ИЗУЧЕНИЕ АМИНОКИСЛОТНОГО СОСТАВА PEGANUM HARMALA, ПРОИЗРАСТАЮЩЕГО В АЗЕРБАЙДЖАНЕ Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

Химия растительного сырья. 2021. №1. С. 121-128. DOI: 10.14258/jcpim.2021018253

УДК 615.322

ИЗУЧЕНИЕ АМИНОКИСЛОТНОГО СОСТАВА PEGANUM HARMALA, ПРОИЗРАСТАЮЩЕГО В АЗЕРБАЙДЖАНЕ

© Т. Насибова*, Э. Гараев

Азербайджанский медицинский университет, ул. Анвар Гасымзаде, 14, Баку, AZ1022 (Азербайджан), e-mail: [email protected]

Цель исследования - качественное и количественное изучение аминокислотного состава гармалы обыкновенной (Peganum harmala, Nitrariaceae), произрастающей в природных условиях Азербайджанской Республики. После предварительного подтверждения присутствия аминокислот корни, стебли и семена подверглись глубокому исследованию методом ионообменной хроматографии c использованием постколоночной дериватизации на аминокислотном анализаторе L-8800 (Hitachi, Ltd.). Аминокислотный анализ корней P. harmala был проведен нами впервые. По результатам анализа в исследуемых частях гармалы обыкновенной было идентифицировано 18 аминокислот, 8 из которых являются заменимыми, 9 -незаменимыми и 3 - частично заменимыми. Общая сумма аминокислот составляла для корней 7.162%, семян - 6.096% и стеблей - 14.676%. Из отдельных аминокислот в подземных органах P. harmala преобладает пролин (2.149%), а в стеблях и семенах - аспарагиновая кислота (соответственно 2.698 и 2.394%). Выявлено минимальное содержания аминокислот орнитин в корнях и стеблях (0.007 и 0.020% соответственно), цистеин в семенах (0.024%) и отсутствие гидроксипролина в стеблях. В то же время при сравнении исследованных органов установлено повышенное содержание исследованных аминокислот в стеблях гармалии, за исключением пролина, гидроксипролина, гидроксилизина и орнитина.

Ключевые слова: Peganum harmala, заменимые и незаменимые аминокислоты, аспарагин, валин, аргинин, лейсин.

Введение

P. harmala - многолетнее травянистое растение [1], встречающееся в основном в Северной Африке [2], Европе [3] и Азии [4]. P. harmala ранее принадлежал к семейству Zygophyllaceae, но результаты молекулярно-полигенетических исследований привели к систематическому вытеснению этого растения [5]. Растение P. harmala в основном содержит алкалоиды, такие как гармин [6, 7], гармалин [8, 9], вазицин [10], вазицинон [11], гармол, гармалол [12] и другие. Кроме того, растение также богато макро- и микроэлементами [13] и аминокислотами [14].

Аминокислоты являются одной из важнейших единиц в организме человека, животных и растений [15]. Белки, образованные из аминокислот, являются одним из наиболее важных компонентов всех живых клеток [16]. Аминокислоты играют роль как снижающие стресс элементы, азот и предшественники гормонов в растениях [17]. В то же время они регулируют ионную проницаемость и стоматальное раскрытие, влияют на синтез и активность ферментов, помогают предотвратить вредное воздействие осмотического стресса на растения [18].

Препараты на основе аминокислот как эффективные лекарственные средства назначают для лечения многих патологических процессов, а также в оздоровительно-профилактических целях. При нехватке аминокислот замедляются многие жизненно важные процессы в организме. Изучение аминокислотного состава растений имеет научно-исследовательскую и практическую значимость.

__Цель настоящей работы - качественное и ко-

Насибова Тохфа - докторант,

личественное изучение аминокислотного состава e-mail: [email protected] J

Гараев Эльдар - доктор фармацевтических наук, гармалы обыкновенной, ^от^стающ^ в при-

профессор, заведующий кафедрой общей родных условиях Азербайджанской Республики.

и токсикологической химии, e-mail: [email protected]

* Автор, с которым следует вести переписку.

122

Т. Насибова, Э. Гараев

Экспериментальная часть

Исследования проводились на корнях, стеблях и семенах P. harmala. Сбор материала проводился в сентябре 2019 г. в поселке Зых, на окраинах Баку Азербайджанской Республики. Высушенное в тени небольшое количество семян, корней и стеблей растения замораживали жидким азотом и измельчали в ступке. Для качественного и количественного определения аминокислот в органах растения сырье гидролизовали с использованием подходящей гидролизной смеси. Принимая во внимание, что разные результаты анализа получаются, когда для анализа одного и того же сырья используются разные смеси гидролиза, определили оптимальную смесь гидролиза для наиболее реальных качественных и количественных результатов. Для этой цели три разные смеси для гидролиза по 200 мкл каждая добавляли к трем пробам семян P. harmala, каждая из которых содержала 10-15 мг, и процесс гидролиза проводили при соответствующих условиях для каждой смеси (соответственно, Гидролиз №1, Гидролиз №2, Гидролиз №3). В конце гидролиза все 3 массы переносили отдельно в пластиковые пробирки объемом 1.5 мл, сушили во вращающемся испарителе и полученную сухую массу растворяли в 1000 мкл 0.02 н HCl. Образец 200 мкл отбирали для анализа, доводили до 1 мл с 0.02 н HCl во флаконе и переносили в устройство. Стандартную смесь аминокислот анализировали аналогично и сравнивались с образцами. Результаты анализа стандартной смеси аминокислот сравнивались с результатами трех различных вариантов гидролиза семян P. harmala. Оптимальную смесь также использовали для аминокислотного анализа корней и стеблей P. harmala.

Состав первой гидролизной смеси, используемой для определения оптимальной гидролизной смеси, составлял 0.01 мл ß-меркаптоэтанола (M6250-100ML, Sigma-Aldrich), 6.67 мл конц. соляной кислоты (320331-500ML, Sigma-Aldrich), 3.33 мл конц. трифторуксусной кислоты (91707-250ML, Sigma-Aldrich), гидролиз проводили при 155 °С в течение 1 ч (Гидролиз №1).

Для приготовления второй смеси 4 мл воды добавляли к 6 мл конц. соляной кислоты (320331-500ML, Sigma-Aldrich). Гидролиз проводили при 105 °С в течение 18 ч (Гидролиз №2).

Для получения третьей гидролизной смеси добавляли 3 мл конц. соляной кислоты (320331-500ML, Sigma-Aldrich) и смешивали с 7 мл воды. Гидролиз проводили при 100 °С в течение 18 ч (Гидролиз №3).

Для приготовления стандартной смеси аминокислот использовали концентрированные стандартные растворы 18 аминокислот (AAS18-5ML analytical standard, Sigma-Aldrich). 32 мкл раствора аминокислоты с концентрацией 2.5 мМ (исключая цистин с концентрацией 1.25 мМ) переносили в пластиковую пробирку, в которую добавляли 0.02 М 968 мкл раствора соляной кислоты. Было получено 50 мкл раствора аминокислоты по 4 нмоль каждый (исключая 2 нмоль цистина). Срок годности раствора составляет 30 дней (при температуре 20 °С).

Анализы проводили постколоночной дериватизацией с использованием ионообменной хроматографии. Для анализа использовали модель аминокислотного анализатора L-8800 (Hitachi, Ltd.), ионообменную колонку Hitachi (2622SC (PH), Hitachi, Ltd., P/N 855-4508, метал, 4.6 х 60 мм). Температура колонки составляла 57 °С, скорость потока элюента составляла 0.4 мл/мин, а объем впрыскиваемого образца составлял 50 мкл.

Режим элюента - Элюент A (Merck Hitachi, AAA PH-1 Buffer-AN0-8706), Элюент B (Merck Hitachi, AAA PH-2 Buffer-AN0-8707), Элюент C (Merck Hitachi, AAA PH-3 Buffer-AN0-8708), Элюент D (Merck Hitachi, AAA PH-4 Buffer-AN0-8709), Элюент E (0.2 М раствор NaOH) был реализован со ступенчатым градиентом растворов (табл. 1). Для приготовления Элюента E (0.2 М раствор NaOH) в колбу на 1000 мл выливали 500 мл воды, добавляли 200 мл 1 М раствора гидроксида натрия, объем раствора смешивали с водой до метки и фильтровали через мембранный фильтр с размером пор 0.45 мкм. Срок годности раствора составляет 30 дней.

Во время постколоночной дериватизации скорость потока составляла 0,35 мл/мин, температура 136 °С, а длина волны 570 нм и 440 нм для пролина. Использовали нингидриновый буфер R2 и раствор нингидрина R1 (1 : 1) (Ninhydrin Reagent Wako Amino Acid Automated Analyzer Kit for Hitachi, Wako Pure Chemical Industries, P/N 298-69601). Определение и расчет соответствующих аминокислотных пиков в тестируемом растворе, содержащем 1 нмоль от каждого образца, проводили автоматически на основании анализа стандартных образцов. Формула расчета выглядит следующим образом:

х 2.5 X МЖ1 — , т5х10х V

где N - количество соответствующей аминокислоты в исследуемом растворе, нмоль/образец; -молекулярная масса соответствующей аминокислоты; тх - масса образца, используемого для гидролиза (мг); V - объем вводимого образца исследуемого раствора (40 мкл); 2.5 - коэффициент разбавления гидролизата.

Таблица 1. Режим элюирования, выполняемый в ионообменной хроматографии при анализе образцов Р. Нагта1а и стандартных растворов аминокислот

Время, мин Элюент А, % Элюент Б, % Элюент С, % Элюент Д, % Элюент Е, %

0 100 0 0 0 0

3 100 0 0 0 0

3.1 0 100 0 0 0

4.5 0 100 0 0 0

4.6 0 0 100 0 0

14.3 0 0 100 0 0

14.4 0 0 0 100 0

27 0 0 0 100 0

27.1 0 0 0 0 100

31 0 0 0 0 100

31.1 0 100 0 0 0

32 0 100 0 0 0

32.1 100 0 0 0 0

42 100 0 0 0 0

Обсуждение результатов

Согласно анализу, результаты методов Гидролиз №1 и Гидролиз №2 были сходными. Результаты этих анализов оказались на 30% выше, чем метод Гидролиза №3. Однако при определении содержания метионина на 70% Гидролиз №1 был выше, чем Гидролиз №2. В результате Гидролиза №2 цистеин дал лучшие результаты, которые не были правильно определены другими методами гидролиза (для этой цели использовался специальный метод окислительного гидролиза и определения цистеина в виде цистеиновой кислоты).

Учитывая все это, Гидролиз №1 был принят в качестве оптимального метода гидролиза с целью получения наиболее близких к реалистичным качественным и количественным результатам аминокислот в органах растения P. harmala. Результаты анализа стандартной смеси аминокислот и семян P. harmala с Гидролизом №1, Гидролизом №2, Гидролизом №3 для определения оптимального метода гидролиза приведены на рисунке 1 и в таблице 2.

Исследования аминокислотного состава корней и стеблей P. harmala проводили по варианту гидролиза №1 , как наиболее оптимального метода.

На рисунках 2 и 3 и в таблице 3 приведены спектры и результаты аминокислотного анализа, проведенного методом Гидролиз №1 для стандартной аминокислотной смеси, корней и стеблей растения P. harmala.

Количественные соотношение аминокислот в разных органах P. harmala приведены ниже:

а) Количественные соотношение аминокислот в корнях растения P. harmala:

- Заменимые: Asp > Glu > Ser > Ala > Gly > Hyl > Tyr > Orn

- Незаменимые: Val > Arg >Thr > Leu > Lys > Ile > Phe > His > Met

- Частично заменимые: Pro > Hyp > Cys

- Все: Pro > Asp > Glu > Ser > Ala > Gly > Val > Arg > Thr > Leu > Lys > Ile > Hyp > Phe > His > Hyl > Tyr > Met > Cys > Orn

б) Количественные соотношение аминокислот в семенах растения P. harmala:

- Заменимые: Asp > Glu > Gly > Ala > Ser > Tyr > Orn > Hyl

- Незаменимые: Arg > Val > Lys > Thr > Leu > Ile > His > Phe > Met

- Частично заменимые: Pro > Hyp > Cys

- Все: Asp > Glu > Gly > Ala > Ser > Arg > Val > Lys > Thr > Leu > Ile > His > Pro > Phe > Hyp > Tyr > Orn > Met > Cys > Hyl

124

Т. Насибова, Э. Гараев

в) Количественные соотношение аминокислот в стеблях растения P. harmala:

- Заменимые: Asp > Glu > Gly > Ala > Ser > Tyr > Hyl > Orn

- Незаменимые: Leu > Val > Thr > Lys > Ile > Phe > Arg > His > Met

- Частично заменимые: Pro > Cys

- Все: Asp > Glu > Gly > Ala > Leu > Val > Ser > Thr > Pro > Lys > Ile > Phe > Arg > Tyr > His > Met > Cys > Hyl > Orn

1 2a

600 mV Ï 600 mV ' 2 34 5 67 gi ÎÂÂ'.ï Д д ^A '.'t í Á í ^ 26 I^LÍ F 33 £ bu-л^

' 2 34 567 Я fiT"3"6^ ch2 2 ' 4 6 Miu fi Á ^À«iF.0 2.1 Л Á ¿ iL 2,6 щ] 8 '0 '2 '4 '6 "í^ 20 26 2» 30 32 34 36 Л 33 lÀ^ 38 40 42 44 mir ch2 2 4 6 8 '0 '2 '4 '6 '8 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 mir

2Ь 2c

Рис. 1. 1 - Анализ стандартной аминокислотной смеси; 2 - Аминокислотный анализ семян P. harmala: 2а - Гидролиз №1; 2Ь - Гидролиз №2; 2c - Гидролиз №3

Рис. 2. Анализ стандартной аминокислотной смеси (Гидролиз №1)

Таблица 2. Результаты аминокислотного анализа семян P. harmala, обработанных тремя различными

методами гидролиза

Аминокислоты Количество вещества в пике (нмоль/инж) MW Количество вещества в семенах P. harmala, %

Гидролиз №1 Гидролиз №2 Гидролиз №3 Гидролиз №1 Гидролиз №2 Гидролиз №3

m, mg 12.02 14.5 11.38

Аспарагиновая кислота (Asp) 21.64 26.45 14.42 133 2.394 2.426 1.685

Треонин (Thr) 2.011 2.561 1.252 119 0.199 0.210 0.131

Серин (Ser) 2.538 3.272 1.646 105 0.222 0.237 0.152

Глутаминовая кислота (Glu) 7.177 8.706 4.406 147 0.878 0.883 0.569

Пролин (Pro) 1.143 1.692 0.7804 115 0.109 0.134 0.079

Глицин (Gly) 4.402 5.427 2.791 75 0.275 0.281 0.184

Аланин (Ala) 2.749 3.401 1.734 89 0.204 0.209 0.136

Цистеин (Cys) 0.242 0.434 0.3064 121 0.024 0.036 0.033

Валин (Val) 2.453 2.844 1.188 117 0.239 0.229 0.122

Mетионин (Met) 0.2557 0.08557 0.1316 149 0.032 0.009 0.017

Изолейцин (Ile) 1.271 1.487 0.5759 131 0.139 0.134 0.066

Лейцин (Leu) 1.856 2.299 1.066 131 0.202 0.208 0.123

Тирозин (Tyr) 0.7061 1.076 0.536 181 0.106 0.134 0.085

Фенилаланин (Phe) 1.039 1.226 0.5372 165 0.143 0.140 0.078

Лизин (Lys) 2.207 2.875 1.131 146 0.268 0.289 0.145

Гистидин (His) 1.222 1.439 0.6855 155 0.158 0.154 0.093

Аргинин (Arg) 2.455 2.921 1.33 174 0.355 0.351 0.203

Сумма 5.946 6.064 3.902

m - масса образца, использованная для гидролиза.

а б

Рис. 3. Аминокислотный анализ P. harmala (Гидролиз №1): а - корни; б - стебли

Таблица 3. Результаты аминокислотного анализа органов растения P. harmala (Гидролиз №1)

Peganum harmala

Аминокислоты MW Количество вещества в пике (нмоль/инж) Количество вещества в образце, %

&эрни Cемена Стебли &эрни Cемена Стебли

m, mg 11.11 12.02 12.11

1 2 3 4 5 6 7

Заменимые аминокислоты

Mоноаминомонокарбоновые кислоты

Аланин (Ala) 89 3.241 2.749 11.41 0.260 0.204 0.839

Глицин (Gly) 75 3.195 4.402 13.4 0.216 0.275 0.830

Оксимоноаминокарбоновые кислоты

Серин (Ser) 105 3.662 2.538 8.94 0.346 0.222 0.775

Mоноаминодикарбоновые кислоты

Аспарагиновая кислота (Asp) 133 7.643 21.64 24.57 0.915 2.394 2.698

Глутаминовая кислота (Glu) 147 6.306 7.177 16.97 0.834 0.878 2.060

126

Т. Насибова, Э. Гараев

Окончание таблицы 3

1 2 3 4 5 6 7

Ароматические аминокислоты

Тирозин (Tyr) 181 0.4172 0.7061 2.66 0.068 0.106 0.398

Производные аминокислот

Гидроксилизин (Hyl) Орнитин (Om) 162 132 0.6336 0.06295 0.003049 0.3813 0.3931 0.1789 0.092 0.007 0.000 0.042 0.053 0.020

Сумма заменимых аминокислот 2.738 4.121 7.673

Незаменимые аминокислоты

Моноаминомонокарбоновые кислоты

Валин (Val) 117 2.955 2.453 9.477 0.311 0.239 0.916

Изолейцин (Ile) 131 1.769 1.271 6.368 0.209 0.139 0.689

Лейцин (Leu) 131 2.219 1.856 10.31 0.262 0.202 1.115

Оксимоноаминокарбоновые кислоты

Треонин (Thr) 119 2.689 2.011 8.046 0.288 0.199 0.791

Серосодержащие кислоты

Метионин (Met) 149 0.3402 0.2557 0.7356 0.046 0.032 0.091

Диаминомонокарбоновые кислоты

Лизин (Lys) 146 2.096 2.207 6.4 0.275 0.268 0.772

Аргинин (Arg) 174 2.85 2.455 5.221 0.446 0.355 0.750

Ароматические аминокислоты

Фенилаланин (Phe) 165 1.04 1.039 5.923 0.154 0.143 0.807

Гетероциклические кислоты

Гистидин (His) 155 0.9253 1.222 2.235 0.129 0.158 0.286

Сумма незаменимых аминокислот 2.127 1.735 6.217

Частично заменимые аминокислоты

Серосодержащие кислоты

Цистеин (Cys) 121 0.1387 0.242 0.7026 0.015 0.024 0.070

Гетероциклические кислоты (иминокислота)

Пролин (Pro) 115 20.76 1.143 7.565 2.149 0.109 0.718

Производные аминокислот

Гидроксипролин (Hyp) 131 1.175 0.9868 0 0.139 0.108 0.000

Сумма частично заменимых аминокислот 2.303 0.241 0.788

Сумма всех аминокислот 7.162 6.096 14.676

Классификация по [19, 20].

Выводы

В результате анализа было обнаружено 18 аминокислот в органах P. harmala. Их общее содержание составляет для корней 7.162%, стеблей - 14.676% и семян - 6.096%. Из них 8 являются заменимыми, 9 -незаменимыми и 3 являются частично заменимыми аминокислотами. Следует отметить, что аминокислотный анализ корней P. harmala был проведен нами впервые. Количество пролина в корнях P.harmala, аспарагиновой кислоты в стеблях и семенах значительно выше, чем содержание других исследованных аминокислотах. В то же время за исключением пролина, гидроксипролина, гидроксилизина и орнитина, содержание других аминокислот в стеблях выше, чем в других органах. Минимальное содержание обнаруженных аминокислот являются орнитин в корнях и стеблях и цистеин в семенах.

Список литературы

1. Xi Z., Pengyuan Z., Fei G., Yijun Z. Complete chloroplast genome sequence of Peganum harmala, an important medicinal plant // Mitochondrial DNA Part B Resources. 2020. Vol. 5. N1. Pp. 652-653. DOI: 10.1080/23802359.2019.1711230.

2. Apostolico I., Aliberti L., Caputo L., De Feo V., Fratianni F., Nazzaro F., Souza L.F., Khadhr M. Chemical composition, antibacterial and phytotoxic activities of Peganum harmala seed essential oils from five different localities in Northern Africa // Molecules. 2016. Vol. 21. N9. P. 1235. DOI: 10.3390/molecules21091235.

3. Shatarat A.T., Abuhamdah S., Alefishat E., Al-Essa M.K., Rima R.A., Mohammed F., Badran D., Jafar H. Effects of beta-carboline alkaloids of Peganum harmala on induced rat ileum contractions // Pharmacognosy Journal. 2020. Vol. 12. N2. Pp. 260-265. DOI: 10.5530/pj.2020.12.40.

Изучение аминокислотного состава Peganum Harmala

127

4. Hajji A., Vitales D., Elgazzeh M., Gamatje T., Valles J. First genome size assessment in the genus Peganum and in the family Nitrariaceae: Iberian and North African data on Peganum harmala, including an intensive sampling in Tunisia // Turkish Journal of Botany. 2017. Vol. 41. Pp. 324-328. DOI: 10.3906/bot-1609-24.

5. Sheahan M.C., Chase M.W. A phylogenetic analysis of Zygophyllaceae R. Br. based on morphological anatomical and rbcL DNA sequence data // Bot. J. Linn. Soc. 1966. Vol. 122. N4. Pp. 279-300. DOI: 10.1111/j.1095-8339.1996.tb02077.x.

6. Mutasher H.H., Attiya H.J. Induced callus from seedlings of Peganum harmala L. and studying harmine compound concentration in vitro and in vivo by GC analysis // Iraqi Journal of Science. 2019. Vol. 60. N7. Pp. 1442-1451.

7. Ayoob I., Hazari Y.M., Lone S.H., Shakeel-u-Rehman, Khuroo M.A., Fazili K.M., Bhat K.A. Phytochemical and cytotoxic evaluation of Peganum harmala: Structure activity relationship studies of harmine // Chemistry Select. 2017. Vol. 2. P. 2965. DOI: 10.1002/slct.201700232.

8. Khan F.A., Maalik A., Iqbal Z., Malik I. Recent pharmacological developments in P-carboline alkaloid "harmahne" // European Journal of Pharmacology. 2013. Vol. 721. N1-3. Pp. 391-394. DOI: 10.1016/j.ejphar.2013.05.003.

9. Lewerenz L., Hijazin T., Abouzeid S., Hansch R., Selmar D. Pilot study on the uptake and modification of harmaline in acceptor plants: An innovative approach to visualize the interspecific transfer of natural products // Phytochemistry. 2020. Vol. 174. 112362. DOI: 10.1016/j.phytochem.2020.112362.

10. Herraiz T., Guillen H., Aran V. J., Salgado A. Identification, occurrence and activity of quinazoline alkaloids in Peganum harmala // Food and Chemical Toxicology. 2017. Vol. 103. Pp. 261-269. DOI: 10.1016/j.fct.2017.03.010.

11. Li S.G., Wang K.B., Gong C., Bao Y., Qin N.B., Li D.H., Hua H.M. Cytotoxic quinazoline alkaloids from the seeds of Peganum harmala // Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 2018. Vol. 28. N2. Pp. 103-106. DOI: 10.1016/j.bmcl.2017.12.003.

12. Shaheen H.A., Issa M.Y. In vitro and in vivo activity of Peganum harmala L. alkaloids against phytopathogenic bacteria // Scientia Horticultural 2020. Vol. 264. 108940.

13. Niaz A., Ullah N., Rehman A, Ahmad I., Ikhlaq M., Rehman U.H. Pollution based study of heavy metals in some selected plants by dry digestion metod // International Journal of Pharma Sciences and Research (IJPSR). 2013. Vol. 4. N2. Pp. 17-24.

14. Soliman M.S., El-Ansary A. Induced changes in the amino acid profile of Biomphalaria alexandrina Molluscan host to Schistosoma mansoni using sublethal concentrations of selected plant molluscidides // Journal of Applied Sciences. 2007. Vol. 19. Pp. 2881-2885.

15. Zhang Z., Mao C., Shi Z., Kou X. The amino acid metabolic and carbohydrate metabolic pathway play important roles during salt-stress response in tomato // Front. Plant Sci. 2017. Vol. 8. P. 1231. DOI: 10.3389/fpls.2017.01231.

16. Biancarosa I., Espe M., Bruckner C.G., Heesch S., Liland N., Waagbo R., Lock E.J. Amino acid composition, protein content, and nitrogen-to-protein conversion factors of 21 seaweed species from Norwegian waters // Journal of Applied Phycology. 2017. Vol. 29. Pp. 1001-1009. DOI: 10.1007/s10811-016-0984-3.

17. Maeda H., Dudareva N. The shikimate pathway and aromatic amino acids biosynthesis in plants // Annu. Rev. Plant Biol. 2012. Vol. 63. Pp. 73-105. DOI: 10.1146/annurev-arplant-042811-105439.

18. Rai V.K. Role of amino acids in plant responses to stresses // Biologia Plantarum. 2002. Vol. 45. N4. Pp. 481-487. DOI: 10.1023/A:1022308229759.

19. Березов Т.Т., Коровкин Б.Ф. Биологическая химия. М.: Медицина, 1998. 704 с.

20. Li P., Mai K., Trushenski J., Wu G. New developments in fish amino acid nutrition: towards functional and environmentally oriented aquafeeds // Amino Acids. 2009. Vol. 37. N1. Pp. 43-53. DOI: 10.1007/s00726-008-0171-1

Поступила в редакцию 18 июля 2020 г.

После переработки 14 декабря 2020 г.

Принята к публикации 18 января 2021 г.

Для цитирования: Насибова Т., Гараев Э. Изучение аминокислотного состава Peganum harmala, произрастающего в Азербайджане // Химия растительного сырья. 2021. №1. С. 121-128. DOI: 10.14258/jcprm.2021018253.

128

T. Hacheoba, Э. rapaeb

Nasibova T.*, Garaev E. STUDY OF THE PEGANUMHARMALA AMINO ACID COMPOSITION GROWING IN AZERBAIJAN

Azerbaijan Medical University, Anvar Gasimzade st., 14, Baku, AZ1022 (Azerbaijan), e-mail: [email protected]

The aim of the research is a qualitative and quantitative study of the amino acid composition of Syrian rue (Peganum harmala, Nitrariaceae), growing in the natural conditions of the Azerbaijan Republic. After preliminary confirmation of the presence of amino acids, the plant parts were subjected to in-depth study by ion-exchange chromatography using post-column derivatization on a L-8800 amino acid analyzer (Hitachi, Ltd.). Amino acid analysis of the roots of P. harmala, conducted in the course of this study, was carried out by us for the first time. According to the results of the analysis, 18 amino acids were identified in the studied parts of P.harmala, 8 of which nonessential, 9 are essential and 3 are conditionally essential. The total amount of amino acids for the roots was 7.162%, seeds - 6.096%, and stems - 14.676%. From the individual amino acids in the underground organs of P. harmala, proline predominates (2.149%), and aspartic acid predominates in the stems and seeds (2.698% and 2.394%, respectively). The least detected amino acids are ornithine in the roots and stems (0.007% and 0.020%, respectively) and cysteine in the seeds (0.024%). Hydroxyproline was not found in the stems. At the same time, with the exception of proline, hydroxypro-line, hydroxylysine and ornithine in the stems, the remaining amino acids were found to be higher than in other organs.

Keywords: Peganum harmala, Azerbaijan Republic, essential, nonessential and conditionally essential amino acids, as-paragine, valine, arginine, leucine.

References

1. Xi Z., Pengyuan Z., Fei G., Yijun Z. Mitochondrial DNA Part B Resources, 2020, vol. 5, no. 1, pp. 652-653. DOI: 10.1080/23802359.2019.1711230.

2. Apostolico I., Aliberti L., Caputo L., De Feo V., Fratianni F., Nazzaro F., Souza L.F., Khadhr M. Molecules, 2016, vol. 21, no. 9, p. 1235. DOI: 10.3390/molecules21091235.

3. Shatarat A.T., Abuhamdah S., Alefishat E., Al-Essa M.K., Rima R.A., Mohammed F., Badran D., Jafar H. Pharmacognosy Journal, 2020, vol. 12, no. 2, pp. 260-265. DOI: 10.5530/pj.2020.12.40.

4. Hajji A., Vitales D., Elgazzeh M., Garnatje T., Valles J. Turkish Journal of Botany, 2017, vol. 41, pp. 324-328. DOI: 10.3 906/bot-1609-24.

5. Sheahan M.C., Chase M.W. Bot. J. Linn. Soc., 1966, vol. 122, no. 4, pp. 279-300. DOI: 10.1111/j.1095-8339.1996.tb02077.x.

6. Mutasher H.H., Attiya H.J. Iraqi Journal of Science, 2019, vol. 60, no. 7, pp. 1442-1451.

7. Ayoob I., Hazari Y.M., Lone S.H., Shakeel-u-Rehman, Khuroo M.A., Fazili K.M., Bhat K.A. Chemistry Select, 2017, vol. 2, p. 2965. DOI: 10.1002/slct.201700232.

8. Khan F.A., Maalik A., Iqbal Z., Malik I. European Journal of Pharmacology, 2013, vol. 721, no. 1-3, pp. 391-394. DOI: 10.1016/j.ejphar.2013.05.003.

9. Lewerenz L., Hijazin T., Abouzeid S., Hansch R., Selmar D. Phytochemistry, 2020, vol. 174, 112362. DOI: 10.1016/j.phytochem.2020.112362.

10. Herraiz T., Guillen H., Aran V.J., Salgado A. Food and Chemical Toxicology, 2017, vol. 103, pp. 261-269. DOI: 10.1016/j.fct.2017.03.010.

11. Li S.G., Wang K.B., Gong C., Bao Y., Qin N.B., Li D.H., Hua H.M. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters, 2018, vol. 28, no. 2, pp. 103-106. DOI: 10.1016/j.bmcl.2017.12.003.

12. Shaheen H.A., Issa M.Y. ScientiaHorticulturae, 2020, vol. 264, 108940.

13. Niaz A., Ullah N., Rehman A, Ahmad I., Ikhlaq M., Rehman U.H. International Journal of Pharma Sciences and Research (IJPSR), 2013, vol. 4, no. 2, pp. 17-24.

14. Soliman M.S., El-Ansary A. Journal of Applied Sciences, 2007, vol. 19, pp. 2881-2885.

15. Zhang Z., Mao C., Shi Z., Kou X. Front. PlantSci., 2017, vol. 8, p. 1231. DOI: 10.3389/fpls.2017.01231.

16. Biancarosa I., Espe M., Bruckner C.G., Heesch S., Liland N., Waagbo R., Lock E.J. Journal of Applied Phycology, 2017, vol. 29, pp. 1001-1009. DOI: 10.1007/s10811-016-0984-3.

17. Maeda H., Dudareva N. Annu. Rev. Plant Biol, 2012, vol. 63, pp. 73-105. DOI: 10.1146/annurev-arplant-042811-105439.

18. Rai V.K. Biologia Plantarum, 2002, vol. 45, no. 4, pp. 481-487. DOI: 10.1023/A:1022308229759.

19. Berezov T.T., Korovkin B.F. Biologicheskaya khimiya. [Biological chemistry]. Moscow, 1998, 704 p. (in Russ.).

20. Li P., Mai K., Trushenski J., Wu G. Amino Acids, 2009, vol. 37, no. 1, pp. 43-53. DOI: 10.1007/s00726-008-0171-1.

Received July 18, 2020 Revised December 14, 2020 Accepted January 18, 2021

For citing: Nasibova T., Garaev E. Khimiya Rastitel'nogo Syr'ya, 2021, no. 1, pp. 121-128. (in Russ.). DOI: 10.14258/jcprm.2021018253.

* Corresponding author.