Исследование проблем нейрофизиологии беспозвоночных животных в лаборатории физиологии нервной системы института физиологии им. А. А. Ухтомского СПбГУ Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

2003 ВЕСТНИК САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКОГО УНИВЕРСИТЕТА. Сер. 3. Вып. 2 (№11)

ФИЗИОЛОГИЯ, БИОХИМИЯ, БИОФИЗИКА

УДК 594.382+612.821.6+612.822.3

A. Д. Ноздрачев, В. Л. Журавлев, О. В. Зайцева, Н. Н. Камардин,

B. П. Лапицкий, С. О. Никитин, Т. А. Сафонова, В. В. Бугай

ИССЛЕДОВАНИЕ ПРОБЛЕМ

НЕЙРОФИЗИОЛОГИИ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ ЖИВОТНЫХ В ЛАБОРАТОРИИ ФИЗИОЛОГИИ НЕРВНОЙ СИСТЕМЫ ИНСТИТУТА ФИЗИОЛОГИИ им. А. А. УХТОМСКОГО СПбГУ

Эволюционный принцип в физиологических исследованиях школы Санкт-Петербургского государственного университета имеет давнюю и по временам драматическую предысторию. Еще И.М.Сеченов в своей классичесой работе «Элементы мысли» [25] подчеркивал роль исторического и эволюционного подходов к анализу сложных физиологических и психических процессов. Это впервые высказанное им принципиальное положение нашло свое дальнейшее преемственное отражение в исследованиях его учеников и последователей, особенно, Н. Е. Введенского и А. А. Ухтомского.

Н. Е. Введенский, в частности, полагал, что стационарное парабиотическое возбуждение является наиболее древней и примитивной формой возбуждения. По его мнению, оно осуществляется в организмах уже на ранних этапах онто- и филогенеза, в донервный период, прежде чем возникают специализированные нервные проводники, способные к проведению распространяющегося возбуждения. В стенах кафедры, начиная с И.М.Сеченова [25], физиологами преемственно поддерживалась и развивалась мысль о ведущем значении адаптивных модификаций организма в процессе эволюции. Позже А. А. Ухтомский [27] неоднократно обращал внимание на биологическое значение принципа доминанты для образования новых адаптивных реакций на изменения в среде. Он, в частности, писал, что благодаря доминантному механизму, организм из массы действующих раздражителей отбирает и закрепляет лишь те, что связаны с его наследственно обусловленной историей и представляют биологический интерес. А. А. Ухтомский специально акцентировал внимание на роли доминантных констелляций в процессе возникновения локальных рефлексов. Эта мысль особенно четко выражена в его последней работе «Система рефлексов в восходящем ряду» [28].

Взгляды A.A. Ухтомского на значение эволюционного принципа в физиологических исследованиях несомненно отразились на характере педагогического процесса и самой структуре организованного им физиологического института, носящего ныне его имя. Но еще при жизни А.А.Ухтомского, в предвоенные годы, Е.К.Жуков начал чтение учебного курса «Сравнительная физиология». Позже, в 1944 г. по инициативе того же Е. К. Жукова в структуре института была организована специальная лаборатория

(с) А.Д.Ноздрачев, В.Л.Журавлев, О.В.Зайцева, Н.Н.Камардин, В.П.Лапицкий, С.О.Никитин, Т. А. Сафонова, В. В. Бугай, 2003

сравнительной физиологии. Вначале эксперименты проводились на низших позвоночных, позднее, с приходом в лабораторию С. М. Верещагина, в качестве объектов стали широко применяться различные беспозвоночные животные.

Следует отметить, что по инициативе А.А.Ухтомского еще в 1925 г. исследовалась специфика стрихнинных моторных доминант на ганглиях брюхоногого моллюска Lym-паеа stagñalis.

С 1960 по 1981 гг. лабораторией сравнительной физиологии руководил ученик А.А.Ухтомского С.М.Верещагин. В этот период лаборатория приступила к исследованию двигательной активности насекомых, принципов сенсомоторной координации у этого класса беспозвоночных животных, функций различных модуляторных систем и их сенсорного обеспечения у насекомых, а также у моллюсков. К сожалению, трудности перестроечного периода отразились на судьбе лаборатории, и она как самостоятельная единица прекратила свое существование после 1985 г. Основной костяк ее сотрудников органически влился в лабораторию физиологии нервной системы, где традиционные направления сравнительно-физиологических исследований были не только сохранены, но и продолжили свое развитие.

К числу основных вопросов, рассматривающихся сейчас в лабораториях кафедры общей физиологии, относятся такие, как: 1) новые представления об организации сенсорных систем и мозга брюхоногих моллюсков; 2) осфрадиальные сенсорные системы моллюсков; 3) висцерокардиальные рефлексы у наземных моллюсков Achatina fúlica F.; 4) головные ганглии и двигательная активность насекомых, аминергическая модуляция нейронов, вовлеченных в анализ акустической информации у сверчков; 5) следовые процессы в нейронах беспозвоночных животных.

Теперь попытаемся рассмотреть эти пять позиций более подробно и сделаем это именно в той последовательности, как они были указаны выше.

Общность механизмов рецепции и способов кодирования информации в нервной системе, сходство основных принципов организации нейрональных ансамблей и интеграции в мозге позвоночных и беспозвоночных животных позволяют использовать последних в качестве эффективных моделей для решения ряда проблем нейробиологии.

Особый интерес в этом плане представляют брюхоногие моллюски. Они имеют достаточно хорошо развитые сенсорные системы всех основных видов модальностей и относительно небольшое по сравнению с позвоночными число удобных для идентификации крупных нейронов, собранных в компактный мозг. Многие современные представления о механизмах рецепции и синаптической передачи в нервной системе, функциях нейротрансмиттеров и модуляторов, а также нейрональных основ поведения и памяти получены благодаря изучению нервной системы гастропод.

Многолетние исследования брюхоногих моллюсков были направлены на выяснение основных принципов структурно-функциональной организации их сенсорных систем, начиная с особенностей строения рецепторных клеток, чувствительности к внешним воздействиям и кончая организацией высших интегративных центров мозга. Исследования эти носили сравнительно-эволюционный характер и проводились на 21 виде моллюсков, относящихся к разным филогенетическим ветвям, различающихся уровнем общей организации, средой обитания и ведущих разный образ жизни. В работе был применен целый комплекс методов общей гистологии, нейрогистологии и электрофизиологии. Основная часть данных была получена с помощью импрегнации азотнокислым серебром по Гольджи и Колонье, ретро- и антероградного транспорта соединений кобальта, пербксидазы хрена (ПХ), флуоресцентных красителей, электронной микроскопии, вне-и внутриклеточных отведений электрической активности рецепторных элементов и ней-

Рис.1. Сводная зарисовка первого — восьмого типов и разновидностей (подтипов) рецепторных клеток и окончаний в кожных покровах и хемосенсорных органах легочных моллюсков {А, Б).

Импрегнация по Гольджи. Масштаб 50 мкм. Э— эпителий.

ронов центральной нервной системы (ЦНС) моллюсков при адекватном раздражении сенсорных органов.

Таким образом, в результате проведенных исследований были изучены рецепторные элементы кожных покровов и стенки тела разных видов гастропод, выявлена и детально описана структурная организация их основных хемосенсорных органов (головных щупалец — тентакулярных органов, губ, осфрадия) и органов гравитации — статоцистов.

Показано, что в кожных покровах и цефалических хемосенсорных органах (головные щупальца и губы) почти у всех видов исследованных моллюсков присутствует несколько морфологических типов внутриэпителиальных или субэпителиальных (в зависимости от общего уровня организации животного) первичночувствующих рецепторных клеток и свободных нервных окончаний (рис. 1). Помимо прогрессивного процесса постепенного смещения рецепторных клеток под эпителий во всех.филогенетических группах моллюсков наблюдается, процесс дифференцирования их чувствительного отдела. Особенно наглядно этот процесс прослеживается на примере ведущих дистантных, хемосенсорных органов моллюсков — головных щупальцах [7, 8, 11]. У преобладающего в них типа рецепторных клеток (см. рис. 1, 2) во всех группах гастропод идет, посте-, пенное обособление периферического отростка и развитие на его апикальном конце чувствительной булавы с пучком длинных жгутиков. Отчетливо эти процессы проявляются при переходе животных от водного к амфибионтному и особенно наземному образу жизни. Сходные процессы развития претерпевают в ходе эволюции обонятельные клетки позвоночных животных [1, 2, 19].

Наши специальные электрофизиологические исследования показали высокую чувствительность рецепторов головных щупалец моллюсков к растворам аминокислот и пищевым гомогенатам. Диапазон чувствительности, установленный для тентакулярных органов моллюсков (10~5-10-8 моль/л), сравним с чувствительностью обонятельных клеток водных и амфибионтных позвоночных животных [19, 36, 42].

Проведенное исследование показало, что тентакулярная система выделяется среди других сенсорных систем гастропод наибольшей эволюционной вариабельностью. Степень ее развития связана не только с филогенетическим положением и общим уровнем

Рис. 2. Схема общей организации тентакулярных органов пресноводных переднежаберных (.А, Б), пресноводных легочных (Д, Е), а также наземных переднежаберных (В, Г) и наземных легочных (Ж, 3) брюхоногих моллюсков.

А, В, Д, Ж — общий вид щупальцев; Б, ГЕ, 3 — их внутренняя структура.

1—глаз, 2— обособленный сенсорный эпителий, 3—тентакулярный нерв, 4 —мышцы, 5—скопления сенсорных клеток, б—элементы лакунарной системы, 7 — тентакулярный ганглий, 8 — место перехода полости щупальца в полость головы.

организации животного, но в значительной степени со средой его обитания, т. е. со степенью сложности и спецификой решаемых ею задач (см. рис.2).

Тентакулярные органы брюхоногих моллюсков подразделены нами на основе их ней-рон^льной архитектоники и общего уровня организации на три основные группы [11].

Первая — объединяет наиболее примитивно организованные тентакулярные органы большинства обитающих исключительно в водной среде, а также ведущих амфибионт-ный образ жизни морских, пресноводных и вторичноводных моллюсков, независимо от их принадлежности к той или иной филогенетической группе. Для их тентакулярных органов характерны: 1) отсутствие специализированного обособленного сенсорного эпителия и 2) диффузное распределение сенсорных модулей и нервных элементов, не образующих оформленных скоплений.

Для наиболее высокоорганизованных тентакулярных органов третьей группы, объединяющей представителей всех наземных моллюсков, независимо от принадлежности к переднежаберным или легочным, свойственно: 1) наличие локализованного в вершине щупальца компактного специализированного сенсорного образования, включающего обособленный сенсорный эпителий и скопление сенсорных модулей; 2) появление особого подтипа (тип 2Б) высокодифференцированных рецепторных клеток с хорошо выраженной чувствительной булавой и пучком длинных достигающих у отдельных видов 20-25 мкм жгутиков на ее вершине; 3) развитие особых периферических ин-

тегративных центров в виде хорошо оформленных крупных тентакулярных ганглиев; 4) появление в нейропиле последних гломерулярных структур; 5) развитие особых мышечных ретракторов и лакунарной системы, обеспечивающих эффективную защиту органа в случае опасности. Наличие собранных в сенсорные модули особых рецептор-ных клеток с длинными жгутиками и присутствие гломерулярных структур сближает обонятельные системы наземных гастропод и позвоночных животных и является ярким примером параллелизма развития дистантных хемосенсорных систем.

У брюхоногих моллюсков можно выделить два основных типа строения органов гравитации — статоцистов. В стенке одних присутствует несколько сотен мелких (6-12 мкм в диаметре) рецепторных клеток, у других только 11-15 гигантских блюдцевидных ре-цепторных клеток (40-70 мкм в диаметре; рис.3). Первый план строения статоцистов характерен для переднежаберных, второй — для заднежаберных и легочных моллюсков. При окраске метиленовым синим видно, что пучки отростков рецепторных клеток противоположных, но неравнозначных по величине полусфер статоциста у всех исследованных нами гастропод, соединяясь друг с другом, образуют две неравноценные по величине ветви нерва [9]. Это. свидетельствует о существовании у. гастропод структурно-функционального разделения информации, передаваемой рецепторными клетками противоположных полусфер статоцистов в ЦНС. По электрофизиологическим данным С.Янса и Дж.Харригана [43, 46], разделение информации, поступающей от рецепторных клеток противоположных полусфер статоцистов Aplysia и Hermissenda, сохраняется на уровне ЦНС и может использоваться при формировании поведения. Маркировка соединениями кобальта и ПХ через нерв статоциста показывает, что у переднежаберных моллюсков все рецепторные клетки собраны в статоцисте в приблизительно равные по занимаемой ими площади группы — сенсорные модули [9]. Каждая группа имеет свой обособленный пучок направляющихся в нерв отростков. В одну группу входит от 40 до 100 расположенных рядом рецепторных клеток с диаметром тела 7-8 мкм. Исключением является особая зона — «макула», имеющая 40-60 мкм в диаметре (см. рис. 3). Она представлена всего 14-18 крупными цилиндрическими (20-28 мкм) рецепторными клетками, собранными в одну группу. Единственным брюхоногим моллюском, у которого тоже описана морфологическая поляризация эпителия статоциста, является киленогий пелагический переднежаберный моллюск Pterotrachea [66]. Общее число рецепторных клеток в статоцистах легочных и заднежаберных моллюсков сопоставимо с числом модулей в статоцистах переднежаберных, учитывая при этом размеры статоцистов. В качестве одной из причин появления в эволюции гастропод гигантизма нервных и рецепторных клеток рассматривается необходимость синхронизации работы нескольких однотипных мелких клеток [24]. Это позволяет" предположить, что гигантские рецепторные клетки статоцистов заднежаберных и легочных моллюсков появились в ходе эволюции вместо модулей статоцистов переднежаберных и являются их аналогами.

В электрофизиологических экспериментах нами зарегистрированы реакции рецепторных клеток статоцистов легочных моллюсков на вибрацию (колебание препарата с определенной частотой). Изменения частоты фоновой импульсации и появление вызванной активности ранее молчавших клеток регистрируются в диапазоне звуковых частот 20-1000 Гц для Я. vulgaris, а также . Я. pomatia и 20-2000 Гц для L. stagnalis. Наиболее низкие пороги (амплитуда смещения около 1 мкм для L. stagnalis и 2-3 мкм для Helix) наблюдаются в интервале 20-800 Гц (рис. 4). Характер ответов здесь зависит от амплитуды колебательного смещения. При величинах смещения, принимаемых нами за пороговые, происходит достоверное изменение частоты фоновой импульсации в отдельных рецепторных клетках в сторону повышения и понижения. При достижении

Рис. 3. Структурная организация статоцистов переднежаберного моллюска Viviparus contectus (Л) и легочного моллюска Helix vulgaris (Б).

Статоцист легочного моллюска показан вскрытым. Масштаб 100 мкм (Л) и 50 мкм (Б).

1 — эластичные связки, 2 — соединительнотканная оболочка, 3 к 4 — соответственно ветвления в стенке статоциста и соединение двух основных ветвей статонерва (кС); 5 — макула, "нк — нейроны, врк — рецепторные и ок — опорные клетки эпителия (Э) статоциста; цо — центральные отростки и ц — чувствительные цилии рецепторных клеток, 6—глиальные клетки, 7 — полость статоциста, 8 — ото-конии, 9 — нервные волокна из церебрального ганглия, 10 — нервные волокна из педального ганглия.

фЛ^^'ч^**«^»^ iWUH.iVV« 5

Г? '

6--1-1

3 пИ t^H»««***»***»

4 --£---7 и НИМ' <111'Н Щ1 НЫ"*Ич.

г -1

8-

Рис. 4- Осциллограмма ответов статоциста Helix vulgaris {А, В и Г) и Lymnaea stagnalis (Б) на механический толчок.

1 и 3 — возбуждение клетки при толчке в одном направлении, 5 — отсутствие реакции при толчке в противоположном направлении, 7 —ответ на стимуляцию фокусированным ультразвуком; 2, 4, 6 и 8 — отметки раздражения. Масштаб для 1 и 5 — 1 с, 150 мкВ, для 3 и 7 — 250 мс, 50 мкВ.

определенного уровня интенсивности раздражения появляются, судя по амплитуде, потенциалы действия ранее молчавших клеток. В оптимальном диапазоне вибростимуляции этот уровень для L. stagnalis равен 4-6, а для Helix — 6-8 мкм [18]. Опыты с воздействием фокусированного ультразвука позволили определить величину смещения, необходимого для возбуждения рецепторных клеток статоциста. Оказалось, что реакции рецепторных'клеток наблюдаются при воздействии на них ультразвуком, интенсивность которого в фокаДь'ной области излучателя меняется в диапазоне от 80 до 640 Вт/см2, что соответствуетг амплитуде колебательного смещения среды от. 0,05 до 0,5 мкм (см. рис. 4). ......

С помощью импрегнации по Гольджи и Колонье мы впервые обнаружили значительное количество рецепторных клеток в эпителии различных отделов рото-желудоч-ной системы органов и в жаберных лепестках у разных видов брюхоногих моллюсков. Отдельные преимущественно внутриэпителиальные рецепторные клетки присутствуют в стенке их мантийной (дыхательной) полости [14]. В стенке тела, ноге и соединительнотканных оболочках внутренних органов моллюсков располагаются многочисленные мелкие мультиполярные клетки, часть относительно коротких отростков которых образует имеющие вид пуговок или присосок окончания на мышечных элементах, соединительнотканных оболочках периферических нервов, стенках кровеносных сосудов и других разветвлений лакунарной системы гемоцеля. Аналогичные клетки в виде небольших групп размещаются в основаниях ветвлений нервов и внутренних органов. Их специализированные окончания крепятся к оболочкам органов и нервов. Описанные мультиполярные клетки могут представлять собой у моллюсков, как и аналогичные клетки у других животных, разнообразные проприорецепторные элементы.

С помощью методов ретроградной маркировки ионами Со, Ni, ПХ, люциферовым желтым, а также методов импрегнации по Гольджи и Колонье в ЦНС нескольких видов моллюсков нами выявлено распределение афферентных трактов из основных сенсорных органов, кожи тела и мантии. Кроме этого установлены зоны представительства в ЦНС, нейронов, участвующих предположительно в обработке разномодальной сенсорной информации и клеток, осуществляющих иннервацию сенсорных органов, а также отдельных участков стенки тела [4, 5, 8]. Выявлено сходство в распределении аффе-

рентных трактов и зон локализации указанных нервных клеток в ЦНС большинства исследованных видов гастропод. Существенные отличия отмечены только для морских голожаберных и наземных легочных моллюсков. Они связаны у первых с крайне высокой степенью концентрации и слиянием большей части ганглиев их ЦНС с церебральными ганглиями, а также с появлением в апикальной части церебральных ганглиев отдельных обонятельных гломерул. У. вторых — с развитием особых дополнительных процеребральных отделов мозга, а также с появлением в метацеребрумах нескольких варьирующих по величине от 6 ■ 10~5 до 85 • Ю-5 мм3 обонятельных гломерул. В организации центральных афферентных отделов сенсорных систем моллюсков проявляются, как и у высших животных, принципы многоканальности и двусторонней симметрии. Каждая сенсорная система образует в ЦНС моллюсков несколько строго локализованных афферентных трактов, направляющихся в восходящем и нисходящем направлениях и заканчивающихся в определенных симметричных зонах ганглиев ипси- и контра-латеральной половин мозга [4, 8].

В электрофизиологических исследованиях, проведенных нами на легочных моллюсках, зарегистрированы реакции фоновоактивных и «молчащих» нейронов нескольких выявленных зон церебральных и правого париетального ганглия на адекватное раздражение хемосенсорных органов, глаз, статоцистов и кожных покровов тела, головы и мантии моллюсков, которые исчезают при блокаде ионами кобальта синаптической передачи на уровне ЦНС [6,15]. У большинства исследованных фоновоактивных нейронов церебральных ганглиев наблюдается специфическая по отношению к виду модальности градуальная зависимость частоты импульсации от интенсивности раздражающего стимула. Разнотипность ответных реакций нейронов исследованных зон церебральных и правого париетального ганглиев моллюсков, выраженная в характере разряда (фази-ческий или фазно-тонический), чувствительности к определенным количественным и качественным параметрам стимулов, в латентном периоде и т. д., свидетельствует о существовании на уровне ЦНС нескольких этапов Переработки приходящих из сенсорной периферии информации. Наличие в центральных зонах представительства сенсорных систем полимодальных нейронов, имеющих значительные латентные периоды ответных импульсных реакций на адекватное раздражение сенсорной периферии, подтверждает участие данных зон в процессах межсенсорного синтеза (рис. 5).

Особое внимание в этой работе было уделено почти неисследовавшимся до последнего времени и наиболее молодым в эволюционном плане отделам мозга моллюсков — процеребрумам. Процеребрумы имеют нетипичное для остальных ганглиев ЦНС строение, выраженное в боковом положении клеточной массы и нейропиля, а также в плотной упаковке его однотипных (5-7 мкм в диаметре) нейронов — клеток-зерен, отростки которых не выходят за пределы процеребрума [6, 24, 41]. Они закладываются в ходе эмбриогенеза гастропод позже других отделов ЦНС и имеют иной, общий с обонятельными тентакулярными ганглиями гистогенетический зачаток [53].

Нам удалось показать, что процеребрумы, в отличие от других отделов мозга моллюсков имеют слоистое строение [10,12,13]. Их основные клеточные элементы — клетки— зерна собраны в виде колонок или пирамид в структурно-функциональные модули. На их телах и отростках присутствует огромное количество разнообразных синаптических структур, в образовании которых принимают участие не только афферентные входы из хемосенсорных органов, но и нервные элементы из других отделов мозга, включая исполнительные (рис.6). Несомненно, что клетки-зерна за счет многочисленных образуемых между собой контактов, горизонтальных и, возможно, звездчатых клеток, также осуществляющих между ними связи, представляют собой целостную дифферен-

Ш1

в

1

л

Е ▼

!

I

4-

Рис. 5. Реакции нейрона КРБ1 на приложение разномодальных стимулов: Л —ответ на тактильную стимуляцию мантии кисточкой, Б — потоком воздуха; В — ответ на выключение света; Г — Е — ответы на стимуляцию щупалец и губ каплей морковного сока (Г), физиологическим раствором (Д) и 10_3 моль/л раствором сахарозы (Е). Стрелками обозначены начало и конец стимуляции. Масштаб 50 мВ, 2 с и 10 с (для Г).

цированную интегративную систему мозга моллюсков.

Таким образом, развивающиеся на основе обонятельной тентакулярной системы у высших гастропод процеребральные отделы мозга представляют собой особые интегра-тивные центры экранного типа с модульной компоновкой основных нервных элементов. Они имеют ряд общих принципов строения с высшими интегративными центрами мозга других животных — членистоногих и позвоночных. Для процеребрумов, как и для экранных центров позвоночных животных, присущи:.а) развернутая в плоскости слоистая структура, б) множество колончатых или пирамидовидных модулей, в) развитая система особых внутренних ассоциативных связей, г) высокая степень конвергенции афферентных входов от нескольких сенсорных систем, д) наличие многочисленных связей с различными отделами мозга, включая исполнительные. Полученные данные свидетельствуют о возможности образования экранных центров мозга в ходе филогенеза животных не только, как предполагалось до настоящего времени, на базе зрительной сенсорной системы, но и на основе обонятельной системы при условии, что она в ходе эволюции берет на себя функции ведущей сенсорной системы для ориентации животного в пространстве.

Рассмотрим теперь осфрадиальные сенсорные системы моллюсков, которые представляют исключительный интерес с точки зрения становления нервных связей. Итак, у пресноводных вторичноводных легочных моллюсков, хемосенсорный осфради-альный орган, (осфрадий) образуется в результате инвагинации эктодермы с последующим выселением нейронов под эпителий и формированием осфрадиального ганглия. При отведении импульсной активности от осфрадиального нерва была выявлена чув-. ствительность осфрадия к гипоксии, избыточному осмотическому давлению, гиперкап-нии, увеличению концентрации хлористого натрия и аминокислотам [26, 50, 68]. Кроме того, осфрадий реагирует на качество воды, в которой содержались животные. Этот комплексный параметр включает в себя концентрацию, кислорода, почечных выделений и, возможно, каких-то сигнальных, феромоноподобных веществ [17, 51]. Другими словами, осфрадию прудовика присуща мультисенсорность, т. е. восприятие различных химических и физических раздражителей.

Рис. 6. Схематическое изображение связей процеребрума с сенсорными органами и другими отделами мозга у наземных моллюсков.

СЭ — сенсорный эпителий, СЩ — боковая стенка, МР — мышечный ретрактор, ТЖ — железа заднего головного щупальца, НК — нейросекреторные клетки, АВнТ афферентные волокна тентаку-лярного нерва, ЭВн Т — эфферентные волокна тентакулярного нерва, Пл-ВГ — ганглии плевро-висце-ральнТтй дуги ЦНС, Б Г — буккальные ганглии, ПдГ — педальные ганглии, МзЦ — мезоцеребрумы, Г — глотка, ПП — половое поведение, бк — базальные клетки, кз1 —клетки-зерна с основными отростками во внутреннем нейропиле, ПГЩ — переднее головное щупальце, А ВнГ — афферентные волокна губных нервов, А ОСС — афферентные отделы сенсорных систем, ОГ. — обонятельные гломерулы, ИН — интернейроны, ЭТ — эфферентные элементы тентакудярной сенсорной системы, ЭО — эфференты губкой сенсорной системы, ЭГ — эфференты зрительной системы, ЭС — эфференты системы статоцистов. С А — соматическая афферентация.

При морфологических и иммуноцитохимических исследованиях в осфрадиальном ганглии были выявлены различные нейротрансмиттеры, участвующие, очевидно, в переработке сенсорной информации на периферии [26, 54, 55]. В то же время электро-физиологически осфрадий исследован явно недостаточно. Единственная запись активности одиночных осфрадиальных нейронов и их реакции на химические стимулы была опубликована Г. Ведемейером и Д. Шильдом [68]. Разумеется, сказанное послужило основанием к проведению специальных исследований, расширяющих и раскрывающих названные вопросы.

В осфрадиальном ганглии выделяют, по крайней мере, три популяции. нейррцов, имеющих различные размеры, локализацию и ветвление отростков [26]. Окрашивание через осфрадиальный нерв 5, 6 — карбофлуоресцеином подтверждает полученные ранее данные о величине, типе и распределении нейронов в осфрадиальном ганглии (рис.7). Прежде всего, это касается трех больших белых нейронов диаметром 80-100 мкм, расположенных в месте выхода осфрадиального нерва и отдающих в него отростки, которые хорошо видны в случае успешного внутриклеточного окрашивания через пэтч-пипетку (см. рис.7). У Ьутпаеа эти нейроны были идентифицированы ранее [26] как нейросекреторные, ганглиона^ные клетки ССа-з (см. рис. 7). Нужно отметить, что, образуя хорошо идентифицируемую группу, эти клетки часто находятся в разном функциональном состоянии в зависимости от фазы их нейросекреторного цикла. Иногда одна-две клетки увеличиваются до 120-150 мкм и приобретают более интенсивную, молочно-белую окраску, хорошо различимую на витальных препаратах. Через нерв4 окрашивалось также большое количество мелких клеток диаметром 20-30'мкм, локализованных в месте выхода осфрадиального нерва, вокруг эпителиально-

; Рис. 7. Осфрадиальный орган Ьутпаеа зЬадпаИз Ь. с идентифицированными нейронами. ; \Е\ с—эпителиальный карал; О.?, п — осфрадиальный нерв: С?с — ганглиозные клетки (1, 2, 3); ¿1С — сенсорные клетки.

го канала, а также на дорзальной и вентральной поверхностях осфрадиального ганглия (см. рис. 7). На витальных препаратах осфрадия эти мелкие клетки имели светло-желтую, иногда беловатую окраску. Они располагаются в наружном клеточном слое осфрадия и являются, очевидно, сенсорными клетками (SC). При внутриклеточном окрашивании они имеют псевдоуниполярную или типичную для сенсорных нейронов биполярную форму. Один из отростков биполярных нейронов направляется в осфради-альный нерв, а другой к нейропилю или осфрадиальному каналу (см. рис. 7). Клетки третьего типа имеют биполярную форму и располагаются внутри ганглия в непосредственной близости к осфрадиальному эпителию. Это самые мелкие клетки, не более 3 5 мкм, отдающие периферические отростки в эпителий. Они относятся к первично-чувствующим рецепторным клеткам, и в электрофизиологических экспериментах не использовались.

Эксперименты проводились нами на ганглионарных (GCi-з) и предположительно сенсорных (SC) клетках осфрадия в методике «patch-clamp» в условиях фиксации тока и напряжения. В нормальных условиях мембранный потенциал клеток GCi-з составлял до -60 мВ (п — 74), отмечалась спонтанная, более -или менее регулярная импульсная активность 0,1-2 (имп/с). В некоторых случаях GCi-з проявляли пачечную активность с характерными потенциалами действия увеличенной длительности в середине и ближе к окончанию пачки. Синаптических потенциалов наблюдалось мало, хотя изредка отмечались и тормозные, и возбуждающие синаптические потенциалы (рис. 8).

В большинстве экспериментов (п — 7) хлористый натрий (10 ммоль/л), апплици-рованный на поверхность осфрадия, вызывал деполяризацию мембраны и увеличение частоты потенциалов действия в GCi-з. L-аспартат (Ю-5 моль/л; п = 11) оказывал подобное хлористому натрию действие на мембрану клеток GCi-з (см. рис.8).

Сенсорные клетки на дорзальной поверхности осфрадиального ганглия по-иному отвечали на химические стимулы. В контрольных условиях эти мелкие клетки имели неритмическую спайковую активность с быстрыми и медленными синаптическими потенциалами (см. рис.8). Мембранный потенциал данных клеток составлял от -40 до -55 мВ (п — 39). Хлористый натрий (10~2 моль/л; п = 5) и L-аспартат (Ю-5 моль/л; п = 4), апплицированные на поверхность осфрадия, приводят к гиперполяризации мембраны SC и уменьшению частоты разряда (см. рис.8).

В условиях одноэлектродной фиксации потенциала у SC удалось зарегистрировать мембранные токи, вызванные аппликацией на поверхность осфрадиального ганглия раствора хлористого натрия (10 ммоль/л). В опытах использовали стандартный физиологический раствор для моллюсков (SPS), в котором концентрация хлористого натрия составляла 40 ммоль/л. Увеличение концентрации хлористого натрия в омывающем осфрадий растворе на 10 ммоль/л приводило к появлению выходящего тока величиной 2-3 нА. Смена опытного раствора на SPS возвращала ток к нулевому уровню (рис.9). Латентный период достижения 50%-ной величины тока составил 10 с, что находится в соответствии с латентным периодом реакций на хлористый натрий, регистрируемых в нерве. Смена омывающего осфрадий раствора на безнатриевый, т. е. замена хлористого натрия в нем на тетраэтиламмоний хлорид (TEA) в эквимолярной концентрации, приводила к инверсии тока, вызванного аппликацией на этом фоне хлористого натрия (10 ммоль/л), при том же значении потенциала фиксации (-80 мВ). Регистрируемый ток имел меньшую амплитуду (<2,0 нА) и более крутой передний фронт; 50%-ная величина ответа наблюдалась на пятой секунде. Инактивация мембраны происходила медленнее (см. рис. 9). Применение TEA позволило идентифицировать ионную природу регистрируемого тока. Его входящая составляющая является, очевидно, натриевой

МП =-АО

\ 8 мВ

L-аспарат, 10 5 моль/л |

10 мВ

Юс

SC

В

г"*

NaCl, Ю-2 моль/л | I

U*'

к-/

L-аспарат, 10 5 моль/л |

v\—

Н

МП = -34

IIOMB

Юс

Рис. 8. Регистрация «patch-clamp whole cell» в-условиях фиксации тока.

А — реакции ганглиозных клеток (GCi-a) осфрадиального ганглия на микроперфузию растворами хлористого натрия и (Б) — L -аспартата. МП = — 40 мВ; В, Г — реакция сенсорных клеток (SC) на предъявление тех же растворов соответственно. Стрелкой вверх обозначена подача раздражающего раствора, стрелкой вниз — его отмывка.

и/или кальциевой, не блокируемой TEA, а выходящая —калиевой, как было показано для вкусовых клеток позвоночных [52].

Нейроны GCi-з деполяризовались и возбуждались ГАМК (10~6 моль/л; п = 11) и серотонином (10~5 моль/л; п = 17), но гиперполяризовались и ингибировались ацетил-холином (10~6 моль/л; п = 10) и ЕМ11Е-амидом(10~"6моль/л; п = 6) (рис. 10, табл. 1). Возбуждающие эффекты, вызываемые ГАМК и серотонином, имели различный временной ход. Последействия ГАМК возбуждение GCi-з было кратковременным, а после серотонина длительным. Возбуждающий эффект ГАМК в последействии часто сопровождался фазой торможения. В клетках GCi-з торможение, вызываемое ацетилхоли-ном (АХ) и FMRF-амидом, отмечалось также с некоторой задержкой.

GCi-з формируют хорошо идентифицируемую группу беловатых клеток, которые можно рассматривать как фармакологически гомологичные: у них регистрируются одинаковые ответы на отни и те же нейт^отпансмиттеры. Ответ нейронов, противополож-

Рис. 9. Регистрация «patch-clamp whole cell» мембранных токов в условиях фиксации потенциала мембраны.

Верхняя часть графика: ток мембраны сенсорной клетки (SC) после микроперфузии осфрадиаль-_

ной поверхности повышенной на 10 ммоль/л концентрацией хлористого натрия в стандартном фи-' зиологическом растворе (SPS + 10 ммоль/л NaCl). Внизу: то же после замены хлористого натрия в омывающем растворе на эквиосмолярную концентрацию TEA (безнатриевый раствор). Стрелкой вверх обозначено начало отмывки.

ч

ный ответу доминирующего типа, отмечался у 10-15% исследованных клеток и выражался в изменении частоты разряда. В ряде экспериментов наблюдалась нечувствительность клеток GCi-з к АХ (п = 3) и ГАМК (п =1) (см. табл.1), которая может быть объяснена изменением функционального состояния клеток вследствие протекающих в них секреторных процессов. Некоторые стадии секреторного цикла, связанные с накоплением нейросекрета в цитоплазме этих клеток, приводят к увеличению размеров таковых до 120-150 мкм в диаметре и модификации окраски нейросекрета. Попытки отведения активности от таких видоизмененных клеток не увенчались успехом. В литературе описаны подобные явления у каудодорзальных клеток [34, '47]. Отсутствие пиковой электрической активности' и снижение возбудимости нейросекреторных клеток в определенные фазы секреторного цикла привели к тому, что в ряде опытов нам не удалось получить обычных ответов на фармакологические вещества (см. табл. 1).

Мелкие сенсорные клетки осфрадия имели тенденцию реагировать на нейротранс-миттеры противоположным по сравнению с ганглионарными клетками образом. Исключение составили реакции на FMRF-амид, который примерно равным образом ин-гибировал оба типа нейронов. Все исследованные мелкие нейроны были чувствительны к нейротрансмиттерам, десенситизации обнаружено не было (см. табл.1). Однако паттерн разряда мелких сенсорных клеток был нерегулярным, поэтому эффект нейро-трансмиттеров нужно оценивать более тщательно.

В мелких сенсорных клетках ГАМК (10_6 моль/л; п = 10) приводила к медленно развивающейся длительной гиперполяризации и снижению частоты разрядов. Серо-тонин (Ю-6 моль/л; п = 10) в большинстве экспериментов вызывал деполяризацию

GSi

1-3

//

Y<

ГАМК, Ю-5 моль/л f J

m

ш

hh

м

W

ГУЛ

Am

M

M/7=43mB

Серотонин, 10~5 моль/л| \

110 mB

МП=-50 мВ

SC

ГАМК, 10~* моль/л \

5c

rKp

Серотонин, Ю-6 моль/л f

I

12 мВ

МП = -26 мВ

Рис. 10. Регистрация «patch-clamp whole cell», в условиях фиксации тока.

Л —реакции ганглиозных клеток (GCi-з) осфрадиального ганглия на микроаппликацию на поверхность осфрадия ГАМК, и (Г) — серотонина. В, Г —реакция сенсорных клеток (SC) на предъявление тех же растворов. Обозначения стрелок как на рис. 8.

Таблица 1. Ответы GCi-з и SC клеток осфрадиального ганглия на нейротрансмиттеры

и химические стимулы

0 Общее кол-во Кол-во Кол-во Кол-во клеток,

Тестируемые протестированных возбуждающихся тормозящихся не отвечающих

вещества клеток клеток клеток на раздражение

GCi-з SC СС^з SC GCi-з SC GCi-з SC

Ацетилхолин Ю-5 — Ю-6 моль/л Нейротрансмиттеры

15 15 2 13 10 2 3 0

Серотонин Ю-5 — Ю-6 моль/л 18 13 17 10 1 3 0 0

ГАМК КГ6 моль/л 14 10 11 0 2 10 1 0

РМЯРамид 10~6 моль/л 7 5 1 0 6 5 0 0

Химические стимулы

ИаС1 Ю-2 моль/л 9 6 7 0 1 5 . 1 1

Ь —аспартат Ю-5 моль/л 11 4 9 0 1 . 4 1 0

7

63

1 г--

'V 250 мс

Тормозные холинергические нейроны

Кардиоренальный комплекс

Рис.11. Различные типы постсинаптических потенциалов в сердце африканской улитки при стимуляции идентифицированных кардиорегулирующих нейронов.

Короткие вертикальные линии в начале формализованных ПСП условно отмечают момент генерации нейрональных потенциалов действия.

2-4 импульса, приводит к быстрому повышению частоты и силы сокращений сердца. Однако после повторной или длительной стимуляции ПОН сердце надолго сохраняет высокую частоту сокращений и не реагирует на дополнительую активацию. Рефракторный период ответа сердца после стимуляции ПОН достигает десятков минут. Сходная высокая чувствительность сердца к нейротрансмиттерам гомологичного нейрона зафиксирована у аплизии [59].

Одиночные ПД в ПОН сопровождаются бифазными ПСП в сердце. С задержкой порядка 400-500 мс в миокарде возникает возбуждающий ПСП (ВПСП) длительностью 150-200 мс. После этого дискретного ВПСП развивается длительная деполяризация (см. рис. 11). Повторная активация ПОН сопровождается суммацией второй медленной фазы ВПСП, что приводит к генерации ПД в сердце.

Нейрон ВГ1. При стимуляции нервов и некоторых афферентов в сердце улиток регистрируются отчетливые дискретные ВПСП. На дорзальной поверхности висцерального ганглия ахатины была обнаружена и клетка, вызывающая в сердце эти ВПСП. Ею оказался ранее идентифицированный нейрон, обозначенный как ВГ1 (висцеральный ганглий, 1) [39]. ВГ1 является молчащим нейроном. Во время стимуляции этой клетки каждый ПД сопровождается генерацией ВПСП в сердце. При увеличении частоты разрядов в нейроне происходит временная суммация ВПСП, деполяризация миокарда

и повышение частоты сокращений сердца. В отличие от ответа сердца на активацию ПОН, эффект этот кратковременный и не сопровождается рефрактерностью. Окончания нейрона ВГ1 иннервируют предсердие и желудочек.

Тормозные мотонейроны сердца, В миокарде африканской улитки, как и у других наземных пульмонат, регистрируется интенсивный поток тормозных ПСП (ТПСП). Источником этих ТПСП являются два тормозных нейрона (ТН1,2), находящиеся в висцеральном ганглии. Расположение нейронов в Ганглиях виноградной и африканской улиток и особенности их импульсной активности практически одинаковые [32]. Тормозные нейроны характеризуются нерегулярными разрядами. Вызываемые ими ТПСП в сердце имеют большую длительность (см. рис. 11), благодаря чему эффективно суммируются и гиперполяризуют миокард. Поэтому небольшие вариации частоты разрядов в ТН приводят к модуляции частоты сокращений сердца.

Специфическим свойством ТН сердца наземных легочных моллюсков является высокая механочувствительность их терминалей. Было показано, что периферические терминал и этих клеток одновременно выполняют сенсорную и секреторную функции. ТН сердца отвечают на слабую механическую стимуляцию сердца, перикарда и других внутренних органов антидромными потенциалами действия [32]. В кардиостимулирующих нейронах (ТАН1-3, ПОН, ВГ) антидромные ПД не возникают даже- при увеличении интенсивности стимулов на 1-2 порядка.

В сердце Helix и Achatina тормозные ПСП блокируются d-тубокурарином, а в ТН виноградной улитки выявлена высокая активность ацетилхолинтрансферазы. Эти и другие данные подтверждают холинергичность ТН у наземных пульмонат, как, впрочем, и у многих других гастропод [3].

Гигантские дорзальные нейроны. На дорзальной стороне подглоточных ганглиев африканской улитки находятся две гигантские нервные клетки. Одна из них расположена в висцеральном ганглии (d-VLN), другая —в правом париетальном ганглии (d-RPLN). Благодаря специальной препаровке, сохраняющей все нейрональные связи, было обнаружено, что эти клетки имеют прямые выходы в сердце. Кроме того, они иннервируют другие мышцы на левой и правой половинах тела. Активация гигантских нейронов приводит к сокращению ряда соматических и висцеральных мышц.

Каждый ПД в d-VLN/d-RPLN сопровождается дискретным бифазным ПСП в сердце. Постсинаптический потенциал (см. рис. 11) состоит из короткой высокоамплитудной гиперполяризационной фазы (Н-фаза) и значительно более длинной низкоамплитудной деполяризации (D-фаза). Сходные ПСП регистрируются и в других мышцах.

Проведенные нами физиологические и морфологические исследования показали, что, в отличие от всех ранее выявленных кардиорегулирующих нейронов, аксоны гигантских клеток в d-VLN/d-RPLN проходят к сердцу в составе паллиальных нервов (преимущественно через левый паллиальный нерв).

Взаимодействие между разными группами мотонейронов сердца. Известно, что в ганглиях моллюсков функционально сходные нейроны обычно включены параллельно, и их активность в какой-то степени синхронизирована общими синаптиче-скими входами и/или слабыми электрическими связями [?1]. Работа тормозных и кардиостимулирующих нейронов у аплизии координируется мультимодальным интернейроном L10. У наземных легочных моллюсков также существует аналогичный координатор кардиоваскулярных рефлексов. В кардиорегулирующей сети Achatina выявлены интернейроны, координирующие работу этой системы нейронов. Кардиостимулирую-щий нейрон ВГ1 тормозит разряды периодически осциллирующего нейрона ПОН, т. е. оказывает прямое и опосредованное влияние на работу сердца (рис. 12). При доминиро-

д-ЛПеБН

ЛЛАААЛ^

д-ЛПеБН

и с некоторыми идентифицированными интернейронами висцерального и педального ганглиев. На фрагменте (Д) треугольниками отмечены моменты стимуляции дорзальной поверхности церебральных ганглиев в зоне расположения группы серотонинергических нейронов д-ЛЦОН, д-ПЦОН (д-ЦеребрН). 1, 2, 3 — серотониновые тонически активные нейроны (ТАНы). ВИН — висцеральный интернейрон. Жел. — монофазная электрограмма желудочка.

\

вании кардиостимулирующих эффектов ПОН активация ВГ1 может снижать частоту сокращений сердца. Если клетка ПОН неактивна, импульсация ВГ1 будет вызывать положительные хроноинотропные эффекты.

В ¡. левом педальном ганглии легко.. идентифицируется крупный интернейрон ё-ЬРеБМ, вызывающийгполисинаптические ВПСП в ПОН и ТАНах. Действие этой серотонинергической клетки [61] дополняется влияниями серотониновых нейронов церебральных ганглиев, связанных с тонически активными нейронами (см. рис. 12, Д).

После серии, разрядов, в гигантских нейронах, 4-УЬИ/ё-ЯРЬК в сердце наблюдается длительная тормозная пауза, сопровождающаяся выраженной гиперполяризацией миокарда. В этом случае латентный период реакции сердца составляет 2-5 с, т.е. торможение развивается уже после окончания разрядов в нейроне.. Эта тормозная пауза в сокращениях сердца после пачки ПД в гигантских нейронах не обусловлена бифаз-ными ПОП, инициируемыми гигантскими клетками, а вызвана усилением активности тормозных холинергических нейронов (ТН1,2). Однако гигантские нейроны ё-УЬИ/ сШРЬК не влияют на активность ТН-1,2.

Анализ имеющихся данных позволяет предположить следующий механизм торможения работы сердца при стимуляции гигантских нейронов: 1) серия ПД в гигантских нейронах вызывает сокращение висцеральных и соматических мышц улитки; 2) сокращения мышц активирует сенсорно-моторные окончания тормозных нейронов сердца ТН1,2; 3) происходит торможение работы сердца из-за выброса ацетилхолина окончаниями этихже нейронов. Здесь прослеживается явная аналогия с известным рефлексом Гольца у позвоночных животных. Однако у последних рефлекс Гольца обеспечивается целой системой центральных и периферических нейронов блуждающего нерва. У улитки торможение происходит по типу однонейронного рефлекса.

Таким образом, сердце наземных пульмонат по сравнению с сердцем позвоночных животных имеет более сложную мультитрансмиттерную регуляцию. Активация мотонейронов сердца вызывает в миокарде улиток различные постсинаптичские потенциалы. Эти ПСП характерны для определенного типа нейронов и сопровождаются специфическим изменением частоты и силы сокращений сердца. Более разнообразной оказалась популяция кардиостимулирующих нейронов. Здесь уже выявлено три разные группы клеток, в то время как торможение осуществляется, по-видимому,, только хо-линергическими нейронами [3].

Среди кардиорегулирующих групп клеток можно условно выделить «фазные» и «тонические» центры. Длительность хроноинотропных реакций сердца при стимуляции тех и других отличается на один-два порядка. У ахатины разряды серотонинерги-ческих клеток усиливают сокращения сердца в течение нескольких секунд, в то время как после стимуляции ПОН положительные хроноинотропные реакции сохраняются несколько минут.

В системе кардиорегулирующих нейронов у разных видов брюхоногих моллюсков легко прослеживаются гомологичные линии. Тонически активные серотонинер-гические нейроны В1, В5 и ППа7 виноградной улитки и нейроны ТАН1-3 вызывают ¡в миокарде медленную деполяризацию только после высокочастоных разрядов. У аплизии гомологичный нейрон (ЯВЬе) содержит два медленно действующих ней-рОтрансмиттера, серотонин и Ш5 а2-пептид. Все серотонинергические кардиорегули-руюпще клетки характеризуются довольно высокочастотными фоновыми разрядами (0,5-2 ймп/с).'

- Однако из-за медленной кинетики эфферентных реакций быстрые непродолжительные колебания фоновой частоты нейронов слабо влияют на работу сердца. Таким об-

разом, система этих нейронов обеспечивает относительно медленные реакции кардио-васкулярной системы на внешние воздействия.

Холинергические тормозные нейроны, напротив, вызывают быстрые изменения частоты и силы сокращений сердца моллюсков (то же характерно для позвоночных животных). У аплизии холинергические нейроны сердца активируются во время дыхательных движений, сокращений буккальных мышц, абдоминальной артерии и т. д.

У наземных пульмонат тормозные нейроны сердца являются мультифункциональ-ными, сенсорно-моторными клетками. Простые однонейронные кардио-кардиальные рефлексы, осуществляемые этими клетками, изменяют частоту и силу сокращений сердца и координируют (синхронизируют) частоту разрядов пейсмекеров предсердия и желудочка. Тормозные нейроны сердца являются также ключевыми элементами различных висцерокардиальных рефлексов [32].

Пептидергические клетки (Ш5 у аплизии, ПОН у ахатины, В6 у виноградной улитки, У01/КРБ2 у прудовика) оказывают очень длительные воздействия на работу сердца [50, 72, 73]. Нейротрансмиттеры этих клеток изменяют режимы работы миогенных пейсмекеров, сдвигают их на новый уровень.

Таким образом, нейрональный контроль работы сердца моллюсков является функционально более разнообразным по сравнению с позвоночными животными. Возможно, это обусловлено специальными функциями сердца у брюхоногих моллюсков, такими, как выделение и поддержание гидроскелета. Блоки кардиорегулирующих нейронов отличаются поэффективности, механизму и времени действия на кардиомиоциты. Несмотря на наличие нейронов с разнообразными и эффективными кардиостимулирующими пептидами, доминирующими являются холинергические тормозные нейроны, оперативно регулирующие уровень мембранного потенциала.

Разнообразие нейронов кардиореспираторной и кардиоренальной системы у моллюсков показывает сложность висцерокардиальных рефлексов. Сердце иннервируется несколькими разнородными возбуждающими входами, а торможение осуществляется только холинергическими нейронами. Все входы могут быть активированы в различной комбинации для обеспечения необходимых поведенческих и физиологических функций. Нейроны сердца создают и поддерживают в гемолимфе необходимый уровень осцил-логенных факторов, обеспечивающих устойчивую работу миогенных пейсмекеров.

Более сложная, нежели только что рассмотренная, интеграция осуществляется в нервной системе насекомых.

Как известно, биогенные амины широко распространены в нервной ткани насекомых, выполняя функции медиаторов и модуляторов [29, 30, 69]. К числу таких модуляторов принадлежит октопамин, являющийся фенольным аналогом норадреналина. Октопамин синтезируется компактной группой нейронов (дорсальные непарные срединные нейроны — ДНСН), идентифицированных электрофизиологическими и морфологическими методами в сегментарных ганглиях многих насекомых [23, 33, 40, 49].

Структурной особенностью ДНСН является наличие ветвящегося аксона, отростки которого проецируются в боковые нервы правой и левой сторон сегментарного ганглия, а в ряде случаев и в коннективы, соединяющие соседние ганглии между собой [40].

Модулирующая функция этих октопаминергических нейронов может быть реализована несколькими путями. Один из них характеризуется паракринным действием октопамина. Так, например, у саранчи отдельные клетки ДНСН посылают аксональ-ные ветви к мьппцам-разгибателям третьей пары конечностей. В этом случае особый интерес представляет то, что эти ветви не образуют синапсов с мышечными волокнами разгибателей, а выделяют октопамин непосредственно на мышечную мембрану [44,

56]. Таким образом, октопамин выступает в роли нейромодулятора нервно-мышечного

синапса, вызывая расслабление мыттпты.

Другой путь модулирующего воздействия октопамина имеет синаптическую природу. Здесь октопамин является медиатором, выполняющим передающую функцию в центральных синапсах сегментарного ганглия [57]. Локальная инъекция октопамина в грудной ганглий может вызвать разряды мотонейронов, сходные с разрядами, возникающими при нормальной ходьбе и полете [60, 65].

На различных представителях отряда прямокрылых было установлено наличие возбуждающих входов на ДНСН от различных сенсорных систем. Так, например, ДНСН метаторакального ганглия саранчи активировались при тактильном раздражении ме-ханорецепторов церок, антенн и обдувании различных областей тела [45]. У сверчка С?гу11из ЫтасиЫиз ДНСН обладают полимодальной чувствительностью к обдуванию механорецепторов церок, звуковым стимулам 5-15 кГц [40].

Однако сведения о морфологии и функции нейрональных путей, по которым сенсорная информация передается на ДНСН, являются весьма ограниченными. Мало исследован вопрос о связях ДНСН с более высокими уровнями сенсомоторной интеграции, приуроченными к головным ганглиям насекомых.

Поэтому цель предпринятого нами Исследования — выяснение механизмов модулирующего действия октопамина на нейроны, вовлеченные в систему акустической коммуникации у сверчков.

Квазивнутриклеточная регистрация показала, что в популяции ДНСН проторакаль-ного ганглия сверчка СгуИив ЫтасиШиэ имеются «молчащие» клетки и нейроны, обладающие фоновой импульсной активностью. При анализе реакций, вызванных адекватными сенсорными стимулами использовались тактильное раздражение (обдувание цер-кальных механорецепторов струей воздуха от микрокомпрессора) и звуковые стимулы в виде тональной синусоидальной посылки с несущей частотой 5 кГц. Согласно литературным сведениям [40], именно частота 5 кГц является характерной для призывных сигналов самцов-сверчков этого вида.

Сенсорная стимуляция выявила среди ДНСН самок мономодальные клетки, которые реагировали либо на звуковой сигнал (рис.13), либо на обдувание церкальных механорецепторов. Вместе с. тем были обнаружены нейроны, отвечавшие на стимулы обеих модальностей. Частота импульсных разрядов нейронов в ответ на тактильную и акустическую стимуляцию возрастала в 2-4 раза по сравнению с исходными показателями (рис. 14). Латентный период ответных реакций варьировал в пределах от 25 до 130 мс.

Внеклеточная маркировка исследованных нейронов ионами кобальта показала, что тела клеток (п = 12) расположены компактной клинообразной группой рядом с выходом задних коннектив из проторакального ганглия. Первичный нейрит этих клеток на некотором расстоянии от сомы ветвится Т-образно и образует идущие латерально вторичные ветви (рис. 15). Вторичные ветви, в свою очередь, дихотомически ветвятся, отдавая коллатерали, проходящие в 1-й —5-й сегментарные нервы ганглия.

Топография ветвления отростков исследованных нейронов и характер их ответных реакций позволяет отнести эти клетки к ДНСН-а нейронам по классификации А. X. Д. Уотсона [67].

После регистрации вызванных сенсорной стимуляцией ответов ДНСН в 30 экспериментах, перерезали шейные коннективы и таким образом нарушали связь проторакального ганглия с головными. После операции наблюдалось увеличение частоты фоновой импульсной активности. В раде экспериментов вызванная звуковыми стимулами ответ-

Рис. 13. Ответные реакции «молчащего» ДНСН (А) и ДНСН, обладающего спонтанной импульсной активностью (В) на звуковую сенсорную стимуляцию.

Нижний трек (средняя часть) — отметка стимуляции. Калибровка 20 мВ, 0,5 мс.

%

60

40"

20

0

16

166

16

Ч.....Г'"Г

т—I—I 166

80 60 40" 20" % О

шш

__ы

19

199

1

19

~Г*\-1-1-1-1-1-1-1-!

199

мс

' Рйс. Ц. Распределение межимпульсных интервалов (%) спонтанной импульсной активности ДНСН в ответ на акустическую (¿4) и церкальную (Б) стимуляцию. (01, б\) — фоновые гистограммы, (02, 62) — во время стимуляции.

Рис. 15. Топография бимодального ДНСН, обладающего спонтанной импульсной активностью. Описание см. в тексте. 1-5—сегментарные нервы ганглия. Масштаб 100 мкм.

ная реакция исследуемых нейронов подавлялась, о чем свидетельствуют гистограммы, представленные на рис. 16. Кроме того, в некоторых случаях отмечалось отсутствие достоверных изменений в характере импульсации ДНСН при акустической стимуляции после разобщения связей проторакального ганглия с мозгом.

Представляет интерес то, что реакция на акустический стимул регистрировалась и в нисходящих дорсальных коннективных волокнах (НДКВ), связующих проторакаль-ный ганглий с головными. Латентный период данных реакций составлял значительную величину и варьировал в пределах от 100 до 120 мс.

В следующей серии экспериментов исследовалось влияние аппликации синефрина

Рис. 16. Распределение межимпульсных интервалов (%) ДНСН в норме (Л) и после перерезки шейных коннектив (Б), (ен, £>1) — фоновые гистограммы, (02, оУ) — после перерезки коннектив.

на электрическую активность нейронов, вовлеченных в передачу и анализ акустической информалгши. Синефрин является синтетическим ягонистом октопямина. обладающим значительно лучшей растворимостью. После аппликации синефрина (0,01 моль/л) на проторакальный ганглий через 3 мин наблюдалось возрастание частоты спонтанной активности (на 76,7%) вставочного нейрона, локализованного в зоне контактов первичных афферентов от слухового, тимпанального органа с восходящими слуховыми нейронами, передающими акустическую информацию в мозг (рис. 17).

Одновременно имела место интенсификация импульсной реакции данного нейрона в посылку с"несущёй частотой «призывной песни» \см. рис. 17) .Частота ПД в ответной реакции возрастала на 147,0%. Идентичные результаты (табл. 2) были получены на 5 нейронах. Для этого типа реакций характерен относительно короткий латентный период (порядка 25 мс).

Таблица 2. Влияние синефрина на спонтанную импульсную активность и характер ответных реакций на звук нейронов проторакального ганглия сверчка (первый тип

модулирующих воздействий)

N п/п Частота импульсной активности нейронов в норме, имп/5с Частота импульсной активности нейронов после перфузии синефрином, имп/5с

Спонтанная активность Звуковая стимуляция Спонтанная активность Звуковая стимуляция

1 41,5±4,5 73,8±8,1 71,б±7,4 176,0±18,4

2 72,6±б,9 108,3±9,1 128,3±10,4 251,0±22,3

3 40,4±3,9 74,5±6,8 68,7±8,9 173,4±14,2

4 63,7±7,2 131,1±10,4 134,1±15,9 413,5±32,0

5 57,3±7,0 101,4±8Д 88,2±9,4 201,4±17,2

Иная динамика изменений импульсной активности под действием синефрина наблюдалась в том случае, когда микроэлектрод контактировал с НДКВ. Спонтанная импульсная активность, как и в предыдущих опытах, возрастала на 125,4%. Однако вызванная акустической стимуляцией ответная реакция не претерпевала после аппликации синефрина видимых изменений (рис. 18). Латентный период ответной реакции, как уже отмечалось выше, был значительным и достигал 100 мс.

. Наличие двух типов реакций (коротко- и длиннолатентных) ДНСН в ответ на акустическую стимуляцию позволяет допустить наличие нескольких путей активации этих октопаминергических нейронов. Первый путь, по-видимому, приурочен к сегментарному ганглию, где возбуждение от первичных слуховых афферентов передается на ДНСН. В пользу этого предположения свидетельствуют также эксперименты с локальной аппликацией синефрина на проторакальный ганглий. Синефрин прямо или через вставочный нейрон воспроизводит модулирующее действие ДНСН на синаптические входы мотонейронов. Известно, что импульсные разряды ДНСН обнаруживают корреляцию с различными фазами двигательных реакций [37, 40]. Следовательно, аминергическая модуляция моторного выхода может осуществляться на сегментарном уровне.

В отличие от первого, второй путь активации октопаминергических нейронов многозвенный, полисинаптический, связанный с участием головных ганглиев. Подавление вызванной акустическими стимулами импульсной реакции октопаминергических нейронов в результате перерезки шейных коннектив свидетельствует о том, что данная группа нейронов имеет командный вход от интегративных центров головных ганглиев. В частности, в надглоточном ганглии, в зоне, расположенной рядом с альфа-долями грибовидных тел, у прямокрылых идентифицированы «локальные интернейроны», имеющие акустический вход от аксонов восходящих интернёйронов, тела которых

%

Фоновая импульсная активность

30"

20-|

104

24

60" 40" 20-0

ml

244

Импульсная активность при звуковой стимуляции

24

-|—I—I—I—I—I—I—г

277 мс

J У

3

Л. с4

Рис. 17. Распределение межимпульсных интервалов (%) фоновой электрической активности интернейрона проторакального ганглия (А), его активности при звуковой стимуляции в нормальных условиях (о) и после перфузии ганглия синефрином (5), и морфологические особенности данного интернейрона (£>).

Масштаб: 150 мкм.

Фоновая импульсная активность

Импульсная активность при звуковой стимуляции

ШЛ

§Р Р

28

lip

278

"Т—I—г

73

мс

Рис. 18. Распределение межимпульсных интервалов (%) электрической активности (А), регистрируемой в НДКВ в фоне и в ответ на звуковую стимуляцию при нормальных условиях (а) и после перфузии проторакального ганглия синефрином {б). Топография данных волокон в пределах прото-ракального ганглия (Б).

Масштаб: 150 мкм.

локализованы в первом грудном ганглии [31]. Очевидно эти структуры играют существенную роль в завершающей оценке биологически значимой информации и в принятий соответствующего решения. Решение реализуется в форме нисходящих команд, адресованных сегментарным моторным центрам и Октопа,минергическим модуляторным йёйропам., • - -

О реальности наличия такого многозвенного пути свидетельствует большой латентный период импульскых реакций некоторых ДНСН на акустические стимулы и наличие сходных ответных реакций в НДКВ, которые могут служить пресинаптическим звеном для ДНСН. При этом в Случае локального действия синефрина на сегментарный ганглий, ответные реакции НДКВ не претерпевают изменений, так как в их формировании принимают участие Структуры мозга.

По-видимому, активация командного входа и октопаминергических модуляторных систем при стимуляции сенсорных входов вызывает увеличение возбудимости сегментарных моторных центров (модулей) и способствует созданию «доминантной установки» при реализации текущих поведенческих программ, в частности, поведенческой программы «ухаживания». На возможность формирования доминантных очагов повышенной возбудимости на уровне моторных центров у беспозвоночных животных неоднократно указывал А. А. Ухтомский [28].

Рассмотрев некоторые основные результаты, полученные в лаборатории и касающиеся нейрофизиологии беспозвоночных животных, следует заметить, что важнейшим звеном в деятельности их нервной системы является ганглий, который выполняет инте-гративную функцию. Именно в ганглии происходит конвергенция сенсорной информации и замыкаются рефлексы. Академик А. А. Ухтомский [27, 28] доказал существование принципа конвергенции для всех уровней нервной системы. В настоящее время структура синаптических связей и физические свойства отдельных нейронов и нейронных популяций достаточно подробно исследованы в ганглиях беспозвоночных и позвоночных животных. Следует заметить, что в различных группах животных проявляются общие черты организации нервных центров, например, наличие сенсорных, моторных и интернейронов. Обнаружено удивительное сходство в развитии ганглиев моллюсков и ганглиев периферической нервной системы позвоночных. Именно поэтому беспозвоночные, и в частности моллюски, стали классическим объектом для исследования многих фундаментальЦых вопросов нейрофизиологии. В значительной мере это касается и сенсорных систем, так как в жизнедеятельности живых организмов особую роль играет химический состав внешней и внутренней среды. Знание механизмов анализа среды животными зачастую определяет полноту наших представлений об их поведении. В работах лаборатории впервые с позиций принципа структурно-функционального параллелизма развития проведен комплексный анализ морфологических, ультраструктурных и физиологических особенностей организации периферических и центральных отделов основных сенсорных систем брюхоногих моллюсков. Показаны особенности их строения у моллюсков, относящихся к разным по уровню общей организации филогенетическим группам и различающихся средой обитания и образом жизни. Выявлены основные тенденции и направления эволюции сенсорньщ систем, особенно четко прослеживающиеся на примере ведущей и наиболее; изменчивой в ходе филогенеза дистантной сенсорной системы моллюсков — обонятельной системы головных щупалец. Впервые показано, что структурная организация этой системы зависит в значительной степени от среды обитания и образа жизни животного, а не от его филогенетического положения. Установлено также, что выход на сушу и усложнение в связи с этим окружающей среды приводят к многократному и независимому появлению в разных

■ ' . > I ,

по уровню организации филогенетических групйах гастропод сходной организации тен-такулярной системы и развитию допод Hirrfm ьньтх. ппинттпия л ъно новых по строению интегративных центров в их периферической и' центральной нервной системах. Выявлена общность ряда основных принципов организации обонятельных систем гастропод, насекомых и позвоночных животных. Специфической особенностью обонятельных систем брюхоногих моллюсков является присутствие обонятельных гломерул не только в ЦНС, но и на периферии. Все это рассматривается как результат особой организации их нервной системы, при которой, несмотря на высокую степень ганглионизации и це-фализации нервных клеток, большая часть нейронов даже у высших представителей гастропод остается сосредоточенной на периферии в виде нервных плексусов, периферических ганглиев и небольших скоплений по ходу нервов.

Впервые также показано, что периферические отделы исследованных сенсорных систем моллюсков независимо от их модальности организованы по модульному принципу. Модульная структура характерна и для интегративных центров мозга, гастропод — про-церебрумов. Установлено, что последние имеют структуру экранных центров. Описана их организация и проекционные связи.

Проведенный в лаборатории комплексный анализ морфологических, ультраструктурных и физиологических особенностей осфрадиев трех основных групп типа Mollusca показал,.что на основе малодифференцированной интраэпителиальной рецептор-ной клетки, обладающей полимодальной чувствительностью, в процессе эволюции формируются специализированные, имеющие особую ультраструктурную организацию ре-цепторные органы. Они участвуют в пищевом и сигнальном поведении животных. Выявлены также основные закономерности эволюции рецепторных клеток и всего органа. Особая роль в этом процессе отводится сформировавшемуся осфрадиальному ганглию, синаптическая организация которого в значительной мере напоминает организацию обонятельной системы насекомых и позвоночных животных. В последние годы удалось получить органотипические культуры осфрадиев пресноводных и морских моллюсков, ультраструктурный анализ которых подтвердил обнаруженные in vivo особенности ней-рогенеза осфрадиального ганглия. Получены электрофизиологические данные о чувствительности осфрадиев к аминокислотам, мочевине, сахарам и стагнантной воде. Оказалось, что в осфрадиальном ганглии в результате первичной обработки информации выделяются качественные и количественные характеристики воздействия. По морфологическим, электрофизиологическим и фармакологическим характеристикам впервые идентифицированы клетки, расположенные на поверхности осфрадия. Удалось показать, что в процессе генерации ПД участвуют ионы Са2+, а образование продленных ПД происходит за счет нарушения выходящих калиевых токов. Входящий кальциевый ток формируется за счет высокопороговых электровозбудимых кальциевых каналов L-типа. Выяснено, что осфрадий может модулировать дыхательный ритм и рилизинг гормона овуляции. В поведенческих экспериментах выявлена роль осфрадия в реакции хоминга у литоральных моллюсков, принадлежащих к различным систематическим группам. - '

Исследование организации и функционирования нейрональных сетей висцерокар-диальных рефлексов у двух видов наземных пульмонат показало, что система кардио-регулирующих нейронов у них состоит из нескольких типов клеток с различной меди-аторной специфичностью. Среди кардиостимулирующих нейронов идентифицированы серотонинергические клетки и три группы нейронов с другими нейротрансмиттерами. Обнаружено,, что однотипные нейронь1 в каждой функциональной группе включены параллельно, активируются (и частично синхронизируются) общими синаптическими

входами. Впервые у легочных моллюсков показано наличие центральных координирующих входов, обеспечивающих реципрокное управление тормозными и возбуждающими мотонейронами сердца.

Установлено и окончательно доказано существование двух управляющих путей, связывающих сердце с центральными мотонейронами: через интестинальный нерв и через паллиальные нервы. Управляющие связи через систему паллиальных нервов являются, по-видимому, основными координаторами кардиореспираторных рефлексов. Доминирующими висцерокардиальными рефлексами у наземных пульмонат являются тормозные рефлексы, организованные всего двумя мультифункциональными сенсорно-моторными нейронами висцерального ганглия. Благодаря наличию нескольких пейсмекерных зон мультифункциональные нейроны могут самостоятельно осуществлять однонейрон-ные кардиокардиальные и висцерокардиальные рефлексы. Полученные данные показали относительную функциональную консервативность и гомологичность основного набора кардиорегулирующих нейронов у брюхоногих моллюсков и позволили создать обобщенную схему нейрональной сети кардиальных рефлексов.

Наряду с этим впервые систематически исследованы пассивные электрические свойства мембраны нервных клеток беспозвоночных животных, что позволило обнаружить достоверные различия ряда показателей у нейронов разных типов. Для механочувстви-тельных клеток пиявок двух видов, (медицинской и большой ложноконской) характерны различия в величинах постоянной времени, емкости и удельного сопротивления мембраны. Идентификация чувствительных нейронов большой ложноконской пиявки была проведена впервые, полученные результаты являются пока единственными. В идентифицированных нейронах брюхоногих моллюсков достоверные отличия показаны для ! постоянной времени и емкости мембраны. Для командных нейронов пиявки (клетки Ретциуса) описано существование афферентного способа активации. Показано также, что величины постоянной времени и емкости м<ембранц нейронов коррелируют со способностью к формированию следовых потенциалов после ..о^цшочной и ритмической " стимуляции. Клетки с большими значениями эт^х параметров проявляют большую склонность к формированию длительных следовых изменений мембранного потенциала. В то же время характер следовых изменений мембранного потенциала определяется также типом фоновой активности нейрона.. Связь между пассивными электрическими характеристиками и склонностью к формированию длительных следовых изменений мембранного потенциала в большей степени присуща клеткам с редкой фоновой активностью, либо фоновомолчащрм, чем нейронам с высокой фоновой частотой разрядов. Исследование Механизма длительной следовой гиперполяризации выявило двуфазность этого процесса. Первая фаза связана с изменениями калиевой проницаемости, вторая — ^ с активацией натрий-калиевого насоса, с Обнаружено и то, что изменения следовых потенциалов функционально идентифицированных нейронов брюхоногих моллюсков зависят от их принадлежности к определенному уровню регуляции в сети управления висцерального рефлекса. В кардиореспи-раторной системе брюхоногих моллюсков прослежены изменения динамики мембранного потенциала при прямой и синаптической активации для командных нейронов пнев-мостома и системы эфферентных кардиорегулирующих нейронов. Командные клетки обнаруживают четко выраженную реакцию привыкания при раздражении постоянным током. В то же время для командных нейронов пневмостома виноградной улитки и их гомологов у гигантской африканской улитки характерна и выраженная фасилитация бифазных постсинаптических потенциалов в эфферентных органах (мышцах пневмостома, сердца, мантии) при повторной-стимуляции. Впервые обнаружено, что фасили-

тация в эфферентном звене при стимуляции каждого гигантского нейрона (в условиях раздельной и совместной активации) развивается независимо.

В результате длительной и кропотливой работы впервые проанализированы и классифицированы типы следовой деполяризации мембраны миокарда гигантской африканской улитки для трех групп кардиостимулирующих нейронов. Установлено, что эти нейроны обладают разной медиаторной специфичностью, отличаются электрофизио-логйческими, морфологическими особенностями и способностью к формированию следовых потенциалов. ••<

В настоящее время электрофизиологическими и морфологическими методами на ме-диодорсальной поверхности 3-го грудного ганглия таракана идентифицирована группа клеток, соматическая мембрана которых обладает электрической возбудимостью. Каждый из этих непарных нейронов имеет ветвящийся аксон, отростки которого проецируются в симметричные боковые нервы правой и левой сторон ганглия. Топография этих многоотростковых нейронов позволяет думать об их регулирующей функции, осуществляемой параллельно с регулирующим влиянием вегетативной системы непарного нерва.

Особый интерес представляет то, что аксон октопаминергического нейрона сверчка не образует синапсов с мышечными волокнами разгибателя, а выдерет октопамин прямо в мышцу. В данном случае октопамин выступает как нейромодулятор нервно-мышечного синапса. Однако функция идентичных клеток у таракана окончательно не установлена.

Обсуждая вопрос о взаимодействии двух уровней интеграции в нервной системе насекомых, следует отметить, что сегментарные рефлексы не обязательно должны запускаться только со своего рецептивного поля. Так, например, тонические рефлексы поддержания позы могут реализоваться за счет влияний, исходящих из мозга, который образует высший уровень интеграции. При этом, как указывал А. А. Ухтомский, низший уровень интеграции используется как «...конечный путь... ради и в интересах осуществления рефлекторных актов более высокого этажа» [28, с. 229]. В результате создается большая вариантность запуска нейронов сегментарного моторного центра. Иными словами, одни и те же рефлексы низшего уровня могут быть использованы в нескольких видах поведения и входить в различные комплексы фиксированных действий.

Summary

Nozdrachev A.D., Zhuravlev V.L., Zaitseva O.V., Kamardin N.N., Lapitskij V. P., Nikitin S.O., Safonova T. A., Bugaj V. V. The invertebrate neurophysiology in laboratory of physiology of nervous system in A. A. Ukhtomski Institute of Physiology of St.-Petersburg university.

The basic experimental data about features of morphofunctional organization and mechanisms of integration in nervous system of several groups of invertebrates are given: 1) new representations about cy-tophysiological organization of sensory systems and brain of molluscs are consistently stated; 2) structures and functioning of snail's osphradium systems; 3) mechanisms of viscerocardial reflexes in land gastropods; 4) interactions between head and segmental ganglia in regulation of muscular activity and analysis of the acoustic information in insects; 5) mechanisms of post-stimulus processes in neurons of invertebrates.

Литература

1. Бронштейн А, А. Обонятельные рецепторы позвоночных. JI.,1977. 2. Винников Я. А. Эволюция хеморецепции //.Архив анат. эмбриол. и гистол. 1987. Т. 93, N* 11. С. 5-26. 3. Журавлев В. Л. Механизмы нейрогуморального контроля сердца гастропод // Журн. эвол. биохимии и физиол. 1999. Т. 35. Вып. 2. C.4J5-77. 4. Зайцева О. В. Распределение афферентных элементов в центральной нервной системе сби;«повапйсго йруДовккз' // Архив аиат. змбриол. я гистол. 1981. Т, 81. Д* 11. С. 35-42. 5. Зайце-

ее О. В. Нейроны центральной нервной системы, иннервирующие губы и область рта у обыкновенного прудовйкй' // Архив анат. эмбриол.' и гиСтол. 1986. Т. 91^0^7. С. 20-28. 6. Зайцева О. В. Структурная Организация сенсорных систем улитки // Журн. высшей нервной-деятельности. 1992. Т. 42, №6. С. 1132-1149. 7к Зайцева О. В. Структурная организация рецепторных элементов и органов наземного моллюска'Pomoiios elegans (Prûsobranchia) II Морфология. 1996. T. 110, N* 3. С. 83-89. 8. Зайцева О. В. Принципы структурной организации хемосенсорных систем пресноводных брюхоногих моллюсков // Морфология. 1998. Т. 114, № 5. С. 7—18- 9. Зайцева О. В. Структурная организация сенсорной системы статоцистов переднежаберных моллюсков // Сенсорные системы. 1999а. Т. 13, №2. С. 99-109. 10. Зай-

\ \\\ \ \\ V N v VANVV %W\\W V WVV

цева О. В. Процеребральный отдел обонятельного анализатора наземных моллюсков: структурные аспекты межнейрональных взаимодействий// Сенсорные системы. 19996. Т. 13, X» 1. С.42-:52. XI. Зайцева О. В. Доминантные структурно-функциональные адаптации дистантных хемосенсорных систем в филогенезе брюхоногих моллюсков // Рос. физиол. журн. 2000а. Т. 86, Я» 8. С. 995-1006. 12. Зайцева О. В. Характеристика нейронального состава, пластичность и возрастные особенности структурной организации процеребрумов наземных моллюсков // Журн. эвол. биохим. и физиол. 20006. Т. 36, №3. С. 246-253. 13. Зайцева О. В. Проекционные связи и гипотетическая схема организации процерабру-ма наземных моллюсков // Журн. эвол. биохим. и физиол. 2000в. Т. 36, №5. С<-470-483. 14. Зайцева О. В., Дробышева И.М., Ноздрачев А. Д. Структурные основы регуляции дыхания и водно-солевого обмена у брюхоногих моллюсков: афферентное звено // Тезисы Междун. конф., посвященной 75-летию со дня рождения А. М. Уголева «Механизмы функционирования висцеральных систем», СПб., 14-16 марта 2001. СПб., 2001. С. 132-133. 15. Зайцева О. В., Ковалев В. А., Соколов В. Â. Исследование церебрального отдела зрительной сенсорной системы легочных моллюсков // Нейрофизиология. 1982. Т. 14, №2. С. 179-184. 16. Зайцева О. В., Шувалова H. Е., Ковалев В..А. Морфо-функциональное исследование центральных отделов хемосенсорной системы головных щупалец обыкновенного прудовика // Журн. эвол. биохим. и физиол. 1987. Т. 23, №3. С. 305-313. 17. Камардин H. Н., Соколов В. А. Исследование строения и функциональных свойств осфрадиума прудовика // Механизмы сенсорной рецепции. Пущино, 1977. С. 65-70. 18. Ковалев В. А., Зайцева О. В., Бочарова Л. С. Морфологическая и функциональная характеристики статоцистов легочных моллюсков // Журн. эвол. биохим. и физиол. 1981. Т. 17, Xs 1. С. 18-24. 19. Кружалов Н. Б. Природные аминокислоты как обонятельные раздражители у некоторых земноводных // Сенсорные системы. Обоняние и вкус. JL, 1980. С. 60-72. 20. Кэндел Э. Клеточные основы поведения. М., 1980. 21. Ноздрачев А. Д., Чернышева М.П. Висцеральные рефлексы. Л., 1989. 22. Ноздрачев А. Д., Баженов Ю.И., Баранникова И. А. и др. Начала физиологии: Учебник для вузов. СПб., 2001. 23. Плотникова С. И. Эффекторные нейроны с несколькими аксонами в брюшной нервной цепочке саранчи Locusta migratoria fj Журн. эвол. биохим. и физиол. 1969. Т.5, К*2. С.339-341. 24. Сахаров ДА. Генеалогия нейронов. М., 1974, 25. Сеченов И. М. Элементы мысли // Избранные труды. М., 1935. 26. Соколов В. А., Камардин Н.Н., Зайцева О. В. и др. Осфрадиальная сенсорная система брюхоногих моллюсков // Сенсорные системы. Л., 1980. С. 159-176. 27. Ухтомский А. А. Учение о доминанте // Собр. соч.: В 5 т. Т. 1. Изд-во Ленингр. ун--га, 1950. 28. Ухтомский А-А. Система рефлексов в восходящем ряду // Собр. соч.: В 5 т. 1954. Т. 5. С. 228-231. 29. Blenau W., Erber J. Behavioral pharmacology of dopamine, serotonine and "putative amin-ergic ligands in the mushroom bodies of the honeybee (Apis meflifera) // Behavioral Brain Research. 1998. Vol.96. P. 115-124. 30. Blenau W., Schmidt M., Falsen D., Schurmann F. W. Neurons with dopamint-like immunoreactivity target mushroom body Kenyon cell somata in the brain of some hymenopteran insects // Intern. J. Insect Morph. and Embriol. 1999. Vol.28. P.203-210. 31. Boyan G. S., Williams J. D. L. Auditory neurons in the brain of cricket Gryllus bimaculatus ascending interneurons //J. Insect Physiol. 1982. Vol. 144. P. 117-125. 32. Croll P. P. Distribution of monoamines within the central nervous system of the juvenile pulmonat snail, Achatina fulica // Brain Research. 1988. Vol.460. P.29-49. 33. Davis N. T., Alanis J. Morphological and electrophysiological characteristics of a dorsal unpaired median neuron of the cricket Acheta domesticus // Сотр. Biochem. Physiol. 1979. Vol.62 F. P.777-778. 34. De Vlieger T. A., Kits K. S., Ter Maat A. e. a. Morphology and electrophysiology of the ovulation hormone producing neuroendocrine cells of the freshwater snail Lymnaea stagnalis (L.) // J. Exp. Biol. 1980. Vol.84. P.259-271. 35. De Wilt G., Li K. W., van Minnen J. e. a. Neuroendocrine control of hydromineral regulation in the freshwater snail Lymnaea stagnafis // Molluscan Neurobiology. Amsterdam, 1991. P. 335-339. 36. Doving К. В., Holmberg K. A note on the function of the olfactory organ of the hagfish Myxine glutinosa // Acta Physiol. Scand. 1974. Vol.91. P.430-432. 37. Duch C., Buscherges A., Pfluger H. J. Differential activation of ÇUM neurons during flight-like behaviour in the locust // Gôttingen Neurobiol. Report. Stuttgart, 1997. P. 273. 38. Evans P. О., О'Shea M. The identification of an octopaminergic neuron and the modulation of myogenic rhythm in the locust // J. Exp. Biol. 1978. Vol. 73. P. 235-260. 39. Goto T., Ku B. S., Takeuchi H. Axonal pathways of giant neurons identified in the right parietal and visceral ganglia in the suboesophageal ganglia of an African Giant snail (Achatina fulica Ferussac) // Сотр. Biochem. Physiol. 1986. Vol. 83A. P.93-104. 40.'Gros H., Horner M., Runge L., Schurmann F. W. Prothoracic DUM neurons of the cricket

Gryllus bimaculatùs responses to natural stimuli and activity in walking behaviour // J.CoTp. Physiol. 1990. Vol. 166A, P. 901-914. 41. Hanstrôm B. Uber die sogenannten Intelligenzspharen des Molluskengehirus und Innervation des Tentacla yon Helix // Acta Zool. Stockh. 1925. Bd 6. S. 183-215. 42. Hara T. J. Olfaction in fish If Progr.' Neurobiol. 1975. Vol.5. P.271-335. 43. Harrigan J. F., Crow T. J., Kuzirian A. M., Alkon D. Behavioral electrophysiological and morphological investigation of statocyst function in the nudibranch mollusc Hermissenda crassicomiss // Biol. Bull. 1986. Vol.170. P.305-320. 44. Hoyle G. Evidence that insect dorsal unpaired median (DUM) neurons are octopaminergic // J. Exp. Zool. 1975. Vol. 193. P.425-431. 45. Hoyle G., Dag an D. Physiological characteristics and reflex activation of DUM (octopaminergic) neurons of locust metathoracic ganglion // J. Neurobiol. 1978. Vol.9. P. 59-79. 46. Janse C. The function of the statocyst sensory cells in Aplysia limacina // J. Comp. Physiol. 1983. Vol.150. P. 359-370. 47. Jansen R. F., Ter Maat A., Bos N. P. A. Membrane mechanism of neuroendocrine caudo-dorsal cell inhibition by the ring neuron in the pond snail Lymnaea stagnalis // J. Neurobiol. 1985. Vol. 16, N 1. P. 15-26. 48. Jones R. F.y Rosser S. J., Bullock A. G. M. Glutamate suppression of feeding and the underlying output ofeffec-tory neurons in Helisoma // Brain Res. 1987. Vol.437, N 1. P.50-68. 49. Kalogianni E., Pfluger H.J. The identification of motor and unpaired median neurons innervating the locust oviducts //J. Exp. Biol. 1992. Vol. 168'. P. 177-198. 50. Kamardin N.. N. The electrical responses of osphradial nerve and central neurons to chemical stimulation of Lymnaea osphradium // Neurobiology of Invertebrates. Simple and Complex Regulatory Systems. Budapest, 1996. P. 315-320. 51. Kamardin N. N., Szucs A., S.-Rozsa K. The osphradial multisensory system of Lymnaea stagnalis L. // Proc. 25th Gottingen Neurobiol. Conf. Vol. 11. Gôttingen, 1997. P. 845. 52. Lindemann B. Taste reception // Physiol. Rev. 1996. Vol.76, N 3. P.718-766. 53. Mol J. J. van. Étude morphologique et phylogénétique du ganglion céreboide des Gastéropodes Pulmonés (Mollusques) // Mém. Acad. Roy. Belgique. (Cl. sci). 1967. Vol 37. P. 1-168. 54. Nezlin L.P., Moroz L. L, Eloffson R. e. a. Immunolabelled neuroactive substances in the osphradium of the pond snail Lymnaea stagnalis // Çell Tissue Res. 1994. Vol. 275. P. 269-275. 55. Nezlin L. P. Primary sensory neurons and their central projections in the pond snail Lymnaea stagnalis // Acta Biol. Hung. 1995. Vol. 46, N 2-4. P. 305-313. 56. Orchard J. Octopamine in insect: neurotransmitter, neurohormone and neuromodulator // Canad. J. Zool. 1982. Vol.60. P.659-669. 57.Pollack A. J., Ritzmann R. E., Westin J. Activation of DUM cell interneurons by ventral giant interneurons in the cockroach Periplaneta americana //J. Neurobiol.-1988. Vol.19. P. 489-497. 58. Salanki J., S.-Rozsa K. Interaction of opioid peptides and low-molecular-weight neurotransmitters in Helix neurons // Handbook of Comparative Opioid and Related Neuropeptide Mechanisms. Vol.11. 1986. P. 103-113. 59. Smith P. J. S. Cardiac output in the Mollusca: scope and regulation. Experientia. 1987. Vol.43, N 9. P.956-965. 60. Sombati S., Hoyle G. Central nervous sensitization and dishabituation of reflex action in an insect by the neuromodulator octopamine // J. Neurobiol. 1984. Vol. 15. P. 455-480. 61. S.-Rozsa K. Neuronal network underlying the regulation of heart beat in Helix pomatia L. // Neurobiology of Invertebrates / Ed. by J. Salanki. Budapest, 1976. P. 597-613. 62. S.-Rozsa K. Analysis of the neural network regulating the cardio-renal system in the central nervous system of Helix pomatia L. // Amer. Zool. 1979. Vol.19. P. 117-128. 63. S.-Rozsa K. Two types of reorganization in multifunctional neural networks of Helix pomatia L. // Acta Biol. Hung. 1995. Vol.46. P. 247-262. 64. S.-Rozsa K., Rubakhin S. S., Szucs A. e. a.'Met-enkephalin and morphiceptin modulate a GABA-induced inward current in the CNS of Lymnaea stagnalis L. // Gen. Pharm. 1996. Vol. 27, N 8. P. 1337-1345. 65. Stevenson P. P., Kutsch W. Demonstration of functional connectivity of the flight motor system in all stages of the locust // J. Comp. Physiol. A. 1988. Vol. 162. P. 247-259. 66. Tschachotin S. Die Statocyste der Heteropoden // Z. Wiss. Zool. 1908. Bd 90. S. 343-422. 67. Watson A. H. D. The dorsal unpaired neurons of the locust ■»etathoracic ganglion: neuronal structure and diversity and synapse distribution // J. Neurocytol. 1984. Vol.13. P. 303-327. 68. Wedemeyer H., Schild D. Chemosensitivity of the osphradium of the pond snail Lymnaea stagnalis fj J. Exp. Biol. 1995. Vol. 198. P. 1743-1754. 69. Wedemeyer S., Roeder T., Gewecke M. Pharmacological characterization of a 5-HT receptor in locust nervous tissue // Europ. J. Pharmacol. 1992. Vol.223. P. 173-178. 70. Zhuravlev V., Bychkov R., Kadirov S., Diakov A., Safonova T. Cardioexcitatory neurons in the snail Achatina fulica // J. Hirnforsch. 1997. Vol.38, N 3. P.279-290. 71. Zhuravlev V. L., Bychkov R. E., Safonova T. A. Multifunctional neurons of the Helix heart // Comp. Biochem. Physiol. 1993^ Vol. 104A, N 3. P.537-549. 72. Zhuravlev V.L., Bugaj V. V., Safonova T.A., Kodirov S.A. New cardioinhibitory neurons and new type of inhibitory postsynaptic potentials in the heart of giant African snail, Achatina fulica // Abstracts of XXXIII Intern. Congress of Physiol. Sci. N P072.ll. S.-Petersburg, "P.324. TS. Zhuravlev V., Bugaj V., Safonova T., Senkov O., Kodirov S. The chronoinotropic eïïects of new regulatory input to the heart of land pulmonates // Acta biol. Hung. 1999. Vol. 50(3-1). P. 309-318.

Статья поступила в редакцию 16 января 2003 г.