CC BY
97
Клиническая онкогематология. 2018;11(4):319-25
Clinical oncohematology. 2018;11(4):319-25
НОВЫЕ ТЕХНОЛОГИИ
Использование многоцветной проточной цитофлюориметрии в дифференциальном подсчете лейкоцитов: концепция HematoFlow
С.А. Луговская1, Ф.А. Дюков1, Е.В. Наумова1, И.Ю. Бугров1, А.И. Костин2
1 ФГБОУ ДПО «Российская медицинская академия непрерывного профессионального образования» Минздрава России,ул. Баррикадная, д. 2/1, Москва, Российская Федерация, 125993
2 ГБУЗ «НИИ скорой помощи им. Н.В. Склифосовского ДЗМ», Большая Сухаревская пл., д. 3, Москва, Российская Федерация, 129090
РЕФЕРАТ
Цель. Разработать референсные интервалы для субпопуляций лейкоцитов периферической крови с использованием проточного цитометра Cytomics FC500 (Beck-man Coulter) и реагента CytoDiff™.
Материалы и методы. Исследования проведены в группе условно здоровых доноров (л = 315) на проточном цитометре Cytomics FC500 с использованием реагента CytoDiff™, который представлен 5-цветным набором из 6 антител (CD36-FITC, CD2-PE, CD294-PE, CD19-ECD, CD16-Cy5, CD45-Cy7), позволяющим подсчитать 17 клеточных популяций.
Результаты. Получены референсные значения популяций лейкоцитов периферической крови с использованием многоцветной проточной цитометрии. В процессе работы у 1 первичного донора обнаружено лимфопроли-феративное заболевание, которое в дальнейшем было подтверждено иммунофенотипированием; установлен диагноз В-клеточного хронического лимфолейкоза. Заключение. Многоцветная проточная цитометрия с использованием CytoDiff™ — это новый шаг в оценке лейкоцитарной формулы, направленный во многом на то, чтобы в крупных лабораториях снизить число исследований мазков крови с использованием световой микроскопии, повысить объективность, точность и воспроизводимость результатов. Расширенная лейкоцитарная формула за счет субпопуляций лимфоцитов и моноцитов может представлять современный скрининг донорской крови, способный выявлять изменения в субпопуляционном составе лимфоцитов, что служит основанием для дальнейшего обследования донора.
Ключевые слова: многоцветная проточная цитометрия, референсные интервалы, лейкоцитарная формула.
Получено: 11 марта 2018 г. Принято в печать: 5 июля 2018 г.
NEW TECHNOLOGIES
The Use of Multicolor Flow Cytofluorometry in White Blood Cell Differential: HematoFlow Conception
SA Lugovskaya1, FA Dyukov1, EV Naumova1, IYu Bugrov1, AI Kostin2
1 Russian Medical Academy of Postgraduate Education,
2/1 Barrikadnaya str., Moscow, Russian Federation, 125993
2 NV Sklifosovskii Research Institute of Emergency Medicine,
3 Bol'shaya Sukharevskaya sq. Moscow, Russian Federation, 129090
ABSTRACT
Aim. To develop reference intervals for white blood cell subpopulations in peripheral blood using Cytomics FC500 flow cytometer and CytoDiff™ reagent (Beckman Coulter). Materials & Methods. The trial included the analysis of blood samples of healthy donors (n = 315) using Cytomics FC500 flow cytometer and CytoDiff™ reagent cocktail composed of 6 antibodies in 5 colors (CD36-FITC, CD2-PE, CD294-PE, CD19-ECD, CD16-Cy5, CD45-Cy7) and enabling to count 17 cell populations.
Results. The data obtained by means of multicolor flow cytofluorometry included the reference values of white blood cell populations in peripheral blood. In 1 first-time donor a lymphoproliferative disease was detected. It was subsequently confirmed by immunophenotyping; B-cell chronic lymphocytic leukemia was diagnosed. Conclusion. Multicolor flow cytofluorometry using CytoDif-f™ is considered to be a new step toward an improved WBC differential evaluation aimed mainly at reducing the volume of blood smear analysis using light microscopy at large laboratories, enhancing objectivity, precision and reproducibility of results. WBC differential extended with the count of lymphocyte and monocyte subpopulations can be regarded as modern donor blood screening to detect changes in the pattern of lymphocyte subpopulations as grounds for further examination of donors.
Keywords: multicolor flow cytofluorometry, reference intervals, WBC differential.
Received: March 11, 2018 Accepted: July 5, 2018
© 2018 практическая медицина
319
320
С.А. Луговская и др.
КЛИНИЧЕСКАЯ ОНКОГЕМАТОЛОГИЯ
Для переписки: Светлана Алексеевна Луговская, д-р мед. наук, профессор, ул. Баррикадная, д. 2/1, Москва, Российская Федерация, 125993; тел.: +7(495)945-82-22; e-mail: slugovskaya@mail.ru Для цитирования: Луговская С.А., Дюков Ф.А., Наумова Е.В. и др. Использование многоцветной проточной цитофлюориметрии в дифференциальном подсчете лейкоцитов: концепция HematoFlow. Клиническая онкогематология. 2018;11(4):319-25.
DOI: 10.21320/2500-2139-2018-11-4-319-325
For correspondence: Prof. Svetlana Alekseevna Lugovskaya, MD, PhD,
2/1 Barrikadnaya str., Moscow, Russian Federation, 125993;
Tel.: +7(495)945-82-22; e-mail: slugovskaya@mail.ru
For citation: Lugovskaya SA, Dyukov FA, Naumova EV,
Bugrov lYu, et al. The Use of Multicolor Flow Cytofluorometry
in White Blood Cell Differential: HematoFlow Conception.
Clinical oncohematology. 2018;11(4):319-25.
DOI: 10.21320/2500-2139-2018-11-4-319-325
ВВЕДЕНИЕ
Автоматизированный общий анализ крови с диффе-ренцировкой лейкоцитов на 5 основных популяций (лейкоцитарной формулой) является важным и наиболее распространенным тестом, который используется в диагностике и мониторировании многих заболеваний (таких как сепсис, инфекции, воспалительные процессы, злокачественные опухоли, лейкозы, лимфомы и др.). Преимуществами современных технологий подсчета и оценки форменных элементов крови являются высокая производительность (до 100-120 проб в час), небольшой объем крови для исследования (12-200 мкл), анализ большого массива (десятки тысяч) клеток, определение с высокой точностью и воспроизводимостью от 30 до более 60 параметров одновременно, графическое представление результатов исследований (гистограммы, скатерограммы). Современные гематологические анализаторы обладают высокой чувствительностью, позволяющей обнаруживать количественные и качественные аномалии, отображающиеся прибором в виде флагов (атипичные лимфоциты, аномальные лимфоциты, бластные клетки, незрелые грануло-циты). Дальнейшее исследование образцов патологической крови для надежной дифференциальной оценки лейкоцитов проводится с использованием световой микроскопии окрашенных мазков крови.
Автоматизация общего анализа крови является ключевым решением для лабораторий с постоянно растущим потоком гематологических исследований, которая позволит повысить пропускную способность, точность и эффективность исследования. В гематологии автоматизация уже охватила преаналити-ческий и аналитический этапы, однако последний этап — микроскопия окрашенных препаратов крови — по-прежнему отнимает много времени, является трудоемким и подчас субъективным исследованием. В соответствии с рекомендациями Clinical and Laboratory Standards Institute (CSLI) [1] необходимо подсчитывать в окрашенном препарате 400 лейкоцитов для статистически более точной их дифференциации на 5 популяций (нейтрофилы, базофилы, эозинофилы, моноциты, лимфоциты). На практике в лабораториях наиболее часто проводится подсчет 100, реже 200 клеток, а при наличии лейкопении — 50 клеток, что снижает диагностическую ценность данного метода. При резко выраженной лейкопении дифференциальный подсчет лейкоцитов затруднен и морфолог проводит только просмотр окрашенных
препаратов. Еще одним недостатком ручного подсчета лейкоцитарной формулы является неравномерное распределение клеток крови в окрашенном мазке, что необходимо учитывать при подсчете клеток по определенной траектории. Таким образом, традиционное микроскопическое исследование имеет три источника ошибок: за счет неравномерного распределения клеток в мазке крови, субъективной оценки морфологии и, самое важное, статистической ошибки из-за небольшого числа анализируемых клеток [2].
В российских лабораториях процент подсчета лейкоцитарной формулы в образцах крови широко варьирует (от 10 до 50 %). В некоторых лабораториях принято считать лейкоцитарную формулу у всех пациентов, несмотря на отсутствие патологических «флагов» по результатам дифференциального подсчета лейкоцитов на гематологическом анализаторе. В связи с совершенствованием технологий дифференциального подсчета клеток крови в гематологических анализаторах доля ручной микроскопии снижается. По данным некоторых авторов [3] показано, что в 263 больницах и независимых лабораториях США ручной подсчет лейкоцитарной формулы в среднем выполняется в 26,7 % образцов. В ряде лабораторий клиник Франции менее 5 % проанализированных мазков крови требуют дальнейших исследований (иммунофенотипирования, цитогенетического и молекулярного исследований) [4].
Кроме того, по морфологии лимфоцитов и моноцитов невозможно определить их субпопуляции (Т-, В-лимфоциты, естественные киллеры [ЫК], провоспа-лительные моноциты). В сложных случаях (наличие атипичных лимфоцитов, бластных клеток) требуется опыт морфолога в области онкогематологии, а это подразумевает специализированную профессиональную подготовку специалистов, непрерывное совершенствование знаний. Достоинством световой микроскопии является тот факт, что это дешевый метод, который позволяет детально оценить морфологию клеток (особенности структуры хроматина, наличие включений, зернистости в цитоплазме), охарактеризовать морфологию эритроцитов, тромбоцитов, бластных клеток.
Многоцветная проточная цитофлюориметрия (МПЦ) сегодня является привлекательной альтернативой световой микроскопии, предоставляя возможность анализа десятков тысяч лейкоцитов, объективного выделения, благодаря использованию моноклональных антител, субпопуляций лимфоцитов, моноцитов, пяти основных клеточных популяций лейкоцитов, незрелых гранулоцитов, а также
бластных клеток (с предположительной идентификацией клеточной линии). Преимуществами дифференциального подсчета лейкоцитов, основанного на иммунологической классификации клеток методом МПЦ, являются стандартизация, высокая специфичность распознавания клеток без снижения чувствительности, получение большей информации за счет идентификации клеток, находящихся за пределами возможностей морфологических исследований, таких как B-,T-, NK-клетки. В рутинной гематологической практике в настоящее время МПЦ используется как референсный метод подсчета тромбоцитов и ретику-лоцитов. В рамках международного комитета по стандартизации в гематологии (International Committee on Standardization in Hematology, ICSH) ведется проект по разработке нового референсного метода для лейкоцитарной формулы с использованием моноклональных антител и многоцветной проточной цитометрии [5].
Компанией Beckman Coulter (BC, США) разработана концепция HematoFlow, которая представляет собой автоматизированное решение объединения гематологического анализатора (LH755, DxH850, BC, США) с проточным цитометром Cytomics FC500 (BC, США) для подсчета лейкоцитарной формулы. Появление патологических «флагов» при дифференциальном подсчете лейкоцитов на гематологическом анализаторе требует дальнейшего анализа образца крови на проточном цитометре. Для этого используется реагент CytoDiff™, представляющий собой 5-цветный набор из 6 антител (CD36-FITC, CD2-PE, CD294-PE, CD19-ECD, CD16-Cy5, CD45-Cy7), который позволяет подсчитать 17 клеточных популяций (табл. 1).
Помимо стандартных популяций лейкоцитов (таких как нейтрофилы, лимфоциты, моноциты, эо-зинофилы и базофилы) иммунологический подсчет позволяет определить дополнительные клеточные популяции: В-лимфоциты, T/NK-лимфоциты, незрелые гранулоциты и бластные клетки. Кроме того, определяется содержание таких иммунных популяций, как CD16-позитивные и негативные моноциты, CD16-позитивные и негативные T- и NK-лимфоциты. В проточном цитометре Cytomics FC500 (BC, США) используется программа автоматического гейтирования клеточных популяций, что позволяет существенно облегчить обучение этой технологии и привлекать к работе с прибором средний медицинский персонал.
Таким образом, используя всего 100 мкл крови и реагент CytoDiff™, можно подсчитать относительное и абсолютное число всех популяций лейкоцитов (зрелых нейтрофилов, незрелых гранулоцитов, эозинофилов, базофилов, моноцитов, лимфоцитов), а также их субпопуляций (В, Т/NK). В целом CytoDiff™ позволяет исследовать с диагностической целью 9 популяций лейкоцитов, а с исследовательской — 8 (табл. 2).
Установление референсных интервалов (РИ) является первым необходимым шагом для введения нового метода в гематологическую лабораторию. Поэтому первым этапом нашего исследования было получение РИ для субпопуляций лейкоцитов периферической крови с использованием проточного цитометра Cytomics FC500 и CytoDiff™.
Таблица 1. Набор моноклональных антител в реагенте CytoDiff™ (5 цветов/6 маркеров)
Антиген Экспрессия на клетках
CD45-Cy7 Все лейкоциты
CD36-FITC Моноциты,эритроциты,тромбоциты
CD2-PE Т-лимфоциты, NK-клетки, Т-бласты
CD294-PE Эозинофилы, базофилы, активированные Т-клетки
CD19-ECD В-лимфоциты, В-бласты
CD16-Cy5 Нейтрофилы, провоспалительные моноциты, цитотоксические ТМК-клетки
Таблица 2. Определение субпопуляции лимфоцитов, моноцитов и идентификация бластных клеток с использованием СуШРОТ™
Регион Популяция
Xt T-бласты
Xb B-бласты
Xn Ранние не-В-, не-Т-клетки
Xm Монобласты
T+ T/NK-лимфоциты CD16+
T- T/NK-лимфоциты CD16-
Mo+ Провоспалительные моноциты
Mo- Классические моноциты
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Исследование проведено у 315 доноров (237 мужчин и 78 женщин) в возрасте 19-59 лет. Кровь, стабилизированная К2-ЕОТД, анализировалась в течение 8 ч с момента взятия с использованием реагентов Cyto-DiffTM. Для прямого окрашивания антителами брали 10 мкл реагента CytoDiff™ и 100 мкл венозной крови. После 15-минутной инкубации в темноте эритроциты лизировали с помощью реагента Versalyse™ (BC, США). Анализ и подсчет относительного и абсолютного числа клеток проводились после регистрации 20 000 лейкоцитов на проточном цитометре Cytomics FC500 (BC, США), позволяющего проводить исследование по 5 цветам с использованием программы автоматического гейтирования CytoDiff CXP. Настройка напряжений и компенсация флюоресценции выполнялись автоматическим методом в соответствии с рекомендациями производителя. Перед каждой серией измерений настройки фотоумножителей прибора проверялись с помощью флюоресцирующих калибровочных частиц (флюоросфер FlowSet, BC). Флюоро-сферы FlowCheck (BC, США) ежедневно использовались для настройки контроля гидродинамики и оптической шкалы цитометра Cytomics FC500. 95% РИ были рассчитаны с использованием программы MedCalc (MedCalc Statistical Software, version 16.1, bvba, Бельгия). При получении РИ для устранения маскирующего влияния аномальных значений выбросы определяли по методу Тьюки и исключали их из расчетов. РИ (2,5-97,5 %о) и их 90%-е доверительные интервалы рассчитывали по методу, рекомендованному NCCLS и CLSI C28-A2 и C28-A3. Тип распределения определялся по критерию Д'Агостино—Пирсона. Для оценки различий между значениями параметров у мужчин и женщин использовался [/-критерий Манна—Уитни в случае ненормального распределения и t-критерий в
Таблица 3. Референсные интервалы дифференциального подсчета относительного и абсолютного числа леикоцитов периферической крови здоровых доноров
Мужчины Женщины р (критерий Манна-Уитни для мужчин и женщин)**
Популяции клеток Размер выборки (п = 237) Нижняя граница Медиана Верхняя граница Тест Д'Агостино— Пирсона* Размер выборки (л = 78) Нижняя граница Медиана Верхняя граница Тест Д'Агостино— Пирсона*
В-лимфоциты, % 233 1,33 4,43 7,61 0,0772 76 1,66 4,92 8,39 0,2748 0,0190
В-лимфоциты, п 171 91,68 278,00 594,00 0,0206 61 103,00 316,34 573,93 0,4002 0,0038
Т-, % 231 13,94 25,32 37,81 0,3793 76 15,10 29,41 41,99 0,8478 0,0060
Т-,/7 171 668,86 1595,00 2643,00 0,1697 64 986,00 2044,54 3187,86 0,2979 <0,0001
т+, % 230 1,67 4,73 10,24 0,0008 73 0,78 4,83 9,13 0,0686 0,9703
Т+,/7 168 111,00 303,00 657,00 0,0041 53 77,00 317,00 545,23 0,7232 0,2243
Т/1МК-лимфоциты, % 233 17,58 30,42 44,85 0,1923 75 20,45 34,31 47,04 0,5983 0,0025
Т/1МК-лимфоциты,/7 172 1112,20 1927,00 3480,00 0,0074 65 1266,00 2352,41 3749,72 0,3882 <0,0001
Всего лимфоцитов, % 230 21,07 34,50 50,13 0,2921 76 23,60 39,56 54,81 0,6350 0,0012
Всего лимфоцитов, п 171 1286,10 2213,00 3958,00 0,0112 64 1477,00 2768,65 4212,79 0,3771 <0,0001
М-, % 232 4,47 8,28 12,12 0,5516 77 4,23 7,17 10,49 0,7431 0,0001
М-,/7 171 237,26 523,00 828,00 0,1772 57 258,00 460,08 676,21 0,4308 0,1295
М+, % 219 0,18 0,45 1,01 0,0005 76 -0,08 0,46 1,01 0,0094 0,3692
М+,/7 157 10,38 30,00 65,00 0,0117 65 -11,00 28,83 74,09 0,0138 0,8788
Всего моноцитов, % 233 4,79 8,77 13,01 0,3693 77 4,42 7,68 11,39 0,8100 0,0003
Всего моноцитов, п 171 257,58 557,00 881,00 0,1734 57 279,00 488,04 718,94 0,5233 0,1217
Незрелые гранулоциты, % 202 0,01 0,08 0,24 < 0,0001 73 -0,09 0,05 0,19 0,0083 0,0044
Незрелые гранулоциты, п 148 0,72 5,00 17,00 0,0005 60 -6,00 4,00 14,00 0,0153 0,0318
Всего эозинофилов, % 209 0,75 2,20 5,16 0,0013 75 -0,38 2,35 5,59 0,0359 0,5028
Всего эозинофилов, п 158 41,17 149,00 342,00 0,0114 62 0,0 161,30 417,00 0,0020 0,1856
Зрелые нейтрофилы, % 234 32,32 51,33 68,46 0,1844 77 29,92 48,72 66,20 0,4482 0,0740
Зрелые нейтрофилы, п 169 1511,30 3127,00 5573,00 0,0399 65 1203,00 3279,10 5553,00 0,4402 0,5774
Всего нейтрофилов, % 235 32,47 51,38 68,53 0,1874 77 30,04 48,73 66,28 0,4827 0,0627
Всего нейтрофилов, п 170 1523,20 3130,00 5577,00 0,0347 65 1211,00 3289,00 5562,00 0,4278 0,6123
ХЬ 200 0,01 0,03 0,09 0,0020 72 0,0 0,03 0,09 0,0417 0,1620
XI 226 0,03 0,13 0,36 < 0,0001 76 0,0 0,14 0,33 0,0153 0,7935
Хт 194 0,0 0,01 0,03 0,0001 57 0,0 0,01 0,03 0,3262 0,1675
Хп 203 0,01 0,05 0,13 0,0019 69 0,0 0,06 0,13 0,0009 0,9107
Всего базофилов, % 229 0,35 0,90 1,76 0,0020 77 0,20 0,90 1,58 0,5588 0,5851
* Референсные значения 2,5-97,5 %о. Полужирным шрифтом выделено нормальное распределение. ** Статистически значимо при р < 0,05.
случае нормального распределения анализируемого параметра.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
РИ популяций лейкоцитов периферической крови, полученных на проточном цитометре Cytomics FC500 и CytoDiff™, представлены в табл. 3.
В процессе исследования крови доноров с целью получить РИ было выявлено два патологических образца крови. В 1 случае (первичный донор, 44 года) отмечалось повышенное содержание В-лимфоцитов (43,75 %) (рис. 1). В общем анализе крови количество лейкоцитов было 8,56 х 109/л, лимфоцитов — 56,3 %. Дальнейшее расширенное иммунофенотипирование этого образца крови с использованием 10-цветного анализа (проточный цитометр Navios, BC) позволило установить диагноз В-клеточного хронического лимфолейкоза.
В другом случае выявлено значительное число CD16-негативных гранулоцитов (45,65 %) при нормальной
лейкоцитарной формуле, которые цитометр определил как незрелые гранулоциты, однако при исследовании окрашенного мазка крови эти клетки не обнаружены. Исследование иммунограммы этого донора показало снижение абсолютного числа клеток СЭ4+, но ВИЧ-инфекция не была подтверждена. В литературе описано изменение экспрессии СЭ16 на нейтрофилах при сепсисе у новорожденных, одновременном носительстве ВИЧ-инфекции и туберкулеза, пароксизмальной ночной гемоглобинурии (ПНГ), а также при генетическом дефекте экспрессии СЭ16, встречающемся с частотой 1:1000 человек [6, 7]. По результатам скрининга было решено не использовать данные компоненты крови в клинике. В первом случае они были переведены в брак по признаку наличия у донора онкопатологии, во втором случае компоненты крови были переданы в лабораторию контроля качества.
Таким образом, предварительный скрининг популяций лейкоцитов с использованием МПЦ и панели CytoDiffTM может повысить объективность селекции доноров по медицинским показаниям, безопасность
Рис. 1. Случаи В-клеточного хронического лимфолеикоза, выявленный с помощью Су1оР1А™ у первичного донора. СР19-позитивные клетки составляют 43,75 %
Fig. 1. A case of B-cell chronic lymphocytic leukemia detected by means of CytoDiff™ in a first-time donor. CD19-positive cell accounted for 43.75 %
324
С.А. Луговская и др.
КЛИНИЧЕСКАЯ ОНКОГЕМАТОЛОГИЯ
Рис. 2. Использование CytoDiff™ в скрининге ПНГ. На гистограмме пациента с ПНГ повышен процент CDie-негативных грануло-цитов (ImmGran — незрелые гранулоциты) по сравнению с гистограммой у здорового донора ПНГ — пароксизмальная ночная гемоглобинурия.
Fig. 2. The use of CytoDiff™ in PNH screening. The PNH patient's histogram shows an increased percentage of CD16-negative granulocytes (ImmGran — immature granulocytes) compared to the histogram of a healthy donor ПНГ — paroxysmal nocturnal hemoglobinuria.
донации, качество заготавливаемых компонентов крови и в конечном итоге безопасность для реципиента. Расширенная лейкоцитарная формула за счет субпопуляций лимфоцитов и моноцитов может представлять современный скрининг донорской крови, способный выявить изменения в субпопуляционном составе лимфоцитов, что считается основанием для дальнейшего обследования донора.
Из литературы известно, что CD16-негативные гранулоциты наблюдаются при ПНГ [6-8]. Учитывая этот факт, мы использовали CytoDiffTM-анализ у 53 пациентов, направленных с подозрением на ПНГ. У всех больных отмечалась анемия (гемоглобин 62-105 г/л), тромбоци-топения (130-50 х 109/л) и/или лейкопения различной
степени выраженности. Диагноз ПНГ подтвержден у 6 пациентов, у 7 — окончательный диагноз был апла-стическая анемия с ПНГ-клоном. У всех 13 больных (4 мужчины, 9 женщин, средний возраст 41,5 года) выявлен различный процент CD16-негативных гра-нулоцитов (3-45 %), идентифицированных прибором как незрелые гранулоциты (рис. 2). При микроскопии окрашенных мазков крови незрелые гранулоциты обнаружены не были, на основании чего мы пришли к выводу, что ложно завышенный процент незрелых гра-нулоцитов обусловлен отсутствием экспрессии CD16 на нейтрофилах. Получена хорошая корреляция между процентом незрелых гранулоцитов и размером ПНГ-клона (г = 0,9257). Таким образом, наши данные показали, что
CytoDiffTM-анализ, выявляя низкую экспрессию CD16 на нейтрофилах, является хорошим скринингом при подозрении на ПНГ у больных с анемическим синдромом.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Таким образом, многоцветная проточная цитометрия с использованием CytoDiffTM — это новый шаг в оценке лейкоцитарной формулы, направленный во многом на то, чтобы в крупных лабораториях снизить число микроскопических исследований мазков крови, повысить объективность, точность и воспроизводимость результатов [9-11]. Наши предварительные исследования показали, что CytoDiffгM-анализ успешно может быть внедрен в систему скрининга донорской крови на станциях и в отделениях переливания крови. Выявленный В-клеточный лимфоцитоз у первичного донора подтвердил необходимость изменения существующей схемы оценки крови доноров (оценка концентрации гемоглобина и гематокрита при первичной донации). Определяемые субпопуляции лимфоцитов и моноцитов, незрелые гранулоциты могут предоставить клиницистам важную информацию относительно наличия скрытого воспалительного процесса, состояния иммунной системы, а также внести определенный вклад в скрининг редкой патологии — пароксизмальной ночной гемоглобинурии.
КОНФЛИКТЫ ИНТЕРЕСОВ
Авторы заявляют об отсутствии конфликтов интересов.
ИСТОЧНИКИ ФИНАНСИРОВАНИЯ
Исследование финансировалось компанией Beckman Coulter.
ВКЛАД АВТОРОВ
Концепция и дизайн: С.А. Луговская, Е.В. Наумова. Сбор и обработка данных: Ф.А. Дюков, Е.В. Наумова, И.Ю. Бугров.
Анализ и интерпретация данных: С.А. Луговская, Е.В. Наумова, А.И. Костин.
Подготовка рукописи: С.А. Луговская, Е.В. Наумова, Ф.А. Дюков, А.И. Костин.
Окончательное одобрение рукописи: все авторы.
AMTEPATyPA/REFERENCES
1. Koepke JA, van Assendelft OW, Brindza LJ, et al. Reference leukocyte (WBC) differential count (proportional) and evaluation of instrumental methods. Wayne, PA: CLSI; 2007. pp. 1-35.
2. Rumke CL. Laboratory aids. Variability of results in differential cell counts on blood smears. Triangle. 1960;4:154-8.
3. Novis DA, Walsh M, Wilkinson D, et al. Laboratory Productivity and the Rate of Manual Peripheral Blood Smear Review: A College of American Pathologists Q-Probes Study of 95,141 Complete Blood Count Determinations Performed in 263 Institutions. Arch Pathol Lab Med. 2006;130(5):596-601.
4. Roussel M, Benard C, Ly-Sunnaram B, Fest T. Refining the white blood cell differential: The first flow cytometry routine application. Cytometry. 2010;77A(6):552-63. doi: 10.1002/cyto.a.20893.
5. Roussel M, Davis BH, Fest T, Wood BL. Toward a reference method for leukocyte differential counts in blood: Comparison of three flow cytometric candidate methods. Cytometry. 2012;81A(11):973-82. doi: 10.1002/cyto.a.22092.
6. Elghetany MT, Lacombe F. Physiologic variations in granulocytic surface antigen-expression: Impact of age, gender, pregnancy, race, and stress. J Leuk Biol. 2004;75(2):157-62. doi: 10.1189/jlb.0503245.
7. Fromont P, Bettaieb A, Skouri H, et al. Frequency of the polymorphonuclear neutrophil Fc gamma receptor III deficiency in the French population and its involvement in the development of neonatal alloimmune neutropenia. Blood. 1992;79(8):2131-4.
8. Meddws-Taylor S, Martin DJ, Tiemessen CT. Altered Expression of FcyRIII (CD16) on Polymorphonuclear Neutrophils from Individuals with Human Immunodeficiency Virus Type 1 Disease and Pulmonary Tuberculosis. Clin Diagn Lab Immunol. 1997;4(6):789-91.
9. Faucher J-L, Lacronique-Gazaille C, Frebet E, et al. "6 Markers/5 Colors" Extended White Blood Cell Differential by Flow Cytometry. Cytometry Part A. 2007;71A(11):934-44. doi: 10.1002/cyto.a.20457.
10. Huang CM, Yu LH, Pu CW, et al. Assessment of a five-color flow cyto-metric assay for verifying automated white blood cell differentials. Chin Med J. 2013;126(4):716-21.
11. Qu C, Wang J, Pu C, et al. Efficiency of Leukocyte Differential Using Flow Cytometry with CytoDiff in Different Workflows. Clin Lab. 2017;63(4):659-68. doi: 10.7754/Clin.Lab.2017.161221.
