CC BY
55
Е. В. Титов, Л. А. Лысякова, Ю. Закревский, Н. Ломадзе,
И. М. Зырянова, Е. А. Божкова, С. Сантер, Н. А. Касьяненко
ИЗУЧЕНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ДНК С ТРИМЕТИЛАММОНИУМ БРОМИДОМ, СОДЕРЖАЩИМ АЗОБЕНЗОЛЬНУЮ ГРУППУ
Введение. Используемое в работе соединение, содержащее азобензольную группу, относится к поверхностно-активным веществам (ПАВ). Обычно такие соединения содержат неполярные и полярные группы. Ионогенные ПАВ в водном растворе диссоциируют на ионы. Положительно заряженные группы ПАВ могут взаимодействовать с отрицательно заряженной молекулой ДНК. В настоящее время изучение конформа-ционных изменений молекулы ДНК, индуцированных присутствием в растворе катионных ПАВ, представляет большой интерес. Комплексы ДНК с соединениями этого класса находят применение в новых технологиях для создания структур, которые могут быть использованы в медицине и фармакологии. Такие комплексы могут содержать фоточувствительные метки на основе флюоресцирующих лигандов. Эти системы представляют интерес для создания высокочувствительных зондов. Кроме того, ионогенные ПАВ способны компактизовать ДНК, что открывает новые перспективы для создания эффективных генных векторов, а также для конструирования различных наноструктур.
В последние годы в научной литературе растёт число публикаций, посвящённых исследованию физико-химических свойств комплексов ДНК с ПАВ (см., например, [1]). Активно проводятся разработки по модификации ПАВ с использованием дополнительных включений. Особый интерес вызывает создание светочувствительных препаратов, к которым относится используемое в настоящей работе соединение. Вместе с тем в настоящее время всё ещё нет ясности в понимании молекулярного механизма взаимодействия таких соединений с ДНК, отсутствует модель связывания. В какой-то мере это обусловлено тем, что в водном растворе ПАВ могут образовывать различные надмолекулярные структуры. В частности, при достижении определённой концентрации ПАВ в растворе, называемой критической концентрацией мицеллообразования (ККМ), формируются мицеллы. ККМ зависит от химической структуры ПАВ и определяется физико-химическими свойствами раствора (ионной силой, рН, присутствием дополнительных низко- и высокомолекулярных компонентов). При концентрациях меньше ККМ в растворе могут образовываться димеры и иные ассоциаты. Кроме того, возможно неравномерное распределение молекул ПАВ по объёму раствора (например, гидрофобные группы таких соединений могут провоцировать преимущественное расположение части молекул у поверхности раствора).
В системах полиэлектролит—ионогенный ПАВ существенную роль играют электростатические взаимодействия [1]. При определённых условиях в растворе может произойти фазовое разделение, причём одна из фаз содержит оба компонента, а другая — только разбавленный раствор ПАВ, т. е. так называемое ассоциативное фазовое разделение [2]. Существует точка зрения, что связывание полиэлектролит—противоположно заряженный ПАВ кооперативно [1], и это объясняется гидрофобными взаимодействиями между молекулами ПАВ при связывании. При определённых
© Е. В. Титов, Л. А. Лысякова, Ю. Закревский, Н. Ломадзе, И. М. Зырянова, Е. А. Божкова, С.Сантер, Н.А.Касьяненко, 2011
концентрациях компонентов в растворе появляется осадок [3]. Добавление соли к системе оказывает значительное влияние на комплексообразование [1].
В работе [1] обсуждается характер взаимодействия ПАВ с ДНК. Согласно мнению авторов, при малых концентрациях ПАВ происходит связывание его отдельных молекул с ДНК, не оказывающее значительного влияния на конформацию макромолекулы. При достижении определённой концентрации ПАВ происходит компактизация ДНК. Если её концентрация высока, то в растворе наблюдается выпадение осадка.
Процесс компактизации ДНК под действием различных агентов изучается на протяжении многих лет. Интерес к таким исследованиям обусловлен необходимостью понимания молекулярных основ способности жёсткой и сильно заряженной ДНК сворачиваться в компактную структуру в хроматине и необходимостью формирования компактных структур на основе ДНК in vitro для нужд генной инженерии и молекулярной медицины. Существует несколько способов формирования дискретных компактных структур, содержащих ДНК. Эти способы основаны на нейтрализации отрицательного заряда ДНК положительно заряженными агентами, среди которых можно выделить мультивалентные ионы [4], полимеры [5-7], и на создании невыгодных контактов с растворителем (полиэтиленгликоль, спирт). В некоторых случаях разбавление или добавление конкурирующих агентов может привести к декомпактизации ДНК [8-10]. Контроль над процессами компактизации и декомпактизации ДНК возможен посредством изменения физико-химических свойств раствора. Например, pH-чувствительное поверхностно-активное вещество додецилдиметиламиноксид (DDAO) может существовать в неионной или в катионной (протонированной) форме в зависимости от pH водного раствора (pK ~ 5,0). Изменяя pH раствора, можно контролировать процесс ком-пактизации ДНК [11].
В условиях постоянства химического состава раствора возможно компактизо-вать/декомпактизовать ДНК, применяя светочувствительные катионные ПАВ [12, 13]. Такое вещество мы используем в работе. Состояние ДНК контролировали различными методами. Изучалось гидродинамическое поведение молекулы ДНК в присутствии ПАВ и рассматривались спектральные свойства систем. Использовался также метод атомной силовой микроскопии для непосредственного наблюдения формируемых структур.
Интересной особенностью вещества является его способность менять конформацию под действием света в определённом диапазоне длин волн. При естественном освещении и в темноте азосоединение имеет транс-конформацию, а при облучении светом в ультрафиолетовом диапазоне переходит в цис-конформацию. При этом изменяется и сродство соединения с растворителем (водой). Таким образом, в работе изучалось взаимодействие молекулы ДНК с азосоединением, способным изменять свою конформацию при УФ-освещении растворов.
Материалы и методы. Использовали коммерческий препарат ДНК тимуса телёнка фирмы “Sigma” с молекулярной массой M = 11 • 10~6 Да, определённой по значению характеристической вязкости в 0,15М NaCl. Концентрацию ДНК в растворе измеряли спектрофотометрически [14]. Контроль нативности ДНК осуществляли по молярному коэффициенту экстинкции £26o(P).
Светочувствительное катионное поверхностно-активное вещество триметиламмони-ум бромид, содержащее азобензольную группу, (AzoTMAB), было синтезировано в университете Потсдама. Азобензольная группа подвергается транс—цис-изомеризации при облучении УФ-светом (365 нм). Для облучения систем использовали УФ-лампу VL-4.L. Время жизни цис-изомера составляет около 48 часов [16].
Рис. 1. Спектры поглощения AzoTMAB в 0,005М МаС1 до (1) и после (2) трёхминутного УФ-облучения на длине волны 365 нм с расстояния 2 см от лампы и структура соединения в транс- (а) и цис- (б) конформациях, соответствующих необлучённой и облучённой формам
Использовали спектрофотометры СФ-56 и СФ-2000.
Для изучения систем методом вискозиметрии сливали равные объёмы растворов ДНК и ПАВ заданных концентраций при постоянной концентрации поддерживающего электролита ^аС1). В работе следили за относительным изменением приведённой вязкости раствора ДНК ппр. = (п — 1)/С (здесь цг — относительная вязкость, С — концентрация раствора ДНК) при увеличении концентрации ПАВ и постоянной концентрации ДНК С = 0,0084 % (2,55 • 10~4М (Р)). Использовали низкоградиентный вискозиметр типа Зимма—Крозерса [15]. Измерения проводили при температуре 21°С.
АСМ-изображения исследуемых систем получали с помощью атомного силового микроскопа ‘^апоБсоре ^а” (Уеесо) сканированием в режиме прерывистого контакта. Образцы готовили путём самопроизвольной адсорбции ДНК из раствора на поверхность слюды в присутствии ионов магния Mg2+, которые добавляли в раствор ДНК непосредственно перед фиксацией. Каплю раствора наносили на свежесколотую поверхность слюды, выдерживали 10 мин, затем промывали дистиллированной водой для удаления незафиксированных компонентов, высушивали струёй воздуха и в вакуумном шкафу. Для приготовления комплексов ДНК с ПАВ в каплю раствора ДНК с MgC12 (концентрация ДНК 5 • 10~5 % (1,5 • 10~6М (Р))), нанесённую на свежесколотую слюду, после десятиминутного ожидания добавляли AzoTMAB (5,78 мМ в 0,005М ^С1). Ещё через 10 мин образец промывали и высушивали.
Результаты и обсуждение. На рис. 1 приведены спектры поглощения ПАВ до и после УФ-облучения. Известно, что такое воздействие на ПАВ индуцирует переход из транс- в ^ис-конформацию. После облучения растворов ПАВ УФ-светом (с длиной волны 365 нм) более интенсивная полоса сдвигается в коротковолновую область, её амплитуда уменьшается, а «плечо» в области между 400 нм и 500 нм оформляется в максимум.
Рис. 2. Спектры поглощения А2оТМАБ в воде (1) и в 1М МаС1 (2), зарегистрированные сразу после приготовления растворов:
C(AzoTMAB) = 3,5 • 10“^ (1) и С(AzoTMAB) = 3 • Ю-^ (2)
В работе было проведено исследование влияния концентрации соли ^аС1) на спектральные свойства необлученного ПАВ. На рис. 2 представлены для примера спектры поглощения AzoTMAB в воде и в 1М ^С1, которые демонстрируют различие в состоянии вещества в этих условиях. Опыт показал, что при малых концентрациях ^С1 (0,005М) спектр поглощения практически совпадает с наблюдаемым в водном растворе. В используемом спектральном диапазоне интенсивная полоса поглощения соединения в воде симметрична и имеет максимум при Хтах = 352 ± 2 нм, а между 400 нм и 500 нм наблюдается «плечо». Ещё одна полоса в спектре поглощения имеет максимум при Хтах = 240 ± 2 нм. В области \ > 600 нм ПАВ не поглощает. С увеличением концентрации ^С1 в растворе соединения максимум интенсивной полосы смещается в коротковолновую область (Хтах = 342 ± 2 нм в 0,15M ^С1 и Хтах = 337 ± 2 нм в 1M ^С1). Таким образом, в условиях физиологической ионной силы (0,15М ^С1) и при больших концентрациях соли в системе электронное состояние молекул ПАВ отлично от реализуемого в воде и в 0,005М ^С1. Опыт показал, что изменения при этом сходны с наблюдаемыми при транс—цис-переходе, индуцированном УФ-облучением. Таким образом, возможно, что раствор с большой концентрацией соли выгоден для цис-конформации соединения. Вероятно, это отражает и различие в межмолекулярных взаимодействиях в системе. Например, экранировка заряда катионной группы ПАВ создаёт благоприятные условия для образования ассоциатов в растворе. Это могут быть, в частности, димеры.
При использовании больших концентраций соли в растворе ПАВ спектр поглощения меняется существенно по сравнению с наблюдаемым для водного раствора. Помимо смещения главного максимума можно увидеть изменение формы обсуждаемой полосы — главный пик смещается и становится более острым, отчётливо прослеживается максимум на 352 нм, проявляется тенденция оформления «плеча» в области более 400 нм в отдельный максимум. Как уже отмечалось выше, это может отражать существование цис-изомеров в растворе, а также появление димеров и других ассоциатов из-за экранировки заряженных групп ПАВ, обеспечивающих расталкивание молекул с гидрофобными участками в воде. То обстоятельство, что при этом в растворе одновременно присутствуют и неассоциированные молекулы, отражается в спектре поглощения наличием неразрешённого максимума, совпадающего с наблюдаемым в воде (в водном растворе электростатическое расталкивание препятствует сближению молекул). Таким
Я, нм
Рис. 3. Спектры поглощения свободного ПАВ (1, 4) и ПАВ в комплексе с ДНК в 0,005М МаС1 для необлу-чённых систем (1, 2, 3), комплексов ДНК с предварительно облучённым ПАВ (7, 8) и УФ-облучён-ных комплексов ПАВ с ДНК (5, 6) при С (ДНК) = 0,0027 % (2, 5, 7) и С (ДНК) = 0,0108 % (3, 6, 8):
концентрация ПАВ для всех систем
2,5 • 10“^
образом, присутствие соли существенно влияет на состояние системы, что отражается в различии спектральных свойств ПАВ.
Рассмотрим взаимодействие молекулы ДНК с используемым ПАВ в 0,005М ^С1 (рис. 3). Для этого выберем полосу поглощения ПАВ с максимумом 352 нм, так как диапазон длин волн менее 300 нм неудобен для анализа взаимодействия соединения с ДНК из-за перекрывания полос поглощения ПАВ и ДНК. На рис. 3 видно, что в присутствии ДНК в 0,005М ^С1 наблюдается увеличение максимума спектра поглощения ПАВ с тенденцией к исчезновению «плеча» в области более 400 нм.
В 1М ^С1 (рис. 4) также наблюдаются изменения, но они незначительны. Интересно отметить, что наличие «плеча» для ПАВ при малой концентрации соли может быть связано с существованием в растворе определённого количества цис-изомера. Отсюда следует, что взаимодействие ДНК с ПАВ в 0,005М ^С1 провоцирует уменьшение в растворе фракции цис-изомера (одновременно увеличивается амплитуда полосы с максимумом 352 нм). Действительно, даже взаимодействие ДНК с предварительно облученным ПАВ приводит к характерному возрастанию интенсивности главной полосы, что мы связываем с дополнительным появлением транс-изомеров. Иными словами, связывание с ДНК провоцирует цис—транс-переход (для всех систем практически исчезает «плечо» при длинах волн более 400 нм.) Напротив, облучение систем, содержащих и не содержащих ДНК, приводит к характерному изменению спектра поглощения, связанному с увеличением доли цис-изомера. При этом облучение комплекса, сформированного перед облучением, приводит к уменьшению доли транс-изомера в системе. Заметим, что при этом цис-изомеры могут оставаться в связанном с ДНК состоянии (действительно, хотя и наблюдается тенденция к увеличению амплитуды полосы с максимумом 435 нм, характерной для цис -формы ПАВ, её полного восстановления не наблюдается). Таким образом, взаимодействие с ДНК в растворе провоцирует стабилизацию трансформы ПАВ и, возможно, индуцирует цис—транс-переход.
При использовании большой концентрации поддерживающего электролита (1М ^С1) картина наблюдается иная. Добавление ДНК в раствор ПАВ лишь немного уменьшает интенсивность полосы поглощения ПАВ (она, как было указано выше, несколько отличается от наблюдаемой в 0,005М ^С1). Поскольку изменения совершенно не зависят от концентрации ДНК в системе, этот результат может свидетельствовать об отсутствии взаимодействия компонентов. Возможно, влияние ДНК на спектр поглощения ПАВ осуществляется без непосредственного контакта. Обратимся к результатам гидродинамических исследований.
Я, нм
Рис. 4. Спектры поглощения свободного ПАВ (1, 5) и ПАВ в комплексе с ДНК в 1М МаС1 для необлучён-ных систем (1, 2, 3, 4) и УФ-об-лучённых комплексов ПАВ с ДНК (6, 7, 8) при С(ДНК) = 0,0054 %
(2, 6), С(ДНК) = 0,0081 % (3, 7) и С (ДНК) = 0,0108 % (4, 8):
концентрация ПАВ для всех систем
2,5 •
При возрастании концентрации AzoTMAB в растворе ДНК наблюдается падение вязкости, свидетельствующее об уменьшении объёма макромолекулы (рис. 5, а). Это связано не только с дополнительной экранировкой заряда ДНК в растворе при добавлении катионного ПАВ, так как используются весьма малые концентрации соединения (эксперимент показал, что если увеличить концентрацию ^С1 до суммарной концентрации катионов в изучаемых системах ДНК—ПАВ, то падения вязкости в рамках погрешности метода практически не наблюдается). Падение вязкости раствора ДНК при добавлении ПАВ, хотя и существенно меньшее, наблюдается и в 1М ^С1, когда осуществляется практически полная экранировка заряда ДНК (полиэлектролитное набухание в этих условиях полностью подавлено [17]). Остаётся предположить, что либо в растворе реализуется связывание ПАВ с ДНК уже при малых концентрациях соединения, либо присутствие ПАВ изменяет качество растворителя, вследствие чего объёмные эффекты снижаются. Так как в растворе ДНК (а это типичный жёсткоцепной полимер) объёмные эффекты неэлектролитной природы достаточно малы [17], их изменение не может объяснить столь значительного падения вязкости. Таким образом, остаётся предположить, что в растворе реализуется комплексообразование ДНК—ПАВ. Об этом же свидетельствуют и спектральные данные, описанные выше.
В зависимости приведённой вязкости растворов ДНК в 0,005M ^С1 от концентрации AzoTMAB можно выделить три области. При концентрациях ПАВ менее 2, 5-10^'^ (область I) происходит падение приведённой вязкости раствора с ростом C(AzoTMAB). При концентрациях ПАВ более 2, 5 • 10^*^, но менее 4, 5 • 10~4М (область II) в растворе появляются хлопья — ДНК агрегирует и выпадает в осадок, визуально наблюдаемый в растворах. При больших концентрациях AzoTMAB (область III) осадка не наблюдается, но растворы становятся мутными. Их приведённая вязкость при этом близка к нулю, что может быть связано с образованием компактных частиц. Действительно, методом атомной силовой микроскопии было показано, что в этой области происходит формирование компактных структур.
Изображения свободной ДНК, представленные на рис. 6, а, существенным образом отличаются от АСМ-изображений ДНК в присутствии AzoTMAB на поверхности слюды (рис. 6, б). Это свидетельствует, что при определённых условиях возможно формирование структур ДНК-ПАВ на подложке с компактизацией макромолекулы.
При значительных концентрациях ^С1 в растворе наблюдается иной характер поведения вязкости: с увеличением концентрации ПАВ приведённая вязкость раствора сначала падает, причём существенно меньше, чем это наблюдается в 0,005М ^С1,
Я, нм
С(АоТМАВ)^ 104М I, мин
Рис. 5. Относительное изменение приведённой вязкости растворов ДНК (а) в 1М МаС1 (а) и 0,005М МаС1 (в) от концентрации А2оТМАБ до (1) и после (2) облучения; справа (б) зависимость оптической плотности одной из систем в 0,005М МаС1 (С(А2оТМАБ) = 8 • 10~4М, Z = 3,1) на длине волны 800 нм от времени облучения
а затем перестаёт меняться — это наблюдается при условии, когда на каждую фосфатную группу ДНК в растворе приходится более двух молекул ПАВ. Как видно на рис. 6, в используемой области концентраций ПАВ не происходит качественного изменения состояния системы (фазового разделения в системе в диапазоне используемых концентраций ПАВ и ДНК не наблюдается).
Таким образом, состояние системы ДНК—ПАВ определяется ионной силой раствора и концентрацией ПАВ, точнее, по-видимому, состоянием ПАВ в растворах разной концентрации. На основании всей совокупности полученных данных можно полагать, что в 0,005М ^С1 в области I (см. рис. 5, а) реализуется электростатическое притяжение молекул ПАВ к отрицательно заряженной ДНК, в результате чего вблизи макромолекулы образуется локальное увеличение их концентрации. Это, в частности, может ухудшить взаимодействие полимер—растворитель и, как следствие, привести к уменьшению объёмных эффектов за счёт экранировки заряда ДНК и вследствие локального изменения качества растворителя. При определённой концентрации ПАВ (граница областей I и II) происходит агрегация и выпадение ДНК в осадок. В описываемом эксперименте эта граница соответствует равенству концентраций ПАВ и ионогенных групп ДНК (параметр Z = С(AzoTMAB)/C(Р) = 1). Интересно отметить, что условия, при которых начинается конденсация ДНК, при использовании низкомолекулярных конденсирующих агентов определяются их концентрацией в растворе, а в случае полика-тионных агентов — отношением ионогенных групп поликатион/ДНК. В связи с этим можно осторожно сделать предположение, что граница областей II и III, соответствующая появлению малых дискретных частиц, должна быть связана с концентрацией ми-целлообразования ПАВ (ККМ). Предварительные данные, полученные в Потсдамском университете методом изотермического калориметрического титрования, показали, что в воде ККМ равна приблизительно 5 • 10~4М. Так как мы используем довольно малую ионную силу (0,005М ^С1), можно ожидать, что эта величина имеет примерно то же значение, что прекрасно согласуется с высказанным выше предположением. В области же II, по-видимому, происходит локальное ассоциирование ПАВ вблизи ДНК. Это
а
3,0 нм
б
10,0 нм
0,0
2,0 мкм
0,0
3,0 мкм
Рис. 6. АСМ-изображения свободной ДНК (а) и ДНК в комплексе с AzoTMAB (б)
может привести к формированию внутри- и межмолекулярных контактов сегментов ДНК. С учётом формирования гидрофобного окружения вблизи ДНК легко понять, почему в рассматриваемой области происходит агрегация и выпадение полимера в осадок (само состояние ПАВ в этой системе гетерогенно — сосуществуют отдельные молекулы в растворе и появляющиеся ассоциаты ПАВ вблизи ДНК). Использование чрезвычайно малых концентраций ДНК в области II в таком случае также может привести к ком-пактизации ДНК с появлением малых дискретных частиц.
После облучения систем УФ-светом 365 нм в течение 10 мин с расстояния 2 см от лампы в области I значительного изменения размеров молекулярного клубка не происходит: вязкость оставалась практически неизменной в пределах погрешности измерений. Если предположить, что в этой области непосредственного контакта ПАВ с ДНК не происходит (иными словами, не реализуется образования устойчивого комплекса), то изменение конформации молекулы ПАВ и не должно заметно повлиять на объёмные эффекты в системе.
Облучение же растворов ДНК с ПАВ из области III приводит к появлению хлопьев и осадка в растворе (т. е. система переходит в область II). Облучение системы из области II приводит к некоторому уменьшению количества хлопьев, но это чисто качественные наблюдения, требующие более тщательного изучения. Таким образом, УФ-облучение систем из области III приводило к образованию видимых глазом агрегатов, которые со временем выпадали в осадок. При этом наблюдалось увеличение оптической плотности растворов из-за рассеяния, фиксируемого по увеличению оптической плотности растворов при X > 600 нм вне полос поглощения компонентов (рис. 5, б). Осаждением агрегатов со временем можно объяснить последующее уменьшение рассеяния.
В заключение следует подчеркнуть, что полученные в работе с помощью разных методов экспериментальные данные согласуются между собой, и вся совокупность их приводит к выводу, что характер взаимодействия AzoTMAB с ДНК зависит от состояния ПАВ в растворе, которое, в свою очередь, определяется его концентрацией, ионной силой и может быть изменено УФ-облучением.
1. Dias R. S., Lindman B. DNA interactions with polymers and surfactants. Hoboken, 2008. 432 p.
2. Thalberg K., Lindman B., Karlstrom G. Phase diagram of a system of cationic surfactant and anionic polyelectrolyte: tetradecyltrimethylammonium bromide-hyaluronan-water // J. Phys. Chem. 1990. Vol. 94. Iss. 10. P. 4289-4295.
3. Goddard E. D. Polymer-surfactant interaction. Part 2. Polymer and surfactant of opposite charge // Coll. Surf. 1986. Vol. 19. P. 301-329.
4. Bloomfield V. A. DNA condensation by multivalent cations // Biopolymers. 1997. Vol. 44. Iss. 3. P. 269-282.
5. Huang W.-H., Zinchenko A. A., Pawlak C. et al. Dynamic conformational behavior and molecular interaction discrimination of DNA/binder complexes by single-chain stretching in a microdevice // ChemBioChem. 2007. Vol. 8. Iss. 15. P. 1771-1774.
6. Kasyanenko N., Afanasieva D., Dribinsky B. et al. DNA interaction with synthetic polymers in solution // Struct. Chem. 2007. Vol. 18. Iss. 4. P. 519-525.
7. SlitaA. V., Kasyanenko N. A., Nazarova O. V. et al. DNA-Polycation Complexes. Effect of Polycation Structure on Physico-chemical and Biological Properties // J. Biotechnology. 2007. Vol. 127. Iss. 4. P. 679-693.
8. Dias R. S., Lindman B., Miguel M. G. Interactions between DNA and surfactants // Prog. Coll. Polym. Sci. 2001. Vol. 118. P. 163-167.
9. Dias R. S., Lindman B., Miguel M. G. Compaction and decompaction of DNA in the presence of catanionic amphiphile mixtures // J. Phys. Chem. (B). 2002. Vol. 106. Iss. 48. P. 12608-12612.
10. Gonzalez-PerezA., Dias R. S., NylanderT., Lindman B. Cyclodextrin-surfactant complex: a new route in DNA decompaction // Biomacromolecules. 2008. Vol. 9. Iss. 3. P. 772-775.
11. Mel’nikova Y. S., Lindman B. pH-controlled DNA condensation in the presence of dode-cyldimethylamine oxide // Langmuir. 2000. Vol. 16. Iss. 14. P. 5871-5878.
12. LeNy A.-L. M., Lee Jr. C. T. Photoreversible DNA condensation using light-responsive surfactants // J. Am. Chem. Soc. 2006. Vol. 128. Iss. 19. P. 6400-6408.
13. DiguetA., ManiN.K., Geoffroy M. et al. Photosensitive surfactants with various hydrophobic tail lengths for the photocontrol of genomic DNA conformation with improved efficiency // Chem. Eur. J. 2010. Vol. 16. Iss. 39. P. 11890-11896.
14. Спирин А. С. Спектрофотометрическое определение суммарного количества нуклеиновых кислот // Биохимия. 1958. Т. 23. № 5. С. 656-662.
15. Frisman E. V., SchaginaL. V., Vorobiev V. I. A glass rotation viscometer // Biorheology. 1965. Vol. 2. P. 189-194.
16. Zakrevskyy Y., Kopyshev A., Lomadze N. et al. DNA compaction by azobenzene-containing surfactant // Phys. Rev. (E). 2011. Vol. 84. Iss. 2. P. 021909-1-021909-9.
17. ФрисманЭ. В., КасьяненкоН. А. Гидродинамическое и оптическое поведение молекулы ДНК в области больших ионных сил // Молек. биология. 1990. Vol. 24. P. 318-324.
Статья поступила в редакцию 28 июня 2011 г.
