм (1) и 275 нм (2) от концентрации серебра в растворе
Рис. 3. Спектры кругового дихроизма ДНК в комплексе с Ag+ при разных концентрациях С^МОд) • 10-Б, М: 0 (1), 0,5 (2), 0,9 (3), 1,4 (4), 2,3 (5), 3,2 (6); СДНК = 0,0025 %; 0,005М ^N03
который с увеличением концентрации серебра в растворе трансформируется в гипер-хромный. Наблюдаемые изменения в спектре поглощения ДНК обычно приписывают связыванию ионов металлов с молекулой ДНК по позиции N7 гуанина [14]. Действительно, присоединение серебра приводит к изменению распределения электронной плотности в гетероциклическом основании, что сопровождается соответствующими спектральными изменениями. Такое связывание приводит к дестабилизации водородных связей между комплементарными парами, а при значительном количестве таких сайтов связывания наблюдается нарушение стэкинга оснований, сопровождающееся ги-перхромным эффектом в спектре поглощения ДНК.
Через сутки после приготовления систем (при хранении растворов при температуре 4 °С) спектры не изменились, что свидетельствует о стабильности комплексов. Спектры КД ДНК при добавлении в раствор нитрата серебра изменяются существенно. Это сложно объяснить одним связыванием ионов серебра с азотистыми основаниями ДНК, так как ионы переходных металлов при связывании с азотистыми основаниями макромолекулы вызывают существенно меньшее изменение спектра КД ДНК, а ионы щелочноземельных металлов практически не меняют форму спектра, индуцируя уменьшение интенсивности положительной полосы [14].
Мы проверили возможность восстановления ионов серебра без восстановителя путём переноса электрона с молекулы ДНК, тем более что такой процесс наблюдается в водных растворах синтетических полимеров, когда ионы серебра связываются с атомами азота [15]. На рис. 4 приведены спектры поглощения растворов ДНК, содержащих разные концентрации AgNOз без восстановителя, после выдержки раствора 1 сут при комнатном освещении. Видно, что на полосе поглощения ДНК наблюдается изменение для всех систем — сдвиг положения максимума в длинноволновую область. Причём для концентрации нитрата серебра 10~5М, когда практически всё серебро должно быть связано с ДНК, этот сдвиг сопровождается гипохромным эффектом, тогда как для больших концентраций — гиперхромным. Заметим, что эти измерения произвели через день после приготовления систем. Безусловно, определённую роль может играть ультрафиолетовое излучение, используемое в спектральных экспериментах.
Как видно на рисунке, при избытке серебра в растворе ДНК (отношение концентраций ионов серебра к молярной концентрации фосфатных групп около 6) наблюдается размытый пик плазмонного резонанса, тогда как при использовании на порядок меньших концентраций никакого пика не наблюдается. В контрольных растворах
Де
X, нм
240 360 480 600 720 Я, нм
Рис. 4. Спектры поглощения растворов ДНК (1 ) с нитратом серебра различных концентраций через 1 сут после приготовления, СМ:
10-3 (2), 10-4 (3), 10-Б (4); Сднк = = 0,005 %; на врезке крупно дана полоса поглощения ДНК
нитрата серебра тех же концентраций без ДНК такого пика не наблюдается. Отсюда можно заключить, что ДНК способна восстанавливать серебро в растворе. Этим можно, в частности, объяснить наблюдаемую на опыте сильную трансформацию спектра КД ДНК, который кардинально отличается от спектров КД ДНК в растворах одно-, двух- и трёхвалентных ионов металлов. Возможно, частично восстановленное серебро оказывает влияние на хиральность макромолекулы. Предположим, что этим может быть обусловлено биологическое действие серебра (например, металлическое серебро способно катализировать многие реакции).
На рис. 5 приведены спектры поглощения растворов, содержащих компоненты взаимодействия, необходимые для формирования наночастиц, при разной очерёдности их добавления. После добавления ДНК в раствор, где произошло восстановление серебра,
300
400
Я, нм
0,0500 300
350
400 Я, нм
450
500
Рис. 5. Спектры поглощения растворов ДНК (а) и те же спектры, нормализованные на максимум плазмонного пика (б):
в 5мМ NaNO3 (1), через 1 мин после последовательного добавления нитрата серебра и боргидрида натрия (2), после добавления в раствор ДНК предварительно смешанных растворов AgNO3 и NaBH4 (3), а также раствор (2) через 75 мин (4), вычисленный пик плазмонного резонанса для наночастиц, восстановленных на ДНК (5), полученный вычитанием спектра (2) из спектра (4), и полоса плазмонного резонанса для наночастиц, полученных без добавления ДНК (6); СДНК = 0,008 % = 2,4 • 10-4M (P), C(AgNO3) = 2,7 • 10~4М, C(NaBH4) = 2,2 • 10~3М
раствор содержал сформированные наночастицы (спектр 3), плазмонный пик смещён в коротковолновую область относительно наблюдаемого для системы, когда восстановление серебра происходило после образования комплексов макромолекулы с ионами серебра (к раствору ДНК последовательно добавляли AgNOз и ^ВН4). При этом через 1 мин после добавления восстановителя интенсивность пика мала (спектр 2), но через 75 мин она становится равной наблюдаемой для предыдущей системы (спектр 4).
Анализ показывает, что состояние ДНК не зависит от порядка добавления нитрата серебра и боргидрида натрия в раствор (полоса с максимумом 260 нм). Вместе с тем полоса плазмонного резонанса при добавлении ДНК в раствор с наночастицами появляется сразу, она более ярко выражена и не меняется через 75 мин, в отличие от соответствующей полосы в спектре 2. Сравнивая полученные данные со спектром поглощения коллоидного раствора серебра без ДНК (спектр 6), можно отметить длинноволновой сдвиг соответствующей полосы при восстановлении серебра в присутсвии ДНК. Для ионов серебра, предварительно связанных с ДНК, восстановление в течение 75 мин приводит к небольшому длинноволновому сдвигу максимума, при этом интенсивность полосы возрастает до значения, полученного при добавлении готовых наночастиц в раствор ДНК. Можно предположить, что сразу после добавления в раствор ДНК с AgNOз боргидрида натрия происходит восстановление не связанных с ДНК ионов серебра. Действительно, тимусная ДНК содержит около 45 % ГЦ пар, т. е. при полном заполнении возможных сайтов связывания в большой бороздке ДНК достаточно много ионов серебра остаются в растворе и могут формировать наночатицы сразу после добавления восстановителя. Полагаем, что только такие частицы вносят вклад в полосу плазмонно-го резонанса, зафиксированную сразу после добавления восстановителя (спектр 2), тем более, что положение максимума этой полосы совпадает с наблюдаемым в спектре 3. Вычитая спектр 2 из спектра 4, получим полосу плазмонного резонанса для наноча-стиц, восстановленных непосредственно на ДНК для частиц, которые формируются через 75 мин после добавления восстановителя (спектр 5). Нормализованные на максимум плазмонной полосы спектры показывают, что, действительно, существуют две спектральные формы наночастиц в растворе ДНК, отражающие наличие наночастиц, сформированных при восстановлении свободных ионов в растворе или ионов на ДНК (более длинноволновой максимум). Вместе с тем, присутствие ДНК всё же оказывает влияние на состояние «свободных» наночастиц, так как плазмонная полоса в спектре 6 не имеет «плеча» в области длин волн более 400 нм.
Заметим, что при концентрациях серебра меньших, чем концентрация ГЦ пар ДНК в растворе, вместо наночастиц на молекуле ДНК при восстановлении серебра формируются так называемые нанокластеры, состоящие из малого количества атомов (до 20) [5]. Для кластеров не наблюдается пика плазмонного резонанса, но они способны люминесцировать при возбуждении в видимом диапазоне спектра (для определённой длины волны возбуждения существует определённая длина волны испускания, при возбуждении же на полосе поглощения ДНК люминесцируют все кластеры [5]). На рис. 6 приведены спектры люминесценции изучаемых систем.
Обычно рост кластеров происходит гораздо медленнее, чем рост наночастиц. Появление кластеров фиксируют по возникновению люминесценции в видимой области спектра. Максимум интенсивности люминесценции наблюдается через сутки после добавления восстановителя, как было показано в работе [5]. В той же работе было показано, что существенно ускорить этот процесс может добавление окислителя КМПО4. Именно баланс восстановителя, необходимого для появления металлического серебра на ДНК, и окислителя, также оказывающего влияние на размер формируемых частиц
450 500 550 600 650 700 Я, нм
Рис. 6. Спектры люминесценции нанокластеров на ДНК (указаны длины волн возбуждения):
каждой отдельной фракции соответствует своя полоса поглощения и своя полоса испускания; СДНК = 2,4 • 10-4М (фосфатов), С^) = 6,67 • 10г5М, С(КаВЫ4) = 5,6 • 10г4М
серебра, необходим для быстрого появления люминесценции, которую в этом случае можно наблюдать сразу после добавления восстановителя в раствор ДНК с AgN0з. Рис. 7 демонстрирует, как различные концентрации КМПО4 влияют на люминесценцию кластеров серебра на ДНК (или на скорость роста кластеров) в 5 мМ растворе ^N0^ Мы проверили влияние процесса восстановления серебра на конформационные параметры молекулы ДНК. Для этого была измерена приведённая вязкость растворов ДНК, изменение которой отражает вариацию объёма макромолекулы. Ионная сила раствора (по сумме ионов: Ag+) составляла 6,2 • 10~4М и поддерживалась посто-
500
550
600 650 700 Я, нм
750
800
Рис. 7. Спектры люминесценции нанокластеров серебра в присутствии КМп04, измеренные сразу после приготовления систем Яех = 270 нм; ДНК (0,00186 %), ^N03 (5 • 10г3М), AgN0з (2,4 • 10г5М), ^ВН (10г5М) и С(КМПО4), М:
10Г
(1); 5 • 10г7 (2); 10г7 (3); 10г8 (4)
янной для всех систем с помощью растворителя NaNO3. Концентрации компонентов в системах, предназначенных для формирования наночастиц, одинаковы и составляют: [ДНК] = 0,008 %, [AgNO3] = 7 • 10~5M; [NaBH4] = 5,6 • 10~4M. В системах 6 и 7 (см. таблицу), приготовленных для формирования нанокластеров на ДНК, концентрация реагентов была меньше при той же С(ДНК): [AgNO3] = 2 • 10~5M; [NaBH4] = 10~5M.
Способы приготовления систем, а также результаты, полученные методом вискозиметрии, представлены в таблице. Эти данные показывают, что добавление AgNO3 или NaBH4 в раствор ДНК при используемых концентрациях не вызывает заметного изменения объёма макромолекулы, как и смешивание ДНК с готовыми наночастицами (система 5). При восстановлении же серебра после связывания ионов с ДНК происходит некоторое уменьшение объёма макромолекулы. Если мы используем меньшие концентрации нитрата серебра и боргидрида натрия, на ДНК формируются нанокластеры, которые выявляются по появлению люминесценции растворов. Появление нанокластеров не изменяет объёма молекулярного клубка ДНК (система 6).
Для ДНК с нанокластерами была также измерена в 0,005М NaNO3 характеристическая вязкость, которая практически совпадает со значением, полученным для свободной ДНК (75 ± 5 дл/г и 78 ± 5 дл/г соответственно). Эта величина практически не изменяется через неделю, а через 3 недели уменьшается до 42 ± 5 дл/г (рис. 8). Последний результат показывает, что со временем нанокластеры уменьшают стабильность вторичной структуры ДНК. Представленное в таблице относительное изменение оптической анизотропии макромолекулы показывает, что сразу после формирования нанокластеры не изменяют оптическую анизотропию ДНК. При формировании нано-частиц путём восстановления серебра на ДНК оптическая анизотропия макромолекулы уменьшается сразу после приготовления систем, что указывает на достаточно быстрое изменение конформационных параметров ДНК.
Таким образом, совокупность экспериментальных результатов показала, что после образования комплекса ионов серебра с молекулой ДНК в растворе возможно их восстановление c образованием нанокластеров или наночастиц металлического серебра в зависимости от концентрации нитрата серебра и восстановителя. Добавление в раствор ДНК готовых наночастиц не приводит к их устойчивому взаимодействию. Формирование люминесцирующих нанокластеров при концентрации ионов серебра, сравнимых с концентрацией азотистых оснований ДНК, не вызывает существенного падения объёма макромолекулы и её жёсткости. При больших концентрациях AgNO3, обеспечивающих довольно большую фракцию не связанных с ДНК ионов серебра, добавление восстановителя приводит к формированию наночастиц серебра, для которых наблюдается
Рис. 8. Концентрационная зависимость приведённой вязкости растворов ДНК с нанокластерами, позволяющая определить характеристическую вязкость ДНК: измерения проведены сразу после приготовления (1), через неделю (2) и через 3 недели (3); характеристическая вязкость ДНК без кластеров равна 78 ± 5 дл/г
(Пг - 1)/c, дл/г 80604020-
0,002
0,004 0,006 C(DNA), %
0,008
0
Результаты изучения металлизации ДНК в растворе методами вискозиметрии и динамического двойного лучепреломления
№ системы Система (порядок добавления компонентов) Приведённая вязкость, дл/г Изменение оптической анизотропии макромолекулы относительно свободой ДНК (У1 - Уз)/(У1 - Уз)о Визуальные особенности растворов
1 ДНК 134 ± 10 1 Бесцветный, прозрачный
2 ДНК + AgNOз 125 ±9 Бесцветный, прозрачный
3 ДНК + ^ВН4 128 ±8 Бесцветный, прозрачный
4 (ДНК + AgNOз) + ^ВН4 (формирование наночастиц на ДНК) С'(АёГГО3) = 7 • 1СГБМ, С/^аВН4) = 5,6 • 1СГ4М 99 ±8 0,61 ±0,07 При восстановлении Ag+ на ДНК сначала раствор прозрачен, но постепенно он желтеет
5 ^ГТО3 + ^ВН4) + ДНК С'(АёГГО3) = 7 • 1СГБМ, С/^аВН4) = 5,6 • 1СГ4М 140 ± 10 При добавлении ДНК после восстановления серебра раствор остаётся жёлтым
6 (ДНК + AgNOз) + ^ВН4 (формирование нанокластеров на ДНК) С'(АёГГО3) = 2 • 1СГБМ, C,(NaBH4) = 1(ГБМ 124 ±9 0,95 ±0,08 Раствор бесцветный и прозрачный, хотя со временем появляется люминесценция
полоса плазмонного резонанса в спектре поглощения. Наночастицы, формируемые на ДНК, сразу вызывают уменьшение объёма макромолекулы и падение её жёсткости. Они оказывают более сильное воздействие на конформацию ДНК. При добавлении ДНК в раствор нитрата серебра после восстановителя рост наночастиц происходит, главным образом, без связи с ДНК, такие наночастицы практически не влияют на конформацию макромолекулы.
Литература
1. Seeman N. C. Nucleic acid junctions and lattices //J. Theoretical Biology. 1982. Vol. 99. Iss. 2. P. 237-247.
2. Seeman N. C. De novo design of sequences for nucleic acid structure engineering //J. Biomolecular Structure and Dynamics. 1990. Vol. 8. P. 573-581.
3. Rothemund P. W. K. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns // Nature. 2006. Vol. 440, N 7082. P. 297-302.
4. SlitaA. V., Kasyanenko N. A., Nazarova O. V. et al. DNA-polycation complexes — Effect of polycation structure on physico-chemical and biological properties //J. Biotechnology. 2007. Vol. 127. P. 679-693.
5. VolkovI.L., Ramazanov R. R., UbyivovkE. V. et al. Fluorescent silver nanoclusters in condensed DNA // Chem. Phys. Chem. 2013. Vol. 15. P. 3543-3550.
6. El-Rafie M. H., Mohamed A. A., Shaheen T.I., Hebeish A. Antimicrobial effect of silver nanoparticles produced by fungal process on cotton fabrics // Carbohydrate Polymers. 2010. Vol. 80. Iss. 3. P. 779-782.
7. LokC., HoC., ChenR. et al. Silver nanoparticles: partial oxidation and antibacterial activities // J. Biological Inorg. Chem. 2007. Vol. 12, N 4. P. 527-534.
8. Mahraz Z. A. S., Sahar M. R., Ghoshal S. K. et al. Silver nanoparticles enhanced luminescence of Er3+ ions in boro-tellurite glasses // Materials Lett. 2013. Vol. 112, N 1. P. 136-138.
9. Alam A. M., Kamruzaman M., Lee S. H. et al. Silver nanoparticles enhanced luminescence of terbium complex in solution for L-dopa determination // J. Nanosci. Nanotechnol. 2012. Vol. 12, N 7. P. 6005-6010.
10. Sriram M. I., Kanth S. B. M., Kalishwaralal K., Gurunathan S. Antitumor activity of silver nanoparticles in Dalton's lymphoma ascites tumor model // Int. J. Nanomedicine. 2010. Vol. 5. P. 753-762.
11. AgastiN., KaushikN. K. One pot synthesis of crystalline silver nanoparticles // American J. Nano-materials. 2014. Vol. 2, N 1. P. 4-7.
12. Maduraiveeran G. Silver nanoparticles embedded in amine-functionalized silicate sol-gel network assembly for sensing cysteine, adenosine and NADH //J. Nanopart. Res. 2011. Vol. 13. P. 4267-4276.
13. Tran Q. H., Nguyen V. Q., LeA.-T. Silver nanoparticles: synthesis, properties, toxicology, applications and perspectives // Adv. Nat. Sci.: Nanosci. Nanotechnol. 2013. Vol. 4. 033001.
14. Касьяненко Н. А., Дьяконова Н. Е., ФрисманЭ.В. Исследование конфомации молекулы ДНК при её взаимодействии с двухвалентными ионами в растворе // Молекуляр. биология. 1989. T. 23. C. 835-841.
15. Некрасова Т. Н., Золотова Ю. И., Назарова О. В. и др. Нанокомпозиты серебра на основе (со)полимеров 2-деокси-2-метакриламидо-2^-глюкозы, N-виниламидов и аминоакрилатов // Докл. РАН. 2012. Т. 446, № 5. С. 527-529.
Статья поступила в редакцию 1 июля 2014 г.
Контактная информация
Касьяненко Нина Анатольевна — доктор физико-математических наук, профессор; e-mail: [email protected]
Варшавский Михаил Сергеевич — студент; e-mail: [email protected] Цюши Чжан — аспирантка; e-mail: [email protected]
Алексеев Георгий Владимирович — аспирант; e-mail: [email protected] Бакулев Владимир Михайлович — кандидат физико-математических наук; e-mail: [email protected]
Kasyanenko Nina Anatolievna — Doctor of Physics and Mathematics, Professor; e-mail: [email protected]
Varshavskiy Mikhail Sergeevich — student; e-mail: [email protected] Qiushi Zhang — post-graduate student; e-mail: [email protected]
Alekseev Georgy Vladimirovich — post-graduate student; e-mail: [email protected]
Bakulev Vladimir Mikhailovich — Candidate of Physics and Mathematics; e-mail: [email protected]
