CC BY
55
DOI: 10.23868/202104011
ГИСТОТОПОГРАФИЯ ТУЧНЫХ КЛЕТОК КОЖИ ПРИ МОДЕЛИРОВАНИИ ОЖОГА В УСЛОВИЯХ ПРИМЕНЕНИЯ РАЗЛИЧНЫХ МЕТОДОВ РЕГИОНАРНОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ
М.Ю. Соболева1, Д.Б. Никитюк2' 3, Н.Т. Алексеева1, С.В. Клочкова4' 5,
Поступила: 30.12.2020 Принята к печати: 02.03.2021 Опубликована on-line: 15.03.2021
Д.А. Атякшин4, О.А. Герасимова1, Д.А. Соколов1, А.Г. Кварацхелия1
1 Воронежский государственный медицинский университет им. Н.Н. Бурденко, Воронеж, Россия
2 Федеральный исследовательский центр питания, биотехнологии и безопасности пищи, Москва, Россия
3 Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова (Сеченовский Университет), Москва, Россия
4 Российский университет дружбы народов, Москва, Россия
5 Московский научно-практический центр медицинской реабилитации, восстановительной и спортивной медицины, Москва, Россия
FEATURES OF HISTOTOPOGRAPHY OF SKIN MAST CELLS WHEN SIMULATING A BURN UNDER
CONDITIONS OF USING VARIOUS METHODS OF REGIONAL EXPOSURE
M.Yu. Soboleva1, D.B. Nikityuk2 3, N.T. Alexeeva1, S.V. Klochkova4, 5, D.A. Atyakshin4, O.A. Gerasimova1,
D.A. Sokolov1, A.G. Kvaratskheliya1
1 N.N. Burdenko Voronezh State Medical University, Voronezh, Russia
2 The Federal Research Centre of Biotechnology and Food Safety, Moscow, Russia
3 I.M. Sechenov First Moscow State Medical University (Sechenov University), Moscow, Russia
4 Peoples Friendship University of Russia (RUDN University), Moscow, Russia
5 Moscow Scientific and Practical Center for Medical Rehabilitation, Rehabilitation and Sports Medicine Moscow, Russia
e-mail: [email protected]
Вопросы регенерации тканей кожи при термической травме являются актуальной проблемой современной биомедицины. Качество и скорость восстановления поврежденного эпидермиса во многом обеспечивает качество жизни пациентов. Выбор оптимального метода лечения ран зависит, в том числе, от знания структурно-функциональных особенностей внеклеточного матрикса соединительной ткани дермы, включая амфорный и волокнистый компоненты.
Материал и методы. В исследовании на взрослых крысах Wistar моделировались ожоги II степени на дорзальной поверхности туловища; площадь составила 10% поверхности тела. Проводили гистологическую и иммуногистохимическую оценку вовлечения в раневой процесс тучных клеток и их значение в реализации фибриллогенеза коллагена при реализации различных протоколов лечения ожоговых ран. Проводился планиметрический анализ, позволяющий получить количественные данные о содержании тучных клеток на мм2 кожи, определялась их гистотопография и морфофункциональное типирование для оценки секреторной активности.
Результаты. В результате исследования установлено, что ожоговая рана вызывала возрастание численности популяции тучных клеток кожи с определенными гистотопографи-ческими закономерностями, в частности, преимущественной аккумуляцией в периферической области зоны альтерации. Возрастание секреторной активности тучных клеток приводило к реконструкции внеклеточного матрикса, вероятно, стимулируя процессы заживления за счет активизации формирования волокнистого компонента соединительной ткани. При использовании воды с повышенным содержанием молекулярного водорода выявлено существенное увеличение экспрессии триптазы в популяции тучных клеток.
Заключение. Выявленные особенности различных протоколов ведения ран в эффективности регенераторных процессов обусловлены степенью вовлечения тучных клеток в фибриллоге-нез с помощью прямых и опосредованных путей. Таким образом, молекулярные механизмы ремоделирования внеклеточного матрикса, индуцируемые секреторной активностью тучных клеток, представляют собой перспективные мишени для интенсификации регенераторных эффектов фармакологических агентов.
Ключевые слова: тучные клетки, кожа, триптаза, ожоги, заживление раны, внелеточный матрикс, соединительаня ткань, водород.
The issues of skin regeneration during thermal injury are an urgent problem of modern biomedicine. The quality and speed of restoration of the damaged epidermis largely ensures the quality of life of patients. The optimal method of wound treatment depends, inter alia, on knowledge of the structural and functional features of the extracellular matrix of the connective tissue of the dermis, including the amphora and fibrous components.
Material and methods. In a study on adult Wistar rats, we modeled second degree burns of the posterior surface of the torso with an area of 10% of the body surface for the purpose of histological and immunohistochemical assessment of the involvement of mast cells in the wound process and their importance in the implementation of collagen fibrillogenesis in various protocols for the treatment of burn wounds. A planimetric analysis was carried out to obtain quantitative data on the content of mast cells per mm2 of the skin, their histotopography and morphofunctional typing were determined to assess the secretory activity.
Results. The study revealed that the burn wound caused an increase in the population of skin mast cells with certain histotopo-graphic patterns, in particular, predominant accumulation in the peripheral region of the alteration zone. An increase in the secretory activity of mast cells led to a systemic reconstruction of the extracellular matrix, stimulating the healing processes by activating the formation of the fibrous component of the connective tissue. After thermal exposure, a significant increase in tryptase expression in the mast cell population was revealed when using water with an increased content of molecular hydrogen.
Conclusion. The revealed features of various protocols of wound management in the efficiency of regenerative processes are due to the degree of involvement of mast cells in fibrillogenesis using direct and indirect pathways. Thus, the molecular mechanisms of extracellular matrix remodeling, induced by the secretory activity of mast cells, are promising targets for intensifying the regenerative effects of pharmacological agents.
Keywords: mast cells, skin, tryptase, burns, wound healing, extracellular matrix, connective tissue, hydrogen.
Введение
Полноценное восстановление кожи как органа остается одной из важных задач регенеративной медицин. Морфологические аспекты раневого процесса продолжают оставаться в центре внимания многих исследований. Ожоговые раны в сравнении с другими повреждениями кожи, занимают особое место, что обусловлено как специфичностью раневого процесса, так и длительным этапом восстановления целостности кожного покрова [1]. Восстановление кожи непосредственным образом связано с состоянием внеклеточного матрикса соединительной ткани дермы, включая ее амфорный и волокнистый компоненты. Экстрацеллюлярный матрикс, помимо структурных элементов, обеспечивающих целостность кожи, включает в себя обширный спектр биохимических факторов, в т. ч. хемокины, цитокины, факторы роста и другие молекулы с сигнальной функцией, определяющих морфогенез специфического тканевого микроокружения при развитии адаптивных реакций и патологических состояний [2]. Соединительнотканный каркас дермы кожи определяется соотношением волокнистого компонента, состоящего в т. ч. из волокон с коллагенами I и III типов [3, 4]. Важное значение в формировании соединительнотканной основы имеют тучные клетки (ТК). Они способны влиять на состояние внеклеточного матрикса посредством вырабатываемых биологически активных веществ [5, 7]. Несмотря на принципиальную возможность ТК оказывать влияние на волокнообразо-вание и накопленный фактический материал об их гисто-топографическом полиморфизме при фибриллогенезе в зависимости от состояния специфического тканевого микроокружения [7], значение тучных клеток в фибрил-логенезе при восстановлении целостности кожи вследствие термического поражения до настоящего времени не изучено.
Целью исследования явилось изучение особенностей распределения и секреторной активности тучных клеток и волокнистого компонента кожи на этапах регенерации после термической травмы.
Материалы и методы
Эксперимент выполнен на 36 половозрелых белых крысах-самцах линии Wistar массой 165-210 г в НИИ экспериментальной биологии и медицины Воронежского государственного медицинского университета им. Н.Н. Бурденко. Животных содержали в стандартных условиях вивария, при 14-часовом световом режиме с неограниченным доступом к пище и воде. Манипуляции с животными проводили в соответствии с правилами, изложенными в приказе Минздравсоцразвития № 708-н «Об утверждении правил лабораторной практики» от 23.08.2010 г. На проведение исследования получено разрешение локального этического комитета ВГМУ им. Н.Н. Бурденко (протокол № 6 от 17.11.2016 г.).
Дизайн эксперимента
Животных разделили на 4 группы: контрольную группу (n=9), экспериментальную группу с моделированием ожоговой раны без лечебного воздействия со спонтанным заживлением (n=9), группу с использованием аппликации на раневую поверхность мази, содержащей в качестве активного вещества сульфадиазин серебра, обладающей высокой антибактериальной активностью (n=9), группу с использованием в качестве регионарного воздействия воды с повышенным содержанием молекулярного водорода, которой орошалась поверхность раны
(n=9). Раствор молекулярного водорода готовили в соответствии с инструкцией производителя на установке aquela blue c использованием картриджа aquela 8.0. Концентрация водорода в используемом для орошения ран растворе достигала 8.0 ppm (измерение производили с помощью анализатора растворенного водорода МАРК-501, с датчиком водородным ДВ-501 (ООО «Взор», Нижний Новгород, Россия). Нанесение мази на раневую поверхность и орошение раны в соответствующих экспериментальных группах проводили ежедневно. Результаты оценивали на 3-и, 7-и 14-е сутки восстановительного периода. Животных выводили из эксперимента путем передозировки средства для ингаляционной анестезии «Аерран» (Baxter Helthcare, США) на ветеринарной наркозной станции TEC — 3 Zoomed Minor Vet Optima (КНР).
Моделирование ожоговой раны. Экспериментальным животным термический ожог наносили под ингаляционным наркозом с помощью ветеринарной наркозной станции с испарителем ТЕС-3 Zoomed Minor Vet Optima (КНР). Для моделирования ожоговой травмы использовали портативную паяльную станцию термовоздушного типа марки Yihua 8858 (КНР). Ожоговую травму наносили путем экспозиции нагревательного элемента, разогретого до температуры 80 °С, на расстоянии 10 мм от поверхности предварительно выбритого участка кожи в межлопаточной области животного в течение 40 секунд.
Морфологическое исследование
Для морфологического исследования иссекали участок кожи с ожоговой поверхностью и прилежащими тканями. Образцы фиксировали в нейтральном растворе 10% формалина в течение 48-72 часов. Фиксированный материал подвергался процедуре пробоподготовки с заливкой в парафиновую среду с использованием гистологического процессора МТР SLEE (Германия). Из парафиновых блоков на ротационном микротоме Accu-Cut SRM 200 (Япония) готовили срезы толщиной 5 мкм для гистохимического анализа и 2 мкм для иммуноморфологического окрашивания. Для рутинного гистологического анализа проводили стандартное окрашивание гематоксилином и эозином. С целью исследования активности фибриллогенеза использовали раствор Гимзы. Для оценки солокали-зации ТК и волоконного компонента кожи проводили комбинированное окрашивание толуидиновым синим с импрегнацией серебром или иммуноморфологической детекцией триптазы ТК [7, 8].
Иммуногистохимическое исследование.
Иммуногистохимическую детекцию триптазы ТК проводили с помощью антител Anti-Mast Cell Tryptase antibody (клон AA1, #ab2378, разведение 1:2000). В качестве вторичных использовались козьи антитела #AS-M1-HRP, хромогенная детекция которых проводилась реагентом ImmPACT™ DAB Peroxidase Substrat Kit (#SK-4105) согласно инструкции производителя. Ядра контрастировали толуидиновым синим. После стандартной процедуры обезвоживания срезы заключали в постоянную монтажную среду.
Планиметрия. Планиметрическим методом определяли содержание тучных клеток в мм2 кожи. Тканевые структуры, в которых ТК не могли находиться в силу гистотопографических особенностей, удаляли из анализа. Подсчитывали общее количество ТК с метахрома-зией, определяли их секреторный профиль с учетом различных морфофункциональных состояний с помощью
Таблица 1. Содержание и секреторная активность тучных клеток в коже крыс (окрашивание толуидиновым синим)
Экспериментальная группа Кол-во ТК Морфофункциональные типы, M ± s
на 1 мм2 (M ±s) Наличие дегрануляции Без дегрануляции Свободно лежащие гранулы Цитопласты
К 31,8 ± 4,2 24,8 ± 0,9 53,4 ± 4,2 12,4 ± 1,1 9,4 ± 0,7
М 3 сут. 33,0 ± 3,3 34,1 ± 1,0* 41,3 ± 3,2* 7,8 ± 0,7* 16,8 ± 1,1*
7 сут. 63,6 ± 5,5* 28,3 ± 1,0* 38,9 ± 3,3* 17,5 ± 1,3* 15,3 ± 1,2*
14 сут. 130,3 ± 8,4* 43,4 ± 1,7* 30,4 ± 2,9* 13,9 ± 0,9 12,3 ± 1,1*
на 3 сут. 42,9 ± 3,8*Л 37,0 ± 1,0*Л 32,3 ± 2,4*Л 28,1 ± 2,1*Л 2,6 ± 0,2*Л
7 сут. 35,7 ± 2,2Л 46,5 ± 2,0*Л 18,1 ± 1,5*Л 25,9 ± 2,2*Л 9,5 ± 0,7Л
14 сут. 95,6 ± 7,5*Л 25,4 ± 1,4Л 47,3 ± 3,1Л 15,4 ± 0,8*Л 11,9 ± 0,3*
СЖ 3 сут. 50,6 ± 3,5*Л# 60,1 ± 2,0*Л# 20,4 ± 1,9*Л# 6,3 ± 0,5*# 13,2 ± 1,4*Л#
7 сут. 75,6 ± 4,7*Л# 51,8 ± 2,0*Л# 12,4 ± 0,9*Л# 28,4 ± 2,6*Л 7.4 ± 0,8*Л
14 сут. 11,6 ± 1,2*Л# 59,7 ± 2,0*Л# 16,2 ± 1,8*Л# 15,6 ± 1,2* 8,5 ± 0,5Л#
Примечание: К — контроль, М — мазь, Н2 — вода с повышенным содержанием молекулярного водорода, СЖ — спонтанное заживление, статистически значимые межгрупповые различия на соответствующих сроках исследований при р<0,05 * — по сравнению с группой контроля; л — по сравнению группой «М»; # — по сравнению с группой «Н2».
подсчета относительной частоты встречаемости различных механизмов секреции от общего количества ТК в относительных значениях (%) (табл. 1). В общей совокупности метахроматичных ТК определяли соотношение триптаза-позитивных и триптаза-негативных форм (табл. 2, рис. 1А, Б).
Визуализация и морфометрия. Морфологический анализ проводился на исследовательском микроскопе ZEISS Axio Imager.A2, оснащенном цифровой камерой Camera Axiocam 506 color при увеличении объективов на х10, х20 и х40. Полученные фотографии обрабатывали с помощью программы ZEN 2.3 (Carl Zeiss, Германия).
Статистический анализ
Проверку данных на нормальность распределения оценивали с помощью критерия Колмогорова-Смирнова. Для выявления достоверности различий использовался t-критерий Стьюдента в случае нормального распределения или непараметрический U-критерий Манна-Уитни при его отсутствии. Достоверными считали различия при p<0,05.
Результаты
В группе контрольных животных ТК кожи выявлялись преимущественно в нижней области дермы, часто контактируя с адипоцитами гиподермы. Размеры ТК укрупнялись по мере их расположения в более глубоких областях дермы кожи. Наиболее мелкие ТК выявлялись в сосочковом слое дермы кожи, часто обладая лишь единичными метахроматичными гранулами.
При окрашивании гематоксилином и эозином препаратов из тканей, полученных через 3 суток при естественном (без лечения) заживлении в дне ожоговой раны определялся некроз тканей кожи. Поверхность покрыта струпом, состоящим из некротизированных элементов эпидермиса и дермы, пропитанных фибринозным экссудатом. Наблюдалась умеренная нейтрофильная инфильтрация. Поверхность ожоговой раны представлена бесструктурной эозинофильной массой, инфильтрированной лейкоцитами.
При использовании мази и водородной воды отмечалась схожая гистологическая картина, наблюдались некротические изменения, полнокровные сосуды, выраженная нейтрофильно-эозинофильная инфильтрация, рыхлый струп.
После нанесения раны количество ТК в коже по сравнению с контролем возрастало независимо от тактики лечения во все сроки наблюдения (табл. 1). К 3 суткам эксперимента эпидермальный слой клеток в области ожога практически отсутствовал, располагаясь лишь по краям. Наибольшее количество ТК выявлялось в группе со спонтанным заживлением раны. Использование воды с повышенным содержанием молекулярного водорода приводило к более высокой численности ТК в коже, чем при применении мази (см. табл. 1).
На 7 сут. в группе спонтанного заживления в центральных участках ожога сохранялся сформировавшийся струп, в который прорастал регенерирующий эпителий в виде надвигающегося вала. Подлежащая грануляционная ткань — незрелая, с преобладанием фибробластов. При использовании водородной воды воспалительные процессы были менее выражены по сравнению со спонтанным заживлением, отмечались мелкие кровоизлияния и рыхлый струп. При использовании мази наблюдались умеренный отек дермы, очаговая воспалительная инфильтрация и кровоизлияния.
При спонтанном заживлении численность ТК была максимальной по сравнению с другими видами воздействия (табл. 1). К данному сроку слой эпителиальных клеток распространялся на зону термического повреждения с краев раны, иногда занимая практически половину пораженного участка. Примечательно, что непосредственно под раной ТК практически отсутствовали, располагаясь преимущественно в гиподерме. Тучные клетки, расположенные под эпителием, характеризовались мелкими размерами с малым количеством секреторных гранул в цитоплазме, причем гранулы располагались преимущественно по периферии. ТК, расположенные ближе к гиподерме, представляли собой гораздо более крупные формы, с высокой степенью метахромазии, часто полностью заполненные гранулами.
В группе самостоятельного заживления на 14 сут. эпителизация ожоговой поверхности все еще
Таблица 2. Соотношение триптаза-позитивных и триптаза-негативных тучных клеток в зоне ожогового дефекта при применении различных методов регионарного воздействия (М ±ст).
Группы Триптаза-негативные ТК с метахромазией Триптаза-позитивные ТК с метахромазией
Контрольная группа 65,6 ± 4,3 34,4 ± 2,9
Экспериментальные группы
М 3 сут. 42,4 ± 3,8* 57,6 ± 4,1*
7 сут. 28,5 ± 2,2* 71,5 ± 6,5*
14 сут. 20,3 ± 2,1* 79,7 ± 7,1*
Н2 3 сут. 34,2 ± 2,9*л 65,8 ± 4,3*
7 сут. 2,4 ± 1,4*л 97,6 ± 5,9*л
14 сут. 18,6 ± 2,1* 81,4 ± 6,7*
СЖ 3 сут. 45,4 ± 3,5*# 54,6 ± 4,7*
7 сут. 36,4 ± 3,1*л# 63,6 ± 4,8*
14 сут. 35,4 ± 2,2*л# 64,6 ± 5,2*л#
Примечание: К — контроль, М — мазь, Н2 — вода с повышенным содержанием молекулярного водорода, СЖ — спонтанное заживление, статистически значимые межгрупповые различия на соответствующих сроках исследований при р<0,05 * — по сравнению с группой контроля; л — по сравнению группой «М»; # — по сравнению с группой «Н2».
не завершена, в центральных зонах ожога сохранились небольшие элементы струпа, под которые очагово прорастал регенерирующий слой эпидермиса. В грануляционной ткани клеточные элементы преобладали над волокнистыми. При использовании водородной воды наблюдалась диффузная лимфоцитарная инфильтрация. Струп был плотным и истонченным. Отмечалось наплывание эпидермального пласта на раневую поверхность. В группе с применением мази выявлен выраженный неоангиогенез и скудная лейко-лимфо-цитарная инфильтрация, многоклеточность дермы, выраженное наплывание эпидермального пласта на раневую поверхность. Струп был истончен, частично десквамирован, под ним выявлена созревающая грануляционная ткань.
Эпителиальный слой клеток распространялся уже на большую часть раны. При этом сохранялись закономерности в расположении ТК: более мелкие находились в субэпителиальной соединительной ткани, а более крупные — в нижележащих участках дермы кожи. К указанному сроку раневого процесса наибольшая численность ТК наблюдалась в группе с использованием мази (табл. 1).
Исследование морфофункционального состояния популяции ТК показало, что у интактных животных преобладали недегранулированные формы. Достаточно редким было их контактирование друг с другом. Моделирование ожога характеризовалось усилением дегрануляционной активности ТК, особенно при естественном заживлении.
К 3 сут. содержание ТК с дегрануляцией возрастало практически в 3 раза по сравнению с уровнем контрольной группы. В то же время, лекарственное воздействие снижало секреторную активность, особенно в группе с использованием мази. К 7 суткам эксперимента активность выведения компонентов секретома во внеклеточный матрикс была наиболее низкой при использовании мази. Обращало на себя внимание также снижение интенсивности образования автономных фрагментов ТК — цитопластов, при использовании молекулярного водорода. В то же время, количество свободно лежащих гранул при использовании воды с повышенным содержанием водорода было более высоким на 7 и 14 дни
эксперимента по сравнению с аналогичными показателями при использовании мази.
Ассоциация тучных клеток с ретикулярными волокнами прослеживалась во всех группах эксперимента (рис. 1В, Д). В то же время, необходимо отметить более частое расположение ТК вблизи импрегнированных волокон при применении регионарного воздействия.
Исследования содержания триптазы в ТК показало, что в группе интактных животных преобладали ТК, не содержащие специфической протеазы (табл. 2). Однако после нанесения ожога во все сроки наблюдения орошение водой с повышенным содержанием молекулярного водорода приводило к более высокому содержанию триптаза-позитивных ТК по сравнению с использованием мази. В то же время, нанесение мази на раневую поверхность стимулировало ТК к синтезу специфической протеазы в большей мере чем при спонтанном заживлении раны.
Обсуждение
Полученные результаты свидетельствуют, что в условиях раневого процесса ТК принимают активное участие в регенерации структурных компонентов соединительной ткани, окружающих рану. В частности, это становится заметным при исследовании численности ТК в коже в норме и при моделировании ожоговой раны. Термическое повреждение приводило к возрастанию численности популяции ТК.
Вопрос влияния различных методов регионарного воздействия на секреторную активность ТК заслуживает особого внимания. Триптаза обладает высокой биологической активностью, затрагивая состояние многих клеточных и неклеточных компонентов тканевого микроокружения [9-13]. При этом секретируемые протеазы ТК могут приводить к дальнейшей интенсификации дегрануляции с помощью аутокринного механизма, а также повышать либерализацию продуктов биогенеза в эозинофильных гранулоцитах [14, 15].
Триптаза имеет свои молекулярные мишени на клетках и компонентах экстрацеллюлярного матрикса, оказывая про- или противовоспалительные эффекты [1 4,
Рис. 1. Тучные клетки кожи крысы: А — в группе контроля, тучные клетки без триптазы (указаны стрелкой); Б — в группе с использованием молекулярного водорода, 7 сут., тучные клетки, вырабатывающие триптазу (обозначены стрелкой); В — в группе контроля, зрелые коллагеновые волокна обозначены стрелкой; Г — группа с использованием мази, 7 сут. наблюдения, к тучным клеткам прилежат тонкие ретикулярные волокна, образующие разветвленную сеть (обозначены стрелкой); Д — группа с использованием молекулярного водорода, 14 сут., характерно высокое содержание тонких импрегнированных коллагеновых волокон (обозначены стрелкой).
Окраска: А-Б — комбинированное окрашивание раствором Гимзы и иммуногистохимической детекции триптазы тучных клеток; В-Д — комбинированное окрашивание толудиновым синим и импрегнацией серебром. Шкала = 10 мкм
16-20]. В целом, наиболее часто триптаза инициирует развитие воспаления, вызывая повышение проницаемости стенки капилляров, увеличивая миграцию нейтрофи-лов, эозинофилов, базофилов и моноцитов за пределы микроциркуляторного русла [21, 22]. Эти эффекты триптазы могут быть опосредованы индукцией образования кининов, ИЛ-1 и ИЛ-8 в эндотелии, что сочетается с изменением синтеза протеина межклеточной адгезии ICAM-1. Известны эффекты триптазы по отношению к клеткам фибробластического дифферона, вызывая их активное перемещение, митотическое деление, стимуляцию синтеза коллагеновых белков. В итоге триптаза способствуют как заживлению ран, так и разрастанию соединительной ткани [7, 9, 23].
Триптаза обладает высокой селективностью к рецепторам PAR-2 различных клеток соединительной ткани, потенцируя развитие воспаления. Возможна поляризация макрофагов в фенотип М1, усиливая провоспали-тельный сигналлинг с участием FOXO1 пути [24]. После хирургических вмешательств возрастание представленности PAR-2 на клетках мягких тканей существенно утяжеляет течение послеоперационного периода. В литературе рассматриваются различные механизмы влияния триптазы, способствующие росту и дифференцировке новых кровеносных сосудов [14, 25].
ЛИТЕРАТУРА [REFERENCES]:
1. Соболева М.Ю. Морфофункциональные особенности восстановления целостности кожи при термической травме. Клиническая и экспериментальная морфология 2019; 8(1): 71-7. [Soboleva M.Yu. Morphofunctional features of restoring the integrity of the skin in thermal injury. Clinical and Experimental Morphology 2019; 8 (1): 71-7].
2. Botting R.A., Haniffa M. The developing immune network in human prenatal skin. Immunology 2020; 160(2): 149-56.
3. Соединительная ткань: гистофизиология и биохимия / Н.П. Оме-льяненко, Л.И. Слуцкий; под ред. С.П. Миронова; Москва: Известия, 2009; 1: 378. [Connective tissue: histophysiology and biochemistry / N.P. Omelyanenko, L.I. Slutsky; ed. S.P. Mironov; Moscow: Izvestia, 2009; 1: 378].
4. Davison-Kotler E., Marshall W.S., Garcia-Gareta E. Sources of Collagen for Biomaterials in Skin Wound Healing. Bioengineering (Basel) 2019; 6(3): 56.
5. Plum T., Wang X., Rettel M. et al. Human Mast Cell Proteome Reveals Unique Lineage, Putative Functions, and Structural Basis for Cell Ablation. Immunity 2020; 52(2): 404-16.
6. Srinivas Akula S., Paivandy A., Fu Z. et al. Quantitative In-Depth Analysis of the Mouse Mast Cell Transcriptome Reveals Organ-Specific Mast Cell Heterogeneity. Cells 2020; 9(1): 211.
7. Atiakshin D., Buchwalow I., Tiemann M. Mast cells and collagen fibril-logenesis. Histochem Cell Biol. 2020 ; 154(1): 21-40.
8. Атякшин Д.А., Герасимова О.А., Мешкова В.Ю. и др. Новый гистохимический подход для оценки экспрессии триптазы в популяции тучных клеток. Журнал анатомии и гистопатологии 2020; 9(3): 94-101 [Atyakshin D.A., Gerasimova O.A., Meshkova V.Yu. et al. A new histochemical approach for evaluating tryptase expression in a mast cell population. Journal of Anatomy and Histopathology 2020; 9 (3): 94-101].
9. Welle M. Development, significance, and heterogeneity of mast cells with particular regard to the mast cell-specific proteases chymase and tryptase. J Leukoc Biol. 1997; 61(3): 233-45.
10. Pejler G., Abrink M., Ringvall M., Wernersson S. Mast cell proteases. Adv. Immunol. 2007; 95: 167-255.
11. Caughey G.H. Mast cell proteases as pharmacological targets. Eur. J. Pharmacol. 2016; 778: 44-55.
Немаловажное значение имеет секреция полианионов во внеклеточный матрикс, что может служить ключевым фактором в процессе фибриллогенеза [7]. Очевидно, с этим связано большая частота выявления ТК ассоциированных с импрегнированными волокнами после нанесения ожоговой раны независимо от терапии или срока наблюдения (см. рис. 1, В-Д).
Заключение
В результате проведенного исследования установлено, что количество крупных тучных клеток с высоким содержанием секретома было наибольшим преимущественно на периферии раны. Повышенная секреторная активность тучных клеток в области периферии раны приводит к ремоделированию внеклеточного матрикса, способствуя устранению дефекта за счет «наползания» эпителия на новообразованном материале дермы по направлению к области раневого дефекта с последующим его устранением. Таким образом, регионарное воздействие на ожоговые раны сопровождается изменением функциональной активности тучных клеток. Дальнейшее изучение участия тучных клеток в ремо-делировании внеклеточного матрикса представляются весьма актуальным в данном направлении.
12. Caughey G.H. Mast cell proteases as protective and inflammatory mediators. Adv. Exp. Med. Biol. 2011; 716: 212-34.
13. Hallgren J., Pejler G. Biology of mast cell tryptase. An inflammatory mediator. Federation of European Biochem. Soc. J. 2006; 273(9): 1871-95.
14. Caughey G.H. Mast cell tryptases and chymases in inflammation and host defense. Immunol. Rev. 2007; 217: 141-54.
15. Robida P.A., Puzzovio P.G., Pahima H. et al. Human eosinophils and mast cells: Birds of a feather flock together. Immunol. Rev. 2018; 282(1): 151-67.
16. de Souza Junior D.A., Santana A.C., da Silva E.Z. et al. The role of mast cell specific chymases and tryptases in tumor angiogenesis. Biomed. Res. Int. 2015; ID 142359.
17. Yu M., Tsai M., Tam S.Y. et al. Mast cells can promote the development of multiple features of chronic asthma in mice. J. Clin. Invest. 2006; 116: 1633-41.
18. Ribatti D. Mast cells in lymphomas. Crit. Rev. Oncol. Hematol. 2016; 101: 207-12.
19. Magnusdottir E.I., Grujic M., Bergman J. et al. Mouse connective tissue mast cell proteases tryptase and carboxypeptidase A3 play protective roles in itch induced by endothelin-1. J. Neuroinflammation 2020; 17(1): 123.
20. Wang Y., Sha H., Zhou L. et al. The Mast Cell Is an Early Activator of Lipopolysaccharide-Induced Neuroinflammation and Blood-Brain Barrier Dysfunction in the Hippocampus. Mediators Inflamm. 2020; 8098439.
21. Krystel-Whittemore M., Dileepan K.N., Wood J.G. Mast cell: a multifunctional master cell. Front. Immunol. 2016; 6: 1-12.
22. Elieh Ali Komi D., Wöhrl S., Bielory L. Mast Cell Biology at Molecular Level: a Comprehensive Review. Clin. Rev. Allergy Immunol. 2019; 58(3): 342-65.
23. Levi-Schaffer F., Piliponsky A.M. Tryptase, a novel link between allergic inflammation and fibrosis. Trends Immunol. 2003; 24: 158-61
24. Chen L., Gao B., Zhang Y. et al. PAR2 promotes M1 macrophage polarization and inflammation via FOXO1 pathway. J. Cell Biochem. 2019; 120(6): 9799-809.
25. Xiao H., He M., Xie G. et al. The release of tryptase from mast cells promote tumor cell metastasis via exosomes. BMC Cancer 2019; 19(1): 1015.
