CC BY
4
Рис. 3. Количество ядрышек 1-го типа в клетках с различным характером повреждения ядерного аппарата при действии ацетата свинца.
Действительно, при введении ацетата свинца в дозе 20 мг/кг в течение 14 сут увеличивается количество клеток с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением (23,20 ± 0,80 по сравнению с 13,90 ± 1,15 в контроле; р < 0,001) и количество клеток с деградацией хроматина в ядре (соответственно 22,0 ± 1,20 и 6,70 10,61; р < 0,001) (рис. 2, А). Среднее количество крупных ядрышек в клетках увеличивается соответственно в 2,5 и 3,5 раза (рис. 3, А). При этом в клетках, где произошла деградация хроматина, идет возрастание количества ядрышек 2-го типа (42,20 ± 2,42 по сравнению с 11,00 ± 0,73 в контроле; р < 0,001) (рис. 4, А), что может свидетельствовать об изменении степени транскрипционной активности: мелкие ядрышки обладают крайне низким уровнем синтеза рРНК [9].
При увеличении дозы ацетата свинца до 30 мг/кг наблюдается нарастание количества клеток с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением и увеличение количества всех видов ядрышек. Число крупных ядрышек достигает 50,20 ± 6,90 (в контроле 12,80 ± 1,02; р < 0,001). Это соответствует данным литературы о том, что гипертрофия ядер и количественные и качественные изменения нуклеолярного аппарата являются неспецифическим отражением апоптоза |7|. Что касается клеток с умеренно-цитоплазматическим отношением, то здесь мы наблюдаем снижение количества ядрышек 2-го типа по сравнению с эффектом ксенобиотика в дозе 20 мг/кг.
В процессе восстановительного периода выявилась тенденция к возвращению всех исследованных параметров до уровня контроля (рис. 2, Б \ 3, Б, 4, Б).
Таким образом, можно констатировать, что существует тесная взаимосвязь между сохранностью ядерного материала, активностью ядрышкового аппарата и степенью повреждения клеток костного мозга при действии тестируемого ксенобиотика. Прогрессирующая деграда-
" I I
Рис. 4. Количество ядрышек 2-го типа в клетках с различным характером повреждения ядерного аппарата при действии ацетата свинца.
ция ядра под действием ацетата свинца сопровождается неспецифическим увеличением количества ядрышек с измененным соотношением гранулярного и фибриллярного компонентов, изменением транскрипционной активности и, следовательно, функционального состояния ядерного аппарата клеток. Следовательно, регистрация изменений ядерного и ядрышкового материала может являться одним из чувствительных методов определения миелотоксического действия ксенобиотика.
J1 итература
1. Владимировская £ Б., Масчан А. А., Румянцев А. Г. // Гематол. и трансфузиол. — 1997. — № 5. — С. 4—9.
2. Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Шахов В. П. Методы культуры ткани в гематологии. — Томск, 1992.
3. Дудич Е. И., Семенкова Л. П., Дудич И. В. // Бюл. экспер. биол. — 2000. — Т. 130, № 12. - С. 604-612.
4. Кудрин А. В., Жаворонков А. А. // Успехи соврем, биол. - 1998. - Т. 118, № 5. - С. 623-629.
5. Мамаев И. Н., Мамаева С. Е. // Цитология. — 1992.
- Т. 34, № 10. - С. 3-25.
6. Погорелое В. М., Байдурин С. А., Капланекая И. Б. и др. // Гематология. - 1992. - № 3. - С. 5-10.
7. Погорелое В. М., Козинец Г. И. // Гематол. и трансфузиол. - 1995. - Т. 40, № 5. - С. 17-25.
8. Программированная клеточная гибель / Под ред. В. С. Новикова. - СПб., 1996.
9. Челидзе П. В., Зацепина О. В. // Успехи соврем, биол. - 1998. - Т. 105, № 2. - С. 252-268.
10. Messam С. A., Pitlman R. N. // Exp. Cell Res. - 1998.
- Vol. 238. - P. 389-398.
11. Steller H. // Science. - 1995. - Vol. 267. - P. 1445-1449.
Поступило 26.11.2001
С КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ. 2002 УДК 614.7:691.175.5/.8
Е. И. Шишацкая, Е. Н. Еашбекова, Т. Г. Волова, Г. С. Калачева, В. А. Кратасюк ГИГИЕНИЧЕСКАЯ ОЦЕНКА ПОЛИОКСИАЛКАНОАТОВ - ПРИРОДНЫХ ПОЛИЭФИРОВ НОВОГО ПОКОЛЕНИЯ
Институт биофизики СО РАН, Красноярск
Полиоксиалканоаты (ПОА) — полиэфиры оксипро-изводных жирных кислот биологического происхождения относятся к новому классу природных полимеров, обладающих термопластичностью, оптической и антиок-
сидантной активностью, пьезоэлектрическими свойствами, а также биоразрушаемостью и биосовместимостью [10]. Совокупность этих свойств в сочетании с возможностью получения на основе ПОА композитов с различ-
Таблица 1
Санитарно-химичсскне исследования вытяжек ПОЛ
Показатель Образец Время отбора проб, сут Допустимый уровень сдвига (по данным лите ратуры |18|)
3 7 10
рН, ДрН/рН.^ ПОБ +0,08/6.90 +0.13/7.10 +0,30/7,05
ПОБ/ПОВ +0,15/6,90 +0,10/7,10 +0,17/7,05 От 0,3 до ±1,0
Сдвиг оптической плотности, AD/Dkomp ПОБ 0 +0,053 +0,058 ±0.3
ПОБ/ПОВ 0 +0,007 +0,008
Окисляемость, мг О/л ПОБ 0 0 0
ПОБ/ПОВ 0 0 0 2,0 мг Oj/л
Бромируемость, мг Вг/п ПОБ 0 0 0
ПОБ/ПОВ 0 0 0 1,0 мг Brj/л
Свободные мономеры р-оксикислот ПОБ 0 0 0 0,1 мг/л
ПОБ/ПОВ 0 0 0
ными природными и синтетическими материалами открывает перспективы для применения ПОА в качестве хирургических материалов и элементов в ортопедии, кардио- и сосудистой хирургии, тканевой инженерии, для получения средств дозирования и доставки лекарств, а также в качестве наполнителей и упаковочных материалов в пишевой промышленности [16, 18).
К настоящему времени охарактеризованы различные по структуре и составу ПОА с длиной углеродной цепи от С3 до C,j [15], при этом наиболее активно изучаются высококристалличный, термостойкий, но довольно хрупкий полимер оксимасляной кислоты полиоксибути-рат — ПОБ (С4) и сополимеры оксибутирата с оксивале-ратом — ПОБ/ПОВ (С^С5). Последние имеют большие перспективы, так как в зависимости от соотношения мономеров их базовые свойства (температура плавления, пластичность, механическая прочность и др.) изменяются в широких пределах. В качестве объекта за рубежом исследуются образцы ПОА различного происхождения и чистоты (Biopol*, Biopol™, DegraPol/btc®), выпускаемые известными фирмами ("Zeneka", "Metabolix", "Monsanto").
В Институте биофизики СО РАН разработана технология и освоено получение ПОА различного состава (гомогенного ПОБ, двухкомпонентных (С4/С5) и трехком-понентных (Qj/Cj/C6) ПОА [2—4); охарактеризованы их структура и свойства [5]; получены и исследованы образцы полимерных пленок и волокон [9]; выполнены предварительные исследования цитотоксичности экспериментальных образцов ПОА in vitro в культурах животных клеток разного происхождения (фибробласты, клетки эндотелия и изолированные гепатоциты). Интенсивность матричных процессов, протекающих в ядрах клеток мыши всех типов, оцениваемая по включению 3Н-тимидина, свидетельствовала об отсутствии цитотоксичности как гомогенного ПОБ, так и сополимера |8, 9).
Целью настоящей работы было проведение гигиенических исследований ПОА двух типов (гомогенного ПОБ и сополимеров ПОБ/ПОВ) с использованием санитар-но-химических и токсикологических тестов.
Исследованы экспериментальные образцы ПОА, синтезированные бактериями Alcaligenes eutrophus В5786 по технологии Института биофизики СО РАН [2, 3): гомогенный полимер (5-оксимасляной кислоты ПОБ и двухкомпонентные сополимеры p-оксибутирата и |}-ок-сивалерата ПОБ/ПОВ (включение оксивалерата 18 мол%). Испытания проведены в соответствии с требованиями нормативной документации по оценке биологической безопасности медицинских материалов и изделий и состояли из общепринятых санитарно-химических и гигиенических исследований |6, 7], а также включали биолюминесцентное тестирование, которое широко используют в биотестировании |11], включая оценку безопасности новых материалов, в том числе полимеров медицинского назначения [17].
Исследованы полимерные пленки и водные вытяжки, полученные из пленок ПОА в соотношении единицы площади к единице объема дистиллированной воды 1 см:1 мл. Режим приготовления вытяжек — динамический при 37°С: через 3 сут первые партии вытяжек сливали для исследований, образцы ПОА заливали новой порцией воды, которую сливали через 7 сут; образцы снова заливали дистиллированной водой на 10 сут. Дистиллированная вода (рН 7,0 ±0,1), термостатируемая в аналогичных условиях, служила контролем.
Результаты всех измерений представлены средними значениями изученных показателей и их стандартными ошибками. Достоверность различий между средними величинами определены с помощью критерия Стьюдента. Показатели оценивали как достоверные при р < 0,05.
На первом этапе проведены санитарно-химические исследования образцов ПОА, которые предваряют токсикологические испытания и позволяют понять природу реакции организма на тестируемый материал. Санитар-но-химические исследования включали общепринятые интегральные методы оценки возможной миграции из полимерных образцов в модельную среду химических соединений (окисляемость, бромируемость), рН- и УФ-из-мерения вытяжек в диапазоне 220—360 нм, а также определение остаточных количеств исходных продуктов биосинтеза ф-оксикислот, входящих в состав ПОА). рН водных вытяжек измеряли на рН-метре ("Knick-766", Германия) в сравнении с контролем (дистилированная вода, используемая для приготойления вытяжек, экспонируемая в аналогичных условиях): рН = pHJKCTp - рНконтр, где pHJltcTp — значение рН вытяжки, рНК01Гтр — значение рН контрольного раствора. Количество органических примесей в вытяжках (наличие свободных связей С = С) определяли по УФ-поглощению на двухлучевом регистрирующем спектрофотометре в диапазоне 220—360 нм ("Uvikon 943", Италия). Регистрируемый параметр — изменение оптической плотности вытяжки DBU1 в сравнении с аналогичной величиной для контроля (£>К1Жтр): D = £>„ш - DKomv. Концентрацию свободных мономеров в вытяжках (Р-ок-симасляной и p-оксивалериановой кислот) определяли на хромато-масс-спектрометре GCD plus ("Hewlett Packard", США). Окисляемость вытяжек анализировали пер-манганатным методом. Вычисление окисляемости проводили по формуле: Х = (А - Б) • К • 0,08 • 1000/V вытяжки, где А и Б — количество раствора перманганата калия, пошедшего на титрование избытка щавелевой кислоты соответственно в исходной и в контрольной пробах; К — коэффициент поправки раствора перманганата калия; 0,08 — количество (в мг) кислорода, эквивалентное 0,01 H раствору перманганата калия; X — окисляемость вытяжки (в мг О/п). Бромируемость вытяжек определяли методом последовательного титрования бромид-броматной смеси в присутствии йодида калия тиосульфатом натрия. В качестве индикатора использовали раствор крахмала. Результаты выражали в количестве прореагировавшего брома (X) в миллиграммах Вг2/л:Х = (А - В) • К- 1000 • 0,3996/К пы-
120 -| 90 -60-ЗО -О
Рис. I. Зависимость степени ингибирования свечения (1о/1к, %) двухферментного биолюминесцентного биотеста НАДН:ФМН-оксидоредуктаза-люцифераза от количества добавляемой в реакционную смесь вытяжки ПОА (в мкл).
По оси абсцисс: здесь и на рис. 2 и 3 — количество образца (в мкл); но оси орлинат — !„/!, (в %). Здесь и на рис. 2 и 3: / — ПОБ. 2 — ПОБ/ ПОВ, 3 — контроль (дистиллированная вола); а, б, в, соответственно 3-, 7- и 10-суточная экспозиция.
тяжки (в мл), где А и В количество тиосульфата натрия, израсходованное соответственно в контроле и в опыте; К — поправочный коэффициент для приведения концентрации раствора тиосульфата натрия точно к 0,005 Н; 0,3996 — количество (в мг) брома, эквивалентное 1 мл 0,005 Н раствора тиосульфата натрия.
Результаты санитарно-химических исследований представлены в табл. 1. Поданным рН-метрии значения сдвига активной реакции водных вытяжек из исследуемых ПОА в течение всего периода наблюдения было значительно ниже пороговых значений, допустимых для материалов медицинского назначения [1]. Спектроскопия вытяжек в диапазоне УФ-волн, позволяющая определять наличие свободных связей С = С, мигрирующих из изделия в среду, показала, что образцы ПОА независимо от их химического состава отвечают требованиям, предъявляемым к хирургическим материалам, а также пригодны для контакта с кровью. В вытяжках не обнаружено мономеров оксикислот, образующих данные полимеры, а также бромирующихся веществ. Показатели окисляе-мости вытяжек также значительно ниже уровней, допустимых для материалов медицинского назначения.
Для исследования биологической активности водных вытяжек ПОА использован набор ферментативных биолюминесцентных биотестов, разработанных в Институте биофизики СО РАН: 1) биотест, основанный на двух-ферментной системе НАДН:ФМН-оксидоредуктаза-лю-цифераза; 2) биотест, основанный на трехферментной реакции НАДН: ФМН-оксидоредуктаза-люцифераза-алкогольдегидрогеназа; 3) биотест, основанный на трехферментной реакции НАДН:ФМН-оксидоредуктаза-лю-цифераза-трипсин |12—14|. Регистрирующий прибор — "Биолюминометр 8802" (СКТБ "Наука", Россия).
Измерения биолюминесценции двухферментной системы проводили в реакционной смеси следующего состава: 50 мкл 0,0025% тетрадеканаля, 5—10 мкл приготовленного раствора Ь + Я, 50 мкл 0,5 мМ ФМН, 200 мкл буфера, 200 мкл 0,4 мМ НАДН. Реакцию инициировали добавлением раствора НАДН. После достижения максимального уровня свечения (1к) в кювету с раствором добавляли 50 мкл водной вытяжки ПОА и вновь измеряли уровень свечения (10). Реакцию биотеста определяли, вычисляя остаточное свечение \J\i- 100%.
При тестировании вытяжек ПОА трехферментным биотестом (НАДН:ФМН-оксидорсдуктаза-люцифераза-алкогольдегидрогеназа) реакционная смесь для измерения активности АДГ содержала 10 мкл 0,4 мМ раствора НАДН к смеси, содержащей 10 мкл раствора ферментов Ь + Я, 50 мкл 0,002% раствора тетрадеканаля, 50 мкл 0,5 мМ раствора ФМН, 100 мкл 1% раствора ацетальдегида и 400 мкл 0,1 М фосфатного буфера рН 6,8. В реакционной смеси этого состава вычисляли константу спада двухферментной реакции к„, фон. Затем в другую кювету, содержащую все перечисленные выше компоненты, добавляли 5 мкл раствора АДГ (0,1 мг/мл) и 50 мкл исследуемой водной вытяжки, вычисляли константу спада трехферментной реакции (к,,, оп). Истинную константу спада трехферментной реакции ^ вычисляли по формуле: К) — к<|, оп — ^<1, фон-
В трехферментном биолюминесцентном биотесте (НАДН:ФМН-оксидоредуктаза-люцифераза-трипсин) реакционная смесь для измерения активности трипсина содержала 10 мкл раствора ферментов Ь + Я, 50 мкл 0,002% раствора тетрадеканаля, 50 мкл 0,5 мМ раствора ФМН, 400 мкл буфера, 50 мкл 0,4 мМ раствора НАДН. В реакционной смеси этого состава вычисляли константу спада двухферментной реакции к,,, фон. Затем в другую кювету, содержащую все перечисленные выше компоненты, добавляли 5 мкл 0,01% раствора трипсина и
2 1,6 '.г-о,в 0,4 О
1,6 ',2 О,в 0,4 О
(
1,6-1,2-0,6 -0,1' о
а
30
бО
эо
120
ISO
30
бО
ЭО
120
ISO
в
_1_
зо
бО эо ♦ г
120 A3
_1
ISO
Рис. 2. Зависимость константы спада свечения (к,,, 1/мин) трехферментного биолюминесцентного биотеста НАДН : ФМН-оксидоредуктаза-люцифсраза-алкогольдегидроге-наза от количества добавляемой в реакционную смесь вытяжки ПОА (в мкл).
По оси ординат: здесь и на рис. 3 — к„ (1/мин).
Рис. 3. Зависимость константы спада свечения (к„, 1/мин) трехферментного биолюминесцентного биотеста НАДН : ФМН-оксидоредуктаза-люцифераза-трипсин от количества добавляемой в реакционную смесь вытяжки ПОА.
50 мкл исследуемой водной вытяжки. В этом случае измеряли kdon. Истинную константу спада трехферментной реакции вычисляли по формуле: kd = kd ж - ЛАф01).
О биологической активности ПОА судили по изменению IJlk в двухферментной реакции и по изменению kd трехферментных реакций с АДГ и трипсином при добавлении исследуемых водных вытяжек в реакционную смесь по сравнению с контролем. В качестве контроля брали дистиллированную воду. Ошибка экспериментов не превышала 15%
Результаты биолюминесцентного тестирования ПОА представлены на рис. 1—3. Реакции двухферментных и обоих трехферментных биолюминесцентных ферментативных биотестов (АДГ и трипсин) на вытяжки из обоих образцов ПОА мало различались между собой и были сходными с контролем (дистиллированная вода, см. рис. I, а, 2, а, 3, а). При увеличении срока экспозиции ПОА в воде (до 7 и 10 дней) реакция биотестов на полимерные вытяжки также практически совпадала с реакцией в контроле (см. рис. 1—3). Таким образом, показания биолюминесцентных биотестов свидетельствуют о низкой биологической активности исследуемых образцов ПОА.
Токсикологические испытания включали определение раздражающего и общетоксического действия вытяжек в экспериментах in vivo. Определение раздражающего действия полимерных вытяжек проверяли на двух тест-объектах: белых мышах, получавших накожные аппликации, и белых крысах линии Вистар, которым пробы закапывали в глаза, так как слизистые конъюнктивы способны вызывать немедленную реакцию. В обоих вариантах использовали по две группы животных (опыт и контроль), в каждой из которых было по 5 особей. Опытной группе мышей на выстриженный на спине участок кожи (2 • 2 см2) в течение 5 дней ежедневно наносили по
5 капель вытяжки и растирали шпателем. Контрольным животным в том же режиме наносили дистиллированную воду, используемую для получения вытяжек. Реакцию кожи регистрировали ежедневно. Закапывание экстрактов в глаза крыс осуществляли 3 раза в день по 3 капли в течение 3 дней. Наблюдение проводили с момента закапывания в течение 1 нед методом прижизненной биомикроскопии с помощью офтальмоскопа в режиме работы щели. В обоих вариантах раздражающий эффект отсутствовал. На месте аппликаций у подопытных животных не отмечено явлений гиперемии, отека, сухости, шелушения и других реакций по сравнению с контролем. При закапывании в глаза крыс вытяжек 3 полимерных образцов во всех опытах раздражающее действие на слизистые глаза крыс отсутствовало. Аллергической реакции немедленного типа при этом также не наблюдалось.
Общетоксическое действие ПОА исследовано в остром эксперименте на белых мышах, которым однократно внутрибрюшинно вводили вытяжки из полимеров ПОБ и ПОБ/ПОВ (соответственно 3-я и 4-я группы) по сравнению с отрицательным (интактным) контролем (1-я группа) и положительным (физиологический раствор) контролем (2-я группа). Общее число животных — 28, в каждой группе — по 7 особей. В ходе опыта оценивали общее самочувствие и поведение животных, которых забивали через 7 дней путем дислокации шейных позвонков. Оценивали массу тела, массу внутренних органов и морфологию периферической крови.
Внешних проявлений интоксикации у животных после введения вытяжек в течение периода наблюдения не отмечено. Они активно поедали корм, хорошо росли, шерстяной покров был чистым и гладким. Поведение мышей в опыте не отличалось от такового в контрольных группах. Отклонений в массе тела, а также в массе внутренних органов у подопытных животных по сравнению с контролем не зафиксировано (табл. 2). Макроскопические исследования внутренних органов животных через 7 дней от начала эксперимента не выявили в них патологических изменений.
Анализ морфологического состава периферической крови мышей в контрольных и опытных группах показал, что колебания количества эритроцитов и лейкоцитов и других клеток находились в пределах физиологических величин. Сдвигов в лейкоцитарной формуле крови животных, получивших вытяжки полимеров, также не отмечено (табл. 3).
В конце эксперимента проведено определение имму-нотоксичности полимеров по фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов животных. Сразу после забоя животных брюшину асептически освобождали и внутрибрюшинно вводили 5 мл среды 199, содержащей 20% эмбриональной телячьей сыворотки. После массажа брюшной полости для получения большего количества перитонеальных клеток введенную среду откачивали шприцем. Порции клеточной суспензии, полученные от 5 животных, объединяли в общий пул. Концентрацию
Таблица 2
Показатели общстоксичсского действия ПОА в опыте in vivo (Л/ ± т)
Показатель 1-я группа (интакт-ный контроль) 2-я группа (положительный контроль) 3-я группа (ПОБ) 4-я группа (ПОБ/ПОВ)
Масса тела, г:
исходная 23,2110,14 22,2410,13 23,5410,2 23,6310,19
конец опыта 26,1210,32 25,0710,45 26,3310,36 26,1410,39
Масса органов, г:
печень 1,1910,04 1,2010,03 1,2410,05 1,20610,04
селезенка 0,1510,01 0,1410,01 0,1510 0,14910,01
почки 0,3310,02 0,3410,01 0,3410,03 0,35210,02
легкие 0,2010,02 0,2010,02 0,2110,02 0,21010,02
сердце 0,1510 0,1610,01 0,1410 0,16910,01
Таблица 3
Морфология периферической крови мышей на 7-й день после введения вытяжек (М 1 т)
Показатель 1-я группа (митактный контроль) 2-я группа (положительный контроль) 3-я группа (ПОБ) 4-я группа (ПОБ/ПОВ)
Эритроциты, IO'/мл 8,0510.03 7,9910,04 8,0110,03 7,9910,04
Лейкоциты. 10'/мл 7,65±0,06 7,5710,08 7,5710,06 7,6710,07
палочкоядер-ные, % 3,5410,52 3,5710,48 4,0010,69 3,7110,58
сегментоядер-ные, % 48,0312,30 52,0312,14 46,7112,52 49,2012,28
лимфоциты, % 40,51 ±2,42 40,43±1,95 41,43±2,53 39,62±2,34
моноциты.% 8,1010.67 8,8610,80 7,8610.46 7,7210.71
Таблица 4
Сдвиг оптической плотности раствора с лизнрованнымн макрофагами мышей в эксперименте (АО) по сравнению с контролем (О.»)
Образец ПОА
ДР/О,.
ПОБ
ПОБ/ПОВ
6,82 ± 1,12/7,63 1 0,49 6,74 ± 2,01/7,63 ± 0,49
живых клеток доводили до 1,5 • 10 в I мл. Суспензию клеток стерильно разливали по 2 мл в пластиковые чашки Петри диаметром 40 мм. После 2 ч инкубации при 37°С суспензию клеток в чашках Петри отмывали средой 199, вводили краситель с последующей инкубацией проб в течение 60 мин. После отмывки средой 199 в чашки Петри добавляли 3 мл лизируюшего раствора для лизиса макрофагов, поглотивших краситель. Степень поглощения красителя макрофагами опытной группы оценивали по оптической плотности лизирующего раствора в сравнении с фагоцитарной активностью в контроле (внутри-брюшинная жидкость животных после введения физиологического раствора). При отсутствии иммунотоксич-ности материала плотность лизирующего раствора в эксперименте не должна достоверно отличаться от таковой в контроле.
Оптическая плотность проб лизированных растворов собранных перитонеальных макрофагов, прокрашенных нейтральным красным, в эксперименте достоверно не отличалась от плотности лизирующих растворов в контроле (табл. 4). Эти результаты свидетельствуют об отсутствии иммунотоксического действия всех образцов ПОА.
Выводы. 1. Проведена сравнительная гигиеническая оценка отечественных ПОА, синтезированных водородными бактериями А1саП§епе5 еЩгорИиБ В5786.
2. По изученным показателям не обнаружено принципиальных различий санитарно-химических и токсикологических свойств у гомо- и сополимерных ПОА.
3. С использованием общепринятых санитарно-химических и токсикологических тестов, а также биолю-
минесцентных измерений зарегистрировано отсутствие раздражающего, общетоксического и иммунотоксического действия исследованных образцов ПОА.
Работа выполнена при поддержке Министерства образования РФ (проект N. 486) и Американского фонда гражданских исследований CRDF (грант REC 002), Научно-образовательного центра "Енисей" и Красноярского краевого фонда науки (фант 10F154N).
Л итература
1. Биосовместимость / Под ред. В. И. Севастьянова. — М„ 1999.
2. Волова Т. Г., Калачева Г. С. Способ получения полимера ß-оксимасляной кислоты. Пат. № 2051967. РФ // Бюл. изобрет. — 1996. — № 3.
3. Волова Т. Г., Калачева Г. С., Константинова В. М. Способ получения гетерополимеров (3-оксимасля-ной и 3-оксивалериановой кислот). Пат. РФ № 2051968. Ф // Бюл. изобрет. - 1996. - № 3.
4. Волова Т. Г., Калачева Г. С., Плотников В. Ф. // Микробиология. — 1998. — Т. 2, вып. 5. — С. 512—517.
5. Волова Т. Г. Шишацкая Е. И., Гордеев С. А., Зеер Э. П. // Перспективные материалы. — 2001. — № 2.
- С. 40-48.
6. ГОСТ Р ИСО 10993.99. Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. - М., 2000.
7. Сборник руководящих методических материалов по токсиколого-гигиеническим исследованиям полимерных материалов и изделий на их основе медицинского назначения. — М.. 1987.
8. Шишацкая Е. И., Еремеев А. В., Гительзон И. И. и др. //Докл. РАН. - 2000. - Т. 374. - С. 561-564.
9. Шишацкая Е. И., Еремеев А. В., Гительзон И. И. // Перспективные материалы. — 2001. — № 3. — С. 40-47.
10. Amass W., Amass A., Tighe В.// Polymer. Int. - 1998. -Vol. 47. - P. 89-144.
11. Bioluminescence analysis / Eds S. Brilin, G. Wetter-mark. - New York, 1992.
12. Kratasyuk V. A., Esimbekova E. N., Gladyshev M. /. et al. // Chemosphere. - 2001. - Vol. 42, N 8. - P. 908-915.
13. Kudryasheva N. S., Kratasyuk V. A., Esimbekova E. N. et al. // Field Anal. Chem. Technol. - 1998. - Vol. 2, N 5. - P. 277-280.
14. Kudryasheva N. S., Kudinova I. Y, Esimbekova E. N. et al. // Ibid. - Vol. 3, N 4. - P. 751-758.
15. Steinbüchel A., Valentin H. E. // FEMS Microbiol. Lett.
- 1995. - Vol. 128. - P. 219-228.
16. Sudesh K, Abe H., Doi Y. // Prog. Polym. Sei. - 2000.
- Vol. 33. - P. 1471-1477.
17. Taylor M. S., Daniels A. U., Andriano K. P.. Heller J. // J. Appl. Biomater. - 1995. - Vol. 5, N 2. - P. 151-157.
18. Williams S. F., Martin D. P., Horowitz D. M., Peoples O. P. // Int. J. Biol. Macromol. - 1999. - Vol. 235. -P. 111-121.
Поступила 12.10.2001
