CC BY
35
УДК 577.322.7+577.323.7+535.56+543.422.8 Вестник СПбГУ. Сер. 4, 2007, вып. 2
А. М. Поляничко, X. Визер'\ Е. В. Чихиржина **
ИССЛЕДОВАНИЕ СТРУКТУРЫ НАДМОЛЕКУЛЯРНЫХ КОМПЛЕКСОВ БИОЛОГИЧЕСКИХ МАКРОМОЛЕКУЛ МЕТОДАМИ ИК/ВКД***>
Введение. Интерес к изучению структурной организации надмолекулярных комплексов биологических макромолекул связан главным образом с открытием функциональной значимости больших межмолекулярных комплексов в живой клетке. Так, функционирование ДНК в клеточном ядре зависит от правильной сборки и последующей работы многих регуляторных комплексов. В состав некоторых из них могут входить до 10 и более различных белковых молекул, взаимодействующих с ДНК. Среди множества ядерных белков можно выделить белки, ответственные за структурную организацию хроматина на наднуклеосомном уровне. К ним относятся прежде всего линкерный гис-тон Н1 и негистоновые белки семейства НМСВ.
Исследование крупных надмолекулярных комплексов ДНК и белков классическими спектральными методами, такими как круговой дихроизм (КД) и ультрафиолетовая (УФ) абсорбционная спектроскопия, обусловлено рядом методических сложностей. Например, рассеяние света в УФ-диапазоне, вызванное большими размерами комплексов, может быть столь велико, что спектры УФ-КД становятся неинформативными со структурной точки зрения, приобретая характерную неконсервативную форму, известную как \|/-тип спектра КД [1, 2]. Для преодоления подобных сложностей было предложено применить метод КД в инфракрасной (ИК) области спектра (ВКД). Растворы, рассеивающие свет в УФ- и видимой областях, оказываются прозрачными для длинноволнового ИК-излучения.
Обладая всеми преимуществами УФ-КД, ВКД по своей природе является несравненно более информативным спектральным методом [3-5]. Колебания отдельных связей в молекулах приводят к возникновению характерных полос поглощения в спектрах ДНК и белков. В зависимости от взаимной ориентации связей некоторые переходы оказываются оптически активными, что вызывает появление типичного спектра ВКД. Как и в случае УФ-КД, спектры ВКД белков и ДНК чувствительны к изменениям вторичной структуры. Однако они содержат также информацию об ориентации отдельных химических групп в составе молекул и их взаимодействиях [1].
Для того чтобы проиллюстрировать возможности метода, были выбраны модельные системы на основе комплексов ДНК с негистоновым хромосомным белком НМСВ1 и гистоном Н1. Каждый из этих белков является наиболее распространенным в своем классе. Они оба играют важную роль в структурной организации хроматина на наднуклеосомном уровне [6-11]. К настоящему времени хорошо изучены комплексы ДНК с
'> Химический факультет Университета Калгари, г. Калгари, Канада.
'"> Институт цитологии РАН. Санкт-Петербург, Россия.
"'Э Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (фант № 05-04-49217), программы «Ведущие научные школы России» (грант № НШ-9396.2006.4), ФЦНТП по приоритетному направлению «Развитие инфраструктуры» (гос. контракт № 02.445.11.7338) с использованием оборудования ЦКП «Материаловедение и диагностика в передовых технологиях» Правительства Санкт-Петербурга (грант № РБ06-1.4-55) и Санкт-Петербургского научного центра (инициативный проект).
© А. М. Поляничко, X. Визер, Е. В. Чихиржина, 2006
каждым из белков в отдельности. Установлено, что связывание каждого из белков способно приводить к появлению \|/-спектров КД [12]. Действуя совместно, они стимулируют образование надмолекулярных ДНК-белковых комплексов на более ранних этапах взаимодействия [13].
Все белки семейства HMGB содержат структурный мотив, называемый HMG-Box (High Mobility Group Box), или HMGBl-домен, характерный для белков HMGB1 и HMGB2. Многочисленные представители семейства известны своими необычными ДНК-связывающими свойствами [7]. Как было установлено ранее, они способны узнавать разнообразные нарушения в структуре ДНК, в том числе различные перекрестные структуры [14-17]. Вместе с тем, связываясь с ДНК по малой бороздке, HMGB-белки способны сами изгибать двойную спираль, причем угол такого изгиба может достигать 140° [7, 18]. Хотя точная роль данных белков в функционировании хроматина до сих пор остается неясной, большинство авторов приписывают им прежде всего структурные функции [9, 19]. В некоторых случаях белки HMGB-семейства выполняют свои функции совместно с другими ядерными белками в составе крупных ДНК-белковых комплексов [10, 13, 18, 20-22]. В этом случае взаимодействия между разными белками могут заметно влиять на ДНК-связывающие свойства HMGB1 [23-25].
Гистон HI - один из самых изученных белков хроматина [26-29]. Он связывается с линкерным участком ДНК на входе/выходе из нуклеосомы. Это взаимодействие проходит по большой бороздке и приводит к загибу ДНК вокруг белка. Ранее уже предпринимались попытки по изучению механизмов совместного действия белков HMGB1 и HI на ДНК [10,13,20]. Однако до настоящего времени не получены прямые структурные данные о составе подобных тройных комплексов.
При выполнении данной работы мы преследовали две основные цели. С одной стороны, это попытка продемонстрировать применимость совместного использования ИК- и УФ-спектроскопии для изучения надмолекулярных комплексов, с другой - полученные данные о структуре комплексов Hl/HMGBl-ДИК позволяют лучше понять их свойства и, по нашему мнению, помогут определить их биологическую роль в клетке.
Методика эксперимента. Для приготовления ДНК-белковых комплексов были использованы гистон HI (молекулярная масса М = 21 000 Да) и негистоновый белок HMGB1 (М = 26 500 Да), выделенные из тимуса теленка по методике [12]. ДНК тимуса теленка фирмы «Сигма» (Sigma) была обработана ультразвуком, как описано ранее [30]. Все водные растворы были приготовлены с использованием дважды дистиллированной воды. Для приготовления образцов в ИК-экспериментах применялась тяжелая вода фирмы «Сигма» (99,9% D20). Содержание белка в пробе описано в терминах весового отношения белка к ДНК (г). Во всех исследованных комплексах соотношение HI : HMGB1 поддерживалось равным 3 : 1. Спектральные исследования проводились в соответствии с методикой из работы [30].
Результаты и их обсуждение. Спектры комплексов ДНК с белками HMGB1 и HI представлены на рис. 1, а. В зависимости от соотношения белок: ДНК в системе все спектры могут быть разделены на две группы. К первой относятся спектры комплексов при г < 0,1, для которых характерно отсутствие спектральных проявлений взаимодействия между компонентами комплекса, и сами спектры представляют собой сумму спектров отдельных компонентов. При более высоких значениях г спектральная картина существенно изменяется (рис. 1, б). В интервале 0,1 < г < 0,2 интенсивность положительной полосы в спектре ДНК с максимумом на 276 нм монотонно уменьшается с одновременным смещением максимума до X = 282 нм. В то же время отрицательная полоса с максимумом на 245 нм демонстрирует 10%-ное увеличение интенсивности и расщепляется на две полосы в интервале 215-240 нм. При этом длинноволновая полоса, как и
X, нм
Рис. 1. Спектры КД комплексов ДНК-ШУЮЕЯ-Ш в 15 мМ №С1 (концентрация белков Н1УГСВ1 + Н1 23 мкг/мл). , б - ДНК-белковые комплексы при разном соотношении белок/ДНК. Концентрация ДНК 300 мкг/мл; цифры у кривых - значения г.
прежде, относится к спектру ДНК, а вновь появившаяся коротковолновая составляющая представляет собой суперпозицию КД белков и ДНК и отражает взаимодействие между ними. Описанные изменения в спектрах указывают на перераспределение электронной плотности в парах оснований ДНК, происходящее в результате связывания с белками со стороны большой бороздки, о чем говорит поведение максимума на длине волны X = 280 нм. Последнее обстоятельство свидетельствует о достаточно сильном взаимодействии гистона Н1 с ДНК даже в присутствии HMGB1.
При большем содержании белка в пробе в спектрах КД (см. рис. 1, в) наблюдаются более существенные изменения. В окрестности г = 0,2 поведение системы оказывается очень чувствительным к количеству белка в комплексе. Даже небольшое увеличение содержания белка в растворе приводит к резкому переходу в спектрах КД от классического B-типа к \|/-типу. Высокий уровень светорассеяния в растворах таких комплексов при г > 0,25 в сочетании с заметным уровнем КД-сигнала вдали от полосы поглощения указывают на сильные межмолекулярные взаимодействия в системе. Сходные изменения в спектрах ДНК отмечаются при связывании каждого из белков в отдельности, однако, как было показано нами ранее [12], они могут происходить только при значительно более высоких концентрациях белков и в растворах большей ионной силы. Таким образом, присутствие обоих белков в комплексе ведет к усилению межмолекулярных взаимодействий и стимулирует сборку больших надмолекулярных комплексов.
Как уже отмечалось выше, в результате сильного рассеяния света метод УФ-КД становится малоинформативным при изучении структуры макромолекул, входящих в состав комплексов. Для изучения растворов, содержащих крупные рассеивающие комплексы, был применен метод КД в ИК-диапазоне. Спектры ИК-поглощения, КД ДНК и белков представлены на рис. 2. Отнесение полос в спектре свободной ДНК было проведено и описано ранее [30-39]. Спектры комплексов ДНК-HMGBl-Hl приведены на рис. 3 для различных значений г. В спектрах белков выделяются две основные полосы, соответствующие колебаниям связей в группах С=0 (Амид-I) и ND2 (Амид-II) [36], которые наблюдаются соответственно в окрестности 1645 и 1460 см"1 в спектрах поглощения (см. рис. 2, а) и 1676(+)/1635(-) и 1440(—) см"1 в спектрах ВКД (см. рис. 2, б). Для того чтобы исключить вклад отдельно белков и ДНК из спектров комплекса, были проанализированы разностные спектры, полученные путем вычитания спектров белков (рис. 4), а также белков и ДНК в соответствующих концентрациях (рис. 5). Несмотря на все предосторожности, спектры поглощения комплексов из-за сильного поглощения белков и H-0-D менее информативны в области 1500-1400 см-1.
После добавления белков широкая полоса в спектре поглощения ДНК с максимумом на 1680 см-1, соответствующая суперпозиции колебаний в связях С2=02 тимина (1688 см-1) и С=0 гуанина и цитозина (1678 см-1), расщепляется на два максимума на 1690 и 1678 см-1 (рис. 4, а). Это происходит благодаря сдвигу частоты колебаний в связи С2=02 тимина на 1693 см'1 и увеличению интенсивности соответствующей полосы при г> 0,3- В спектрах ВКД, напротив, интенсивность соответствующей полосы на 1697(—) и 1666(+) (см. рис. 3, б) несколько уменьшается после добавления белков, несмотря на заметный фоновый рост интенсивности в этой области спектра. Последний обусловлен колебаниями в боковых цепях остатков аспарагиновой и глютаминовой аминокислот [36] в составе белка HMGB1, которые наблюдаются на 1705 см-1 (см. рис. 5). Увеличение интенсивности поглощения в интервале 1660-1620 см-1, вероятно, связано с появлением сильного вклада в области Амид-I со стороны карбоксильных групп, принимающих участие в образовании пептидных связей. Наиболее сильная полоса поглощения в
Рис. 2. ИК (а) и ВКД (б) спектры белков НМСВ1/Н1 в концентрации 30 мг/мл (точечная линия) и ДНК в концентрации 60 мг/мл (сплошная линия).
Рассчитанная величина ошибки в спектрах ВКД представлена в виде спектра «шума» (пунктирная линия) (то же для рис. 3).
Волновые числа, см~1
ВКД, М -10"
Волновые числа, см~1 Рис. 3. ИК (а) и ВКД (б) спектры ДНК (С - 60 мг/мл) и комплексов ДНК-НМСВ1-Н1 при разных г,
А
Разностное поглощение, АА
Рис. 4. Разностные спектры ИК, полученные путем вычитания из спектров комплексов спектров белков (а) с последующим вычитанием спектров ДНК (б).
6: сплошная линия - г - 0,3, пунктирная - г - 0,6, штрихпунктирная - г - 0,9, точечная - г = 1,2.
Разностный ВКД, ДА Ю4 0,4
0,2 0,0 -0,2 -0,4 -0,6 -0,8 -1,0 -1,2
-1,4 2,5 2,0 1,5 1,0 0,5 0,0 -0,5 -1,0 -1,5 -2,0 -2,5
Волновые числа, см-1
в
Волновые числа, см~1
Рис. 5. Разностные спектры ВКД ДНК (сплошная линия) и комплексов после вычитания спектров белков (а, б) и после вычитания спектров ДНК и белков (в).
а\ сплошная линия - ДНК, точечная -г- 0,3, штрихпунктирная -г= 0,6, пунктирная - г = 0,9; б: сплошная линия - ДНК, точечная -г = 1,2; в: сплошная линия - г = 0,3, точечная - г - 0,6, штрихпунктирная - г = 0,9.
области 1150-750 см-1 соответствует симметричным колебаниям связей в группе 0*=Р=0 (см. рис. 3, а и 4, а). Наиболее значительные изменения в спектрах ВКД выявлены при г= 1,2. Спектр смещается в положительную область и существенно меняет форму (см. рис. 3, б). Несмотря на то, что в этом спектре возможно выделить несколько характерных полос, интерпретация должна проводиться с осторожностью, так как более всего данный спектр напоминает \|/-тип спектров УФ-КД, которые, как правило, нельзя интерпретировать с точки зрения структуры макромолекул.
Заключение. Анализ спектров УФ-КД (см. рис. 1, а и б) показал, что взаимодействие ДНК с белками представляет собой трехстадийный процесс в зависимости от содержания белков в пробе. На первой стадии, при г < 0,1, спектральные проявления взаимодействия не обнаружены (см. рис. 1, а). На втором этапе, при 0,1 < г < 0,2, отчетливо видны изменения в геометрии двойной спирали и ДНК-белковые взаимодействия в большой бороздке (см. рис. 1, б). На третьем этапе, при г > 0,2, наблюдается переход к \|/-типу спектров КД, отражающих интенсивное образование конденсированных ДНК-белковых комплексов (см. рис. 1, б). Обычно формирование надмолекулярных ДНК-белковых комплексов вызвано взаимодействием между отрицательно заряженными фосфатными группами ДНК и положительно заряженными группами в молекулах белка. Однако приведенные данные указывают также на взаимодействие белка с основаниями ДНК в большой бороздке. Поскольку белок HMGB1 связывается с ДНК по малой бороздке, можно сделать вывод, что гистон HI в составе комплекса взаимодействует не только с сахарофосфатным остовом, но и с основаниями ДНК.
Данные ИК-спектроскопии для комплексов 0,3 < г < 1,2 свидетельствуют о существенных различиях между спектрами ДНК и ее комплексов с белками в области как колебаний связей в основаниях, так и сахарофосфатного остова ДНК, указывая на взаимодействия белков и с основаниями, и с фосфатными группами ДНК. Изменения в спектрах оснований ДНК (см. рис. 3) говорят о заметных взаимодействиях ДНК и белков в области малой бороздки ДНК. Об этом можно судить по изменению положения и увеличению интенсивности полос, содержащих вклад от колебаний связи С2=02 тимина (1693 см"1) и С=0 цитозина (1643 см-1). Кроме того, наблюдаются взаимодействия в большой бороздке ДНК, на что указывают изменения полос на 1678 см-1 (С=0 гуанина), 1646 см"1 (С4=04 тимина) и пиков на 1590,1572 и 1560 см-1 (ON, C-ND2 гуанина). Однако последние существенно слабее аналогичных изменений в малой бороздке ДНК, что свидетельствует о доминирующей роли взаимодействий оснований ДНК с белком HMGB1 даже в том случае, когда в системе присутствует гистон HI.
Активное участие HMGB1 в формировании комплекса подтверждается наличием характерных изменений в колебаниях Asp и Glu аминокислотных остатков. Изменения в поглощении на 1058 см-1 и соответствующих полос на 1062(+)/1053(-) см-1 в спектрах ВКД указывают на взаимодействие боковых цепей Asp и Glu с электроноакцепторнЫми группами, что приводит к образованию водородных связей. Наиболее вероятно, что установление водородных связей указывает на взаимодействие отрицательно заряженного домена HMGB1, состоящего из Asp и Glu остатков, с положительно заряженной молекулой HI. Наблюдаемые параллельно изменения в области колебаний Амид-I и Амид-П свидетельствуют также об изменениях в структуре белков, происходящих в результате их связывания с ДНК при г < 0,6 [40-43]. В этом же интервале г происходят изменения в поглощении полосы на 1088 см-1, характерные для частичной нейтрализации зарядов фосфатных групп ДНК. Уменьшение эффективного заряда ДНК увеличивает ее гибкость и облегчает связывание молекул HMGB1. Таким образом, при малых
концентрациях белков в растворе идут два параллельных процесса: молекулы HMGB1 и HI независимо связываются с ДНК по малой и большой бороздкам соответственно, однако гистон HI также взаимодействует и с отрицательно заряженными группами С-концевого домена HMGB1 и фосфатными группами ДНК. При увеличении содержания белка в пробе последний тип взаимодействия становится основным для молекул HI, что приводит к образованию гистоновой «шубы» во крут комплекса ДНК-HMGBl. Наличие такого гистонового слоя отчетливо проявляется при более высоких значениях г. Согласно спектрам ИК/ВКД, структурные изменения в молекулах HMGB1 и ДНК заканчиваются к г= 0,9, указывая на то, что к этому моменту белками заняты все места посадки на ДНК и дальнейшее связывание белков непосредственно с молекулой ДНК невозможно. Однако даже при более высоких величинах г в спектрах продолжают изменяться полосы, соответствующие колебаниям Амид-I, Asp и Glu аминокислот в молекулах HMGB1. Так как взаимодействие с ДНК не наблюдается, можно заключить, что изменения обусловлены взаимодействием белок-белковой природы между соседними комплексами, что приводит к формированию в растворе крупных рассеивающих надмолекулярных структур (см. рис. 3 и 5, б).
Таким образом, можно сделать вывод, что совместное действие на ДНК гистона HI и негистонового белка H M GBl не может быть описано в виде простой суммы действий каждого из белков в отдельности. Опираясь на полученные данные, можно также заключить, что в присутствии обоих белков их связывание с ДНК не носит конкурентного характера. Напротив, экранировка отрицательно заряженных групп гистоном HI стимулирует связывание H M GBl с ДНК и ведет к образованию надмолекулярных комплексов.
Полученные нами данные позволяют заключить, что применение ИК/ВКД-спек-троскопии для изучения больших надмолекулярных комплексов расширяет применимость спектральных подходов для анализа структуры макромолекул. К ограничениям метода следует отнести необходимость использования растворов высоких концентраций, достигающих 10-20 мг/мл, а также длительное время эксперимента, которое может составлять несколько часов. Как традиционная ИК-спектроскопия, метод ВКД также весьма информативен для изучения взаимодействий макромолекул с малыми лигандами, такими как антибиотики и ионы металлов. Таким образом, он может стать хорошим дополнением к другим экспериментальным подходам, например традиционной УФ-спектроскопии и атомной силовой микроскопии.
Summary
Polyanichko A. M., Wieser H., Chikhirzhina E. V. The FTIR/VCD investigation of the structure of supramolecular complexes of biological macromolecules.
A combination of UV and IR absorption and circular dichroism (CD) spectroscopy is applied to investigate the structure and formation of lai-ge supramolecular DNA—protein complexes. This combination of techniques is used to overcome limitations of UV-CD (ECD) spectroscopy due to considerable light scattering in such solutions. Based on the analysis of FTIR and UVcircular dichroism spectra the interaction of DNA with non-histone chromatin protein HMGB1 and linker histone HI is studied.
Литература
1. Jordan C. F., Lerman L. S., Venable J. H. // Nat. New. Biol. 1972. Vol. 236. P. 67-70. 2. Tinoco I. Jr., Mickols W., Maestre M. F. et al. // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 1987. \bl. 16. P. 319-49. 3. Polavarapu P. L., Zhao С. // J. Anal. Chem. 2000. Vol. 366. P. 727-734. 4. Keiderling T. A. // Curr.
Opin. Chem. Biol. 2002. Vol. 6. P. 682-688. 5. Andrushchenko V., Tsankov D., Wieser H. //J. Molecular Structure. 2003. Vol. 661-662. P. 541-560. 6. Bewley C. A., Gronenbom A. M., Clore G. M. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1998. Vol. 27. P. 105-131. 7. Bustin M., Reeves R. // Prog. Nucleic Acids Res. Mol. Biol. 1996. Vol. 54. P. 35-100. 8. Thomas J. O., Trovers A. A. 11 Trends Biochem. Sci. 2001. Vol. 26. P. 167-174. 9. Thomas J. О. 11 Biochem. Soc. Trans. 2001. Vol. 29. P. 395-401. 10. Zlatanova J., van Holde К. // Bioessays. 1998. Vol. 20. P. 584-588. 11. Чихиржина E. В., Воробьев В. И. 11 Цитология. 2002. Т. 44. С. 721—736.12. Чихиржина Е. В., ПоляничкоА. М., Скворцов А. Н. и др. // Молекулярная биология. 2002. Т. 36, № 3. С. 525-531. 13. Kohlstaedt L. A., Sung Е. С., Fujishige A. et al. 11 J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262. P. 524-526.14. Webb M., Thomas J. O. //J. Mol. Biol. 1999. \bl. 294. P. 373-387. 15. Ohno Т., Umeda S., Hamasaki N. et al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. Vol. 271. P. 492-498.16. BianchiM. E., Beltrame M„ Paonessa G. 11 Science. 1989. Vol. 243. P. 1056-1059.17. Gariglio M., YingG. G., HertelL. et al. // Exp. Cell. Res. 1997. Vol. 236. P. 472-481.18. Bianchi M. E., Beltrame M. 11 Amer. J. Hum. Genet. 1998. Vol. 63. P. 1573-1577.19. SegallA. M., Goodman S. D., Nash H. A. 11EMBO J. 1994. Vol. 13. P. 4536-4548. 20. Kohlstaedt L. A., Cole R. D. 11 Biochemistry. 1994. Vol. 33. P. 570-575.21. BaxevanisA. D., Landsman D. // Nucl. Acids Res. 1995. Vol. 23. P. 1604-1613.22. Sutrias-Grau M., Bianchi M. E., Bemues J. 11 J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274. P. 1628-1634. 23. Lichota J., Grosser K. D. Ц Biol. Chem. 2003. Vol. 384. P. 1019-1027. 24. Thong S. В., Huang J., Zhao H. et al. 11 CeU. Res. 2003. Vol. 13. P. 351-359. 25. Polyanichko A. M., Chikhirzhina E. V., Skvortsov A. N. et al. // J. Biomol. Struct. Dyn. 2002. Vol. 19. P. 1053-1062. 26. Diez-Caballero Т., Aviles F. X., Albert A. // Nucl. Acids Res. 1981. Vol. 9. P. 1383-1393.27. ZlatanovaJ., Yaneva J. 11DNA Cell Biol. 1991. Vol. 10.P. 239-248. 28. Widom J. //Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1998. Vol. 27. P. 285-327. 29. Trovers A. J! Trends Biochem. Sci. 1999. Vol. 24. P. 4-7. 30. Polyanichko A. M., Andrushchenko V. V., Chikhirzhina E. V. et al. // Nucl. Acids Res. 2004. Vol. 32. P. 989-996. 31. Tsankov D., Eggimann Т., Wieser H. // Appl. Spectroscopy Rev. 1995. Vol. 49. P. 132-138. 32. Tsuboi M. // Basic principles in nucleic acid chemistry / Ed. by P. O. P. Ts'o. New York, 1974. Vol. I. P. 400-451. 33. Taillandier E., LiquierJ., Tabou-ry J. A. U Advances in infrared and Raman spectroscopy / Eds.: R. J. H. Clark, R. E. Hester. New York, 1985. Vol. 12. P. 65-114.34. Andrushchenko V., LeonenkoZ, Cramb D. et al. // Biopolymers. 2002. Vol. 61. P. 243-260.35. Andrushchenko V., van de Sande H., Wieser H. // Biopolymers. 2003. Vol. 69. P. 529-545. 36. BarthA. Ц Prog. Biophys. Mol. Biol. 2000. Vol. 74. P. 141-173. 37. Tsuboi M. //Appl. Spectroscopy Rev. 1969. Vol 3. P. 45-90. 38. Andrushchenko V. V., Wieser H., Bour P. 11 J. Phys. Chem. B. 2002. Vol. 106. P. 12623-12634. 39. Taillandier E. 11 Structure and methods / Eds.: R. H. Sarma, M. H. Sarma New York, 1990. Vol. 3. P. 73-78. 40. Полянинко A. M., Чихиржина E. В., Андрущенко В. В. и др. // Молекулярная биология. 2004. Т. 38. С. 701—712. 41. Поляничко А. М. Взаимодействие негисто-нового хромосомного белка HMGB1 с ДНК. Роль ДНК-связывающего и С-концевого доменов HMGB1 в формировании ДНК-белковых комплексов: Канд. дис. СПб., 2003. 42. Privalov P. L., Jelesarov I., Read С. М. et al. //J. Mol. Biol. 1999. Vol. 294. P. 997-1013. 43. Love J. J., LiX., Chung J. et al. // Biochemistry. 2004. Vol. 43. P. 8725-8734.
Статья принята к печати 23 ноября 2006 г.
