CC BY
77
Гематол. и трансфузиол., 2012, т. 57, № 4
24. Young G., Manco-Johnson M., Gill J.C., Dimichele D.M., Tarantino M.D., Abshire T., Nugent D.J. Clinical manifestations of the prothrombin G20210A mutation in children: a pediatric coagulation consortium study. J. Thromb. Haemost. 2003; 1(5): 958—62.
25. Aschka I., Aumann V., Bergmann F., Budde U., Eberl W., Eckhof-Donovan S., et al. Prevalence of factor V Leiden in children with thromboembolism. Eur. J. Pediatr. 1996; 155(12): 1009—14.
26. Albisetti M., Moeller A., Waldvogel K., Bernet-Buettiker V., Cannizzaro V., Anagnostopoulos A., et al. Congenital prothrombotic disorders in children with peripheral venous and arterial thromboses. ActaHaematol. 2007; 117(3): 14955.
27. Pietrobattista A., Luciani M., Abraldes J.G., Candusso M., Pan-cotti S., Soldati M., et al. Extrahepatic portal vein thrombosis in children and adolescents: Influence of genetic thrombophilic disorders. Wld. J. Gastroenterol. 2010; 16(48): 6123—7.
28. Koch H.G., Nabel P., Junker R., Auberger K., Schobess R., Homberger A., et al. The 677T genotype of the common
MTHFR thermolabile variant and fasting homocysteine in childhood venous thrombosis. Eur. J. Pediatr. 1999; 158(sup-pl. 3): S113—6.
29. QuekS.C., Low P.S., Saha N., Heng C.K. The effects of three factor VII polymorphisms on factor VII coagulant levels in healthy Singaporean Chinese, Malay and Indian newborns. Ann. Hum. Genet. 2006; 70(Pt 6): 951—7.
30. Young G., Becker S., During C., Friedrichs F., Goldenberg N., Kenet G., et al. Influence of the factor II G20210A variant or the factor V G1691A mutation on symptomatic recurrent venous thromboembolism in children: an international multicenter cohort study. J. Thromb. Haemost. 2009; 7(1): 72—9.
31. Nowak-Gottl U., Junker R., Kreuz W., von Eckardstein A., Kosch A., Nohe N., et al.; Childhood Thrombophilia Study Group. Risk of recurrent venous thrombosis in children with combined prothrombotic risk factors. Blood 2001; 97(4): 858—62.
Поступила 06.09.12
©КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2012 УДК 615.382.014
К ВОПРОСУ О КАЧЕСТВЕ СВЕЖЕЗАМОРОЖЕННОЙ ПЛАЗМЫ
А.Л. Берковский, Е.А. Ватагина, Е.В. Сергеева, А.В. Суворов, М.Ж. Алексанян
ФГБУ Гематологический научный центр Минздрава России, Москва
Резюме. Определяли коагулологическую активность фактора (Ф) VIII в 203 пробах свежезамороженной плазмы (СЗП), полученных из цельной крови каждого донора, заготовленной в выездных условиях, и в 54 образцах СЗП из крови, полученной в условиях стационара (контроль). Время хранения крови от флеботомии до получения СЗП составляло 4—6 ч в выездных условиях и 0,5 ч — в стационаре. Средние значения активности ФVIII в пробах СЗП, полученных из крови донора на каждом выезде и в контроле, не различались. Активность ФVIII ниже 0,7 МЕ/мл (70% активность) выявлена в образцах СЗП и контроля, и каждого выезда, однако число таких проб в обоих случаях не достигало 25%. Таким образом, качество СЗП, полученной из крови, заготовленной в выездных условиях, соответствовало требованиям Технического регламента РФ и зарубежных нормативных документов.
Ключевые слова: заготовка крови, выездные условия, качество свежезамороженной плазмы, фактор VIII
ON THE QUALITY OF FRESH FROZEN PLASMA
A.L. Berkovsky, E.A. Vatagina, E.V. Sergeeva, A.V. Suvorov, M.Zh. Aleksanyan
Hematology Research Center, Moscow
S u m m a r y. The clotting activity of factor VIII (FVIII) was evaluated in 203 samples of fresh frozen plasma (FFP) obtained from whole blood of each donor collected in settings outside of hospital and in 54 FFP samples from blood collected in hospital (control). The time of blood storage from phlebotomy till FFP isolation was 4—6 h under field conditions and 0.5 h in hospital settings. The mean FVIII activity was similar in FFP specimens from donor blood collected in settings outside of hospital and in the control group. The activity of FVIII below 0.7 Unit/ml (70% activity) was detected in FFP specimens from the control group and from each outside of hospital session, but the incidence of these specimens was no higher than 25% in both groups. Thus, the quality of FFP from blood collected in settings outside of hospital met the requirements of Technological Regulations of the Russian Federation and the foreign norm-setting regulations.
Key words: blood collection, field conditions, fresh frozen plasma quality, factor VIII
Плазма — важнейший компонент донорской крови. В клинической практике применяется в основном свежезамороженная плазма (СЗП), которая должна быть получена из цельной крови в течение не более 6 ч после кроводачи. СЗП применяется в трансфузионной медицине как
Для корреспонденции:
Берковский Арон Леонидович, канд. биол. наук, зав. лабораторией фракционирования крови и стандартизации методов контроля препаратов плазмы ФГБУ Гематологический научный центр Минздрава России.
Адрес: 125167, Москва, Новый Зыковский пр., д. 4а.
Телефон: +7 (495) 612-51-03.
E-mail: [email protected].
для коррекции нарушений гемостаза, так и в качестве сырья при получении концентратов факторов свертывания, что предполагает необходимость обеспечения ее биологической полноценности [1—3].
Одной из основных технологических причин, обусловливающих снижение функциональных свойств СЗП, является нарушение процесса хранения и транспортировки цельной донорской крови, из которой СЗП предполагают получить. Требования к этим принципиальным положениям, а также к обеспечению безопасности по стерильным условиям, проведению карантинизации, контролю возможного наличия гемотрансмиссионных инфекций в РФ изложены в «Техническом регламенте»
32
Гематол. и трансфузиол., 2012, т. 57, № 4
Таблица 1
Количество доз крови и время их хранения при комнатной температуре по выездам
№ выезда Число анализируемых образцов СЗП Время хранения крови при комнатной температуре, ч
1 46 4
2 47 5
3 30 4,5
4 41 5,5
5 39 5,7
Контроль 54 0,5
[1]. По коагулологическим показателям основным требованием регламента к функциональной полноценности плазмы является обеспечение активности лабильного фактора VIII (ФУШ) в СЗП на уровне не менее 70%, что полностью совпадает с требованием Руководства Совета Европы [4]. Однако по правилам, принятым, например, в Великобритании, требуется, чтобы активность ФVШ, превышающая 0,7 МЕ/мл, была не менее чем в 75% доз замороженной плазмы [5].
К наиболее значимым технологическим условиям получения СЗП из цельной крови относят время хранения крови до центрифугирования, температуру хранения (транспортировки), продолжительность и температуру хранения полученной плазмы до замораживания, а также параметры замораживания и оттаивания. В исследованиях, в которых изучалось влияние этих параметров на функциональную гемостатическую активность замороженной плазмы, показано, что хранение крови и плазмы до замораживания при различных температурах и продолжительности хранения или не изменяет, или клинически значимо не снижает активность и содержание в плазме большинства гемостатических факторов. К таким показателям системы гемостаза относят величину протромби-ного времени, фибриноген, антиген и активность фактора Виллебранда, активность Ф11, Фу Ф^1, Ф^П, Ф1Х, ФХ, ФХ1, ФХ11, ФХ111, антитромбина III, протеинов C и S. Однако было выявлено снижение коагулологической активности ФУШ на 20—30%, что не выходило за рамки существующих требований [3, 6—10].
Хранение цельной крови с учетом целевого фракционирования может осуществляться при температуре 4°С или 20—24°С. Хранение (транспортировка) при комнатной температуре разрешено в настоящее время в Европе и Канаде, но не утверждено регламентирующим органом США — Управлением по санитарному надзору за качеством пищевых продуктов и медикаментов (Food and Drug Administration — FDA) [11]. При таком режиме хранения крови обнаружено пролонгирование активированного частичного тромбопластинового времени (АЧТВ) на 2 с, что объяснялось снижением активности ФVШ в полученной плазме на 23%. Однако при этом в 84% доз плазмы активность ФVШ превышала 0,7 МЕ/мл. Активность протеина С и свободного протеина S уменьшалась на 6 и 14% соответственно, но активность антитромбина III не изменялась [7]. Хранение плазмы, полученной из крови сразу после флеботомии, при температуре 1—6°С до замораживания в течение 24 ч снижало активность ФVШ до 75,9% [6]. Хранение такой плазмы при комнатной температуре
Таблица 2
Активность ФУШ в дозах СЗП
№ выезда Средняя активность OVIII, % Стандартное отклонение активности, % p (выезд— контроль)
1 93,08 27,05 0,185
2 89,94 23,93 0,051
3 92,42 25,03 0,201
4 99,01 18,13 0,737
5 96,22 30,7 0,475
Контроль 100,8 30,31 —
в течение 4 ч, но не 6 ч до замораживания не вызывало значимого снижения активности ФVШ. По результатам своего исследования авторы сделали вывод о том, что время замораживания может быть уменьшено до 60 мин или меньше [3].
Целью настоящего исследования явилась оценка качества СЗП, полученной из донорской цельной крови, заготовленной в выездных условиях и хранящейся от момента флеботомии до замораживания в течение 4—6 ч при комнатной температуре.
Материалы и методы
Заготовку крови проводили в выездных условиях. Всего за 5 выездов (декабрь 2011 г.) было получено 429 доз цельной донорской крови, из которых проанализированы 203 пробы, отобранные по случайной выборке. Все мероприятия по заготовке крови, ее хранению, транспортировке, фракционированию, замораживанию/оттаиванию получаемой СЗП проводили согласно соответствующим требованиям Технического регламента РФ [1].
Взятие крови проводили с помощью стерильной, нетоксичной системы для забора крови «Грин Кросс» (Республика Корея) с антикоагулянтом ЦФДА-1. Время от момента флеботомии до получения СЗП составляло 4—6 ч при комнатной (20—24°C) температуре (время работы на выезде при одном мероприятии составляло в среднем 3—4 ч, суммарное время транспортировки и последующего центрифугирования и отделения плазмы 1—3 ч). Сразу после получения плазмы центрифугированием ее замораживали при температуре -55°С в течение 45 мин и хранили при -30°С до оттаивания и коагулоло-гического тестирования. В качестве сравнительного материала (контроль) использовали 54 дозы СЗП, полученной из донорской крови в условиях стационара (станция переливания крови Гематологического научного центра). Время от момента взятия крови до замораживания (комнатная температура 20—24°С) в этом случае составляло в среднем 0,5 ч.
О качестве СЗП судили по коагулологической активности ФVШ, которую определяли одностадийным клот-тинговым методом, основанным на измерении АЧТВ в смеси субстратной дефицитной по ФVШ плазмы и исследуемой плазмы. Активность ФVШ определяли по калибровочному графику, построенному с плазмой-калибратором, аттестованной по активности ФVШ с помощью Международного стандарта [12]. Измерения проводили на автоматическом коагулометре ACL Elite Pro (IL, США). В каждой серии измерений определяли среднее значение активности ФVШ и стандартное отклонение.
33
Гематол. и трансфузиол., 2012, т. 57, № 4
Таблица 3
Количество доз СЗП за 1 выезд, в которых активность ФУШ была ниже 0,7 МЕ/мл
№ выезда Количество доз СЗП с активностью ФУШ менее 0,7 МЕ/мл (70%)
абс. %
1 8 16,6
2 10 21,2
3 3 10
4 2 4,8
5 7 18
Контроль 8 14,8
Примечание. МЕ — Международная единица (1 МЕ — 100% активность).
Статистический анализ проводили по 7-критерию Стью-дента [13].
Результаты и обсуждение
Временные параметры взятия цельной крови в выездных условиях приведены в табл. 1.
Результаты определения коагулологической активности ФУШ в дозах СЗП, полученных из цельной крови в условиях стационара (контроль) и в выездных условиях, представлены в табл. 2 и 3.
Представленные данные свидетельствуют о том, что взятие крови в выездных условиях и получение СЗП из цельной крови, хранившейся при комнатной температуре от 4 до 6 ч, не вызывают статистически значимого снижения коагулологической активности ФУШ (p > 0,05). Не выявлено также значимых различий активности ФУШ между выездами 2 и 4 (наибольшее отличие величины среднего). Результаты сравнительного статистического анализа значений активности ФУШ в СЗП, полученной из крови, заготовленной во время этих выездов, свидетельствуют об отсутствии статистически значимых различий (р = 0,051). Изменение среднего значения активности ФУШ по выездам не зависело от продолжительности времени нахождения крови при комнатной температуре в течение 4—6 ч.
Полученные результаты соответствуют таковым при хранении крови до получения замороженной плазмы в течение 24 ч [7]. В этом международном исследовании активность ФУШ через 24 ч была на 23% ниже, чем через 8 ч хранения крови при комнатной температуре. Выбор 8-часового интервала хранения крови свидетельствует о том, что такая продолжительность хранения крови при комнатной температуре рассматривалась авторами как «исходное, нулевое время», значимо не влияющее на активность ФУШ в получаемой замороженной плазме.
Данные табл. 3 свидетельствуют о наличии как в «выездных», так и в «стационарной» партиях доз СЗП с коагулологической активностью ФУШ менее 0,7 МЕ/мл (70% активность). Этот факт обусловлен нормальным распределением активности ФУШ в популяции в пределах 50—150%. Количество доз СЗП с активностью ФУШ менее 0,7 МЕ/мл в партиях, полученных из крови в вы-
ездных условиях, составляло от 4,8 до 21,2%, не было обусловлено временем хранения крови при комнатной температуре и не превышало соответствующего критерия руководства Великобритании (число доз СЗП с активностью ФУШ менее 0,7 МЕ/мл должно быть не более 25%) [5].
Выводы
1. Изменения активности принципиального показателя функциональной эффективности ФУШ в СЗП, полученной из крови в выездных условиях, соответствовали требованиям Технического регламента РФ и зарубежных руководств.
2. Заготовка цельной крови в выездных условиях обеспечивает биологическую полноценность и функциональную активность получаемой СЗП.
ЛИТЕРАТУРА
1. Технический регламент о требованиях безопасности крови, ее продуктов, кровезамещающих растворов и технических средств, используемых в трансфузионно-инфузионной терапии. Утв. постановлением Правительства РФ № 29 от 26.01.10.
2. Рагимов А.А., Щербакова Г.Н. Руководство по инфузионно-трансфузионной терапии. М.: Мед. информ. агентство; 2003.
3. Sword-Nilsson A.-M., Persson P.-O., Johnson U., Lethagen S. Factors influencing factor УШ activity in frozen plasma. Уох Sang. 2006; 90(1): 33—39.
4. Guide to the preparation, use and quality assurance of blood components. 16th ed. Strasbourg: Council of Europe Publishing, 2010. Director of the Publication: Dr S. Keitel. http://www.cen-tronazionalesangue.it.
5. Guidelines for the blood transfusion services in the United Kingdom. 7th ed. London: The Stationary Office; 2005. Уп^ James, Ed. National Blood Service, Sheffield Centre. http://www.trans-fusionguidelines.org.uk.
6. Smith J.F., NessP.M., Moroff G., Luban N.L. Retention of coagulation factors in plasma frozen after extended holding at 1—6°C. Уж Sang. 2000; 78(1): 28—30.
7. Cardigan R., Van der Meer P.F., Pergande C., Cookson P., Baumann-Baretti B., et al. Coagulation factor content of plasma produced from whole blood stored for 24 hours at ambient temperature: results from an international multicenter BEST Collaborative study. Transfusion 2011; 51(suppl. 1): 50S—57S. doi: 10.1111/j.1537-2995.2010.02963.x.
8. O'Neill E.M., Rowley J., Hansson-Wicher M., McCarter S., Ragno G., Valeri C.R. Effect of 24-hour whole-blood storage on plasma clotting factors. Transfusion 1999; 39(5): 488—491.
9. Katz L.M., Kiss J.E. Plasma for transfusion in the era of transfusion-related acute lung injury mitigation. Transfusion 2008; 48(2): 393—397.
10. Scott E., Puca K., Heraly J., Gottschall J., Friedman K. Evaluation and comparison of coagulation factor activity in fresh-frozen plasma and 24-hour plasma at thaw and after 120 hours of 1 to 6 degrees C storage. Transfusion 2009; 49(8): 1584—1591.
11. McLaughlin L.S., Moroff G., Benjamin R.J. Facilitating blood component preparation: the impact of overnight room temperature storage. Transfusion 2010; 50(2): 278—280.
12. Метод измерения активности фактора УШ в плазме доноров, пациентов и больных гемофилией. Стандарт ГНЦ СТП-01—
02. 2002. (Внутренний документ ГНЦ).
13. Primer of Biostatistics, version 4.03.
Поступила 24.04.12
34
