CC BY
0Сергеева С.С.
Лаборатория функциональной морфологии и физиологии нейрона Федерального государственного бюджетного учреждения науки Института физиологии им. И.П. Павлова Российской академии наук,
старший научный сотрудник-исследователь
ГИГАНТСКИЕ КЛЕТКИ РЕТЦИУСА МЕДИЦИНСКОЙ ПИЯВКИ: НЕЙРОН ПРИНИМАЕТ, КОДИРУЕТ И ПЕРЕДАЕТ ИНФОРМАЦИЮ
GIANT RETZIUS CELLS OF MEDICAL LEECH: A NEURON RECEIVES, ENCODES FND
TRANSMTS THE INFORMATION
Sergeeva S.S.
I.P. Pavlov Institute of Physiology, Russian Academy of Siences, senior researcher-researcher laboratory
offunctional morphology and physiology of neuron
АНОТАЦИЯ
Нейрон Ретциуса медицинской пиявки использован, чтобы определить как нейросекреторный нейрон, находящийся в целостной структуре "мозга" (интактный ганглий брюшной нервной цепочки), получает, кодирует и передает биоэлектрический сигнал. Выявлено, что принимая через синапсы сигнал различной частоты, нейрон кодирует его и передает клеткам-мишеням в виде потенциалов действия различной частоты, различной амплитуды и различной длительности. Данные, представленные в настоящем обзоре, демонстрируют всю сложность электрических процессов, происходящих в нейросекреторной клетке при наиболее адекватном для неё синаптическом раздражении.
ABSTRACT
Retzius neuron of the medicinal leech used to determine how neurosecretory neuron residing in the holistic structure of the brain (intact ganglion of the abdominal nerve chain) receives, encodes and transmits the electrical signal. Found that taking through the synapses the signal of different frequencies, the neuron encodes it and transmits to target cells in the form of action potentials of different frequencies, different amplitudes and different durations. The data presented in this review demonstrate the complexity of electrical processes in neurosecretory cell in the most adequate for her synaptic stimulation.
Ключевые слова: нейрон Ретциуса пиявки, синаптическая активация, амплитуда и длительность потенциала действия
Keywords: Retzius neuron of the leech, synaptic activation, the amplitude and duration of the action potential
Уже более 100 лет клетки нервной системы пиявок привлекают внимание физиологов (Retzius, 1891; Lent, 1977; Carretta, 1988; Beck et al., 2001; DeLa-Rosa Tovar et al., 2016; Tasiemski, Salzet, 2017). В настоящее время доступность лицензированных животных, выращенных на биостанциях, простота содержания их в лабораториях, легкость наркотизации и препаровки, способность интактного мозга пиявок в течение длительного времени эксперимента сохранять стабильную жизнедеятельность продолжает оставаться одной из положительных сторон использования нервной системы пиявок в физиологических исследованиях. Нервная система пиявки состоит из головного, конечного и 21 -го сегментарных ганглиев, каждый из которых содержит
около 400 нервных клеток. Все нервные клетки сегментарных ганглиев хорошо видны на дорзальной поверхности, а отростки клеток погружены в нейропиль и выходят на вентральную поверхность ганглия. Нейроны Ретциуса (НР) самые крупные и хорошо изученные клетки нервной системы пиявок. Два нейрона размером 80-100 микрон находятся в центре каждого ганглия. Как почти все нейроны пиявки НР является униполярной клеткой, он имеет один отросток, который на расстоянии в несколько сотен микрометров от сомы разветвляется на большое количество мелких веточек и 3 крупных ветви, образуя зону бифуркации. Два крупных отростка направляются в 2 боковые кон-нективы на своей стороне ганглия (рис. 1).
Рис. 1. Рисунок дорзальной стороны одного из ганглиев пиявки Aulostoma gulo. 1 - клетки Ретциуса; 2 - отростки, направляющиеся в боковые коннективы; 3 - отростоки, направляющийся в заднюю межганглионарную коннективу (Retzius, 1891)
Центральный отросток НР направляется в заднюю и переднюю ипсилатеральные связки (меж-ганглионарные коннективы) в два последующих ганглия, где, как и в своем ганглии, имеет множество мелких веточек (Glover, Mason, 1986; Carretta, Grassi, 1987; Beck et al., 2001). Внутри ганглия парные НР перед зоной бифуркации соединены электрическим синапсом (Globus et al., 1973; Lent, Fra-zer, 1977).
Электрофизиологические характеристики НР впервые были исследованы при помощи внутриклеточного метода отведения в 1962-1963 годах (Hagiwara, Morita, 1962; Eckert, 1963). Были определены: мембранный потенциал НР, сопротивление и емкость мембраны, частота спонтанных спайков, выявлено наличие электротонической связи между нейронами (Герасимов, Акоев, 1967; Диденко, Сергеев, 1974; Терешков, Должанов, 1974). Показано, что потенциал действия НР возникает в первой зоне бифуркации и распространяется в сому клетки и во все его отростки, на которых имеются как постси-наптические, так и пресинаптические структуры (Coggeshall, Fawcett, 1964). Ацетилхолин и серото-нин являются возбуждающим и тормозным медиаторами НР (Машанский и др., 1986; Kerkut, Walker, 1967; Acosta-Urquidi et al., 1989). Исследование электровозбудимой мембраны НР методом печ-клампа показало, что восходящая фаза потенциала действия обусловлена двумя видами Na-зависимых каналов входящего тока: быстрым тетродотоксин-чувствительным и медленным ТТХ-резистентным натрий-кальциевым, который блокируется Co+2, Mg+2 и La+2 (Kleinhaus, 1976; Kleinhaus, Prichard; 1976, 1977). Нисходящая фаза потенциала действия формируется вольт-зависимым и кальций-зависимым К-каналами (Kleinhaus, Prichard, 1977; Yang, Lent, 1981).
Электрические сигналы НР получает от преси-напсов, расположенных на мелких отростках внутри "своего" ганглия и в 2-х последующих. Частота спайковой активности НР увеличивается при активации механо-сенсорных нейронов, при тепловых и химических воздействиях на кожные покровы, при питании и плавании животного
(Bagnoli, Magni, 1975; Willard, 1981; Brodfuehrer, Friesen, 1986 a, b; Wittenberg et al., 1990; Szczupak, Kristan, 1995; Zhang et al., 2000; Velázquez-Ulloa et al., 2003).
В экспериментальных условиях in vitro, чтобы вызвать потенциалы действия в НР применяют тактильное раздражение кожных лоскутков, электрическую стимуляцию межганглионарной коннек-тивы и прямую электрическую активацию через внутриклеточный электрод (Hagiwara, Morita, 1962; Герасимов, Акоев, 1967; Lent, 1972; Терешков, Фомина, 1974; Bagnoli, Magni, 1975; Сергеева, 1995).
Было выявлено, что НР участвует в иннервации мышц стенки тела (Mason et al., 1979; Mason, Kristan, 1982), модулирует плаванье животного (Willard, 1981; Nusbaum, Kristan, 1982, 1986), активирует выработку слизи кожными железами (Ehinger et al., 1968; Marsden, Kerkut, 1969).
Поскольку НР является нейросекреторной клеткой, большое внимание уделяется ее секреторной активности. Показано, что сома НР и отростки, направляющиеся в боковые коннективы, содержат большое количество гранул, заполненных серото-нином (Coggeshall, 1972; Kuffler et al., 1987). При раздражении НР происходит выброс серотонина в межклеточное пространство ганглия (Lent, 1973; De-La-Rosa Tovar et al., 2016), а через отростки, направляющиеся в боковые коннективы, серотонин активирует слизистые железы кожного покрова животного (Ehinger et al., 1968; Marsden, Kerkut, 1969).
Глубокое знание морфологии и физиологии НР позволяют активно использовать его в экспериментальных условиях в качестве "модельного" объекта. На НР изучается роль электрических синапсов в синаптогенезе (Burrell et al., 2002; Todd et al., 2010), исследуется роль нейросекреторных клеток в модуляции нейрональных функций (De-Miguel, Fuxe, 2012; De-Miguel et al., 2015). Поверхностное расположение нейрона позволяет при одновременной регистрации РО2 у его поверхности и регистрации флуоресценции флавиновых и пиридиновых нуклеотидов исследовать энергетический метаболизм нейрона (Сергеева и др., 1981; Сергеева,
1983). На НР проводятся испытания различных фармакологических и нейроактивных препаратов.
В наших экспериментах мы использовали НР, чтобы определить как отдельный нейрон, находящийся в целостной структуре "мозга" (интактный ганглий), принимает, обрабатывает и передает электрический сигнал.
Медицинские пиявки 2-х лет из маточного стада были выращены на "КНМ Биофабрика",
Санкт-Петербург. Эксперименты проводили следующим образом: пиявку наркотизировали в холодной воде, вскрывали с брюшной стороны, часть нервной цепочки из 7 первых ганглиев извлекали из тела. Второй ганглий от головного раскалывали в экспериментальной камере, заполненной физиологическим раствором для пиявки, на подложке из нейтральной резины. Ганглий очищали от соединительнотканных оболочек и подкрашивали 0.01% аствором нейтрального красного (рис. 2).
Рис. 2. Микрофотография ганглия брюшной нервной цепочки медицинской пиявки, в центре ганглия под микроскопом МБС-10 видны две крупные клетки - нейроны Ретциуса.
В центре ганглия становились видны две крупные клетки - нейроны Ретциуса, импульсную активность одного из них изучали. Остальную часть нервной цепочки приподнимали и через вазелино-
вый мостик помещали во вторую камеру с вмонтированными биполярными раздражающими электродами. Схема эксперимента представлена на рисунке 3.
Рис. 3. Схематический рисунок препарата брюшной нервной цепочка медицинской пиявки. а - 1-я экспериментальная камера с ганглием, в котором показаны исследуемые НР; б - вторая камера с 3, 4 и 5 ганглиями брюшной нервной цепочки; 1 - нейроны Ретциуса во втором ганглии, 2 - отводящий электрод; 3 - отростки НР во втором и третьем ганглиях; 4 - интеронейроны, пресинапсы которых активируют НР; 5 - сенсорные нейроны; 6 - отростки сенсорных нейронов в межганглионарной коннективе; 7 - раздражающие электроды.
Подобный методический подход позволяет воздействовать различными раздражающими агентами на сому исследуемого НР, находящуюся в впервой камере, не влияя на его синапсы во второй камере (Сергеева, 1995).
Синаптическую активацию нейрона НР осуществляли, раздражая нервную коннективу между 4 и 5 ганглиями прямоугольными толчками электрического тока силой в два раза превышающей пороговую, длительностью равной 0.2 мс, частотами от 0.5 до 15 Гц (Сергеева, 1994). Фоновую и вызван-
ную импульсную активность нейрона регистрировали экстраклеточно золотым микроэлектродом в стеклянной изоляции. Анализировали частоту импульсной активности (ИА), амплитуду и длительность потенциала действия (ПД) на второй минуте раздражения.
Выявлено, что на первый стимул раздражающего тока НР при любой частоте активации всегда генерирует несколько потенциалов действия (рис. 4 а, в, д), затем реакция уменьшается и выходит на плато.
1 i^fMirtlMV^Mtfirti« 1 и hi ifri j
...........1 1 ÄWTI1" I11»11
Г \
MMWWtriVi,
4 I ^r
Г
/
Рис. 4. Реакция НР на синаптическую активацию. а - реакция НР на первый импульс раздражающего тока частотой 0.5 Гц; б - реакция на раздражение НР частотой 0.5 Гц (2-я минута раздражения); в - реакция НР на первый импульс раздражающего тока при активации частотой 3 Гц; г - реакция НР на раздражение частотой 3 Гц (2-я минута раздражения); д -реакция НР на первый импульс раздражающего тока частотой 10 Гц; е - раздражение НР частотой 10 Гц (2-я минута раздражения); видно, что ко второй минуте нейрон адаптируется к раздражающему воздействию (проведено 3 серии, п=30 в каждой). Калибровка: 25 мкВ, 0.1 сек.
На раздражение частотами 0.5 и 1 Гц НР генерирует несколько ПД на каждый стимул (рис. 4 б). При частотах раздражения 3 -5 Гц нейрон отвечает ПД на каждый раздражающий стимул (рис. 4 г). При дальнейшем увеличении частоты раздражения клетка начинает трансформировать частоту импульсной активности, генерируя ПД не на каждый
раздражающий стимул (рис. 4 е). На рисунке 5 представлена кривая, отражающая отношение между частотой синаптической активации и частотой импульсного ответа НР на 2-ой минуте раздражения.
Рис. 5. Кривая, отражающая отношение между частотой синаптической активации нейрона Ретциуса и частотой его импульсного ответа на 2-ой минуте раздражения. а - диапазон раздражающих частот, в котором наблюдается стойкий повышенный ответ нейрона на раздражение - реакция сенситизации; б - диапазон раздражающих частот, в котором наблюдается нейрофизиологическая реакция усвоения ритма; в - диапазон раздражающих частот, в котором наблюдается адаптация нейрона к синаптическому раздражению - реакция привыкания (в каждой серии п=30). Ниже представлена статистическая обработка результатов.
Таким образом, НР способен "обрабатывать" информацию, пришедшую к нему через синаптиче-ские входы, и его ответ зависит от частоты синап-тического раздражения.
Для того чтобы вычленить возможную преси-наптическую составляющую в ответе НР на высокочастотную синаптическую активацию в наших
экспериментах применялись методические подходы, позволяющие изменить функциональное состояние электровозбудимой мембраны НР. С этой целью мы заменяли раствор Рингера для пиявок на раствор, не содержащий ионы Са, и на раствор с тетродотоксином, что позволяет блокировать ТТХ-зависимые №-каналы (Сергеева, 1998). Экспериментальные данные представлены на рисунке 6.
l£_ '
НимМПИЦ1
JpMMw^^ilium'
Рис. 6. Реакция НР на 2-ой минуте раздражения частотой 10 Гц. а - в физиологическом растворе без ионов Са+2; б - в физиологическом растворе с тетродотоксином; нейрон отвечает на каждый раздражающий стимул (в каждой серии п=30). Калибровка: 25 мкВ, 0.1 сек.
Поскольку постсинапсы нейрона находились во второй экспериментальной камере и оставались интактными (Сергеева, 1995), проведенные эксперименты позволяют заключить, что кодирование пришедшей на нейрон частотной информации происходит на мембране самой клетки, а не в преси-напсах на его отростках.
Как видно из рисунка 5в, по мере увеличения частоты синаптического раздражения НР наблюдается адаптация нейрона к возрастающему синаптическому раздражению. Развивающуюся электрофизиологическую реакцию мы проверили на соответствии критериям Томсона-Спенсера, характеризующим процесс привыкания (habituation) в ЦНС (Thompson, Spenser, 1966).
Синаптическая активация нейрона частотами от 7 до 10 Гц приводит к постепенному уменьшению частоты вызванной импульсной активности (рис. 5 в). Уже на первой минуте раздражения реакция выходит на плато и может продолжаться в течение 10 минут наблюдения (первый критерий).
После прекращения раздражения через 2-3 сек. происходит восстановление спонтанной импульсной активности (второй критерий). При повторном си-наптическом раздражении НР через 10 сек. после первого адаптация к высокочастотному раздражению развивается быстрее (реакция потенциации) (рис. 7 а, б).
Рис. 7. Реакция НР на синаптическую активацию частотой 10 Гц. а - начальная реакция НР на первый импульс раздражающего тока; б - начальная реакция НР на повторный импульс раздражающего тока; в - реакция НР на раздражение супермаксимальной силой. Калибровка: 25 мкВ, 0.1 сек.
После повторного раздражения спонтанная импульсная активность восстанавливается через 10-15 сек. (феномен "below zero"). Сравнение ответной реакции НР на раздражение частотами от 7 Гц до 10 Гц показывает, что частота вызванной импульсной активности НР падает пропорционально увеличению частоты активации (пятый критерий) (рис. 5 в, см. таблицу). Раздражение НР частотой 10 Гц супермаксимальной силой, в пять раз превышающей пороговую, не вызывает развитие тормозного процесса (шестой критерий) (рис. 6 в).
Таким образом, ответная реакция НР на возрастающее высокочастотное синаптическое раздражение по ряду признаков схожа с феноменом привыкания. Это чрезвычайно важный факт, демонстрирующий общебиологические закономерности реагирования нервной системы на раздражение, как
на клеточном, так и на структурном уровне (Черниговский, 1981).
Кроме частоты претерпевает изменение и амплитуда потенциалов действия (ПД) НР. При активации низкой частотой (0.5 Гц) на каждый раздражающий стимул НР генерирует несколько импульсов различной амплитуды от 35 до 50 мВ. При активации нервной коннективы толчками тока частотами 3-5 Гц НР отвечает ПД амплитудой 55-60 мВ на каждый раздражающий стимул. При этом в каждом конкретном опыте амплитуда ДП нейрона одинакова во время всех 3 минут раздражения. При более высокой частоте раздражения НР начинает генерировать низкоамплитудные ПД - 28-40 мВ, также одинаковой амплитуды в каждом конкретном опыте (рис. 8).
Рис. 8. Амплитуда и длительность ПД при синаптической активации НР. а - спонтанный потенциал действия, б - два спайка при раздражении частотой 0.5 Гц; в - ПД при раздражении НР частотой 3 Гц; г - ПД при раздражении частотой 10 Гц. Калибровка: 50 мкВ, 10 мс.
Как и другие методы регистрации импульсной активности НР, внутриклеточный (Сергеева, База-нова, 1980; Hooper et al., 2015) или флуоресцентный (Moshtagh, Khorasani et al., 2013), внеклеточный метод регистрации ИА имеет ряд недостатков особенно при определении амплитуды ПД. Во-первых, при плохо контролируемом вытягивании золотой проволоки в пирексном стекле сложно изготовить стандартные микроэлектроды с постоянным сопротивлением. Во-вторых, над поверхностью НР есть несколько оболочек различной толщины, которые сложно стандартно удалить при препаровке так, чтобы не повредить нейрон. Однако, большое количество опытов, использование одного электрода в разных экспериментах и одного препарата при различных частотах раздражения в контрольных экспериментах (обычно для каждого опыта с каждой частотой мы используем один препарат) позволяет уменьшить ошибку до минимума, но что главное, избежать при внеклеточной регистрации ИА арте-фактного влияния прокола клетки микроэлектродом.
Длительность ПД нейрона также зависит от частоты синаптического раздражения. На низкочастотное раздражение НР отвечает спайками в среднем длительностью 7 мс, на раздражение частотой 3-5 Гц, спайком длительностью в среднем 6 мс, при высокочастотном раздражении длительность спайка увеличивается в полтора раза, в среднем она становится равной 10 мс (рис. 8).
Результаты статистической обработки представлены в таблице рисунка 8. Как следует из рисунка и из таблицы НР генерирует, как минимум, два типа потенциалов действия, различающиеся по форме.
Столь разные по амплитуде и длительности спайки формируются двумя типами Na-каналов входящего тока НР. Было обнаружено, что ПД НР на раздражение 3-5 Гц формируются одновременной активацией ТТХ-чувствительных и ТТХ-устойчивых Na каналов. ПД на высокочастотное раздражение формируется активацией только ТТХ-устойчивых каналов (Сергеева, 1998).
Таким образом, НР передает электрическую информацию клеткам-мишеням, как в "частотном" виде, так и в виде спайков различной формы. С какой целью НР генерирует столь разные потенциалы, в какой мере информация, закодированная в этой ответной реакции, может быть значимой для клеток-мишеней?
НР является нейросекреторной клеткой, а, следовательно, при раздражении, кроме генерации ПД, НР путем экзоцитоза выделяет из сомы во внеклеточное пространство ганглия нейросекрет - серото-нин. В этом случае клетками-мишенями НР в первую очередь служат нейроны "его" ганглия, на которые напрямую, без промежуточных синапсов, НР оказывает модулирующее воздействие (DeMiguel, Fuxe, 2012). Клеткой-мишенью является и окружающая нейрон глия (Walz, 1982; Walz, Schlue, 1982). Показано, что внутриклеточная стимуляция НР частотой 10-20 Гц вызывает активное продвижение нейросекреторных гранул из внутренних
компартментов сомы к мембране и выброс серото-нина в межклеточное пространство ганглия (DeMiguel et al., 2015; De-La-Rosa Tovar et al., 2016). В то же время на одиночные импульсы НР выделяет серотонин из пресинаптических окончаний, без какого-либо значительного высвобождения из сомы нейрона (Dietzel et al., 1986). В настоящее время литература о постсинаптических контактах НР с другими нейронами в ганглии недостаточна и ограничивается только данными о взаимодействии НР с Р-нейроном в культуре ткани (Fuchs et al., 1981, 1982; Henderson et al., 1983).
Отростки НР в боковых коннективах направляются к периферийным клеткам-мишеням. Там, также выделяя серотонин из нервных окончаний напрямую без промежуточных синапсов, НР оказывает стимулирующее воздействие на слизистые клетки, расположенные в кожном покрове (Ehinger et al., 1968; Marsden, Kerkut, 1969). Можно предположить, что ПД большей длительности, генерируемые клеткой при раздражении высокой частотой, будут более информативными для секреторной активности НР. Что касается ПД малой длительности и большей амплитуды, генерируемых НР при низкочастотном раздражении, возможно, этот потенциал предназначен для нейронов, с которыми НР имеет "быстрые" синапсы.
Заключение
В настоящее время все многочисленные экспериментальные данные, полученные при изучении электрической и секреторной активности нейрона Ретциуса пиявки, проводятся на культуре одиночной клетки и при внутриклеточном ее раздражении. Мы поставили перед собой задачу получить объект для дальнейших исследований наиболее приближенный к условиям in vivo. Действительно, нейрон находится в структуре интактного мозга (ганглия), окружен глией, сохранены его синаптические связи внутри ганглия, нарушены связи только с кожной поверхностью, что не является при необходимости непреодолимым препятствием. Данные, представленные в настоящем обзоре, демонстрируют всю сложность электрических процессов происходящих в нейросекреторной клетке при наиболее адекватном для неё синаптическом раздражении.
Список литературы
1. Герасимов В.Д., Акоев Г.Н. Электрические реакции различных нейронов пиявки в бескальциевом растворе. ДАН СССР, 1967, т. 172, № 2, с. 494497.
2. Диденко А.В., Сергеев Н.А. Некоторые особенности биоэлектрической активности нейронов Ретциуса медицинской пиявки. Физиол. журн. СССР им. И.М. Сеченова, 1974, т. 60, № 12, с. 18881890.
3. Машанский В.Ф., Базанова И.С., Майоров В.Н. Протектирующее действие серотонина на изменение ультраструктуры нейрона Ретциуса, вызываемые ацетилхолином. Арх. анат. гистол. и эм-бриол., 1986, т. 5, с. 44-48.
4. Сергеева С.С. Регистрация РО2 у поверхности нейрона Ретциуса медицинской пиявки в условиях физиологического эксперимента. Физиол. журн. СССР, 1983, т. 69, № 4, с. 528-539.
5. Сергеева С.С. Изменение характера импульсной активности нейронов Ретциуса при возрастании частоты его синаптической активации. Журнал ВНД, 1994, т. 44, № 6, с. 1144-1147.
6. Сергеева С.С. Электрофизиологическое исследование топографии аксо-дендритных синапсов нейрона Ретциуса пиявки. Физиол. журн. им. Сеченова, 1995, т. 81, № 10, с. 117-120.
7. Сергеева С.С. Эффект тетродотоксина на фоновую и вызванную импульсную активность нейрона Ретциуса пиявки. Физиол. журн., 1998, т. 84, № 8, с. 735-740.
8. Сергеева С.С., Базанова И.С. Изменение внеклеточно регистрируемой биоэлектрической активности нейрона Ретциуса медицинской пиявки при введении в него микроэлектрода. ДАН СССР, 1980, т. 251, № 4, с. 1020-1022.
9. Сергеева С.С., Базанова И.С., Вислобоков А.И., Бургова М.П. Изменение РО2 и интенсивности флуоресценции ФН и ПН нейронов Ретциуса медицинской пиявки под влиянием сукцината натрия. ДАН СССР, 1981, т. 256, № 3, с. 753-755.
10. Терешков О.Д., Фомина М.С. Реакция некоторых нейронов пиявки на прокол и на прямое электрическое раздражение. Физиол. журн. им. Сеченова, 1974, т. 60, № 3, с. 362-369.
11. Терешков О.Д., Должанов А.И. Электрические реакции клеток Ретциуса пиявки при подавлении активного ионного транспорта оубаином. Бюл. экспер. биол. и мед., 1974, т. 78, № 9, с. 10-14.
12. Черниговский В.Н. Привыкание и его возможные механизмы. Известия АН СССР, 1981, № 4, с. 485-510.
13. Acosta-Urquidi J., Sahley C.L., Kleinhaus A.L. Serotonin differentially modulates two K+ currents in the Retzius cell of the leech. J. Exp. Biol., 1989, v. 145, p. 403-417.
14. Bagnoli P., Magni F. Synaptic inputs to Retzius cells in the leech. Brain Res., 1975, № 96, p. 147-152.
15. Beck A., Lohr C., Deitmer J.W. Calcium transients in subcompartments of the leech Retzius neuron as induced by single action potentials. J. Neurobiol.,
2001, v. 48, p. 1-18.
16. Brodfuehrer P.D., Friesen O.W. Initiation of swimming activity by trigger neurons in the leech sube-sophageal ganglia. I. Outputs connections of Tr 1 and Tr 2. J. Comp. Physiol., 1986a, v. 159A, p. 489-502.
17. Brodfuehrer P.D., Friesen O.W. Initiation of swimming activity by trigger neurons in the leech sube-sophageal ganglia. III. Sensory inputs to Tr 1 and Tr 2. J. Comp. Physiol., 1986b, v. 159A, p. 511-519.
18. Burrell B.D., Sahley C.L., Muller K.J. Differential effects of serotonin enhance activity of an electrically coupled neural network. J. Neurophysiol.,
2002, v. 87, № 6, p. 2889-2895.
19. Carretta M. The Retzius cells in the leech: a review of their properties and synaptic connections.
The scientific heritage No 10 (10),2017 Comp. Biochem. Physiol. a Comp. Physiol., 1988, v. 91, № 3, p. 405-413.
20. Carretta M., Grassi S. Axonal projections of the Retzius cells to the dorsal segmental root in the leech Hirudo medicinalis. Archs. Ital. Biol., 1987, v. 125, p. 38-45.
21. Coggeshall R.E., Fawcett D.W. The fine structure of the central nervous system of the leech, Hirudo Medicinalis. J. Neurophysiol., 1964, v. 27, p. 229-289.
22. De-La-Rosa Tovar A., Mishra P.K., De-Miguel F.F. On the basis of synaptic integration constancy during growth of a neuronal circuit. Front. Cell Neuro-sci., 2016, v. 10, № 198, p. 1-11.
23. De-Miguel F.F., Fuxe K. Extrasynaptic neurotransmission as a way of modulating neuronal functions. Front. Physiol., 2012, v. 3, № 16, p. 1-2.
24. De-Miguel F.F., Leon-Pinzon C., Noguez P., Mendez B. Serotonin release from the neuronal cell body and its long-lasting effects on the nervous system. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci., 2015, v. 370, № 1672, p. 1-9.
25. Dietzel I.D., Drapeau P., Nicholls J.G. Voltage dependence of 5-hydroxytryptamine release at a synapse between identified leech neurones in culture. J. Physiol., 1986, v. 372, p. 191-205.
26. Eckert R. Electrical interaction of paired ganglion cells in the leech. J. Gen. Physiol., 1963, v. 46, p. 573-587.
27. Ehinger B., Falck B., Myhrberg H.E. Biogenic monoamines in Hirudo medicinalis. Histochemie, 1968, v. 15, p. 140-149.
28. Fuchs P.A., Henderson L.P., Nicholls J.G. Chemical transmission between individual Retzius and sensory neurones of the leech in culture. J. Physiol., 1982, v. 323, p. 195-211.
29. Fuchs P.A., Nicholls J.G., Ready D.F. Membrane properties and selective connexions of identified leech neurons in culture. J. Physiol., 1981, v. 316, p. 203-225.
30. Globus H., Lux H.D., Schubert P. Transfer of amino acids between neuroglia cells and neurons in the leech ganglion. Exp. Neurol., 1973, v. 40, p. 104-113.
31. Glover J.C., Mason A. Morphogenesis of an identified leech neuron: segmental specification of ax-onal outgrowth. Dev. Biol., 1986, v. 115, № 1, p. 256260.
32. Hagiwara S., Morita H. Electronic transmission between two nerve cells in leech ganglion. J. Neu-rophvsiol., 1962, v. 25, p. 721-731.
33. Henderson L.P. The role of 5-hydroxytrypta-mine as a transmitter between identified leech neurones in culture. J. Physiol., 1983, v. 339, p. 309-324.
34. Henderson L.P., Kuffler D.P., Nicholls J.G., Zhang R.J. Structural and functional analysis of synap-tic transmission between identified leech neurones in culture. J. Physiol., 1983, v. 340, p. 347-358.
35. Hooper S.L., Thuma J.B., Guschlbauer C., Schmidt J., Buschges A. Cell dialysis by sharp electrodes can cause nonphysiological changes in neuron properties. J. Neurophysiol., 2015, v. 114, № 2, p. 12551271.
36. Kerkut G.A., Walker R.J. The action of acetyl-choline, dopamine and 5-hydroxytryptamine on the
spontaneous activity of the cells of Retzius of the leech Hirudo medicinalis. Br. J. Pharmac. Chemother, 1967, v. 30, p. 644-654.
37. Kleinhaus A.L. Divalent cations and the action potential of leech Retzius cells. Pfliigers Arch., 1976, v. 363, p. 97-104.
38. Kleinhaus A.L., Prichard J.W. Sodium dependent tetrodotoxin resistant action potentials in a leech neurone. Brain Res., 1976, v. 102, p. 368-372.
39. Kleinhaus A.L., Prichard J.W. Close relation between Tea response and Ca-dependent membrane phenomena of four identified leech neurones. J. Physiol., 1977, v. 270, p. 181-194.
40. Kuffler D.P., Nicholls J., Drapeau P. Transmitter localization and vesicle turnover at a seroto-ninergic synapse between identified leech neurons in culture. J. Comp. Neurol., 1987, v. 256, p. 516-526.
41. Lent C.M. Electrophysiology of Retzius cells of segmental ganglia in the horse leech Haemopis mor-ata. Comp. Biochem. Physiol., 1972, v. 42, p. 857-886.
42. Lent C.M. Retzius cells: neuroeffectors controlling mucous release by the leech. Science, 1973, v. 179, p. 693-696.
43. Lent C.M. The Retzius cells within the central nervous system of leeches. Prog. Neurobiol., 1977, v. 8, p. 81-117.
44. Lent C.M., Frazer B.M. Connectivity of the monoamine containing neurons in central nervous system of leech. Nature, Lond., 1977, v. 266, p. 844-846.
45. Marsden C.A., Kerkut G.A. Fluorescence microscopy of the 5-HT and catecholamine containing cells in the central nervous system of the leech Hirudo medicinalis. Comp. Biochem. Physiol., 1969, v. 31, p. 851-862.
46. Mason A., Kristan W.B. Jr. Neuronal excitation, inhibition and modulation of leech longitudinal muscle. J. Comp. Physiol., 1982, v. 146, p. 527-536.
47. Mason A., Sunderland A.J., Leake L.D. Effects of leech Retzius cells on body wall muscles. Comp. Biochem. Physiol., 1979, v. 63, p. 359-361.
48. Moshtagh-Khorasani M., Miller E.W., Torre V. The spontaneous electrical activity of neurons in leech ganglia. Physiol. Rep., 2013, v. 1, № 5, p. 1-16.
49. Nusbaum M.B., Kristan W.B. Jr. Swim initiation in the leech by serotonin containing interneurons cells 21 and cells 61. J. Exp. Biol., 1986, v. 122, p. 277302.
50. Nusbaum M.B., Kristan W.B. Jr. The swim-initiating ability of intersegmental serotonin-containing
leech interneurons. Neurosci. Abstr., 1982, v. 8, p. 161168.
51. Retzius G. Zur kenntnis des centralen nervensystem der wurmer, das nervensystem der annulaten. Biol. Untersuch. (NF), 1891, v. 2, p. 1-28.
52. Szczupak L., Kristan W.B. Jr. Widespread mechanosensory activation of the serotonergic system of the medicinal leech. J. Neurophysiol., 1995, v. 74, p. 2614-2624.
53. Tasiemski A., Salzet M. Neuro-immune lessons from an annelid: The medicinal leech. Dev. Comp. Immunol., 2017, v. 66, p. 33-42.
54. Thompson R.F., Spenser W.A. Habituation: A model phenomenon for the study of neuronal substrates of behaviour. Psychol. Rev., 1966, v. 73, № 1, p. 1624.
55. Todd K.L., Kristan W.B. Jr., French K.A. Gap junction expression is required for normal chemical synapse formation. J. Neurosci., 2010, v. 30, № 45, p. 15277-15285.
56. Velazquez-Ulloa N., Blackshaw S.E., Szczupak L., Trueta C., Garcia E., De-Miguel F.F. Convergence of mechanosensory inputs onto neuro-modulatory serotonergic neurons in the leech. J. Neu-robiol., 2003, v. 54, p. 604-617.
57. Walz W. Do neuronal signals regulate potassium flow in glial cells? Evidence from an invertebrate central nervous system. J. Neurosci. Res., 1982, v. 7, № 1, p. 71-79.
58. Walz W., Schlue W.R. Ionic mechanism of a hyperpolarizing 5-hydroxytryptamine effect on leech neuropile glial cells. Brain Res., 1982, v. 250, № 1, p. 111-121.
59. Willard A.L. Effects of serotonin on the generation of the motor program for swimming by the medicinal leech. J. Neurosci., 1981, v. 1, p. 936-944.
60. Wittenberg G., Loer C.M., Adamo S.A., Kristan W.B. Jr. Segmental specialization of neuronal connectivity in the leech. J. Comp. Physiol., 1990, v. 167, p. 453-459.
61. Yang J., Lent C.M. Calcium depletion produces Na+-dependent sustained depolarization of Retzius cells membranes in the leech CNS. J. Comp. Physiol., 1981, v. 144, p. 111-116.
62. Zhang X., Wilson R.J., Li Y., Kleinhaus A.L. Chemical and thermal stimuli have short-lived effects on the Retzius cell in the medicinal leech. J. Neurobiol., 2000, v. 43, p. 304-311.
