CC BY
96
ПАТОФИЗИОЛОГИЯ
УДК 616.36-008.811.6
М. С. Клишевич, М. С. Черканова, И. А. Гончарова, Ю. В. Юзько,
Е. Е. Филюшина, Н. Г. Савченко, Т. А. Короленко
ХАРАКТЕРИСТИКА РАЗВИТИЯ ХОЛЕСТАЗА У МЫШЕЙ ПРИ ВВЕДЕНИИ ТРИТОНА WR 1339 И АНИТ
ГУ НИИ физиологии СО РАМН, Новосибирск
Проведено сравнительное исследование моделей холестаза, возникающего через 72 и 24 ч после однократного введения мышам СВА/С57В1 соотвественно лизосомотропного препарата Тритона WR 1339 (Тритон) в дозе 100 мг/100 г массы внутрибрюшинно и а-нафтилизо-тиоцианата (АНИТ) в дозе 200 мг/кг массы. Обнаружено увеличение активности щелочной фосфатазы (Тритон, АНИТ) и у-глутамилтранспептидазы (ГГТП) в сыворотке крови (Тритон) и моче (АНИТ) мышей, что свидетельствует о развитии внутрипеченочного холестаза. Развитие холестаза подтверждено результатами электронно-микроскопического исследования срезов печени мышей, где отмечено значительное расширение желчных капилляров. Выраженная в различной степени липемия и холестеринемия обнаружена при воздействии обоих исследованных соединений. Установлено, что Тритон вызывает резкое повышение концентрации холестерина и триглицеридов (ТГ) в сыворотке крови мышей, АНИТ - повышение уровня холестерина (но не ТГ). Введение животным АНИТ сопровождалось существенным повышением концентрации общего белка, ТГ а также снижением концентрации холестерина в желчи; при воздействии Тритона изменений концентрации этих показателей в желчи не отмечено. Различие уровня холестерина и ТГ в сыворотке и желчи, очевидно, обусловлено нарушением их секреции в желчь и явлениями холестаза. Обе представленные модели внут-рипеченочного холестаза являются достаточно удобными (работа с мелкими лабораторными животными) и легковоспроизводимыми по сравнению с хирургической моделью холестаза.
Ключевые слова: Тритон WR 1339, а-нафтилизотиоцианат, внутрипеченочный холестаз у мышей
У человека внутрипеченочный холестаз вызывается различными лекарственными препаратами, например широко используемыми антибиотиками, производными фенотиазина и др. [1]. Известны наследственные пороки развития билиарной системы, врожденные холестатические расстройства, а также первичный билиарный цирроз, холестаз беременных, холестаз, обусловленный приемом пероральных кон-трацептиков [1], опиатов [2], холестаз при сепсисе и другие нарушения, механизмы развития которых изучены недостаточно.
Экспериментальные модели холестаза испытываемые на лабораторных животных позволяют, выяснить патофизиологические и молекулярные механизмы его развития и провести некоторые корреляции с холес-тазом у больных в клинике [1-4]. В качестве экспериментальных моделей внутрипеченочного холестаза у животных (крыс и реже - мышей) наиболее часто использовались эстрогены, эндотоксины, различные лекарственные препараты [5, 6]. Холестаз, вызываемый а-нафтилизотиоцианатом (АНИТ), позволяет изучить связь нарушений клеток печени и компенса-
торных механизмов при спонтанном восстановлении функции печени [6-8]. На модели холестаза, вызываемой при введении АНИТ мышам, впервые исследована регуляция изменений транспортных белков гепа-тоцитов, а также нарушения регуляции при развитии холестаза [6-9]. Показано, что у мышей и крыс АНИТ достаточно быстро (через 4-8 ч после введения) вызывает холестаз, степень выраженности которого зависит от дозы АНИТ и способа его введения. Изменения клеток печени полностью обратимы в течение 13 сут после однократного введения соединения. Повторное введение АНИТ мышам сопровождается холестазом и развитием билиарного цирроза [6, 9]. Известно, что холестаз воспроизводится у крыс, морских свинок, мышей, но не у хомяков и кроликов [1, 10].
Механизм токсического действия АНИТ на клетки печени у лабораторных животных изучен недостаточно. АНИТ не является гепатотропным ядом, но при его биотрансформации в микросомах печени с помощью цитохрома Р450 образуются токсические метаболиты, ответственные за повреждение мембран клеток печени. Ранее считалось, что непосредствен-
ное действие АНИТ на эпителий желчных канальцев обусловливает развитие внутрипеченочного холестаза, однако в последнее время развитие холестаза связывают с токсическим действием АНИТ на клетки печени и вторичным развитием холестаза. Более полно изучены молекулярные механизмы развития холестаза у мышей, показано прямое поражение ряда белковых переносчиков: базолатерального, связанного с множественной резистентностью, а также Mdrl и Mrp2 вследствие снижения экспрессии генов [1]. Обнаружена связь изменений липопротеинов сыворотки крови с ингибированием липопротеинхолес-терол-ацилтрансферазы (ЛХАТ) [11, 12]. Согласно современным данным развитие холестаза при воздействии АНИТ связано также с притоком нейтрофи-лов в печень при некрозе гепатоцитов [7].
Тритон WR 1339 (Тритон) широко используется в качестве модели гиперлипидемии и гиперхолестери-немии у крыс и некоторых лабораторных животных [3, 13-15], однако его действие как индуктора холестаза в литературе не описано. При однократном введении Тритон приводит к усилению синтеза холестерина в клетках печени крыс, увеличению концентрации холестерина и липидов в сыворотке крови, ингибирует ЛХАТ [16-19]. Резкое повышение концентрации холестерина, предшественника желчных кислот, может вызвать повышенное образование желчных кислот и развитие холестаза. Этот процесс почти не изучен, особенно у мелких лабораторных животных - мышей. Степень повышения концентрации холестерина у крыс зависит от дозы Тритона (от 4GG до 1GGG мг/кг при однократном введении), наиболее выраженное увеличение показателей в сыворотке крови крыс отмечено спустя 24-4S ч, обратное развитие происходит через 176 ч [2G-22].
Цель данного исследования являлось сравнение эффектов Тритона и АНИТ как индукторов внутрипеченочного холестаза в сопоставлении с показателями липидного спектра сыворотки крови у мышей.
Материалы и методы
В эксперименте с введением Тритона WR 1339 использовали мышей самцов CBA/C57Bl (виварий ГУ НИИ физиологии СО РАМН, Новосибирск), массой 26,S ± G,S5 г (контрольная группа) и 24,5±G,4 г (опытная группа). Тритон WR 1339 («Ruger Chemical Co.», США), растворенный в физиологическом растворе, вводили мышам однократно, внутрибрюшинно в дозе 1GG мг / 1GG г массы. Животных забивали через 72 ч после введения препарата. В эксперименте с введением АНИТ использовали мышей массой 25,4±1,G г (опытная группа). АНИТ («Aldrich», США) вводили мышам в виде масляного раствора однократно внутрибрюшинно в дозе 2GG мг/кг массы животных. Жи-
вотных забивали через 24 ч после введения АНИТ. На ранних исследованных сроках после введения обоих соединений гибели животных не отмечено.
Эксперименты проводили с соблюдением принципов гуманности, изложенных в директиве Европейского сообщества (86/609/ЕС). Содержание, питание, уход за животными и выведение их из эксперимента осуществляли согласно «Правилам работ с использованием экспериментальных животных». Сыворотку крови получали после центрифугирования образцов при 3000 g в течение 20 мин (центрифуга Eppendorf 5415 R). Забор проб желчи проводили с помощью шприца. До проведения анализа все биологические пробы хранили при -20°С не более 1 мес.
Концентрацию общего холестерина в сыворотке крови и желчи мышей определяли ферментативным методом с использованием наборов «Новохол» («Вектор Бест», Кольцово, Новосибирская область) и полуавтоматического фотометра 5010 с проточной термостатируемой кюветой («Robert Riele», Германия); результаты выражали в ммоль/л. Концентрацию триглицеридов в сыворотке крови мышей определяли ферментативным колориметрическим методом с использованием наборов «Триглицери-ды-Ново» («Вектор Бест») и фотометра 5010 и выражали в ммоль/л. Концентрацию белка в желчи и моче мышей определяли с использованием коммерческих наборов «Уропрот» («Вектор Бест») и полуавтоматического фотометра 5010 и выражали в г/л. Активность у-глутамилтранспептидазы (ГГТП) в моче определяли с помощью кинетического метода с использованием наборов «Biocon Diagnostics» (Германия) и полуавтоматического биохимического фотометра с проточной термостатируемой кюветой «Screen Master» («Hospitex Diagnostics», Швейцария); результаты выражали в ед/л. Концентрацию билирубина в сыворотке крови определяли с помощью биохимического анализатора «Cobas Mira» («La Roche», Швейцария) с использованием наборов «Biosystems» (Испания), результаты выражали в мкмоль/л.
Концентрацию креатинина в моче мышей оценивали с использованием коммерческих наборов для кинетического определения креатинина в сыворотке крови и моче «Креатинин-Ново-А» («Вектор Бест») и фотометра «Screen Master» и выражали в ммоль/л. Активность лизосомного фермента ß-.D-галактозида-зы оценивали флуориметрическим методом против субстрата метилумбеллиферил^-.0-галактопирано-зида («Sigma», США) [2, 3]. Полученные результаты обрабатывали статистически методом параллельных рядов вариационной статистики с использованием t-критерия Стьюдента. Достоверными считали различия при р < 0,05.
Л-
синусоид
ГЦ
■V -'г^:
а.
.ж . ■ _ . ' -Л V
Ді'1.
б.
Рис. 1. Электронограмма печени мыши после однократного введения АНИТ. х18 000: а - структура гепатоцитов (ГЦ) близкая к нормальной (просвет синусоидов и желчных капилляров (ЖК) не расширен; б - гепатоциты и расширенный желчный капилляр между ними. В цитоплазме гепатоцитов цистерны шероховатой эндоплазматической сети расширены, число прикрепленных рибосом на их поверхности снижено.
Электронно-микроскопическое исследование уль-тратонких срезов печени проводили согласно общепринятым методам. После забора материала из левой латеральной доли печени образцы фиксировали в смеси 2 %-го параформальдегида и 2,5 %-го глютараль-дегида в 0,1 М фосфатном буфере, дофиксировали в 1 %-м растворе OsO4. После обезвоживания образцы заключали в эпон-аралдит. Ультратонкие срезы получали на ультратоме LKB-8800 III (Швеция) и изучали в электронном микроскопе JEM-100 SX («JEOL», Япония).
Результаты
Через 72 ч после введения мышам Тритона относительная масса печени достоверно выше, чем в интак-тной группе (1,26±0,03 г и 1,16±0,03 г соотвественно, р < 0,05), желчный пузырь увеличен, желчь желтого цвета. При воздействии АНИТ относительная масса печени не изменена, желчный пузырь увеличен, желчь оливкового цвета с зеленым оттенком.
Электронно-микроскопическое исследование срезов печени мышей. Введение Тритона мышам сопровождалось развитием липидоза, характерными изменениями лизосом паренхиматозных и непаренхиматозных клеток печени, описанными ранее [3], формированием Тритон-лизосом, перегруженных непереваренным липидным материалом. Отмечено умеренное расширение желчных канальцев. По сравнению с неповрежденными гепатоцитами (рис. 1а) при введении животным АНИТ обнаружены значительные ультраструктурные изменения как в самих печеночных клетках, так и в зоне микроциркулятор-ного русла (рис. 1б). Наряду с гепатоцитами, сохранявшими близкую к нормальной структуру, выявлялось большое количество клеток, в цитоплазме
которых присутствовали многочисленные липидные капли, различающиеся по размерам. Отмечено значительное расширение синусоидов, межклеточных промежутков и желчных капилляров (рис. 1б). В цитоплазме многих гепатоцитов обнаружены структурные признаки угнетения белок-синтетической функции и дистрофические изменения органелл. Следует отметить основные признаки структурных нарушений: расширение синусоидов и межклеточных промежутков; расширение желчных капилляров; наличие признаков дистрофических изменений части печеночных клеток до полного лизиса некоторых из них.
У интактных мышей по сравнению концентрация общего белка и альбумина в желчи почти в 60 раз меньше, чем в сыворотке крови; получены близкие значения активности АЛТ и лизосомного фермента Р-О-галактозидазы;
Таблица 1
Концентрация белка, альбумина и активности ферментов в сыворотке крови и желчи интактных мышей CBA/C57 B1
Показатель Сыворотка Желчь
Концентрация общего белка, г/л 65,8±2,96 1,140±0,006
Концентрация альбумина, г/л 30,4±0,7 0,530±0,005
Активность АЛТ, ед/л 57,20±1,67 45,4±1,0
Активность АСТ, ед/л 201,0±10,6 113,6±14,8
Активность щелочной фосфатазы, ед/л 268,0±8,16 48,0±6,0
Активность р-О-галакто-зидазы, мкмоль метилум-беллиферона/л в мин 12,30±1,33 15,60±0.36
в щелочная фосфатаза ш ГГТ - у-глутамилтрансфераза
72 ч 24 ч
Рис. 2. Активность щелочной фосфатазы и ГГТП в сыворотке крови мышей при воздействии тритона и АНИТ (р < 0,05 по сравнению с интактными животными)
активность АСТ и щелочной фосфатазы в 2-5 раз меньше соответствующих показателей в сыворотке крови (табл. 1).
Развитие внутрипеченочного холестаза подтверждалось достоверным увеличением активности ЩФ (Тритон, АНИТ) и ГГТП в сыворотке крови (Тритон) (рис. 2), а также приведенными выше данными электронно-микроскопических исследований.
При воздействии АНИТ концентрация общего билирубина в сыворотке крови резко увеличена по сравнению с этим показателем у интактных животных 86,2±8,62 и 9,9±0,76 р < 0,001), в основном за
счет прямого билирубина (соответственно 45,6±4,34 и 6,14 ± 0,40 ммоль/л, р < 0,001). Эти данные подтверждают развитие внутрипеченочного холестаза у
V-/ V-/ -|—г чу гтч
мышей опытной группы. При воздействии Тритона изменений концентрации билирубина в сыворотке крови не обнаружено.
При воздействии АНИТ активность АСТ в сыворотке крови мышей опытной группы по сравнению с контрольной группой повышена (329,2±16,15 и 211,7±14,10 ед/л соответственно, п = 13, р < 0,001) при этом отсутствуют нарушения АЛТ. При введении мышам опытной группы Тритона активность АЛТ по сравнению с контрольной группой увеличена (20,0±0,39 и 5,1±0,04 ед/л соотвественно, р < 0,001), так же как и активность АСТ (635,1±5,20, р < 0,05), что указывает на цитолиз части гепатоцитов.
Тритон не влиял на концентрацию белка, общего холестерина и триглицеридов (ТГ) в желчи мышей (табл. 2). В сыворотке крови этих животных наблюдали резкое увеличение концентраций общего холестерина и ТГ (почти в 10 и 15 раз соответственно) (табл. 2).
При воздействии АНИТ в желчи мышей обнаружено достоверное по сравнению с контрольной группой увеличение концентрации общего белка
Таблица 2
Концентрация холестерина, триглицеридов, общего белка в сыворотке крови и желчи мышей через 72 ч после введения Тритона WR 1339, (М±т)*
Показатель Интактные (контроль) Тритон WR 1339
сыворотка (1) желчь (2) сыворотка (3) желчь (4)
Холестерин, ммоль/л 3,63±0,15 (п=22) 2,36±0,18 (п=4) 30,5±1,39 (п=20) Р13 < 0,001 2,34±0,20 (п=3)
Триглицериды, ммоль/л 1,45±0,09 (п=22) 0,48±0,03 (п=4) 19,0±0,33 (п=21) Р13 < 0,001 0,54±0,04 (п=3)
Общий белок, г/л 72,3±8,77 (п=15) 1,14±0,04 (п=3) 72,0±8,00 (п=10) 1,45±0,006 (п=3)
Таблица 3
Концентрация общего холестерина, триглицеридов, общего белка в сыворотке крови и желчи мышей через 24 ч после введения АНИТ, (М±т)*
Показатель Контроль (интактные) АНИТ
сыворотка (1) желчь (2) сыворотка (3) желчь (4)
Холестерин, ммоль/л 4,12±0,10 (п=15) 2,36±0,18 (п=4) 8,27±0,31 (п=29) Р1_3 < 0,001 1,81 ± 0,10 (п=3) Р2.4 < 0,04
Триглицериды,ммоль/л 1,85±0,45 (п=15) 0,48±0,03 (п=4) 2,16 ± 0,14 (п=29) 4,40 ± 0,22 (п=3) Р,.4 < 0,001
Общий белок,г/л 72,3±8,77 (п=15) 1,14±0,04 (п=3) 78,3 ± 2,36 (п=29) 4,27 ± 0,86 (п=3) Р,.4 < 0,05
*В скобках указано число животных в группе. Одна проба желчи включала объединенные порции желчи, полученные у 10 мышей.
и ТГ при уменьшении концентрации холестерина (табл. 3). В сыворотке крови тех же животных наблюдали достоверное повышение концентрации общего холестерина (табл. 3). В моче резко увеличена активность ГГТП (табл. 4), при отсутствии изменений концентрации белка (уропротеина), причем уровень креатинина - показателя нарушения клубочковой фильтрации - в моче животных опытной и контрольной групп не различался (табл. 4) , что, вероятно, обусловлено проявлением развившегося холестаза (но не повреждающим воздействием препарата на клубочковую мембрану почек).
Общим для двух моделей является быстрое развитие внутрипеченочного холестаза, спонтанное восстановление [3], ингибирование ЛХАТ [3, 7]. Преимущества моделей холестаза, вызываемых с помощью химических соединений (Тритон и АНИТ),
- легкость и постоянство воспроизведения, не требующие хирургического вмешательства. У мышей, как и у крыс, однократное введение АНИТ вызывает внутрипеченочный холестаз и нарушения ферментов, вовлеченных в синтез и деградацию холестерина в клетках печени, последние изменения у мышей могут иметь более выраженный характер чем у крыс.
Согласно литературным данным, недостатком модели с использованием АНИТ является гибель мышей при высокой дозе (через 48 ч после однократного введения дозы от 200 мг/кг). В настоящей работе показано, что при воздействии Тритона и АНИТ повышение концентрации холестерина и ТГ в сыворотке крови и желчи было различным. В первом случае наблюдалось резкое повышение концентраций общего холестерина и ТГ в сыворотке крови при отсутствии изменений данных показателей в желчи (табл. 2). Во втором случае (при использовании АНИТ) повышение концентрации холестерина в сыворотке крови (табл. 3) менее выражено, чем при Тритоне (табл. 2). Увеличение активности ГГТП, свидетельствующее о развившемся холестазе, отмечалось при исследовании мочи (табл. 4). Различия концентраций холестерина и ТГ в сыворотке и желчи при воздействии АНИТ и Тритона обусловлены особенностями нарушений их секреции в желчь и явлениями холестаза.
Развитие холестаза у человека и экспериментальных животных вызвано нарушениями метаболизма липидов и липопротеинов и сопровождает повреждения печени различной этиологии [1, 16]. Введение АНИТ животным, приводящее к быстрому (спустя 8-24 ч) и обратимому поражению эпителия желчных канальцев, является одной из часто используемых моделей внутрипеченочного холестаза у крыс и мышей [6, 22], причем при одинаковых дозах АНИТ у мышей развивается более тяжелое поражение печени,
Таблица 4
Влияние АНИТ (через 24 ч после введения) на активность ГГТП, концентрацию креатинина и уропротеина в моче мышей
Показатель Контроль (интактные) АНИТ
ГГТП, ед/л 7,2 ± 1,G (n=3) 135,S ± 3G,7G (n=6) p <G,G4
Креатинин, ммоль/л G,6S ± G,G9 (n=6) G,53 ± G,GS (n=5)
Уропротеин, г/л 2,73 ± G,12 (n=5) 2,75 ± G,GS (n=6)
п- число животных в группе
чем у крыс [6, 8, 11]. В настоящей работе нами, судя по повышению активности АЛТ, показан цитолиз ге-патоцитов, однако гибели животных (через 24 ч) не отмечено. По-видимому при введении АНИТ происходит усиление синтеза холестерина и нарушение его конверсии в желчные кислоты, особенно в раннем периоде [6], что приводит к накоплению свободного холестерина в плазме крови.
Тритон вызывает резкое усиление синтеза холестерина в клетках печени различных животных (крыс, мышей, кроликов и собак) [3]. У крыс накопление Тритона в лизосомах непаренхиматозных и паренхиматозных клеток печени происходит в течение длительного (более 60 дней) периода с медленным выведением детергента путем экзоцитоза, возможно в желчь. Нами получены данные, свидетельствующие об усиленном экзоцитозе лизосомных ферментов в желчь, происходящем, возможно, при воздействии Тритона (повышение активности ß-галактозидазы в желчи мышей опытной группы (117,2 ± 1,39) по сравнению с контрольной группой (15,6 ± 0.36), p < 0,01).
Термин «холестаз» предложен для описания нарушений, оьусловленных с задержкой компонентов желчи, наблюдаемых под микроскопом при отсутствии обструкций билиарного тракта [16]. Однако при воздействии некоторых соединений, вызывающих холестаз, не отмечено изменений эпителия желчных протоков [11, 16]. Очевидно, термин «холестатичес-кое поражение печени» включает комплекс гепато-билиарных нарушений различной этиологии, общим признаком которых является задержка в плазме крови основных водорастворимых компонентов желчи
- желчных кислот и билирубина (1), данные световой микроскопии (2), показывающие застой («стаз») желчи. Образование канальцевой желчи связано с активной работой АТФ-стимулируемых клеточных насосов. Помимо конъюгированных желчных кислот и билирубина в формировании и секреции желчи
важную роль игруют другие липидные компоненты, прежде всего холестерин [1, 11, 16]. При холестазе отмечен дефект работы желчных канальцев - невозможность поступления в них первичных растворов. В результате в плазме крови увеличивается активность ГГТП - фермента, локализованного на поверхности желчных канальцев и холангиоцитов [11, 16]. При низких концентрациях желчных кислот в желчи отмечены незначительные изменения сывороточной ГГТП [11, 16]. Имеются также определенные видовые различия. Так, у крыс, в отличие от мышей, отсутствует желчный пузырь. У мышей активность ГГТП в моче резко повышена при холестазе, вызванном введением АНИТ (без поражения почек). В печени человека ГГТП локализована в мембранах клеток, находящихся вдоль линии желчных канальцев [11, 16]. Увеличение концентрации ГГТП в сыворотке может наблюдаться при действии детергентов, например Тритона, при мембранолитическом действии солей желчных кислот, повышение которых отмечено в желчи при введении АНИТ [6, 7].
Важную роль в желчной секреции играют белковые транспортеры тгр1, тгр2, asbt, тгрЗ и др. [1]. У мышей с холестазом основные нарушения могут быть обусловлены инактивацией работы канальцевых транспортеров желчных кислот при формировании тетрагидрокси-желчных кислот, секретируемых в желчь [1]. При холестазе, холестерин, который должен быть направлен для билиарной секреции, «перенаправляется» в плазму крови, где происходит его накопление при холестазе. В результате образуются агрегаты, на которых абсорбируются альбумин и апо-липопротеин В (липопротеин Х) [1, 11, 16]. Изменение концентрации желчных кислот в плазме имеет различные эффекты, которые в настоящее время недостаточно изучены. Увеличение желчных кислот в гепатоците может вызвать апоптоз или некроз этих клеток, механизмы развития которого также полностью не исследованы [1].
Изучение влияния АНИТ представляет определенный интерес для патологов, так как при хроническом введении его лабораторным животным наблюдается гиперплазия желчных канальцев и развивается билиарный цирроз [6]. При воздействии АНИТ холестаз и гипербилирубинемия у крыс выражены более значительно, чем при воздействии других препаратов, вызывающих холестаз у человека (производные фе-нотиазина, метилтестостерон, эстрогены, оральные контрацептивы и др.) [1, 16]. АНИТ не относится к лекарственным препаратам, однако при введении его животным нарушения печени сходны с изменениями, наблюдаемыми при использовании указанных выше
лекарственных препаратов. Вероятно, у крыс при воздействии АНИТ холестаз возникает в следствии поражения желчных канальцев, однако не исключено, что он обусловлен поражением паренхиматозных клеток. Отмечено некоторое сходство морфологической картины клеток печени при воздействии АНИТ и при перевязке желчного протока. Канюлирование желчного протока перед воздействием АНИТ позволяет избежать развития гипербилирубинемии и холестаза, что свидетельствует о развитии метаболических нарушений при воздействии АНИТ [6, 9]. Известно, что токсичные гидрофобные метаболиты желчных кислот, обладая поверхностно-активными свойствами, вызывают повреждение мембран гепатоцитов, вследствие чего при холестазе отмечено усиление окислительного стресса, связанного с увеличенной продукцией перекисей липидов и нарушением функционирования митохондрий [6, 9].
Таким образом, в данной работе обнаружено, что Тритон и АНИТ вызывают развитие внутрипече-ночного холестаза у мышей СВА/С57 Bl. При определенном сходстве моделей можно отметить также ряд различий, обусловленных степенью выраженности холестаза (больше при АНИТ) и преобладанием нарушений липидного обмена при воздействии Тритона. Обе модели могут быть использованы для воспроизведения холестаза у мышей и оценки экспериментальной терапии.
INTRAHEPATIC CHOLESTASIS DEVELOPMENT IN MICE INDUCED BY TRITON WR 1339 AND A-NAPHTYLISOTHYOCYANATE
M.S. Klishevich, M.S. Cherkanova, I.A. Goncharova, Yu.V. Yuz’ko, E.E. Filushina, N.G. Savchenko, T.A. Korolenko
The comparative study of intrahepatic cholestasis models induced by triton WR 1339 (100 mg/100 g, 72 h) and a-naphtylisothyocyanate (200 mg/kg, 24 h) was undertaken in CBA/C57Bl mice. Intrahepatic cholestasis development was confirmed by elevation of serum alkaline phosphatase and y-glutamyltranspeptidase activity in the both cases. According to electron microscopic study enlargement of bile ducts was noted as well as other symptoms of intrahepatic cholestasis. Both models of intrahepatic cholestasis can be used for reproduction of cholestasis in mice.
Литература
1. Rodriguez-Garay E.A. Cholestasis: human disease and experimental animal models // Annals of Hepatology. 2003. 2. 4. 150-158.
2. Korolenko T.A., Goncharova I.A., Anterejkina L.I. et al. Influence of opiate addiction on liver cell damage of patients
with viral hepatitis C // Alaska Medicine. 2007. 49. 2. 75 - 78.
3. Schneider P., Korolenko T.A., Busch U. A review of drug-induced lysosomal disorders of the liver in man and laboratory animals // Micros. Res. Tech. 1997. 36. 4. 253-275.
4. Krell H., Metz J., Jaeschke H., et al. Drug-induced
intrahepatic cholestasis: characterization of different
pathomechanisms // Arch. Toxicol. 1987. 60. 124-130.
5. Moritoki Y., Ueno Y., Kanno N. et al. Lack of evidence that bone marrow cells contribute to cholangiocyte repopulation during experimental cholestatic ductal hyperplasia // Liver International. 2006. 26. 457-466.
6. FerreiraF.M., OliveiraPJ., Rolo A.P etal. Cholestasis induced by chronic treatment with a-naphtyl-isothiocyanate (ANIT) affects rat renal mitochondrial bioenergetics. Archives of Toxicology. 2003. 77. 194-200
7. Kodali P, Wu P., Laiji PA., et al. ANIT toxicity toward mouse hepatocytes in vivo is mediated primary by neutrophyls via CD18 // Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2006. 291. 2. G355-G363.
8. Gujral J.S., Farhood A., Bajt M.L., Jaeschke H. Neutrophyl aggravate acute liver injury during obstructive cholestasis in bile duct-ligated mice // Hepatology. 2003. 24. 355-363.
9. Chang M.-L., Yeh C.-T., Chang P.-Y.,
Chen J.-C. Comparison of murine cirrhosis models induced by hepatotoxin administration and common bile duct ligation // World J. Gastroenterol. 2005. 11. 27. 4167-4172.
10. Gehring S., Dickson E.M., San Martin M.E., et al. Kupffer cells abrogate cholestatic liver injury in mice // Gastroenterology. 2006. 130. 3. 810-822.
11. Hoffmann A.F. Cholestatic liver disease:
pathophysiology and therapeutic options // Liver 2002. 22. Suppl.2. 14-19.
12. Jansen P.L.M., Sturm E. Genetic cholestasis,
causes and consequences for hepatobiliary transport // Liver International. 2003. 23. 315-322.
13. Abe C., Ikeda S., Uchida T., et al. Triton WR
1339, an inhibitor of lipoprotein lipase, decreases vitamin E concentration in some tissues of rats by inhibiting its transport to liver // J. Nutr. 2007. 137. 2. 345-350.
14. Xie W., Wang W., Su H., et al. Hypolipidemic mechanisms of Ananas comosus L. leaves in mice: different from fibrates but similar to statins // J. Pharmacol. Sci. 2007. 103. 267-274.
15. Dugue-Pujol S., Rousset X., Pastier D. et al. Human apolipoprotein A-II associates with triglyceride-rich lipoproteins in plasma and impairs their catabolism // J. Lipid Research. 2006. 47. 2631-2638.
16. Meier PJ., Stieger B. Molecular mechanisms of bile formation // News Physiol. Sci. 2000. 15. 89-93.
17. Donner M.G., Keppler D. Upregulation of basolateral multidrug resistance protein 3 (mrp3) in cholestatic rat liver // Hepatology. 2001. 34. 351-359.
18. Lee S.J., Oh PS., Lim K.T. Hepatoprotective and hypolipidaemic effects of glycoprotein isolated from Gardenia jasminoides ellis in mice // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2006. 33. 10. 925-933.
19. Werner A., Minich D.M., Havinga H. et al. Fat malabsorption in essential fatty acid-deficient mice is not due to impaired bile formation // Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2002. 283. 4. G900-G908.
20. Oh P.-S., Lim K.-T. Glycoprotein (90 kDa) isolated from Opuntia ficus-indica vai: saboten Makino lowers plasma lipid level through scavenging of intracellular radicals in Triton WR-1339-induced mice // Biol. Pharm. Bull. 2006. 29. 7. 13911396.
21. Li J., Thorne L.N., Punjabi N.M. et al. Intermittent hypoxia induces hyperlipidemia in lean mice // Circ. Res. 2005. 97. 698-706
22. Calcamuggi G., Lanzio M., Dughera L. et al. Endotoxin tolerance and polymyxin B modify liver damage and cholestasis induced by a single dose of a-naphtylisothiocyanate in the rat // Arch. Toxicol. 1992. 66. 126-130.
