CC BY
141
ХИМИЧЕСКИЕ НАУКИ
УДК 547.022
ИЗУЧЕНИЕ ХИМИЧЕСКОЙ СТРУКТУРЫ ЛИГНИНОВ РОДИОЛЫ РОЗОВОЙ (RHODIOLA ROSEA L.) И СЕРПУХИ ВЕНЦЕНОСНОЙ (SER-RATULA CORONATA L.) МЕТОДОМ 2D ЯМР-СПЕКТРОСКОПИИ
В.А. БЕЛЫЙ, И.Н. АЛЕКСЕЕВ, Р.А. САДЫКОВ
Институт химии Коми НЦ УрО РАН, г. Сыктывкар [email protected]
Впервые выделены лигнины растений родиолы розовой (Rhodiola rosea L.) и серпухи венценосной (Serratula coronata L.). Методом двумерной ЯМР-спектроскопии определены общие закономерности химического строения. Показано, что изучаемые лигнины построены из гваяцильных, сирингильных и пара-кумаровых фрагментов, соединенных, преимущественно, Р-О-4-связью. Установлены структурные различия лигнинов. В частности, выявлено, что ацетатные группы и кумаратовые фрагменты в лигнине родиолы розовой присутствуют только в у-положении фенилпропановых единиц. Предшественниками лигнина родиолы розовой могут быть кумараты и ацетаты конифери-лового и синапового спиртов.
Ключевые слова: лигнин, фенилпропановая единица, двумерная ЯМР-спект-роскопия, HSQC, COSY, HMBC
V.A.BELY, I.N.ALEKSEEV, R.A.SADYKOV. STUDYING OF CHEMICAL STRUCTURE OF LIGNINS OF RHODIOLA ROSEA L. AND SERRATULA CORONATA L. BY 2D NMR-SPECTROSCOPY
Lignins of plants Rhodiola rosea L. and Serratula coronata L. are extracted for the first time. By the method of two-dimensional NMR-spectroscopy the general regularities of chemical structure are defined, it is shown that studied lignins are built of quaiacic, syringic and p-coumaric fragments connected, mainly, by P-О-4 binding. Structural distinctions of lignins are established, in particular, it is shown that acetated groups and coumaric fragments in lignin of Rhodiola rosea L. are present only at у-position of phenyl-propane units. It is established that coumarates and acetates of coniferyl and sinapic spirits can be predecessors of lignin of Rhodiola rosea L.
Key words: lignin, phenyl-propa^ unit, two-dimensional NMR-spectroscopy, HSQC, COSY, HMBC
Лигнин - это структурный компонент травянистых и древесных растений, образующийся путем полимеризации кониферилового, синапового и п-кумарового спиртов, придающий жесткость клеточным стенкам, а также стойкость к воздействию микроорганизмов [1]. Особенность лигнинов как особой группы биополимеров состоит в неупорядоченности их химической структуры, проявляющейся в большом разнообразии ди- и тримерных фрагментов, составляющих структуру. Однако лигнины растений различных видов характеризуются определенными особенностями строения, точнее, структура лигнина на каждом уровне структурной организации (как на молекулярном, так и на топологическом) определяется его ботаническим происхождением [2]. Особенностям химического строения и физикохимическим свойствам лигнинов травянистых рас-
тений до настоящего времени уделялось мало внимания, а данные по лигнинам лекарственных растений отсутствуют вообще.
Родиола розовая (Rhodiola rosea L.) - многолетнее травянистое растение семейства толстян-ковых, произрастающее на Алтае, Урале, заполярных районах Якутии, в горных районах Восточной Сибири и Дальнего Востока. В медицине используют ее экстракты, обладающие стимулирующим и адаптогенным действием, применение которых направлено на улучшение физической выносливости, внимания, памяти, а также резистентности организма [3].
Серпуха венценосная (Serratula coronata L.) -многолетнее травянистое растение семейства Asteraceae, встречающееся в европейской части России, на Кавказе, в Западной Сибири, Дальнем
Востоке и Средней Азии. Серпуха венценосная является источником фитоэкдистероидов - растительных гормонов, обладающих целым рядом ценных фармакологических свойств [4]. Исследования низкомолекулярной, экстрактивной составляющей родиолы розовой и серпухи венценосной представлены в работах [5, 6].
Поиск путей рационального использования лекарственного растительного сырья, в частности, родиолы розовой и серпухи венценосной, требует детального изучения структуры их лигнинов.
Спектроскопические методики, и особенно Ю и 2D ЯМР, дают исчерпывающую информацию о структуре макромолекул и являются мощными инструментами для исследования лигнинов различного ботанического происхождения. В этой статье представлены результаты исследования химической структуры лигнинов родиолы розовой и серпухи венценосной с использованием 2D ЯМР-спект-роскопии.
Материалы и методы
Образцы. Сырьем для извлечения лигнина в данной работе являлись корневища родиолы розовой, которые заготавливали с конца цветения до конца вегетации растения, и стебли серпухи венценосной. Растения выращены и собраны в Ботаническом саду Института биологии Коми НЦ УрО РАН (г. Сыктывкар, Республика Коми).
В исходных образцах растений по общепринятым методикам [7] предварительно было определено содержание лигнина, целлюлозы и других компонентов (табл. 1).
Таблица 1
Компонентный состав радиолы розовой и серпухи венценосной
Растение Целлюлоза, % Лигнин, % Зольность, % Легкогид-ролизуе-мые вещества, % Экстрак- тивные вещества %
Rhodiola rosea L. 9,0±0,2 21, 1 ±0,4 1,9±0,1 36,2±0,6 31,8±0,5
Serratula coronata L. 44,9±0,7 16,3±0,4 7,1 ±0,1 25,1±0,4 6,6±0,1
Предварительная подготовка растительного сырья заключалась в экстракции водой и спиртобензольной смесью. Образцы лигнинов серпухи венценосной (ДЛС) и родиолы розовой (ДЛР) получали экстрагируя растительное сырье смесью диоксан-вода 9:1 в присутствии НС12 (0,7 %) при температуре кипения в течение 2 ч. Полученный раствор лигнина упаривали в вакууме и высаживали в 1 %-ный раствор сульфата натрия. Лигнин отмывали от соли, подсушивали на воздухе, затем переосаждали из диоксанового раствора в диэти-ловый эфир и сушили в вакууме. Выход лигнина серпухи венценосной составил 22 %, родиолы ро-
зовой - 30 % от содержания в исходном растительном сырье.
Двумерные спектры ЯМР регистрировали при 25°С в 5 мм ампулах на спектрометре Bruker AVANCE II 300, рабочая частота 300 МГц (1Н) и 75 МГц (13С). Около 80 мг лигнина растворяли в 0,6 мл дейтерированного диметилсульфоксида, затем 2D ЯМР спектры записывались в HSQC (Heteronuclear Single Quantum Correlation), COSY (Correlation Spectroscopy) и HMBC (Heteronuclear Multiple Quantum Coherence) экспериментах. Ширина спектров составила 5 тыс. и 20 тыс. Гц в 1Н и 13С измерениях соответственно. Число накоплений составляло 20 тыс. с задержкой 5 с. В качестве внутреннего стандарта использовался сигнал растворителя (5С 40.1; 5Н 2.5). Кросс-сигналы спектров HSQC интерпретировались по литературным данным [8, 9]. При регистрации 13С-спектров время релаксации искусственно уменьшалось добавлением трис-ацетил-ацетоната хрома (0.02 моль/л).
Результаты и обсуждение
Лигнины, выделенные диоксаном по описанной выше методике, часто используются для структурных исследований, поскольку они являются наиболее представительной частью всего лигнина в растении [10]. Поэтому в данной работе для исследования структуры лигнинов лекарственных растений применяли именно диоксановый метод выделения образцов. Однако необходимо иметь в виду, что выводы, сделанные по выделенным препаратам, могут иметь лишь предположительный характер в отношении всего лигнина, находящегося в растении.
Строение лигнина характеризуется наличием ароматических ядер, замещенных метоксильными, гидроксильными функциональными группами и алкильными цепочками. Описание характеристик лигнина как вещества нерегулярного строения возможно через определение его фрагментного состава, демонстрирующего статистические параметры химической структуры лигнина.
Ароматические фрагменты. Наиболее интенсивные корреляционные сигналы в ароматическом регионе HSQC-спектров (5Н/5С 5.5-8.5/96-150 м.д.), представленных на рис. 1, соответствуют ароматическим кольцам различных структурных единиц лигнина. В HSQC-спектрах шкала химических сдвигов атомов 1Н отложена по оси абсцисс, атомов 13С -по ординат. Сигнал 6.68/103.8 м.д. на рис. 1, согласно [9], соответствует атомам во втором и шестом положениях сирингильного кольца (рис. 2 S), для сирингильных структурных единиц, имеющих карбонильную группу в a-положении, характерен сигнал 7.36/104.0 м.д. [9], присутствующий на спектрах ДЛР (рис. 1 а) и ДЛС (рис. 1 б). Присутствие в образцах п-кумаровых звеньев (рис. 2 H) подтверждается корреляционным сигналом 5Н/5С 7.28/127.5 м.д [9].
Хорошо разрешенные сигналы п-кумарато-вых фрагментов (рис. 2 Y) наблюдаются в спектрах лигнина родиолы розовой (рис. 1 а). Кросс-сигналы 5Н/5С 7.5/145.0 м.д и 6.5/115.0 м.д. (рис. 1 а) соот-
Рис. 1. Область сигналов ароматических атомов на HSQC-спектрах ДЛР (а) и ДЛС (б).
си ,.он О,
То Р но. 11 г
Т-
V0 н г ,-0
ОСНз
Рис. 2. Мономерные структурные единицы лигнинов: G - гваяцильные, S - сирингильные, Н - п-ку-маровые, Y - ацилированные п-кумаровой кислотой.
ветствуют а (рис. 2 Yа') и р (рис. 2 Yp') атомам боковой цепочки л-кумаратов [9], а сигналы при 5Н/5С 7.40/130.5 м.д. и 6.77/116.2 м.д. относятся к ароматическому кольцу л-кумаратов (рис. 2 Y2', 6) и (рис. 2 Y3', 5) соответственно [9].
Во многих исследованиях лигнинов травянистых растений указывалось на присутствие в структуре остатков л-кумаровой кислоты, соединенной с фенилпропановыми единицами сложноэфирной связью [11-14]. В этих работах предполагались два различных пути вовлечения л-кумаровой кислоты в процесс биосинтеза - либо этерификация л-кумаровой кислотой спиртовых групп уже собранной макромолекулы лигнина, либо ацилирование монолигнолов с образованием л-кумаратов синапового и кониферилового спиртов. Для решения этого вопроса требовалось определение вариантов присоединения л-кумаратов к фенилпропановым единицам. ЯМР исследования лигнина, выделенного из кукурузы [15], пшеницы [16] и некоторых других трав [8, 17], показали, что л-кумараты присутствуют только в Y-положениях звеньев лигнина. Эти результаты однозначно указывали на то, что эте-рификация происходила до образования макромолекулы лигнина. Теперь широко признано, что предшественниками лигнинов могут быть сложные эфиры гидроксокоричных спиртов и л-кумаровой или бензойной кислот, а также ацетаты конифери-
лового и синапового спиртов [18-21]. Ацилированные в Y-положении фрагменты были определены в лигнинах многих растений [18, 19].
Идентификация л-кумаратов в ДЛР представлена на рис. 3. Спектр ЯМР 13С (рис. 3 а) демонстрирует сигналы четвертичных атомов углерода, на наличие л-кумаратов указывает сигнал Y'-атома 167.4 м.д [9]. HSQC- и CoSY-спектры (рис. 3 б) также подтверждают наличие л-кумаратов в ДЛР, в представленной на них области отмечены сигналы а' и р' атомов. Для выяснения точки присоединения л-кумаратов к структурным единицам лигнина на спектре (рис. 3 в) были выделены области сигналов, характерные для структурных единиц с присоединенными в а-положении л-кумаратовыми фрагментами (а-рСА), а также в Y-положении во фрагментах Y (рис. 2). По результатам анализа спектров на рис. 3 определено, что фрагменты л-кумарата присоединены в ДЛР только в Y-положении фенилпропановых единиц (5Н/бС 4.1/64.5 м.д.) в структурах, подобных Y, поскольку не обнаружено сигналов а-атома, образующего связь с л-кумаратом (5Н/5С 6.1/75.0 м.д. [9]). Для лигнина серпухи венценосной (образец ДЛС) наличие л-кумаратов не характерно.
В спектрах ДЛР выявлены сигналы ацетатных групп (5Н/5С 1.7/20.7 и 5С 170.7 м.д. [9]). На рис.
3 в отмечены сигналы атомов боковой цепочки фе-нилпропановых единиц, связанных с ацетатными
Рис. 3. Определение я-кумаратов в ДЛР по HSQC- и COSY-спектрам.
группами: в Y-положении (5Н/5С 4.2/63.0 м.д. [9]), а также в а-положении (5Н/5С 5.9/74.7 м.д. [9]). Связь с ацетатами в а-положении выявляется в лигнинах травянистых растений сравнительно редко, чаще встречается исключительно в Y-положении [17]. И, согласно предположению, выдвинутому Ральфом [10], может существовать миграция ацетатных групп от Y - к а-атому.
Простые эфирные связи между фенил-пропановыми единицами. Область сигналов атомов боковых цепочек на HSQC-спектре (5Н/5С 2,55,5/50-90 м.д.), представленная на рис. 4 и в табл.
2, дает информацию о связях между звеньями макромолекулы лигнина. Также в этой области спектра находятся сигналы метоксильных групп при 5Н/5С 3.7/55.7 м.д., которые характерны для всех известных лигнинов. Содержание метоксильных групп в разных лигнинах варьирует от 15 до 20 % в зависи-
мости от соотношения гваяцильных, сирингильных и л-кумаровых структурных единиц [22]. Лигнин серпухи венценосной содержит еще и этоксильные группы. Это предположение основано на корреляционных сигналах СН3-фрагмента (5Н/5С 1.10/15.0 м.д.) и СН2 (5Н/5С 3.4/62.5 м.д. см. рис. 4 а). Подтверждением является кросс-сигнал на COSY спектре 5Н/5Н 1.10/3.4 м.д.
Характерными для структуры р-арилового эфира (рис. 5 А) корреляционными сигналами, в соответствии с [9], являются 5Н/5С 3.5/60.1 м.д. (рис. 4 Ay) и 4.7/71.1 м.д. (рис. 4 Аа). Необходимо отметить, что сигнал р-атома гваяцильной или сирин-гильной единицы, соединенной с гваяцильной, имеет корреляцию при 5Н/5С 4.4/84.0 м.д (рис. 4 APs/g-0-g) [9]. Этот корреляционный сигнал обычно четко разделен с корреляционными сигналами 5Н/5С 4.0/87.7 м.д. р-атома сирингильных единиц,
I ' ' 1 ' I 1 ' 1 ' I 1 1 ' ' I ' ' ' ' I ' ' ' ' ”1—'—г—г—f—г-1-ч—1—|—I—I—I—I—|—г—>—■— 1—]—т—т—I—т—|—I—г—г—г
ppm (t2)5-50 5.00 4.50 4.00 3.50 ppm (t2)S-50 5.00 4.50 4.00 3.50
Рис. 4. Области HSQC-спектров лигнинов серпухи венценосной (а) и родиолы розовой (б).
Таблица 2
Отнесение кросс-сигналов 1Н-13С в HSQC-спектрах лигнинов ДЛС и ДЛР [8, 9]
бн/бс м.д. |___________________Отнесение
3.7/55.7 СН3 в метоксильных группах
3.0/53.9 СН р в пинорезинольных фрагментах (С)
3.5/53.2 СН р в фенилкумарановых фрагментах (В)
3.7/62.6 СН2 Y в фенилкумарановых фрагментах (В)
4.17/71.5 СН2 Y в пинорезинольных фрагментах (С)
4.60/83.5 СН а в дибензодиоксоциновых фрагм. ф)
3.80/85.6 СН р в дибензодиоксоциновых фрагм. ф)
4.6/85.3 СН а в пинорезинольных фрагментах (С)
5.5/86.9 СН а в фенилкумарановых фрагментах (В)
3.5/60.1 СН2 Y в р-О-4 фрагментах (А)
4.7/71.1 СН а в р-О-4 фрагментах (А)
4.2/86.3 СН р в р-О-4 фрагментах (А)
3.4/62.5 СН2 в этоксильных группах
6.68/103.8 2 и 6 в сирингильных фрагментах (Б)
7.15/104.0 2 и 6 в сирингильных фрагментах (Б'')
7.36/104.0 2 и 6 в сирингильных фрагментах (Б')
6.99/111.1 2 в гваяцильных фрагментах ^)
6.5/115.0 в во фрагментах с л-кумаратом (У)'
6.71/115.2 5 в гваяцильных фрагментах ^)
6.77/116.2 3 и 5 в л-кумаровых (Н); 3' и 5' в У
6.83/119.5 6 в гваяцильных фрагментах ^)
7.20/129.5 2 и 6 в л-кумаровых фрагментах (Н)
7.40/130.5 2' и 6' в л-кумаратах (У)
7.5/145.0 а' в л-кумаратах (У)
жением бензольного кольца, препятствует образованию таких структур, как фенилкумаран, а также дибензодиоксоцин (рис. 5 D) с 5-5-связью. Лигнин серпухи венценосной содержит фенилкумарановые фрагменты наряду с распространенными сирин-гильными структурными единицами, о чем свидетельствуют корреляционные сигналы на HSQC-спектре (рис. 4 а) 5Н/5С: 5.5/86.9 м.д., 3.5/53.2 м.д. и 3.7/62.6 м.д., относимые к а-, р- и Y-положению структуры В соответственно (рис. 5) [9]. Однако спектр (рис. 4 б) не подтверждает присутствие фе-нилкумарановых структур в лигнине родиолы розовой. Корреляционными сигналами пинорезиноль-ных фрагментов (рис. 5 С) являются сигналы 5Н/5С: 4.6/85.3 м.д., 3.0/53.9 м.д. и 4.2/71.5 м.д., относимые к а-, р- и Y-положению этих фрагментов соответственно [9]. Сигналы пинорезинольных фрагментов выявлены на спектрах как родиолы розовой (рис.
4 б), так и серпухи венценосной (рис. 4 а). Структуры дибензодиоксоцина (рис. 5 D) имеют корреляционные сигналы при 5Н/5С 4.60/83.5 м.д (а) и 3.80/85.6 м.д. (р) [8, 9]. Интенсивность этих сигналов в спектре образца ДЛР (рис. 4 б) отмечена весьма слабая. По-видимому, этот тип связи встречается крайне редко.
Алифатические фрагменты. В диапазоне 5Н/5С 3.0-1.1/50-10 м.д. на HSQC-спектре (рис. 6 нижний) присутствуют сигналы алифатических углеводородных фрагментов, не связанных с атомом кислорода, в основном групп СН2. Эти сигналы не
имеющих в р-положении аналогичную связь с сирингильными (рис. 4 Ар^м), а также со структурами с сигналом при бН/бС 4.2/86.3 м.д. (рис. 4 Арс-м) [9]. Структуры р-арилового эфира считаются преобладающими во всех лигнинах [2], и спектры лиг-нинов родиолы и серпухи (рис. 4 а и б) демонстрируют четкие и интенсивные характерные сигналы.
Фенилкумарановые фрагменты (рис. 5 В) распространены в гваяцилсирингильных лигнинах (лигнины лиственных) реже, чем в гваяцильных (лигнины хвойных), где их количество составляет 810 на 100 фенилпропановых единиц [11]. Наличие большого количества сирингильных звеньев, с метоксилированным пятым поло-
Рис. 6. COSY- и HSQC-спектры ДЛР.
принадлежат боковым цепочкам фенилпропановой единицы, они характерны для атомов углерода насыщенных ациклических структур с длиной цепи 7 и более атомов углерода [11]. Структурообразующими компонентами клеточных стенок растений, построенными из остатков жирных кислот и высших спиртов, являются кутин и суберин [23]. Эти компоненты обычно извлекаются из растения экстракцией нейтральными растворителями в ходе предварительной подготовки сырья для извлечения лигнина, поэтому присутствие жирных кислот и высших спиртов в препарате лигнина может быть либо в виде примеси, либо в виде фрагментов структуры, ковалентно связанных с фенилпропановыми единицами.
В работе [23] по исследованию состава жирных кислот корневищ ряда растений было выявлено, что для родиолы (Rhodiola pamiroalaica), как и для остальных, свойственно преобладание жирных кислот с цепочками С16 и С18. На основе данной работы проведено соотнесение сигналов в спектрах лигнинов с фрагментами на примере фрагмента FA (от англ. fatty acids), представленного на рис. 7. Отнесение сигналов показано в табл. 3.
Отнесение сигналов 1Н и 13С жирных кислот [23]
Положение | Фрагмент | 13С б, м.д. | 'Н б, м.д.
1 RO-(C=O)-CH2- 172-175 -
2 RO-(C=O)-CH2- 34.08 2.20
3-8, 12-15 -CH2- 25-32 1.2-1.5
9, 11 -CH2-CH(OH)- 37.40 1.24
10 -CH(-OH)- 73.85 3.69
16 -CH2-OH 62.80 3.63
Возможно, что концевые спиртовые группы FA (положение 16 на рис. 7) этерифицированны л-кумаровой кислотой (5Н/5Н 4.30/1.80 м.д.; 5Н/5С 4.30/62.0 м.д.) и аналогичными фрагментами FA (5Н/5Н 4.05/1.50 м.д.; 5Н/5С 4.05/67.5 м.д.). Дополнительным подтверждением является сигнал 5Н/5С 4.30/167.4 на НМВС-спектре образца ДЛР (рис. 8), регистрирующий дальние протон-углеродные взаимодействия четвертичного углерода л-кумара-тового фрагмента с протонами в 16-й позиции FA (рис. 7). Также на этом НМВС-спектре выявлены корреляционные сигналы, подтверждающие наличие сложноэфирных связей между цепочками FA (5Н/5С 4.05/172.5 м.д.). Тип связи фрагментов FA с фенилпропановыми звеньями лигнина родиолы розовой по полученным спектрам, установить не удалось. Причинами могут служить как наложение сигналов, так и сравнительно низкая распространенность связей между FA и лигнином. Однако высока вероятность того, что FA являются фрагментами индивидуального компонента клеточной стенки, оказавшегося связанным с лигнином в ходе выделения препарата, поскольку даже процедура переосаждения лигнина из диок-сана в диэтиловый эфир не привела к отделению этого компонента.
Особенностью лигнина серпухи венценосной является наличие в его структуре эток-сильных групп. Это предположение основано на корреляционных сигналах на HSQC-спектре ДЛС: 5Н/5С 1.10/15.0 м.д. (СН3; эта область спектра не представлена), 5Н/5С 3.4/62.5 м.д. (СН2; рис. 4 а), СОБУ(не представлен): 5Н/5Н 1.1/3.4 м.д. Согласно [9], химический сдвиг протонов СН2-фрагмента этоксильной группы 3.4 м.д. характерен для эток-сильной группы в алифатической цепочке фенил-пропановых единиц.
R=FA или ФПЕ R-FA или II
2 9 11 16 Рис. 7. Фрагмент 10, 16-дигидроксигексадекановой кислоты в составе лигнина (усл. обозн. - FA).
Таблица 3
Рис. 8. HMBC-спектр ДЛР область корреляции сигналов атомов сложноэфирных связей.
Заключение
Лигнины, образовавшись в растительной ткани, выполняют разнообразные функции. В зависимости от роли растительной ткани, типа растения и его филогенетического происхождения, эти вещества могут различаться по химическому составу и структуре, но неизменно одно - все они построены из фенилпропановых структурных звеньев, соединенных простыми эфирными и углерод-углерод-ными связями [24]. Весьма необычно, по сравнению с известными на сегодняшний день лигнинами, выглядит лигнин, выделенный из родиолы розовой. В этом образце не выявлены фенилкумарановые фрагменты, считающиеся характерными для всех лигнинов. В составе этого образца значительную долю занимают длинные насыщенные алифатические цепочки. Предшественниками этого лигнина, помимо трех классических монолигнолов, могут быть кумара-ты кониферилового и синапового спиртов и, возможно, ацетаты этих спиртов. Лигнин серпухи венценосной не содержит сложноэфирных связей и структур дибензодиоксоцина, но его особенность в том, что в его структуре имеются этоксильные группы в боковой цепочке фенилпропановых единиц.
Работа выполнена в рамках Программы Президиума РАН «Создание и совершенствование методов химического анализа и исследования структуры веществ и материалов» (проект № 12-П-3-1024).
Литература
1. Лигнины (структура, свойства и реакции) / Под ред. К. Сарканена, К. Людвига. М.: Лесная пром-сть, 1975. 632 с.
2. Карманов А.П. Самоорганизация и структурная организация лигнина. Екатеринбург: УрО РАН, 2004. 270 с.
3. Wiegant F., Surinova S., Ytsma E. et al. Plant adaptogens increase lifespan and stress resistance in C. Elegans // Biogerontology. 2009. Vol. 10. № 1. P. 27-42.
4. Уфимцев К.Г., Ширшова Т.И., Якимчук А.П., Володин В.В. Гормональное, токсическое и адаптогенное влияние экдистероидов Ser-ratula coronata L. на личинок Ephestia Kiih-niella. Zell. // Растительные ресурсы. 2002. Т. 38. №2. С. 29-39.
5. Avula B., Wang Y. H, Ali Z, Smillie T. J. et al. RP-HPLC determination of phenylalkanoids and monoterpenoids in Rhodiola rosea and identification by LC-ESI-TOF // Biomed Chro-matogr. 2009. Vol.23. № 8. P. 865-872.
6. Ангаскиева А.С., Андреева В.Ю., Калинки-на Г.И. и др. Исследование химического состава серпухи венценосной, культивируемой в Сибири // Химия растительного сырья.
2003. № 4. С. 47-50.
7. Оболенская А.В., Ельницкая З.П., Леонович АА. Лабораторные работы по химии древесины и целлюлозы. М.: Экология, 1991. 256 с.
8. Ralph J, Marita J. M., Ralph S. A. et al. Solution-state NMR of lignin // AdVances in Lig-nocellulosics Characterization. 1999. P. 55-108.
9. Ralph SA., Ralph J., Landucci L. NMR database of lignin and cell wall model compounds. Madison, WI, U.S.: Forest Products Laboratory, 2004. (http://ars.usda.gov/Services/ docs.htm?docid). 498 p.
10. Ralph J. An unusual lignin from kenaf // J. Nat. Prod. 1996. № 59. P. 341-342.
11. Калабин ГА., Каницкая Л.В., Кушнарев Д.Ф. Количественная спектроскопия ЯМР природного органического сырья и продуктов их переработки. М.: Химия, 2000. 408 с.
12. Smith D. C. C. Ester groups in lignin // Nature. 1955. Vol. 176. P. 267-268.
13. Nakamura Y., Higuchi T. Ester linkage of p-coumaric acid in bamboo lignin. III. Dehydro-genative polymerization of coniferyl p-hyd-roxybenzoate and coniferyl p-coumarate // Cel-lul. Chem. Technol. 1978. Vol. 12. P. 209-221.
14. Ralph J., Helm, R. F. Lignin/hydroxycinnamic acid/polysaccharide complexes: Synthetic models for regiochemical characterization. In Forage Cell Wall Structure and Digestibility, International Symposium. Madison, WI: ASA-CSSA-SSSA, 1993. P. 201-246.
15. Ralph J., Hatfield R. D, Quideau S. et al. Pathway of p-coumaric acid incorporation into maize lignin as revealed by NMR // J. Am. Chem. Soc. 1994. Vol. 116. Р. 9448-9456.
16. Crestini C., Argyropoulos D. S. Structural analysis of wheat straw lignin by quantitative 31P and 2D NMR spectroscopy. The occurrence of ester bonds and R-O-4 substructures // J. Agric. Food Chem. 1997. Vol. 45. Р. 1212-1219.
17. Rio J., Rencoret J., Marques G. et al. Highly acylated (acetylated and/or p-coumaroylated) native lignins from diverse herbaceous plants // J. Agric. Food Chem. 2008. Vol. 56. No. 20. P. 9525-9534.
18. Ralph J., Lundquist K., Brunow G. et al. Lign-ins: natural polymers from oxidative coupling of 4-hydroxyphenylpropanoids // Phytochem.
2004. No 3. P. 29-60.
19. Landucci L. L., Deka G. C., Roy D. N. A. 13C NMR study of milled wood lignins from hybrid Salix clones // Holzforschung. 1992. Vol. 46. Р. 505-511.
20. Sun R. C., Fang J. M., Goodwin A. et al. Fractionation and characterization of ball-milled and enzyme lignins from abaca fibre // J. Sci. Food Agric. 1999. Vol. 79. Р. 1091-1098.
21. Lu F., Ralph J. Detection and determination of p-coumaraloylated units in lignin // J. Agric. Food Chem. 1999. Vol. 47. Р. 1985-1992.
22. Далимова Г.Н., Абдуазимов ХА. Лигнины травянистых растений // Химия природных соединений.1994. № 2. С.160-177.
23. Tsydendambaev V.D., Christie W.W., Brecha-ny E.Y., Vereshchagin A.G. Identification of unusual fatty acids of four alpine plant species from the Pamirs // Phytochemistry. 2004. Vol. 65. P. 2695-2703.
24. Резников В.М., Михасева М.Ф. О филогении лигнина // Химия древесины. 1982. № 6. С. 77-87.
Статья поступила в редакцию 28.05.2012.
