CC BY
113
Пробл. особо опасных инф. 2016; 2:14-23. DOI: 10.21055/0370-1069-2016-2-14-23
УДК 616.932:616-096.22
Е.В.Монахова, И.В.Архангельская
холерные вибрионы нео1/нео139 серогрупп в Этиологии острых кишечных инфекций: современная ситуация в россии и в мире
ФКУЗ «Ростовский-на-Дону научно-исследовательский противочумный институт», Ростов-на-Дону,
Российская Федерация
Холерные вибрионы не01/не0139 серогрупп (НАГ-вибрионы) широко известны как естественные обитатели открытых водоемов и как возбудители острых кишечных инфекций (ОКИ) различной степени тяжести. На фоне текущего стремительного распространения новых высоковирулентных штаммов Vibrio cholerae Эль Тор моральный и экономический ущерб, наносимый НАГ-вибрионами, не столь заметен, но, тем не менее, реален и достаточно значителен. Несмотря на редкую причастность к крупным вспышкам, НАГ-вибрионы занимают не последнее место в этиологии ОКИ во всем мире и представляют потенциальную угрозу здоровью населения нашей страны. В обзоре рассматривается современная ситуация по заболеваемости НАГ-инфекциями в разных странах, включая Россию, а также молекулярные основы патогенности и лекарственной устойчивости возбудителей. Анализ литературных данных выявил крайнюю гетерогенность популяций НАГ-вибрионов, циркулирующих на определенных территориях, по наличию/отсутствию детерминант факторов патогенности, персистенции, жизнеобеспечения и антибиотикорезистентности. Совокупный генофонд популяции представлен достаточно большим набором генов и может пополняться за счет заносов штаммов с отличными от имеющихся генотипами из других регионов. Отсюда вытекает опасность формирования клонов с повышенным патогенетическим, а возможно, и эпидемическим потенциалом за счет генетического обмена, и последствия их возникновения непредсказуемы. Поэтому НАГ-вибрионы требуют внимания со стороны исследователей и санэпидслужб Российской Федерации.
Ключевые слова: Vibrio cholerae nonO1/nonO139, НАГ-вибрионы, заболеваемость, факторы патогенности, антибиотикорезистентность, гетерогенность популяций.
Корреспондирующий автор: Монахова Елена Владимировна, e-mail: [email protected].
E.V.Monakhova, LV.Arkhangel'skaya
Cholera Vibrios of nonO1/nonO139 Serogroups in Etiology of Acute Intestinal Infections: Current Situation in Russia and Around the World
Rostov-on-Don Research Anti-Plague Institute, Rostov-on-Don, Russian Federation
Cholera vibrios of nonO1/nonO139 serogroups (NAG vibrios) are well known as natural inhabitants of aquatic environments and as agents of acute intestinal infections (AII) with different degree of severity. On the background of the current vehement dissemination of the new highly virulent Vibrio cholerae El Tor strains, the moral and economic damage from NAG vibrios is not that evident, but still, not less real and rather significant. In spite of rare association with large outbreaks, NAG vibrios rank in the etiology of AII all over the world and pose a potential threat for the population health in our country. The paper reviews the present-day morbidity as regards NAG infections in various countries, including Russia; as well as the molecular premises of the agents' pathogenicity and drug resistance. Analysis of the published data has revealed an utter heterogeneity of NAG populations, circulating in certain territories, by reference to the presence/absence of genetic determinants of pathogenicity, persistence, housekeeping and antibiotic resistance factors. Nevertheless, the joint gene-pool of the population includes rather a wide set of genes and can expand due to importations of strains, which differ from resident ones in the genotypes, from other regions. This brings about the danger of emergence of clones with higher pathogenic and, probably, even epidemic potential driven by gene exchange, and the consequences of their occurrence are unpredictable. Therefore, the NAG vibrios demand proper attention from investigators and sanitary-epidemiological institutions of the Russian Federation.
Key words: Vibrio cholerae nonO1/nonO139, NAG vibrios, morbidity, pathogenicity factors, antibiotic resistance, population heterogeneity.
Conflict of interest: The authors declare no conflict of interest.
Corresponding author: Elena V. Monakhova, e-mail: [email protected].
Citation: Monakhova E.V., Arkhangel'skaya I.V. Cholera Vibrios of nonO1/nonO139 Serogroups in Etiology of Acute Intestinal Infections: Current Situation in Russia and Around the World. Problemy Osobo Opasnykh Infektsii [Problems of Particularly Dangerous Infections]. 2016; 2:14-23. (In Russ.). DOI: 10.21055/0370-1069-2016-2-14-23
Холерные вибрионы не01/не0139 серогрупп (далее, для краткости, НАГ-вибрионы) известны как естественные обитатели открытых водоемов и как возбудители острых кишечных инфекций (ОКИ) различной степени тяжести - от слабой и умеренной диареи до алгидных форм с летальным исходом [2, 3, 22, 26, 35, 50]. На фоне текущего стремительного распространения новых высоковирулентных штам-
мов Эль Тор моральный и экономический ущерб, наносимый НАГ-вибрионами, не столь заметен, но реален и достаточно значителен. Практически по всему миру постоянно регистрируются случаи НАГ-инфекций как множественные (в пределах одного региона) [2, 11, 18, 23, 25, 27, 40, 44, 46, 50, 53], так и единичные - «домашние» (domestic), либо завозные («диарея путешественников») [37]; имеются сообще-
ния и о вспышках [2, 23 ,42]. В середине прошлого столетия в литературе регулярно появлялись многочисленные публикации о ОКИ, вызванных НАГ-вибрионами в различных регионах, однако они почти не содержали данных о генотипических свойствах выделенных штаммов. В дальнейшем зарубежными и, в меньшей степени, отечественными авторами стали проводиться разносторонние ретроспективные и оперативные исследования их геномов. В настоящем обзоре рассматривается современная ситуация по заболеваемости кишечными НАГ-инфекциями в России и в мире, а также молекулярные основы пато-генности возбудителей.
Роль НАГ-вибрионов в этиологии оки. НАГ-вибрионы редко содержат детерминанты основных факторов патогенности - холерного токсина (ctxAB) и токсин-корегулируемых пилей TCP (tcpA) и даже при их наличии не склонны к эпидемическому распространению. До настоящего времени крупная вспышка, вызванная одним холерогенным клоном О37 серогруппы в Судане в 1968 г. (460 заболевших, 125 летальных исходов), остается единственной описанной в литературе [3]. Напротив, локальная вспышка (10 случаев) в США в 2011 г., возбудителем которой был токсигенный клон о75 серогруппы, характеризовалась кратковременностью и легким течением заболевания, не требовавшим ни госпитализации, ни регидратационной терапии [42]. Из бывших республик СССР ОКИ, обусловленные токсигенны-
ми штаммами, были официально зарегистрированы только в Узбекистане [1, 3, 5], однако сведения о том носила ли заболеваемость вспышечный характер нам, к сожалению, недоступны. В остальных случаях множественной заболеваемости отдельные токси-генные штаммы изредка встречались вместе с превосходящими их по численности нетоксигенными, а ctxAB+ штаммы 0141 серогруппы, которым приписывали потенциальную способность к глобальному распространению, до сих пор выделяются лишь от спорадических больных в разных регионах земного шара.
На энденмичных по холере территориях НАГ-инфекции, как правило, сопровождают эпидемические вспышки типичной холеры и находятся в меньшинстве по сравнению с числом случаев, обусловленных представителями 01 серогруппы. Часто НАГ-вибрионы выделяются и во время вспышек ОКИ иной этиологии наряду с галофильными патогенными вибрионами и другими бактериями кишечной группы [25, 43, 55]. Нередки случаи микст-инфекций с выделением от одного и того же больного V. chol-erae поп01/поп0139 и 01, либо иных возбудителей [29,44]. Напротив, в благополучных по холере странах НАГ-вибрионы большей частью являются единственными возбудителями спорадических случаев и локальных вспышек. Данные о заболеваемости НАГ-инфекциями с 2000 г. по настоящее время представлены в табл. 1.
Таблица 1
множественные случаи и вспышки оки, вызванных V. екоЬегае nonO1/nonO139 в разных странах с 2000 по 2014 год, в том числе на фоне вспышек холеры и диарей иной этиологии
Страна Регион Год Всего случаев Идентифицировано штаммов В том числе V. cholerae Ссылка
О1/О139 неО1/неО139
Индия Kolkata 2002-2010 12719 2206 1841/84 281 [25]
Kolkata 2003 197 197 135/2 54 [18]
East-Medininpur 2009 39 30 17/0 4 [43]
Hubli, Karnataka 2000-2004 NI 256 129/61 66 [17]
Бангладеш NI 2000-2001 NI NI NI 15 [41]
Китай Zhejiang 2005-2011 795 40 0/0 40 [35]
Guangzhou 2001-2009 3398 NI 0/0 101 [58]
Maanshan 2012 6 6 0/0 6 [19]
Тайвань Tainan 2009-2014 NI 45 NI 45 [20]
Индонезия Jakarta et al. 2000-2001 NI NI 153/0 14 [55]
Bauchi, Maiduguri, Ife 2009-2010 NI 17 12/0 5 [36]
Ирак NI 2007-2009 Тысячи 80 70/0 10 [47]
Аргентина Tacuman 2003-2005 NI 34 0/0 34 [27]
Гаити NI 2010 >0,5 млн 81 39/0 17 [29]
Куба 9 провинций 2007 422 422 0/0 422 [13]
США Florida 2011 10 8 0/0 8 [42]
Австрия NI 2005 NI NI 0/0 8 [14]
Узбекистан NI 2000-2001 NI 266 0/0 266 [1]
NI 2002-2003 NI 510 228/0 282 [5]
Украина Несколько обл. 2011-2013 NI 100 NI 100 [7]
Россия Ростовская обл. 2000-2014 30 30 0/0 30 [2]
Примечание. NI - не указано.
2016, issue 2 15
гивающее как эндемичные, так и вполне благополучные по холере территории, расположенные не только в южных, но и в средних и даже северных широтах [2 ,42, 49]. Независимо от наличия/отсутствия выявленных больных, многие водные штаммы сохраняют способность к реализации патогенетического потенциала, что было неоднократно показано при их тестировании на моделях in vitro и in vivo [22, 31, 44, 48, 50 и др.]. Водный путь заражения характерен для внекишечных форм НАГ-инфекций, которые носят спорадический характер, возникают в основном на фоне хронических системных заболеваний и выходят за рамки настоящего обзора. Причиной заражения ОКИ служит не только непосредственно вода, но и некачественные продукты питания, в которых размножаются и накапливаются НАГ-вибрионы [42]. Поэтому риск возникновения НАГ-инфекций существует везде, где имеются зоны рекреации и используются в пищу продукты из гидробионтов, в том числе импортные.
Серогруппы НАГ-вибрионов. Для характеристики НАГ-вибрионов широко используется их се-ротипирование, однако лишь в отдельных случаях его результаты позволяют говорить о клональности той или иной вспышки. в табл. 2 суммированы все опубликованные на сегодняшний день данные о се-рогрупповой принадлежности штаммов, вызвавших в ряде стран множественные заболевания. как видно из табл. 2, подавляющее большинство возбудителей
Таблица 2
Серогрупповая принадлежность штаммов V. еко1егае поп02/поп0139, вызвавших множественные случаи и вспышки ОКИ
в разных странах с 1987 по 2014 год
Место выделения Год Выделено штаммов Серогруппы CTX+ Ссылка
Индия (Delhi) 1995 72 42 шт. - 010, 30 н/т NI [46]
Индия (Kolkata) 1989-1991 26 O5, O7, О8, O11, O14, О26, O34, O39, O97, н/т 2 (н/т) [44]
1993-1995 93 29 серогрупп + н/т 1 (O74) [40]
1995-1996 11 O6, O8, O9, O19, O39, O58, O144 0 [11]
1996 15 О6, О8, О11, О12, О19, О39, О58, О144, н/т 0 [50]
1997-1998 77 Минимум 12 серогрупп NI [54]
2003 54 18 серогрупп + н/т 1 (О36) [18]
2002-2010 281 80 серогр+н/т 0 [25]
таиланд (Bangkok) 1993-995 69 37 серогрупп, в т.ч. 7 шт. - 1 клон О37 0 [23]
Бангладеш 2000-001 15 О2, О14, О15, О24, О37, О39, О49, О94, О145 0 [41]
Китай (Guangzhou) 2001-2009 101 26 серогрупп+ н/т NI [58]
Япония Tokyo 1996 13 O2, O5, O8, O9, O12, O14, O27, O51, O88, O97, O161 0 [37]
Бразилия (Amasonas, Paraiba, Pernambuco, Ceara, Bahia) 1991-2000 131 54 серогруппы+ н/т 7 (026+н/т) [53]
Мексика (Cancun) 1983 22 7 серогрупп, в т.ч. 10 шт. - 12(Smith) NI [26]
Перу (Lima) 1994 58 O2, 010, O12, O28, O34, O53, н/т 0 [22]
США (Florida) 2011 8 О75 8 [42]
Австрия 2005 8 О12, О37 8 [14]
Узбекистан 1987-2001 266 34 серогруппы+ н/т 22 (О9, O15, О28, н/т) [1]
Калмыкия 1990-2014 73 33 серогруппы+ н/т 0 [1]
Астраханская обл. 1990-2014 48 15 серогрупп+ н/т 0 [1]
Ростовская обл. 1980-2014 127 24. серогруппы + н/т 0 [2]
Примечания: NI - не указано, н/т - не типировались. Жирным шрифтом выделены преобладающие серогруппы.
В России и бывших республиках СССР большинство вспышек НАГ-инфекций было зарегистрировано в прошлом столетии [1, 2, 9], затем число сообщений о них значительно снизилось. Невозможно однозначно определить вызвано ли это ослаблением внимания со стороны санэпидслужб и недостаточно эффективной бактериологической диагностикой или тем, что массовые заболевания на множестве территорий действительно остались лишь историческим фактом. Тем не менее НАГ-инфекции продолжают регистрироваться в России и в нынешнем столетии, хотя по большей части в виде спорадических случаев.
Источники и пути передачи инфекции. НАГ-вибрионы являются естественными обитателями открытых пресноводных и соленых водоемов и достаточно хорошо приспособлены к существованию в них как в виде планктонных микроорганизмов, так и в ассоциации с беспозвоночными и позвоночными гидробионтами, водоплавающими птицами, которые могут служить «промежуточными хозяевами», мигрирующими на большие расстояния, способствуя диссеминации возбудителей [12, 28]. Из воды и биотических объектов вибрионы выделяются гораздо чаще, чем от людей, в том числе и в периоды вспышек в конкретных регионах, и в литературе представлено намного больше публикаций о свойствах штаммов из окружающей среды по сравнению с таковыми клинических штаммов. Обращает на себя внимание глобальное распространение НАГ-вибрионов, затра-
отличалось крайним разнообразием серологических свойств, и даже охарактеризованные по этому признаку токсигенные штаммы относились более чем к одной серогруппе (кроме вспышки в США). Для нетоксигенных же изредка можно было выделить преобладающие, но далеко не единственные серо-группы. С одной стороны, это может быть связано с исходной неоднородностью популяции, присутствующей в источнике инфекции (воде, гидробионтах) и вытекающей отсюда возможностью заражения сразу несколькоми штаммами, хотя в литературе имеется пока единственное сообщение о выделении от одного и того же больного (в Таиланде) штаммов О111 и О159 серогрупп [23]. С другой стороны, причина может заключаться в настолько высокой степени изменчивости локуса дНк, ответственного за синтез О-антигена, что за ней «не поспевает» никакое расширение схем серотипирования. Действительно, если в 1930-е годы число известных серогрупп равнялось 7, то в 1970-х годах оно возросло до 60, в 1980-х - до 137, в 1990-х - до 193, а к началу текущего столетия их насчитывалось уже 206 [18, 44] и, тем не менее, при использовании соответствующего набора типи-рующих сывороток часть штаммов по-прежнему не агглютинируется ни одной из них [18, 25, 58]. Еще сложнее обстоит дело в России: за неимением в распоряжении ни соответствующих мировым стандартам наборов сывороток, ни типовых штаммов для их получения (кроме О2-О11, О13-О22, О24, О25, 027-О39) отечественными исследователями (сотрудниками РосНИПЧИ «Микроб», а затем и РостНИПЧИ) была разработана собственная схема серотипирова-ния [1], позволяющая идентифицировать 80 серо-групп НАГ-вибрионов, 45 из которых (040-084) не соответствуют описанным в мировой литературе, что делает невозможным сравнение полученных данных с данными зарубежных авторов. Если эта схема в прошлом столетии все же позволяла выявить хотя бы доминирующие серогруппы, то с течением времени при ее применении даже «для внутреннего пользования» наблюдалось все большее увеличение числа нетипируемых штаммов [1, 2]. Поэтому вопрос о целесообразности использования серотипирования для характеристики НАГ-вибрионов, циркулирующих в нашей стране, остается дискуссионным. Возможно, дальнейшие исследования позволят решить является ли совершенствование этого направления действительно актуальным, либо всего лишь «безнадежной погоней за изменчивостью холерных вибрионов».
Факторы патогенности. Поскольку лишь небольшая часть НАГ-вибрионов обладает генами холерного токсина [18, 40, 44 ,53], исследователей давно интересовал вопрос о том, за счет каких других факторов представляющие подавляющее большинство лишенные их штаммы проявляяют патогенные свойства. По-видимому, ответом на данный вопрос может служить предложенная нами концепция о взаимозаменяемости факторов патогенности холерных вибрионов, которая распространяется и на нетокси-
генные штаммы 01 серогруппы [4]. Однако главная роль в вирулентности НАГ-вибрионов чаще отводится тем из известных токсических субстанций, которые были впервые выявлены именно у представителей данной группы микроорганизмов. В первую очередь, это термостабильный токсин - активатор гуанилат-циклазы, вызывающий развитие тяжелой диареи за счет повышения уровня цГМФ [4]. Проблема состоит в том, что ген этого токсина встречается у вибрионов не намного чаще, чем гены ctxAB, хотя и присутствует во многих популяциях, «населяющих» разные страны. В частности, он был обнаружен у штаммов, выделенных в Индии, Таиланде, Вьетнаме, Китае, Японии, Кубе, Италии [23, 24, 32, 37, 41]. В России штаммов НАг-вибрионов, достоверно содержащих этот ген, пока не выявлено. Другой фактор - cholix-токсин, блокатор белкового синтеза, действующий подобно экзотоксину A псевдомонад. Его ген достаточно широко распространен среди НАг-вибрионов, он идентифицирован в геномах штаммов, циркулирующих в Индии, Китае, Кении, США [32, 34] и в Ростовской области России [2]. Его считают причастным в основном к развитию внекишечных форм заболеваний, однако поскольку его гены встречаются у штаммов, вызвавших диарею [2, 34], не исключено, что он может усиливать тяжесть НАг-инфекций, способствуя развитию воспалительных процессов [34]. Наконец, значительная роль в вирулентности НАг-вибрионов отводится контакт-зависимым системам секреции белков - третьего и шестого типов (T3SS и T6SS) [4]. Кластер генов T3SS и находящиеся за его пределами гены ряда эффекторов присутствуют у многих штаммов различного происхождения, но чаще у клинических [2, 18, 32, 35]. Что касается T6SS, то практически все штаммы содержат гены ее структурных компонентов, но лишь часть из них - последовательности, кодирующие актин-связывающий и пептидогликан-связывающий домены ее эффекторов. способность к экспрессии T6SS свойственна в основном НАГ-вибрионам, хотя была выявлена и у некоторых вибрионов Эль Тор [4]. В отсутствие генов ctxAB ОКИ могут быть вызваны и другими факторами, такими как гемолизин HlyA, цитотоксин MARTX, цитотонический фактор Cef, протеазы и др. [2, 4]. Отдельные штаммы содержат гены токсинов Zot и Ace, а также факторы колонизации Cep в составе профага pre-CTX, ген tcpA в составе острова VPI, гены термостабильного и родственного ему гемолизинов (tdh, trh) V. parahae-molyticus [4]. Число известных токсинов продолжает увеличиваться. S.R.Isac et al. [31] недавно выделили из клинического штамма О54 серогруппы и описали внеклеточный фактор, обладающий цитотоксической и энтеротоксической активностями, который сочли возможным участником патогенеза. M.Sen et al. [48] было показано, что нетоксигенные НАГ-вибрионы продуцируют НАД-гликогидролазу (НАДазу). Ранее НАд-гликогидролазную активность приписывали только А-субъединице холерного токсина и исполь-
зовали для идентификации токсигенных штаммов. На основании способности этого фермента оказывать цитотоксическое действие на культуру клеток HeLa, а продуцирующих его нетоксигенных штаммов (в отличие от не продуцирующих) вызывать накопление жидкости в кишечнике мышей-сосунков авторы предположили, что он может играть существенную роль в патогенезе НАГ-инфекций.
так или иначе, мнения разных исследователей сходятся в том, что энтеропатогенность НАГ-вибрионов обусловлена продукцией более чем одного фактора, и оценивать ее следует суммарно [40, 44 и др.]. Так, Т^ататигЛу et al. [44] при изучении 28 штаммов отнесли их к 6 «фенотипам вирулентности» и показали, что представители самого значимого их них одновременно продуцировали гемолизин(ы), цитотоксин и связанный с клеткой гемагглютинин. Исследованные нами НАГ-вибрионы из Ростовской области, вызвавшие ОКИ со сходной симптоматикой, также существенно различались по наборам генов факторов патогенности. Среди них были выявлены как штаммы с интактными детерминантами мощных факторов типа T3SS, УР1 или MARTX, так и имеющие минимальный набор генов патогенности [2]. По-видимому, у разных штаммов основная роль в патогенезе принадлежит различным факторам и их сочетаниям: для одних это T3SS [40], для других -MARTX, либо гемомолизин Н1уА, для третьих - се-риновая протеаза, либо гемагглютинин/протеаза (НарА) и т.д. [4].
Антибиотикорезистентность НАГ-вибрио-нов. Изучение спектров чувствительности НАГ-вибрионов к антибиотикам как в нашей стране, так и за рубежом носит скорее ретроспективный, чем оперативный характер. Во многих работах отмечено нарастание числа резистентных и полирезистентных штаммов с течением времени. Например, если среди штаммов, выделенных от больных в Калькутте в 1989-1991 гг., ни один не обладал устойчивостью к налидиксовой кислоте [44], то среди выделенных там же с 2002 по 2010 год резистентных к этому антибиотику было 57,6 % [25]. Приобретение как отдельных, так и множественных маркеров резистентности в течение нескольких лет констатировано рядом авторов при изучении клинических штаммов из Индии [17], Таиланда [23], Индонезии [55]. Согласно данным ретроспективных исследований, штаммы, выделенные ранее в ряде регионов России, не обладали антибиотикорезистентностью [9], тогда как выделенные в Ростовской области имели до 18 различных профилей, включающих и чувствительные, и с множественной устойчивостью (от 1 до 6 маркеров у одного штамма) [8]. Обращает на себя внимание частая встречаемость антибиотикорезистентных штаммов в водных объектах. В последние годы они были зарегистрированы в Индии, Китае, Вьетнаме, Индонезии, марокко, бассейне Карибского моря, Мексике, России [8, 24, 32, 38, 54]. У ряда из них с помощью ПЦР выявлены гены Р-лактамаз, детер-
минанты устойчивости к ампициллину, неомицину, стрептомицину, сульфаметизол-сульфадиазину [24, 54]. Гены антибиотикорезистентности чаше всего находятся в составе интегративных конъюгативных элементов (SXT/ICE). При молекулярно-генетических исследованиях они были идентифицированы в геномах НАГ-вибрионов из Индии, Таиланда, Бразилии [23, 54]. Описаны SXT, не содержащие генов антибиотикорезистентности. У клинических штаммов, выделенных на Гаити в 2010 г., выявлен ICE элемент нового типа (ICEVchHai2), в котором эти гены отсутствовали [16]. Другой «пустой» SXT был обнаружен А.В.Фадеевой и соавт. [9] у одного из штаммов из Ростовской области 1974 г. выделения. Такие штаммы могут рассматриваться как потенциальные реципиенты генов лекарственной устойчивости. Кроме SXT/ICE, гены антибиотикорезистентности могут находится в составе других мобильных генетических элементов (МГЭ). Например, у штамма, выделенного в китае, две кассеты генов, кодирующих устойчивость к триметоприму (drf27), стрептомицину и спектиномицину (aadA16), присутствовали в составе конъюгативной плазмиды; обе они отличались по нуклеотидным последовательностям от соответствующих кассет вибрионов 01 серогруппы [52]. Некоторые индийские штаммы также содержали интегроны класса 1 на плазмидах [54]. У штамма из Аргентины ген ß-лактамазы (также измененный) был выявлен в области мегаинтегрона VCR [38]. Наличие мГэ и мегаинтегрона создает благоприятные условия для успешного горизонтального переноса генов от штамма к штамму и не исключает дальнейшего нарастания числа резистентных, что вызывает необходимость эффективного выбора средств этиотроп-ной терапии НАГ-инфекций.
Гетерогенность популяций и генетический обмен. НАГ-вибрионы представляют собой крайне неоднородную группу, включающую множество ге-новариантов, выявляемых при анализе как отдельных генов и их кластеров, так и тотальной ДНК. Рядом авторов была показана высокая гетерогенность популяций этих микроорганизмов, циркулирующих в одних и тех же регионах, по наборам содержащихся в их геномах детерминант факторов патогенности [2, 41] и по другим молекулярно-генетическим характеристикам - риботипам [22], VNTR-типам [2, 6], MSLT-типам [41], PFGE-типам [25, 50], RAPD-PCR-профилям [53]. Лишь в отдельных случаях отмечена клональность по 1-2 характеристикам. Так, среди клинических штаммов, выделенных в Калькутте в 2003 г., пять tcpA-позитивных имели один и тот же риботип, но относились к разным серогруппам [18]; среди возбудителей вспышки 1994 г. в Лиме (Перу) все штаммы о12 серогруппы имели идентичные ри-ботипы, к другому риботипу относились 83 % штаммов о10 серогруппы, однако риботипы остальных штаммов были уникальны [22]; в Бангкоке (Таиланд) в 1990-е годы среди представителей множества се-рогрупп были выявлены 7 штаммов о37 серогруппы
с общим риботипом, но один из них содержал плаз-миду [23]; 6 штаммов (по два 06, 026 и 045 серо-групп) из Бразилии имели идентичные RAPD-PCR-профили [53]; 4 клинических штамма из Нигерии не различались по MLSA- и PFGE-профилям [36]; 10 из 22 изученных токсигенных штаммов, выделенных в Узбекистане, имели общий VNTR-генотип [6], RAPD-PCR-профиль, одинаковый набор генов факторов патогенности и персистенции, но при этом различались по числу мутаций в последних [3] и по серогрупповой принадлежности [3, 6].
Многообразие используемых разными авторами подходов не позволяет провести полноценный сравнительный анализ полученных ими данных, однако можно предположить, что результаты филогенетических исследований одних и тех же штаммов с применением неодинаковых методов в основном не совпадают. На примере популяции НАГ-вибрионов, циркулирующих в Ростовской области в течение полувека, нами было установлено, что 169 штаммов образуют 165 ПЦР-генотипов в составе 15 кластеров и 164 VNTR-генотипа в составе 16 кластеров, причем между ними не обнаруживалось никакой взаимосвязи, как и с серогрупповой принадлежностью [2].
Штаммы НАГ-вибрионов, циркулирующие в объектах окружающей среды, отличаются еще большей, чем клинические, генотипической изменчивостью и чаще обладают меньшими наборами генов факторов патогенности [2]. Тем не менее, они сохраняют детерминанты факторов, которые необходимы для жизнеобеспечения и в то же время обладают биологической активностью (мы называем их факторами патогенности/персистенции), такими как HapA и Cef [4]. Практически все содержат видоспецифичный ген гемолизина HlyA. Многие обладают генами цитоток-сического комплекса MARTX, островом патогенности VPI-2 с геном нейраминидазы, хотя оба эти кластера могут содержать делеции в разных участках [2, 4]. Иногда у них выявляют детерминанты токсинов, играющих существенную роль в патогенезе, причем это касается и штаммов, «населяющих» неэндемичные территории, где отсутствует заболеваемость населения. Например, штаммы с CTX-элементом либо геном термостабильного токсина, обнаружены среди обитателей открытых водоемов не только Юго-Восточной Азии, Латинской Америки, но и США, Италии, Германии, Австралии [29, 32, 41, 53], а содержащие кластеры T3SS довольно широко рас-простанены среди представителей водных популяций во многих странах, включая Россию [2, 4, 29]. В Австралии и Китае выявлены штаммы, содержащие ген cholix-токсина [32]. Большинство зарубежных авторов считает НАГ-вибрионы, выделяемые из объектов окружающей среды, потенциально опасными независимо от качественного и количественного состава генов факторов патогенности, а также от «эн-демичности» мест их выделения. В России им придается меньшее значение, вероятно, в связи с тем, что они обнаруживаются практически во всех водоемах,
где проводится мониторинг, тогда как случаи заражения людей на прилежащих территориях весьма немногочисленны. Более того, при выявлении больных с подтвержденным диагнозом «НАГ-инфекция» оперативное исследование предполагаемых источников заражения на наличие возбудителей не проводится, поэтому сравнить их с клиническими на генетическом уровне не представляется возможным. Осуществленное нами ПЦР- и VNTR-типирование 42 штаммов, выделенных из воды Азовского моря и рыбы в 2011-2012 гг., не выявило близкого родства со штаммами, вызвавшими в те же годы случаи ОКИ в таганроге, однако изначально не было и сведений о контактах заболевших именно с этими водными объектами [2]. Очевидно, при наличии больных расширенные генетические исследования штаммов, выделяемых на той же территории из объектов окружающей среды, следует признать актуальными.
Несмотря на значительную гетерогенность популяций, циркулирующих в определенных регионах, в совокупности в них часто присутствует достаточно большой набор генов факторов патогенности, пер-систенции, жизнеобеспечения и антибиотикоустой-чивости, что предполагает возможность их горизонтального переноса. «Виртуальные» свидетельства наличия процессов рекомбинации в генетически неоднородной эстуарной популяции НАГ-вибрионов на северо-востоке США были получены B.M.Schuster et al. [49] при биоинформационном анализе данных MLSA-типирования с использованием нескольких компьютерных программ. Реальная способность к горизонтальной передаче была неоднократно показана в условиях эксперимента для самых разнообразных генов как в пределах группы НАГ-вибрионов, так и между ними и представителями 01 серогруп-пы. Помимо «традиционной» передачи фага СТХф TCP-позитивным штаммам, значительная роль отводится и другим фагам. В частности, в прибрежных водах Калифорнии обнаружены литические фаги, способные переносить CTX-элемент от штаммов Эль Тор НАГ-вибрионам [21]. Штаммы 0141 серо-группы, неспособные образовывать инфекционные вирионы СТХф (классического типа), успешно передавали профаг штаммам Эль Тор в микрокосмах с хитиновым субстратом и 0141-специфическим литическим бактериофагом за счет трансформации [56]. Описан конъюгативный перенос плазмиды, несущей несколько генов антибиотикорезистентности, от донора 01 серогруппы чувствительным штаммам НАГ-вибрионов [30]. На основании результатов сек-венирования кластера генов биосинтеза 0-антигенов (rfb) штамма O37 серогруппы M.Li et al. [33] пришли к выводу о возможности их горизонтального переноса. Впоследствии это предположение было подтверждено M.Blokesch, G.K.Schoolnik [12], успешно осуществившими передачу 037-специфичных генов с помощью трансформации ДНК штамма 037 серогруппы в штамм 01 серогруппы в присутствии хитина, при этом в ДНК рекомбинантов произошла
делеция 01-специфичных генов. S.Basu, R.K.Ghosh [10] показали, что заражение штамма V. cholerae 01 умеренным фагом PS166 приводит к образованию лизогенов, утративших агглютинабельность О1-холерной сывороткой при сохранении СТХ и УР1, а также обнаружили среди клинических нетоксиген-ных НАГ-вибрионов 2 штамма, способных к образованию инфекционных частиц этого фага. Однако еще до появления в печати указанных работ конъю-гативная передача генов г^Ь от штамма V. cholerae поп01/поп0139 токсигенным штаммам V. cholerae 01 и 0139 и обратно с последующим изменением се-рогрупповой принадлежности была показана отечественными авторами [51].
Происхождение НАГ-вибрионов. По поводу происхождения НАГ-вибрионов и их эволюционных связей с V. cholerae 01 нет единого мнения. Одни авторы считают, что первые могут являться «потомками» последних, утративших способность к агглютинации О1-холерной сывороткой. Подтверждением этой гипотезы служит существование так называемых R-вариантов Эль Тор, которые не агглютинируются О1 сывороткой, но содержат ген О1-антигена [18, 39]. Шесть таких штаммов (ctxAB+tcpA+), выделенных в Калькутте в 2003 г., имели общие риботи-пы с одновременно выделенными там же штаммами Эль Тор [18]. Из 7 описанных R.K.Mitгa et al. [39] индийских клинических штаммов 1992-1997 гг. выделения 6 содержали ген О1- и 1 - О139-антигена, но не агглютинировались соответствующими сыворотками. При их риботипировании было установлено близкое родство со штаммами О1 и О139 серогрупп, выделенными в тот же период. О1-специфичный ген wbeN был выявлен и у 2 клинических штаммов НАГ-вибрионов, выделенных в Бразилии во время вспышки холеры, причем один из них принадлежал к О26 серогруппе (второй не типировался). Оба содержали 4 гептануклеотидных повтора в промотороной области ctxA и по последовательностям генов рРНК были близко родственными штаммам О1 серогруппы в отличие от wbeN-негативных штаммов О26, попавшими в другой кластер [15]. Другие авторы, напротив, подчеркивают роль НАГ-вибрионов в возникновении новых клонов эпидемически опасных штаммов О1 и 0139 серогрупп [40, 50, 56]. На наш взгляд, эволюция V. cholerae может происходить в обоих этих направлениях.
Все вышеизложенное свидетельствует о том, что НАГ-вибрионы, несмотря на редкую причастность к крупным вспышкам, занимают не последнее место в этиологии ОКИ во всем мире и представляют потенциальную угрозу здоровью населения нашей страны. Будучи лучше (по сравнению с V. cholerae О1) приспособленными к персистенции в объектах окружающей среды даже в условиях умеренного климата, они служат природными резервуарами генов факторов патогенности, которые могут передавать другим холерным вибрионам. Это положение, высказанное подавляющим большин-
ством авторов [18, 29, 32], очевидно, имеет право на статус доказанного научного постулата. Популяции НАГ-вибрионов, «привязанные» к определенным территориям, отличаются крайней генетической гетерогенностью, однако в целом содержат достаточно широкий «ассортимент» генов факторов патогенно-сти и антибиотикорезистентности, который может пополняться за счет заносов возбудителей из других регионов. По всей видимости, поддержание полного набора интактных и способных к экспресси генов в сравнительно небольшом геноме одного штамма было бы невыгодно энергетически, но совокупный генофонд популяции позволяет ей сохранять патогенетический потенциал. Горизонтальный перенос генов в водной среде, либо в организме человека создает благоприятные условия для его реализации. Кроме того, генетический обмен, по всей видимости, не ограничивается пределами вида V. cholerae, в нем могут участвовать и другие патогенные для человека вибрионы. Косвенным подтверждением этому служит обнаружение, хотя и довольно редкое, генов холерного и термостабильного токсинов, острова УР1, прямого термостабильного гемолизина (1йЬ) V. parahaemolyticus, генов T3SS у V. cholerae поп01/ поп0139, V. mimicus, V. alginolyticus и V. hollisae; TDH-родственного гемолизина у V. cholerae
поп01/поп0139 и V. (Listonella) anguillarum [4, 57]. Отсюда вытекает опасность формирования новых клонов с повышенным патогенетическим, а возможно, и эпидемическим потенциалом (как в случае с V. cholerae 0139), последствия распространения которых непредсказуемы. Поэтому данная группа возбудителей требует внимания со стороны исследователей и санэпидслужб Российской Федерации.
конфликт интересов. Авторы подтверждают отсутствие конфликта финансовых/нефинансовых интересов, связанных с написанием статьи.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Авдеева Е.П., Мазрухо Б.Л., Воронежская Л.Г., Цедова Э.Г., Монахова Е.В., Михась Н.К., Ньематов А.С., Иногамова И.А., Оброткина Н.Ф., Малькова Г.И., Давыдова В.К., Агапов Б.Л. Особенности циркуляции различных по происхождению холерных вибрионов неО1/неО139 серогрупп. Эпидемиол. и инф. бол. 2006; 2:19-22.
2. Архангельская И.В., Непомнящая Н.Б., Монахова Е.В., Водопьянов А.С., Водопьянов С.О., Крутиков В.Д. Генетическая неоднородность популяции Vibrio cholerae nonO1/nonO139, циркулирующих в Ростовской области. Здоровье населения и среда обитания. 2015; 3:25-7.
3. Ерошенко Г. А., Краснов Я. М., Фадеева А. В., Одиноков Г. Н., Кутырев В. В. Генетическая характеристика токсиген-ных штаммов Vibrio cholerae неО1/неО139 из Средней Азии. Генетика. 2013; 49(10):1165-73.
4. Монахова Е.В. Стратегия вирулентности холерных вибрионов и пути ее реализации (обзор). Пробл. особо опасных инф. 2013; 4:60-8.
5. Мустанов А.Н., Нематов А.С., Миртазаев О.М. Определение эпидемической значимости холерных вибрионов, выделенных от людей и из объектов окружающей среды на
Житории республики Узбекистан. Профилакт. и клин. мед.
; 3(8):147-9.
6. Онищенко Г.Г., Мишанькин Б.Н., Водопьянов А.С., Ломов Ю.М., Водопьянов С.О., Воронежская Л.Г., Сучков И.Ю., Черепахина И.Я., Дуванова О.В., Шишияну М.В. Холерные вибрионы серогрупп неО1, выделенные в Узбекистане в 1990 гг.: ретроспективный VNTR-анализ. Эпидемиол. и инф. бол. 2003; 6:25-9.
7. Петренко Е.В., Хайтович А.Б., Пидченко Н.Н., Ильичев Ю.А. Изучение структуры генома V. cholerae nonO1, выделенных от больных острыми кишечными инфекциями в Украине. Ceim медицини та б(опогй. 2014; 4(47):52-6.
8. Селянская Н.А., Веркина Л.М., Архангельская И.В., Тришина А.В., Водяницкая С.Ю. Мониторинг антибиотикорези-стентности штаммов холерных вибрионов неО1/не О139 серо-групп, выделенных из объектов окружающей среды в Ростовской области в 2011-2014 гг. Здоровье населения и среда обитания. 2015; 7:33-6.
9. Фадеева А.В., Ерошенко Г.А., Шавина Н.Ю., Кутырев В.В. Анализ SXT констина антибиотикочувствительного штамма Vibrio cholerae неО1/неО139 серогруппы. Пробл. особо опасных инф. 2012; 3(113):102-3.
10. Basu S., Ghosh R.K. Identification and characterization of phage PS166 lysogens from non-O1, non-O139 strains of Vibrio cholerae. Med. Sci. Monit. 2009; 15(10):BR281-8.
11. Bhattacharya M.K., Dutta D., Bhattacharya S.K, Deb A., Mukhopadhyay A.K., Nair G.B., Shimada T., Takeda Y., Chowdhury A., Mahalanabis D. Association of a disease approximating cholera caused by Vibrio cholerae of serogroups other than O1 and O139. Epidemiol. Infect. 1998; 120(1):1-5. DOI: 10.1017/ S0950268897008352.
12. Blokesch M., Schoolnik G.K. Serogroup conversion of Vibrio cholerae in aquatic reservoirs. PLoS Pathog. 2007; 3(6):e81. DOI: 10.1371/joumalppat.0030081.
13. Bravo F.L., Fernández A., Ramírez M.M., Llop A., Martínez G., Hernández R.I., Cabrera L.E., Morier L., Fraga J., Núñez F.A., Aguila A. Microbiological characterization of non-O1 Vibrio cholerae isolated in Cuba. Rev. Cubana Med. Trop. 2007, 59(3):227-33.
14. Browmick T.S., Das M., Ruppitsch W., Stoeger A., Pietzka A.T., Allerberger F., Rodrigues D.P., Sarkar B.L. Detection of virulence-associated and regulatory protein genes in association with phage typing of human Vibrio cholerae from several geographical regions of the world. J. Med. Microbiol. 2009; 58:1160-7. DOI: 10.1099/jmm.0.008466-0.
15. Cariri F.A., Costa A.P., Melo C.C., Theophilo G.N Hofer E., de Melo Neto O.P., Leal N.C. Characterization of potentially virulent non-O1/non-O139 Vibrio cholerae strains isolated from human patients. Clin. Microbiol. Infect. 2010; 16(1):62-7. DOI: 10.1111/ j.1469-0691.2009.02763.x.
16. Ceccarelli D., Spagnoletti M., Hasan N.A., Lansing S., Huq A., Colwell R.R. A new integrative conjugative element detected in Haitian isolates of Vibrio cholerae non-O1/non-O139. Res. Microbiol. 2013; 164(9):891-3. DOI: 10.1016/j.resmic.2013.08.004.
17. Chandrasekhar M.R., Krishna B.V., Patil A.B. Changing characteristics of Vibrio cholerae: emergence of multidrug resistance and non-O1, non-O139 serogroups. Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. 2008; 39(6):1092-7.
18. Chatterjee S., Ghosh K., Raychoudhuri A., Chowdhury G., Bhattacharya M.K., Mukhopadhyay A.K., Ramamurthy T., Bhattacharya S.K., Klose K.E., Nandy R.K. Incidence, virulence factors, and clonality among clinical strains of non-O1, non-O139 Vibrio cholerae isolates from hospitalized diarrheal patients in Kolkata, India. J. Clin. Microbiol. 2009; 47(4):1087-95. DOI: 10.1128/ JCM.02026-08.
19. Chen D.L., Zhang P., Wang D.C., Chen J., Yu B.Q., Cheng X.F., Diao B.W., Zhou H.J., Zhu M., Hu W.F., Zhan S.W., Jing H.Q., Kan B. Molecular analysis on non-O1 and non-O139 Vibrio cholerae isolates. Zhonghua Liu Xing BingXue Za Zhi. 2012; 33(12):1265-8. DOI: 10.3760/cmaj.issn.0254-6450.2012.12.015.
20. Chen Y.r, Tang H.J., Chao C.M., Lai C.C. Clinical manifestations of non-O1 Vibrio cholerae infections. PLoS One. 2015; 10(1):e0116904. DOI: 10.1371/journal.pone.0116904.
21. Choi S., Dunams D., Jiang S.C. Transfer of cholera toxin genes from O1 to non-O1/O139 strains by vibriophages from California coastal waters. J. Appl. Microbiol. 2010; 108(3):1015-22. DOI: 10.1111/j.1365-2672.2009.04502.x.
22. Dalsgaard A., Albert M.J., Taylor D.N., Shimada T., Meza R., Serichantalergs O., Echeverria P. Characterization of Vibrio cholerae non-O1 serogroups obtained from an outbreak of diarrhea in Lima, Peru. J. Clin. Microbiol. 1995; 33(10):2715-22.
23. Dalsgaard A., Forslund A., Bodhidatta L., Serichantalergs O., Pitarangsi C., Pang L., Shimada T., Echeverria P. A high proportion of Vibrio cholerae strains isolated from children with diarrhoea in Bangkok, Thailand are multiple antibiotic resistant and belong to heterogenous non-O1, non-
1999; 122(2):217-26. DOI: 10.1017/S0950268899002137.
24. Diep T.T., Nguyen N.T., Nguyen T.N., An H.K., Nguyen T.Q., Nguyen V.H., Nguyen T.V., Nguyen T.N., Izumiya H., Ohnishi M., Yamashiro T., Nguyen L.T. Isolation of New Delhi metallo-B-lactamase 1 (NDM-1)-producing Vibrio cholerae non-O1, non-O139 strain carrying ctxA, st, and hly genes in southern Vietnam. Microbiol. Immunol. 2015; 59(5):262-7. DOI: 10.1111/1348-0421.12248.
25. Dutta D., Chowdhury G., Pazhani G.P Guin S., Dutta S., Ghosh S., Ranjendran K., Nandy R.K., Mukhopadhyay A.K., Bhattacharya M.K., Mitra U., Takeda Y., Nair G.B., Ramamurthy T. Vibrio cholerae non-O1, non-O139 serogroups and cholera-like di-
arrhea, Kolkata, India. Emerg. Infect. Dis. 2013; 19(3):464-7. DOI: 10.3201/eid1903.121156.
26. Finch M.J., Valdespino J.L., Wells J.G., Perez-Perez G., Arjona F., Sepulveda A., Bessudo D., Blake P.A. Non-O1 Vibrio cholerae infections in Cancun, Mexico. Am. J. Med. Hyg. 1987; 36(2):393-7.
27. González Fraga S., Villagra de Trejo A., Pichel M., Figueroa S., Merletti G., Caffer M.I., de Castillo M.C., Binsztein N. Characterization of Vibrio cholerae non-O1 and non-O139 isolates associated with diarrhea. Rev. Argent. Microbiol. 2009; 41(1):11-9.
28. Halpern M., Senderovich Y., Izhaki I. Waterfowl - the missing link in epidemic and pandemic cholera dissemination? PLoS Pathog. 2008; 4(10):e1000173. DOI: 10.1371/journal.ppat.1000173.
29. Hasan N.A., Choi S.Y., Eppinger M., Clark P.W., Chen A., Alam M., Haley B.J., Taviani E., Hine E., Su Q., Tallon L.J., Prosper J.B., Furth K., Hoq M.M., Li H., Fraser-Liggett C.M., Cravioto A., Huq A., Ravel J., Cebula T.A., Colwell R.R. Genomic diversity of 2010 Haitian cholera outbreak strains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012; 109(29):E2010-7. DOI: 10.1073/pnas.1207359109.
30. Hofer E., Quintaes B.R., dos Reis E.M., Rodrigues Ddos P., Seki L.M., Feitosa I.S., Ribeiro L.H., Ferreira M.R. The emergence of multiple antimicrobial resistance in Vibrio cholerae isolated from gastroenteritis patients in Ceará, Brazil. Rev. Soc. Bras. Med. Trop. 1999; 32(2):151-6.
31. Isac S.R., Nair G.B., Singh D.V. Purification and characterization of cytotoxin produced by a clinical isolate of Vibrio cholerae O54 TV113. Appl. Biochem. Bacteriol. 2012; 167(4):809-23. DOI: 10.1007/s12010-012-9718-4.
32. Li F., Du P., Li B., Ke C., Chen A., Chen J., Zhou H., Li J., Morris J.G. Jr, Kan B., Wang D. Distribution of virulence-associated genes and genetic relationships in non-O1/O139 Vibrio cholerae aquatic isolates from China. Appl. Environ. Microbiol. 2014; 80(16):4987-92. DOI: 10.1128/AEM:01021-14.
33. Li M., Shimada T., Morris J.G. Jr, Sulakvelidze A., Sozhamannan S. Evidence for the emergence of non-O1 and non-O139 Vibrio cholerae strains with pathogenic potential by exchange of O-antigen biosynthesis regions. Infect. Immun. 2002; 70(5):2441-53. DOI: 10.1128/IAI.70.5.2441-2453.2002.
34. Lugo M.R., Merrill A.R. The father, son and cholix toxin: the third member of the DT group mono-ADP-ribosyltransferase toxin family. Toxins (Basel). 2015; 7(8):2757-72. DOI: 10.3390/tox-ins7082757.
35. Luo Y., Ye J., Jin D., Ding G., Zhang Z., Mei L., Octavia S., Lan R. Molecular analysis ofnon-O1/non-O139 Vibrio cholerae isolated from hospitalised patients in China. BMC Microbiol. 2013:13:52. DOI: 10.1186/1471-2180-13-52.
36. Marin M.A., Thompson C.C., Freitas F.S., Fonseca E.L., Aboderin A.O., Zailani S.B., Quartey N.K.E., Okeke I.N., Vicente A.C.P. Cholera outbreaks in Nigeria are associated with multidrug resistant atypical El Tor and non-O1/non-O139 Vibrio cholerae. PLoS Negl. Trop. Dis. 2013; 7(2):e2049. DOI: 10.1371/journal. pntd.0002049.
37. Matsushita S., Noguchi Y., Yanagawa Y., Igarashi H., Morita K., Wada H., Watanabe N., Shibata M., Kanamori M., Kudoh Y., Shimada T. Sporadic diarrhea caused by Vibrio cholerae non-O1 and characteristics of the isolates. Kansenshogaku Zasshi. 1997; 71(12):1204-9. DOI: 10.11150/kansenshogakuzasshi1970.71.1204.
38. Melano R., Petroni A., Garutti A., Saka H.A., Mange L., Pasterán F., Rapoport M., Rossi A., Galas M. New carbenicillin-hydrolyzing beta-lactamase (CARB-7) from Vibrio cholerae non-O1, non-O139 strains encoded by the VCR region of the V. cholerae genome. Antimicrob. Agents Chemother. 2002; 46(7):2162-8. DOI: 10.1128/AAC.46.7.2162-2168.2002.
39. Mitra R.K., Nandy R.K., Ramamurthy T., Bhattacharya S.K., Yamasaki S., Shimada T., Takeda Y., Nair G.B. Molecular characterisation of rough variants of Vibrio cholerae isolated from hospitalised patients with diarrhoea. J. Med. Microbiol. 2001; 50(3):268-76. DOI: 10.1099/0022-1317-50-3-268.
40. Mukhopadhyay A.K., Garg S., Mitra R., Basu A., Rajendran K., Dutta D., Bhattacharya S.K., Shimada T., Takeda T., Takeda Y Nair G.B. Temporal shifts in traits of Vibrio cholerae strains isolated from hospitalized patients in Calcutta: a 3-year (1993 to 1995) analysis. J. Clin. Microbiol. 1996; 34(10):2537-43.
41. Octavia S., Salim A., Kurniawan J., Lam C., Leung Q Ahsan S., Reeves P.R., Nair G.B., Lan R. Population structure and evolution of non-O1/non-O139 Vibrio cholerae by multilocus sequence typing. PLoS ONE. 2013; 8(6):e65342. DOI: 10.1371/journal. pone.0065342.
42. Onifade T.J.M., Hutchinson R., Van Zile K., Bodager D., Baker R., Blackmore C. Toxin producing Vibrio cholerae O75 outbreak, United States, March to April 2011. Euro Surveill. 2011; 16(20):19870.
43. Panda S., Pati K.K., Bhattacharya M.K., Koley H., Pahari S., Nair G.B. Rapid situation & response assessment of diarrhoea outbreak in a coastal district following tropical cyclone AILA in India. Indian J. Med. Res. 2011; 133:395-400.
44. Ramamurthy T., Bag P.K., Pal A., Bhattacharya S.K., Bhattacharya M.K., Shimada T, Takeda T., Karasawa T., Kurazono
H., Takeda Y., Karasawa T., Kurazono H., Takeda Y., Nair G.B. Virulence patterns of Vibrio cholerae non-O1 strains isolated from hospitalised patients with acute diarrhoea in Calcutta, India. J. Med. Microbiol. 1993; 39(4):310-7. DOI: 10.1099/00222615-39-4-310.
45. Ranjbar M., Rahmani E., Nooriamiri A., Gholami H., Golmohamadi A., Barati H., Rajabifar D., Barati S., Sabet M.S., Zamiri A., Haghighi S., Taifehashemi P., Nojomi M. High prevalence of multidrug-resistant strains of Vibrio cholerae, in a cholera outbreak in Tehran-Iran, during June-September 2008. Trop. Doct. 2010; 40(4):214-6. DOI: 10.1258/td.2010.100015.
46. Rudra S., Mahajan R., Mathur M., Kathuria K., Talwar V. Cluster of cases of clinical cholera due to Vibrio cholerae 010 in east Delhi. Indian J. Med. Res. 1996; 103:71-3.
47. Saleh T.H., Sabbah M.A., Jassem K.A., Hammad Z.N. Identification of virulence factors in Vibrio cholerae isolated from Iraq during the 2007-2009 outbreak. Can. J. Microbiol. 2011; l57(12):1024-31. DOI: 10.1139/w11-094.
48. Sen M., Hajra T.K., Browmick P., Naskar P., Bag P.K. Evaluation of nicotinamide adenine dinucleotide (NAD) glycohydro-lase activity among thr strains of Vibrio cholerae non-O1, non-O139. Curr. Res. Microbiol. Biotechnol. 2013; 1(2):46-9.
49. Schuster B.M., Tyzik A.L., Donner R.A., Striplin M.J., Almagro-Moreno S., Jones S.H., Cooper V.S., Whistler C.A. Ecology and genetic structure of a northern temperate Vibrio cholerae population related to toxigenic isolates. Appl. Environ. Microbiol. 2011; 77(21):7568-75. DOI: 10.1128/AEM00378-11.
50. Sharma C., Thungapathra M., Ghosh A., Mukhopadhyay A.K., Basu A., Mitra R., Basu I., Bhattacharya S.K., Shimada T., Ramamurthy T., Takeda T., Yamasaki S., Takeda Y., Nair G.B. Molecular analysis of non-O1, non-O139 Vibrio cholerae associated with an unusual upsurge in the incidence of cholera-like disease in Calcutta, India. J. Clin. Microbiol. 1998; 36:756-63.
51. Smirnova N.I., Zhuravlyova E.A., Livanova L.F., Shopyreva S.V. Construction and characterization of recombinant Vibrio chol-erae strains carrying heterologous genes encoding non-O1 antigen or cholera enterotoxin. Microb. Pathog. 1995; 19(2):65-72. DOI: 10.1006/mpat.1995.0046.
52. Sun J., Zhou M., Wu Q., Ni Y. Characterization of two novel gene cassettes, dfrA27 and aadA16, in a non-O1, non-O139 Vibrio cholerae isolate from China. Clin. Microbiol. Infect. 2010; 16(8):1125-9. DOI: 10.1111/j.1469-0691.2009.03060.x.
53. Theophilo G.N., Rodrigues Ddos P., Leal N.C., Hofer E. Distribution of virulence markers in clinical and environmental Vibrio cholerae non-O1/non-O139 strains isolated in Brazil from 1991 to 2000. Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo. 2006; 48(2):65-70. DOI: 10.1590/S0036-46652006000200002.
54. Thungapathra M., Amita, Sinha K.K., Chaudhuri S.R., Garg P., Ramamurthy T., Nair G.B., Ghosh A. Occurrence of antibiotic resistance gene cassettes aac(6')-Ib, dfrA5, dfrA12, and ereA2 in class I integrons in non-O1, non-O139 Vibrio cholerae strains in India. Antimicrob. Agents Chemother. 2002; 46(9):2948-55. DOI: 10.1128/ AAC.46.9.2948-2955.2002.
55. Tjaniadi P., Lesmana M., Subekti D., Machpud N Komalarini S., Santoso W., Simanjuntak C.H., Punjabi N., Campbell J.R., Alexander W.K., Beecham H.J. III, Corwin A.L., Oyofo B.A. Antimicrobial resistance of bacterial pathogens associated with diar-rheal patients in Indonesia. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2003; 68(6):666-70.
56. Udden S.M., Zahid M.S., Biswas K., Ahmad Q.S., Cravioto A., Nair G.B., Mekalanos J.J., Faruque S.M. Acquisition of classical CTX prophage from Vibrio cholerae O141 by El Tor strains aided by lytic phages and chitin-induced competence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008; 105(33):11951-6. DOI: 10.1073/pnas.0805560105.
57. Ulloa F.M.T., Porte L., Braun J.S., Dabanch P. J., Fica C.A., Henriquez A.T., Osorio A.C.G. Acute gastroenteritis caused by a Vibrio cholerae non-O1, non-O139 strain harboring a genetic region homologous to the VpaI-7 pathogenicity island. Rev. Chilena Infectol. 2011; 28(5):470-3. DOI: 10.4067/S0716-10182011000600012.
58. Xu S.H., Li Y.X., Li S.T., Wu Q., Sun F.Q., Huang F., Zeng A.F. Epidemic condition and biological characteristics of non-O1/non-O139 Vibrio cholerae in Haizhu District of Guangzhou. Zhonghua Yu Fang Yi Xue Za Zhi. 2010; 44(12):1087-90. DOI: 10.3760/cma.j.issn.0253-9624.2010.12.006.
References
1. Avdeeva E.P., Mazrukho B.L., Voronezhskaya L.G., Tsedova E.G., Monakhova E.V., Mikhas' N.K., N'ematov A.S., Inogamova I.A., Obrotkina N.F., Mal'kova G.I., Davydova V.K., Agapov B.L. [Peculiarities of circulation of cholera vibrios nonO1/nonO139 serogroups different in the origin]. Epidemiol. Infek. Bol. 2006; 2:19-22.
2. Arkhangel'skaya I.V., Nepomnyashchaya N.B., Monakhova E.V., Vodop'yanov A.S., Vodop'yanov S.O., Kruglikov V.D. [Genetic heterogeneity of Vibrio cholerae nonOl/nonO139 population, circulating in the Rostov Region]. Zdor. Naselen. Sreda Obit. 2015; 3:25-7.
3. Eroshenko G.A., Krasnov Ya.M., Fadeeva A.V., Odinokov G.N., Kutyrev V.V. [Genetic characteristics of toxigenic Vibrio cholerae nonOl/ nonO139 strains from Central Asia]. Genetika. 2013; 49(10):1165-73.
4. Monakhova E.V. [Cholera vibrio virulence strategy and ways of its
realization (Scientific review)]. Probl. Osobo Opasn. Infek. 2013; 4:60-8.
5. Mustanov A.N., Nematov A.S., Mirtazaev O.M. [Determination of epidemic significance of cholera vibrios, isolated from humans and ambient environment objects in the territory of the Republic of Uzbekistan]. Profilakt. Klinich. Meditsina. 2007; 3(8):147-9.
6. Onishchenko G.G., Mishan'kin B.N., Vodop'yanov A.S., Lomov Yu.M., Vodop'yanov S.O., Voronezhskaya L.G., Suchkov I.YU., Cherepakhina I.Ya., Duvanova O.V., Shishiyanu M.V. [Cholera vibrios of nonOl sero-group, isolated in Uzbekistan in 1987-1990: retrospective VNTR-analysis]. Epidemiol. Infek. Bol. 2003; 6:25-9.
7. Petrenko E.V., Khaitovich A.B., Pidchenko N.N., Il'ichev Yu.A. [Studies of genomic structure of V. cholerae nonOl, isolated from patients with acute intestinal infections in Ukraine]. Svit Meditsini ta Biologii. 2014; 4(47):52-6.
8. Selyanskaya N.A., Verkina L.M., Arkhangel'skaya I.V., Trishina
A.V., Vodyanitskaya S.Yu. [Monitoring of antibiotic resistance in Vibrio cholerae nonO1/nonO139 strains, isolated from ambient environment objects in the Rostov Region in 2011-2014]. Zdor. Naselen. Sreda Obit. 2015; 7:33-6.
9. Fadeeva A.V., Eroshenko G.A., Shavina N.Yu., Kutyrev V.V. [Analysis of SXT constin of antibiotic-sensitive Vibrio cholerae strain of non-O1/ non-O139 serogroup]. Probl. Osobo Opasn. Infek. 2012; 3(113):102-3.
10. Basu S., Ghosh R.K. Identification and characterization of phage PS166 lysogens from non-O1, non-O139 strains of Vibrio cholerae. Med. Sci. Monit. 2009; 15(10):BR281-8.
11. Bhattacharya M.K., Dutta D., Bhattacharya S.K, Deb A., Mukhopadhyay A.K., Nair G.B., Shimada T., Takeda Y., Chowdhury A., Mahalanabis D. Association of a disease approximating cholera caused by Vibrio cholerae of serogroups other than O1 and O139. Epidemiol. Infect. 1998; 120(1):1-5. DOI: 10.1017/S0950268897008352.
12. Blokesch M., Schoolnik G.K. Serogroup conversion of Vibrio chol-erae in aquatic reservoirs. PLoS Pathog. 2007; 3(6):e81. DOI: 10.1371/jour-nal.ppat.0030081.
13. Bravo F.L., Fernández A., Ramírez M.M., Llop A., Martínez G., Hernández R.I., Cabrera L.E., Morier L., Fraga J., Núñez F.A., Aguila A. Microbiological characterization of non-O1 Vibrio cholerae isolated in Cuba. Rev. Cubana Med. Trop. 2007, 59(3):227-33.
14. Browmick T.S., Das M., Ruppitsch W., Stoeger A., Pietzka A.T., Allerberger F., Rodrigues D.P., Sarkar B.L. Detection of virulence-associated and regulatory protein genes in association with phage typing of human Vibrio cholerae from several geographical regions of the world. J. Med. Microbiol. 2009; 58:1160-7. DOI: 10.1099/jmm.0.008466-0.
15. Cariri F.A., Costa A.P., Melo C.C., Theophilo G.N., Hofer E., de Melo Neto O.P., Leal N.C. Characterization of potentially virulent non-O1/non-O139 Vibrio cholerae strains isolated from human patients. Clin. Microbiol. Infect. 2010; 16(1):62-7. DOI: 10.1111/j.1469-0691.2009.02763.x.
16. Ceccarelli D., Spagnoletti M., Hasan N.A., Lansing S., Huq A., Colwell R.R. A new integrative conjugative element detected in Haitian isolates of Vibrio cholerae non-O1/non-O139. Res. Microbiol. 2013; 164(9):891-3. DOI: 10.1016/j.resmic.2013.08.004.
17. Chandrasekhar M.R., Krishna B.V., Patil A.B. Changing characteristics of Vibrio cholerae: emergence of multidrug resistance ana non-O1, non-O139 serogroups. Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. 2008; 39(6):1092-7.
18. Chatterjee S., Ghosh K., Raychoudhuri A., Chowdhury G., Bhattacharya M.K., Mukhopadhyay A.K., Ramamurthy T., Bhattacharya S.K., Klose K.E., Nandy R.K. Incidence, virulence factors, and clonality among clinical strains of non-O1, non-O139 Vibrio cholerae isolates from hospitalized diarrheal patients in Kolkata, India. J. Clin. Microbiol. 2009; 47(4):1087-95. DOI: 10.1128/JCM.02026-08.
19. Chen D.L., Zhang P., Wang D.C., Chen J., Yu B.Q., Cheng X.F., Diao
B.W., Zhou H.J., Zhu M., Hu W.F., Zhan S.W., Jing H.Q., Kan B. Molecular analysis on non-O1 and non-O139 Vibrio cholerae isolates. Zhonghua Liu Xing Bing Xue Za Zhi. 2012; 33(12):1265-8. DOI: 10.3760/cma.j.issn.0254-6450.2012.12.015.
20. Chen Y.T., Tang H.J., Chao C.M., Lai C.C. Clinical manifestations of non-O1 Vibrio cholerae infections. PLoS One. 2015; 10(1):e0116904. DOI: 10.1371/journal.pone.0116904.
21. Choi S., Dunams D., Jiang S.C. Transfer of cholera toxin genes from O1 to non-O1/O139 strains by vibriophages from California coastal waters. J. Appl. Microbiol. 2010; 108(3):1015-22. DOI: 10.1111/j.1365-2672 .2009.04502.x.
22. Dalsgaard A., Albert M.J., Taylor D.N., Shimada T., Meza R., Serichantalergs O., Echeverria P. Characterization of Vibrio cholerae non-O1 serogroups obtained from an outbreak of diarrhea in Lima, Peru. J. Clin. Microbiol. 1995; 33(10):2715-22.
23. Dalsgaard A., Forslund A., Bodhidatta L., Serichantalergs O., Pitarangsi C., Pang L., Shimada T., Echeverria P. A high proportion of Vibrio cholerae strains isolated from children with diarrhoea in Bangkok, Thailand are multiple antibiotic resistant and belong to heterogenous non-O1, non-O139 O-serotypes. Epidemiol. Infect. 1999; 122(2):217-26. DOI: 10.1017/ S0950268899002137.
24. Diep T.T., Nguyen N.T., Nguyen T.N., An H.K., Nguyen T.Q., Nguyen V.H., Nguyen T. V., Nguyen T.N., Izumiya H., Ohnishi M., Yamashiro T., Nguyen L.T. Isolation of New Delhi metallo-ß-lactamase 1 (NDM-1)-producing Vibrio cholerae non-O1, non-O139 strain carrying ctxA, st, and hly genes in southern Vietnam. Microbiol. Immunol. 2015; 59(5):262-7. DOI: 10.1111/1348-0421.12248.
25. Dutta D., Chowdhury G., Pazhani G.P., Guin S., Dutta S., Ghosh S., Ranjendran K., Nandy R.K., Mukhopadhyay A.K., Bhattacharya M.K., Mitra U., Takeda Y., Nair G.B., Ramamurthy T. Vibrio cholerae non-O1, non-O139 serogroups and cholera-like diarrhea, Kolkata, India. Emerg. Infect. Dis. 2013; 19(3):464-7. DOI: 10.3201/eid1903.121156.
26. Finch M.J., Valdespino J.L., Wells J.G., Perez-Perez G., Arjona F., Sepulveda A., Bessudo D., Blake P.A. Non-O1 Vibrio cholerae infections in Cancun, Mexico. Am. J. Med. Hyg. 1987; 36(2):393-7.
27. González Fraga S., Villagra de Trejo A., Pichel M., Figueroa S., Merletti G., Caffer M.I., de Castillo M.C., Binsztein N. Characterization of Vibrio cholerae non-O1 and non-O139 isolates associated with diarrhea. Rev. Argent. Microbiol. 2009; 41(1):11-9.
28. Halpern M., Senderovich Y., Izhaki I. Waterfowl - the missing link in epidemic and pandemic cholera dissemination? PLoS Pathog. 2008; 4(10):e1000173. DOI: 10.1371/journal.ppat.1000173.
29. Hasan N.A., Choi S.Y., Eppinger M., Clark P.W., Chen A., Alam M., Haley B.J., Taviani E., Hine E., Su Q., Tallon L.J., Prosper J.B., Furth K., Hoq M.M., Li H., Fraser-Liggett C.M., Cravioto A., Huq A., Ravel J., Cebula T.A., Colwell R.R. Genomic diversity of 2010 Haitian cholera outbreak strains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012; 109(29):E2010-7. DOI: 10.1073/ pnas.1207359109.
30. Hofer E., Quintaes B.R., dos Reis E.M., Rodrigues Ddos P., Seki L.M., Feitosa I.S., Ribeiro L.H., Ferreira M.R. The emergence of multiple antimicrobial resistance in Vibrio cholerae isolated from gastroenteritis patients in Ceara, Brazil. Rev. Soc. Bras. Med. Trop. 1999; 32(2):151-6.
31. Isac S.R., Nair G.B., Singh D.V. Purification and characterization of cytotoxin produced by a clinical isolate of Vibrio cholerae O54 TV113. Appl. Biochem. Bacteriol. 2012; 167(4):809-23. DOI: 10.1007/s12010-012-9718-4.
32. Li F., Du P., Li B., Ke C., Chen A., Chen J., Zhou H., Li J., Morris J.G. Jr, Kan B., Wang D. Distribution of virulence-associated genes and genetic relationships in non-O1/O139 Vibrio cholerae aquatic isolates from China. Appl. Environ. Microbiol. 2014; 80(16):4987-92. DOI: 10.1128/AEM.01021-14.
33. Li M., Shimada T., Morris J.G. Jr, Sulakvelidze A., Sozhamannan S. Evidence for the emergence of non-O1 and non-O139 Vibrio cholerae strains with pathogenic potential by exchange of O-antigen biosynthesis regions. Infect. Immun. 2002; 70(5):2441-53. DOI: 10.1128/IAI.70.5.2441-2453.2002.
34. Lugo M.R., Merrill A.R. The father, son and cholix toxin: the third member of the DT group mono-ADP-ribosyltransferase toxin family. Toxins (Basel). 2015; 7(8):2757-72. DOI: 10.3390/toxins7082757.
35. Luo Y., Ye J., Jin D., Ding G., Zhang Z., Mei L., Octavia S., Lan R. Molecular analysis of non-O1/non-O139 Vibrio cholerae isolated from hospitalised patients in China. BMC Microbiol. 2013:13:52. DOI: 10.1186/14712180-13-52.
36. Marin M.A., Thompson C.C., Freitas F.S., Fonseca E.L., Aboderin A.O., Zailani S.B., Quartey N.K.E., Okeke I.N., Vicente A.C.P. Cholera outbreaks in Nigeria are associated with multidrug resistant atypical El Tor and non-O1/non-O139 Vibrio cholerae. PLoSNegl. Trop. Dis. 2013; 7(2):e2049. DOI: 10.1371/journal.pntd.0002049.
37. Matsushita S., Noguchi Y., Yanagawa Y., Igarashi H., Morita K., Wada H., Watanabe N., Shibata M., Kanamori M., Kudoh Y., Shimada T. Sporadic diarrhea caused by Vibrio cholerae non-O1 and characteristics of the isolates. Kansenshogaku Zasshi. 1997; 71(12):1204-9. DOI: 10.11150/kansen shogakuzasshi1970.71.1204.
38. Melano R., Petroni A., Garutti A., Saka H.A., Mange L., Pasteran
F., Rapoport M., Rossi A., Galas M. New carbenicillin-hydrolyzing beta-lac-tamase (CARB-7) from Vibrio cholerae non-O1, non-O139 strains encoded by the VCR region of the V. cholerae genome. Antimicrob. Agents Chemother. 2002; 46(7):2162-8. DOI: 10.1128/AAC.46.7.2162-2168.2002.
39. Mitra R.K., Nandy R.K., Ramamurthy T., Bhattacharya S.K., Yamasaki S., Shimada T., Takeda Y., Nair G.B. Molecular characterisation of rough variants of Vibrio cholerae isolated from hospitalised patients with diarrhoea. J. Med. Microbiol. 2001; 50(3):268-76. DOI: 10.1099/0022-1317 -50-3-268.
40. Mukhopadhyay A.K., Garg S., Mitra R., Basu A., Rajendran K., Dutta D., Bhattacharya S.K., Shimada T., Takeda T., Takeda Y., Nair G.B. Temporal shifts in traits of Vibrio cholerae strains isolated from hospitalized patients in Calcutta: a 3-year (1993 to 1995) analysis. J. Clin. Microbiol. 1996; 34(10):2537-43.
41. Octavia S., Salim A., Kurniawan J., Lam C., Leung Q., Ahsan S., Reeves P.R., Nair G.B., Lan R. Population structure and evolution of non-O1/ non-O139 Vibrio cholerae by multilocus sequence typing. PLoS ONE. 2013; 8(6):e65342. DOI: 10.1371/journal.pone.0065342.
42. Onifade T.J.M., Hutchinson R., Van Zile K., Bodager D., Baker R., Blackmore C. Toxin producing Vibrio cholerae O75 outbreak, United States, March to April 2011. Euro Surveill. 2011; 16(20):19870.
43. Panda S., Pati K.K., Bhattacharya M.K., Koley H., Pahari S., Nair
G.B. Rapid situation & response assessment of diarrhoea outbreak in a coastal district following tropical cyclone AILA in India. Indian J. Med. Res. 2011; 133:395-400.
44. Ramamurthy T., Bag P.K., Pal A., Bhattacharya S.K., Bhattacharya M.K., Shimada T., Takeda T., Karasawa T., Kurazono H., Takeda Y., Karasawa T., Kurazono H., Takeda Y., Nair G.B. Virulence patterns of Vibrio cholerae non-O1 strains isolated from hospitalised patients with acute diarrhoea in Calcutta, India. J. Med. Microbiol. 1993; 39(4):310-7. DOI: 10.1099/00222615-39-4-310.
45. Ranjbar M., Rahmani E., Nooriamiri A., Gholami H., Golmohamadi
A., Barati H., Rajabifar D., Barati S., Sabet M.S., Zamiri A., Haghighi S., Taifehashemi P., Nojomi M. High prevalence of multidrug-resistant strains of Vibrio cholerae, in a cholera outbreak in Tehran-Iran, during June-September 2008. Trop. Doct. 2010; 40(4):214-6. DOI: 10.1258/td.2010.100015.
46. Rudra S., Mahajan R., Mathur M., Kathuria K., Talwar V. Cluster of cases of clinical cholera due to Vibrio cholerae 010 in east Delhi. Indian J. Med. Res. 1996; 103:71-3.
47. Saleh T.H., Sabbah M.A., Jassem K.A., Hammad Z.N. Identification of virulence factors in Vibrio cholerae isolated from Iraq during the 2007-2009 outbreak. Can. J. Microbiol. 2011; l57(12):1024-31. DOI: 10.1139/w11-094.
48. Sen M., Hajra T.K., Browmick P., Naskar P., Bag P.K. Evaluation of nicotinamide adenine dinucleotide (NAD) glycohydrolase activity among thr strains of Vibrio cholerae non-O1, non-O139. Curr. Res. Microbiol. Biotechnol. 2013; 1(2):46-9.
49. Schuster B.M., Tyzik A.L., Donner R.A., Striplin M.J., Almagro-Moreno S., Jones S.H., Cooper V.S., Whistler C.A. Ecology and genetic structure of a northern temperate Vibrio cholerae population related to toxigenic isolates. Appl. Environ. Microbiol. 2011; 77(21):7568-75. DOI: 10.1128/ AEM.00378-11.
50. Sharma C., Thungapathra M., Ghosh A., Mukhopadhyay A.K., Basu A., Mitra R., Basu I., Bhattacharya S.K., Shimada T., Ramamurthy T., Takeda T., Yamasaki S., Takeda Y., Nair G.B. Molecular analysis of non-O1, non-O139 Vibrio cholerae associated with an unusual upsurge in the incidence of cholera-like disease in Calcutta, India. J. Clin. Microbiol. 1998; 36:756-63.
51. Smirnova N.I., Zhuravlyova E.A., Livanova L.F., Shopyreva S.V. Construction and characterization of recombinant Vibrio cholerae strains carrying heterologous genes encoding non-O1 antigen or cholera enterotoxin. Microb. Pathog. 1995; 19(2):65-72. DOI: 10.1006/mpat.1995.0046.
52. Sun J., Zhou M., Wu Q., Ni Y. Characterization of two novel gene cassettes, dfrA27 and aadA16, in a non-O1, non-O139 Vibrio cholerae isolate from China. Clin. Microbiol. Infect. 2010; 16(8):1125-9. DOI: 10.1111/ j.1469-0691.2009.03060.x.
53. Theophilo G.N., Rodrigues Ddos P., Leal N.C., Hofer E. Distribution of virulence markers in clinical and environmental Vibrio cholerae non-O1/ non-O139 strains isolated in Brazil from 1991 to 2000. Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo. 2006; 48(2):65-70. DOI: 10.1590/S0036-46652006000200002.
54. Thungapathra M., Amita, Sinha K.K., Chaudhuri S.R., Garg P., Ramamurthy T., Nair G.B., Ghosh A. Occurrence of antibiotic resistance gene cassettes aac(6')-Ib, dfrA5, dfrA12, and ereA2 in class I integrons in non-O1, non-O139 Vibrio cholerae strains in India. Antimicrob. Agents Chemother. 2002; 46(9):2948-55. DOI: 10.1128/AAC.46.9.2948-2955.2002.
55. Tjaniadi P., Lesmana M., Subekti D., Machpud N., Komalarini S., Santoso W., Simanjuntak C.H., Punjabi N., Campbell J.R., Alexander W.K., Beecham H.J. III, Corwin A.L., Oyofo B.A. Antimicrobial resistance of bacterial pathogens associated with diarrheal patients in Indonesia. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2003; 68(6):666-70.
56. Udden S.M., Zahid M.S., Biswas K., Ahmad Q.S., Cravioto A., Nair G.B., Mekalanos J.J., Faruque S.M. Acquisition of classical CTX prophage from Vibrio cholerae O141 by El Tor strains aided by lytic phages and chitin-induced competence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008; 105(33):11951-6. DOI: 10.1073/pnas.0805560105.
57. Ulloa F.M.T., Porte L., Braun J.S., Dabanch P.J., Fica C.A., Henríquez A.T., Osorio A.C.G. Acute gastroenteritis caused by a Vibrio cholerae non-O1, non-O139 strain harboring a genetic region homologous to the VpaI-7 pathogenicity island. Rev. Chilena Infectol. 2011; 28(5):470-3. DOI: 10.4067/S0716-10182011000600012.
58. Xu S.H., Li Y.X., Li S.T., Wu Q., Sun F.Q., Huang F., Zeng A.F. Epidemic condition and biological characteristics of non-O1/non-O139 Vibrio cholerae in Haizhu District of Guangzhou. Zhonghua Yu Fang Yi Xue Za Zhi. 2010; 44(12):1087-90. DOI: 10.3760/cma.j.issn.0253-9624.2010.12.006.
Authors:
MonakhovaE.V., Arkhangel'skayaI.V. Rostov-on-Don Research Anti-Plague Institute. 117/40, M.Gor'kogo St., Rostov-on-Don, 344002, Russian Federation. E-mail: [email protected]
Об авторах:
Монахова Е.В., Архангельская И.В. Ростовский-на-Дону научно-исследовательский противочумный институт. Российская Федерация, 344002, Ростов-на-Дону, ул. М.Горького, 117/40. E-mail: [email protected]
Поступила 26.08.15.
