CC BY
178
Генетически обусловленные формы патозооспермии. Обзор литературы и результаты исследований
Е.Е. Брагина1' 2, Т.М. Сорокина1, Е.А. Арифулин2, Л.Ф. Курило1
ФГБНУ«Медико-генетический научный центр»; Россия, 115478, Москва, ул. Москворечье, 1; 2НИИфизико-химической биологии им. А.Н. Белозерского ФГОУВПО «Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова»; Россия, 119992, Москва, Ленинские горы, 1, стр. 40
Контакты: Елизавета Ефимовна Брагина [email protected]
Генетические факторы (хромосомные аберрации и точечные мутации) являются причиной бесплодия у 10—15 % мужчин с нарушением фертильности. Гомогенные структурно-функциональные дефекты сперматозоидов при тотальной терато- или асте-нозооспермии — редкие случаи генетически обусловленной мужской инфертильности, относящиеся к аутосомно-рецессивным заболеваниям. Описаны четыре типа синдромной спермопатологии. Первый тип — первичная цилиарная дискинезия (ПЦД) у мужчин с тотальной астенозооспермией. Поражаются структуры аксонемы (микротрубочки, динеиновыеручки, радиальные спицы). Выявлено более 20хромосомных локусов, ответственных за развитие ПЦД. Второй тип — дисплазия фиброзной оболочки жгутиков сперматозоидов у мужчин с астенозооспермией. В укороченных и утолщенных жгутиках сперматозоидов наблюдают дезорганизацию вертикальных колонн и поперечных реберных фибрилл фиброзной оболочки. Кандидатные гены — гены семейства ACAP. Третий тип — глобулозооспермия у мужчин с тератозооспермией — характеризуется наличием сперматозоидов с круглыми головками, первичным отсутствием акросомы и дезорганизацией среднего отдела жгутика. Найдены мутации или делеции генов SPATA16, PICK1 и DPY19L2. Четвертый тип — синдром ацефалических сперматозоидов у мужчин с терато-зооспермией (микроцефалией), аномалии развития при спермиогенезе соединительного участка и проксимальной (морфологически нормальной) центриоли.
В 2012—2014 гг. нами проведено исследование ультраструктуры 2267 образцов спермы мужчин с нарушением фертильности. Выявлено 7случаев глобулозооспермии, 13 — дисплазии фиброзной оболочки, 1 — ацефалических сперматозоидов. Отсутствие динеи-новых ручек аксонемы (ПЦД) обнаружено у 1 пациента, другой вариант ПЦД (отсутствие радиальных спиц аксонемы) — у 3. Проблема генетически обусловленных форм патозооспермии должна учитываться при применении вспомогательных репродуктивных технологий. Отсутствие полных данных по этиологическим факторам синдромной спермопатологии, немногочисленность случаев успешного применения вспомогательных репродуктивных технологий у таких пациентов не позволяют в полной мере оценить степень генетического риска.
Ключевые слова: спермограмма, ультраструктура сперматозоидов, первичная цилиарная дискинезия, дисплазия фиброзной оболочки, глобулозооспермия
DOI: 10.17650/2070-9781-2015-16-3-29-39
Genetically determined patozoospermia. Literature review and research results
E.E. Bragina1,2, T.M. Sorokina1, E.A. Arifulin2, L.F. Kurilo1
Medical Genetic Research Center; 1 Moskvorech'e st., Moscow, 115478, Russia;
2A. N. Belozersky Institute of Physico-Chemical Biology, M. V. Lomonosov Moscow State University;
1 bld. 40 Leninskie Gory st., Moscow, 119992, Russia s
•a
Genetic factors (chromosomal aberrations and point mutations) are the cause of infertility in 10—15 % of men with impaired fertility. Ho- £
mogeneous structural and functional defects in the sperm or the total terato-, asthenozoospermia — rare cases of genetically determined я
male infertility, are autosomal recessive diseases. Currently, described 4 types of«syndromic» spermopatology. 1. Primary ciliary dyskinesia £
(PCD) in men with total asthenozoospermia. Affects axoneme structures (microtubules, dynein arms, radial spokes). It identified more than "
20 chromosomal loci responsible for the development of the PCD. 2. Dysplasia of the fibrous sheath of sperm tail in men with asthenozoo- e
spermia. The shortened and thickened sperm tail observed with disorganization of vertical columns and cross ribs of the fibrous sheath. —
Candidate genes — genes family ACAP. 3. Globozoospermia in men with teratozoospermia characterized by the presence of sperm with round s
heads, primary lack of acrosome and disorganization middle part of the flagellum. Found mutations or deletions of genes SPATA16, PICK1 в.
and DPY19L2. 4. Syndrome decapitated spermatozoa in men with teratozoospermia (microcephaly). Abnormalities in the spermiogenesis =
development of connecting part jf the tail and proximal (morphologically normal) centrioles. " In 2012—2014 years we have studied the ultrastructure of 2267 semen samples of men with impaired fertility. Globozoospermia revealed in 7 patients, dysplasia of the fibrous sheath — 13, decapitated sperm — in one. PCD was revealed in 4 patients (lack of axoneme dynein arms was found in 1 patient, absence of axoneme radial spokes — in 3 patients.
The problem of genetically determined patozoospermya must be taken into account when the assisted reproductive technologies practises. There are few cases of successful assisted reproductive technologies with sperm of these patients. We don»t know the etiological factors of syndromic spermopatologe, so we cannot determine the degree of genetic risk.
Key words: semen investigation, sperm ultrastructure, primary ciliary dyskinesia, dysplasia of the fibrous sheath, globozoospermia
E
W
E
Введение
Выбор методов лечения мужского бесплодия зависит от правильного выявления причин, лежащих в основе нарушений фертильности. Основным методом первичной диагностики является традиционный метод исследования эякулята — спермограмма [1], позволяющий поставить предварительный диагноз и наметить пути дальнейшего обследования. Морфология сперматозоидов, наряду с концентрацией и подвижностью, является одним из основных параметров, определяющих оплодотворяющую способность спермы. Морфологию сперматозоидов исследуют на мазках эякулята, основные критерии нормальных сперматозоидов определяют по морфометрическим параметрам головки, соединительного участка и жгутика [1]. Корреляция морфологии сперматозоидов с биологическими тестами позволила идентифицировать понятие «нормальный сперматозоид» [2]. Нормальный сперматозоид должен иметь овальную головку длиной 5—6 мкм и шириной 2,5—3,5 мкм, нормальную акросому с ровными краями, покрывающую около 2/3 головки сперматозоида, жгутик длиной около 50 мкм.
Внедрение строгих морфологических критериев было существенно для определения оплодотворяющей способности сперматозоидов при применении репродуктивных технологий. Однако эти данные не могут пролить свет на клеточные основы фертилизационной некомпетентности клеток из-за ограниченных возможностей светооптической микроскопии. Изучение сперматозоидов с помощью трансмиссионной электронной микроскопии (ТЭМ) позволяет дать более точную характеристику аномалий морфологии сперматозоидов, отражающих их функциональную недостаточность.
Ультраструктурная спермопатология — это дисциплина, которая характеризует структурные и функциональные нарушения сперматозоидов. Эта дисциплина помогает объяснить механизмы фертилизационной неэффективности сперматозоидов, дифференцировать генетически обусловленные фенотипы от приобретенных, позволяет предложить стратегию осуществления оплодотворения и в будущем разработать терапевтические подходы к достижению фертильности [3]. Спермопатология представляет собой частный случай генеральной концепции клеточной патологии, разработанной Р. Вирховым, который обосновал идею о том, что в основе всех заболеваний лежат патология клетки и особенности структуры и функции клеточных органоидов.
Популяция сперматозоидов у подавляющего большинства мужчин гетерогенна, нормативный показатель содержания морфологически нормальных сперматозоидов — 4 % [1]. С точки зрения концепции ультраструктурной спермопатологии могут быть идентифицированы две основные формы аномальных сперматозоидов. В первом случае наблюдаются гетерогенные изменения морфологии сперматозоидов. В эякуляте здоровых фертильных мужчин и подавляющего большинства пациентов с нарушенной фер-тильностью можно найти самые разнообразные морфологические варианты. На ультраструктурном уровне обнаруживаются различные вариации структуры хроматина, морфологии и расположения акросомы, ультраструктуры аксонемы и периаксонемных структур жгутика. Во втором случае мы можем говорить о гомогенной тератозооспермии. В некоторых образцах спермы характерное для данного образца нарушение морфологии выявляется в подавляющем большинстве либо тотально во всех сперматозоидах. Эти атипии могут быть названы системными или синдромными, так как фенотип сперматозоидов не меняется со временем, не поддается терапевтической коррекции и сходен с атипиями пациентов с аналогичными нарушениями фертильности. В данном случае аномалии носят семейный характер и имеют доказанное (или предполагаемое) генетическое происхождение. Мы остановимся на четырех типах синдромной патологии: первичная цилиарная дискинезия (ПЦД) у мужчин с тотальной астенозооспермией [4—6]; дисплазия фиброзной оболочки (ДФО) жгутиков сперматозоидов у мужчин с астенозооспермией; глобулозооспермия у мужчин с тератозооспермией; синдром ацефаличе-ских сперматозоидов у мужчин с тератозооспермией (микроцефалией).
Первичная цилиарная дискинезия у мужчин с астенозооспермией
Прежде чем дать оценку патологическим изменениям, коротко остановимся на описании нормальной морфологии аксонемы жгутика, которая занимает его центральную часть (рис. 1, 2). Аксонема расположена под плазматической мембраной жгутика и состоит из девяти двойных микротрубочек (которые также называются дуплетами), расположенных по окружности вокруг двух одинарных микротрубочек, лежащих в центре. Такая структура носит название 9 + 2 и характерна для жгутиков и ресничек всех эукариотиче-
АНДРОЛОГИЯ
И ГЕНИТАЛЬНАЯ ХИРУРГИЯ
ANDROLOGY
AND GENITAL SURGERY
3
Рис. 1. Схема аксонемы. 1 — периферические дуплеты микротрубочек, состоящие из полной микротрубочки А (1А) и неполной микротрубочки Б (1Б); 2 — динеиновые ручки; 3 — нексиновые мостики; 4 — радиальные спицы; 5 — центральная пара микротрубочек
чивает скользящее движение микротрубочек, лежащее в основе ундуляции жгутика. Микротрубочки прикреплены к проксимальной центриоли непосредственно под головкой сперматозоида и тянутся от шейки сперматозоида до кончика жгутика.
ПЦД — аутосомно-рецессивное заболевание, отличающееся широкой генетической гетерогенностью. При ПЦД поражаются структуры аксонемы ресничек и жгутиков (микротрубочки, динеиновые ручки) (рис. 3). Основная патология, описанная при ПЦД, — бронхо-легочные заболевания респираторного тракта, связанные с инфицированием и бронхоэктазами из-за нарушения или полного отсутствия подвижности ресничек.
При ПЦД характерны частые головные боли из-за отсутствия ресничек в желудочках мозга, что ведет к уменьшению циркуляции спинномозговой жидкости. Кроме того, у половины пациентов с ПЦД наблюдают situs inversus, возможно, из-за отсутствия подвижности ресничек в зародышевом узелке Гензена, который ответственен за однонаправленное движение жидкости эмбриона, что определяет право- и левостороннюю симметрию [7]. Распространенность ПЦД — 1/10 000— 1/20 000 новорожденных [8].
У мужчин наблюдается снижение фертильности вследствие абсолютного отсутствия подвижности сперматозоидов или аномалий эфферентных семявыно-сящих протоков с ресничным эпителием. При спермио-логическом исследовании макроскопические показатели эякулята (объем, кислотность, вязкость, цвет), показатели концентрации и содержания сперматозоидов нормальной морфологии соответствуют нормативным.
Исторически ПЦД впервые описана в 1904 г. как сочетание бронхоэктазов и situs inversus (изменение
Рис. 2. Поперечный срез через жгутик нормальной морфологии: а — срез через основной отдел жгутика; б — срез через средний отдел жгутика; 1 — периферические дуплеты микротрубочек аксонемы с динеиновыми ручками; 2 — центральная пара микротрубочек аксонемы; 3 — митохондрии; 4 — наружные плотные фибриллы; 5 — фиброзная оболочка (ФО) жгутика
ских организмов. Каждый периферический дуплет состоит из полной микротрубочки (субъединица А) и примыкающей к ней неполной микротрубочки (субъединица В). От субъединицы А каждого дуплета в сторону субъединицы В следующего по часовой стрелке дуплета отходят выросты, состоящие из белка динеи-на, так называемые динеиновые ручки, наружная и внутренняя. Дуплеты соединены тонкими нексино-выми (по названию белка) мостиками, в сторону центральной пары микротрубочек отходят радиальные спицы. Часть белков обладает аденозинтрифосфатаз-ной активностью. Вся эта сложная структура обеспе-
Е га Е
Рис. 3. Поперечный срез через основной отдел жгутика сперматозоида пациента с ПЦД: 1 — периферические дуплеты микротрубочек без динеиновыхручек; 2 — центральная пара микротрубочек; 3 — ФО
Е га Е
симметрии внутренних органов, правостороннее сердце). В 1933 г. было описано заболевание, сочетающее situs inversus, бронхоэктазы и синуситы. Оно получило название «синдром Картагенера» — по имени автора [9]. Развитие методов электронной микроскопии позволило идентифицировать аномалии ультраструктуры аксонемы — отсутствие динеиновых ручек либо центральной пары микротрубочек [4]. В связи с новыми данными заболевание получило название «синдром неподвижных ресничек». B.A. Afzelius и R. Eliasson [4] продемонстрировали связь мужского бесплодия в частой ассоциации с хроническими респираторными заболеваниями с генетически обусловленным дефицитом динеина аксонемы и, соответственно, с нарушением ее ультраструктуры. В 1988 г. C.M. Rossman и M.T. Newhouse [10], исходя из того, что часть ресничек и жгутиков может сохранять некоторую подвижность, предложили более общее название, отражающее цилиарную природу заболевания, — «синдром ПЦД». Синдром Картагенера считается частным случаем ПЦД.
Традиционным тестом для выявления ПЦД долгое время служила ТЭМ, которая позволяет выявить отсутствие наружных или внутренних динеиновых ручек, отсутствие центральной пары микротрубочек или радиальных спиц, изменение расположения микротрубочек.
В последние годы интенсивно развиваются моле-кулярно-диагностические методы диагностики ПЦД. Излюбленным модельным объектом для изучения молекулярной композиции аксонемы служит одноклеточная двужгутиковая водоросль рода Chlamydomonas. Удобство изучения этой модели обусловлено тем, что мейоз Chlamydomonas происходит в зиготе непосредственно после оплодотворения и большую часть жизненного цикла она существует в гаплоидном состоянии, что облегчает исследование генов, кодирующих белки аксонемы. Исследование мутантных форм Chlamydo-monas позволило получить данные о молекулярной архитектуре аксонемы, хотя некоторые белки и механизмы регуляции отличаются от таковых в сперматозоидах млекопитающих [11]. У Chlamydomonas reinhardtii определены более 200 белков аксонемы. С помощью 0-мутаций идентифицировано 25 локусов, участвующих в сборке аксонемы, и 52 локуса, нарушающих подвижность [12].
Гены, кодирующие белки аксонемы, выявленные при изучении Chlamydomonas, являются кандидатными для ПЦД. С 1999 по 2011 г. с помощью генетических подходов (исследование групп сцепления методом гомозиготного картирования), протеомного анализа и сек-венирования (в основном секвенирования по Сэнгеру) было выявлено 16 мутаций в кандидатных генах ПЦД. С 2011 г. благодаря использованию методов полноэк-зомного и полногеномного секвенирования были опи-
саны мутации еще в 18 генах. Большинство мутаций (85 %) приводят к потере функций белка (нонсенс-мутации, сдвиг рамки считывания, дефектный сплайсинг). Примерно 15 % мутаций — это консервативные миссенс-мутации, при которых происходит замена одного основания другим. Как упоминалось выше, ПЦД является генетически гетерогенным заболеванием. Наиболее распространены мутации двух генов — DNAI1 и DNAH5. Большинство выявленных мутаций было обнаружено либо у одного конкретного пациента, либо в пределах одного семейства [13].
Гены DNAI1 и DNAH5 кодируют белки наружных динеиновых ручек аксонемы. Мутации DNAI1 обнаружены у 14 % пациентов с ПЦД [14]. Другой идентифицированный ген, DNAH5, описан при использовании гомозиготного картирования и анализа групп сцепления в семействе с близкородственными браками [15]. DNAH5 кодирует основной моторный белок наружных динеиновых ручек аксонемы. Мутации этого гена выявлены более чем у 25 % пациентов с ПЦД [16].
Более редко обнаруживаются мутации генов DNAI2, DNAL1 и TXNDC3 [17]. Выявлены мутации генов, кодирующих факторы сборки динеиновых ручек, — CCDC114 [18] и CCDC151 [19]. Гены RSPH9 и RSPH4A, кодирующие белки радиальных спиц аксонемы, были определены методом гомозиготного картирования в бедуинском семействе при множественных родственных браках [20]. Мутация RSPH1 встречается у пациентов с ПЦД при дефекте радиальных спиц и центральной пары микротрубочек [21].
В построении аксонемы участвует большое количество белков. Есть белки, общие для ресничек эпителиальных клеток и для жгутиков сперматозоидов. У пациентов, гомозиготных по мутациям этих генов, наблюдается полный набор симптомов ПЦД — брон-холегочные заболевания, изменения симметрии внутренних органов, неподвижность сперматозоидов. Другие белки аксонемы являются тканеспецифичны-ми, и мутации в кодирующих генах вызывают мозаич-ность симптомов цилиопатии. Мутации гена DNAH1, кодирующего тяжелую цепь белка внутренних динеи-новых ручек, выявили M. Ben Khelifa и соавт. [22] у 20 пациентов с бесплодием и тотальной астенозоо-спермией при отсутствии симптомов бронхолегочных заболеваний. Похожие данные получены на модельной системе: у мышей, нокаутных по гену Mdhc7, кодирующему две тяжелые цепи динеина внутренних динеино-вых ручек, выявлено снижение подвижности сперматозоидов и ультраструктурные аномалии, аналогичные человеческим [23].
В некоторых случаях возможно проявление изолированных симптомов ПЦД у гетерозигот. У 3 из 90 пациентов с астенозооспермией обнаружены гетерозиготные мутации генов DNAI1, DNAH5 и DNAH11 при отсутствии других симптомов [24].
Последствия применения интрацитоплазматиче-ской инъекции сперматозоида (ИКСИ) при ПЦД практически неизвестны в силу редкости как самого заболевания, так и успешного рождения детей после ИКСИ (около 20 опубликованных случаев по версии PubMed). Ранее, до эры ИКСИ, пациенты с андроло-гическими проявлениями ПЦД не получали потомство в силу естественных причин. ПЦД — аутосомно-рецес-сивное заболевание, проявление симптомов возможно только у гомозигот или смешанных гетерозигот, т. е. когда изменены оба аллеля одного гена. Это снижает риск заболевания у детей, рожденных после ИКСИ, но увеличивает вероятность накопления мутаций в популяции, что, соответственно, увеличивает вероятность гомозиготности по мутированным генам для отдаленных потомков [25, 26].
Дисплазия фиброзной оболочки жгутиков у мужчин с астенозооспермией
ФО окружает аксонемы в наиболее протяженном основном отделе жгутика сперматозоида. Фиброзный слой состоит из дорсальной и вентральной колонн, соединенных поперечными ребрами, как показано на рис. 2 и 4 [27]. Колонны развиваются во время ранних этапов сперматогенеза, а ребра появляются позже и развиваются на поздних этапах [28]. Раньше считалось, что фиброзный слой нужен исключительно для модуляции изгиба жгутика у особей с внутренним оплодотворением. Однако растущее количество данных о присутствии в этой структуре белков, участвующих в обеспечивающих движение сигнальных путях и метаболизме, позволяет сделать предположение о другой, дополнительной роли фиброзного слоя. Методы молекулярной биологии привели к определению некоторых компонентов, передающих сигналы. Сейчас стало очевидным, что помимо роли фиброзного
4 .
?
чай J
*
л, 2
V X iP 'I »л v it
% si/K -
fei
i-'lP
Рис. 4. Продольный срез через переходный участок между средним и основным отделами жгутика: 1 — аксонема; 2 — митохондрии; 3 -поперечные ребра ФО
слоя в качестве цитоскелета, возможно, он служит каркасом, центром организации множества сигнальных и метаболических путей, необходимых для нормального функционирования жгутика [29].
В ФО выявлено 18 полипептидов, которые служат каркасом для гликолитических ферментов и являются сигнальными молекулами при индукции подвижности [30]. Белки АКАР4 (A kinase anchoring protein 4) и АКАР3 являются основными компонентами фиброзного слоя, вероятно, формируя интегральную часть его цитоске-летной структуры [30]. AKAP3 и AKAP4 связаны друг с другом и прикрепляются к цАМФ-зависимой проте-инкиназе А через регуляторную единицу киназы.
В основном отделе жгутика локализованы ферменты гликолиза, наиболее изученным из которых является спермоспецифическая глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназа (ГАФДс) [31]. Нарушение экспрессии ГАФДс приводит к серьезным нарушениям подвижности сперматозоидов, блокируя их поступательное движение [32]. У трансгенных мышей, лишенных гена ГАФДс, уровень аденозинтрифосфата (АТФ) составляет всего 10 % от уровня АТФ в сперматозоидах мышей дикого типа, несмотря на то, что уровень потребления кислорода митохондриями остается неизменным [33]. Данные результаты позволяют предположить, что в процессе гликолиза генерируется большая часть энергии, необходимой для энергообеспечения подвижности сперматозоидов млекопитающих.
Название ДФО было предложено H.E. Chemes и соавт. [34], другие варианты — «обрубленный жгутик», «синдром укороченных жгутиков». Название отражает отсутствие или значительное снижение подвижности сперматозоидов, связанное с изменениями ФО и диспластическим развитием жгутика во время спермиогенеза. При ДФО наблюдается дезорганизация поперечных ребер и вертикальных колонн ФО, часто в сочетании с отсутствием центральной пары микротрубочек аксонемы (рис. 5).
Частые семейные случаи ДФО позволяют предполагать генетический характер заболевания с аутосом-но-рецессивным характером наследования [35].
ДФО была смоделирована на мышах прицельным разрушением гена Akap4 — сперматозоиды животных имели укороченные и утолщенные жгутики, морфологически идентичные жгутикам пациентов с ДФО [33]. Однако только в одном исследовании на человеке были получены подтверждающие результаты. B. Baccetti и соавт. [36] с помощью полимеразной цепной реакции выявили внутригенную делецию генов АКАР4 и АКАР3, основных структурных компонентов ФО, у одного пациента с ДФО, но не смогли обнаружить аномалий в других исследованных образцах. Количественных и качественных отличий между содержанием АКАР4 и АКАР3 в ФО нормальных сперматозоидов и сперматозоидов с ДФО при тотальной астенозоо-
Е га Е
Рис. 5. Продольный срез через жгутик сперматозоида пациента с ДФО: 1 — головка сперматозоида; 2 — дезорганизованная ФО жгутика
спермии, так же как изменений в соответствующих генах, не нашли R.M. Turner и соавт. [37].
ДФО, как и ПЦД, наследуется по аутосомно-ре-цессивному типу. Генетическая основа заболевания до сих пор не известна, поэтому оценить генетический риск не предоставляется возможным. В медицинской литературе опубликованы единичные случаи рождения детей после ИКСИ со сперматозоидами пациентов с ДФО [38]. Сравнительный анализ результатов ИКСИ показывает, что при ДФО прогноз ИКСИ более тяжелый, чем при ПЦД [39].
Глобулозооспермия при тератозооспермии
Глобулозооспермия — синдромная форма спермо-патологии, при которой в светооптическом микроскопе видно, что сперматозоиды имеют сферические головки. Это редкое нарушение фертильности мужчин впервые описали в 1971 г. C.G. Schirren и соавт. [40]: при обследовании 2200 пациентов глобулозооспермия была выявлена в 0,05 % случаев. Округлые головки могут обнаруживаться в количестве до 6 % в эякуляте фертильных мужчин [41], но при тотальной глобуло-зооспермии имеется 100 % сферических головок. Фи-_а зические характеристики пациентов, исследования Е кариотипа, мутации Y-хромосомы не показали каких-и либо отличий от общей популяции [42]. £ При глобулозооспермии количество и подвиж-
" ность сперматозоидов не страдают. При электронно-oj микроскопическом исследовании сперматозоидов 3 видно, что округлые головки либо полностью лишены = акросомы, либо на полюсе ядра, противоположном а жгутику, присутствует зачаточная акросома. Отсутст-„ вует перинуклеарная тека, которая у нормальных сперта матозоидов расположена между акросомой и ядерной в оболочкой. В постакросомном сегменте перинуклеар-ной теки локализован фактор активации ооцитов —
фосфолипаза С [43]. Фосфолипаза С запускает внутриклеточный транспорт Са2+, который, в свою очередь, способствует завершению мейотического деления в оплодотворенной яйцеклетке.
В большинстве образцов имеет место нарушение конденсации хроматина ядра, но могут быть и гетерогенные нарушения — в одном и том же эякуляте сперматозоиды могут иметь нормальный конденсированный и деконденсированный хроматин [44] (рис. 6). Гетерогенность наблюдается как в одних и тех же образцах, так и между образцами. Большинство авторов отмечают при глобулозооспермии повышенное содержание в эякуляте сперматозоидов с фрагментацией ДНК [45].
Некоторые авторы описывают так называемую глобулозооспермию II типа — сперматозоиды, головки которых в светооптическом микроскопе выглядят сферическими, но при ультраструктурном исследовании видно, что ядра сперматозоидов имеют нормальную вытянутую форму, а сферической головка кажется за счет несброшенной цитоплазмы. Эта форма пато-зооспермии также приводит к нарушению фертильности, хотя и не является истинной глобулозоосперми-ей [46].
Предположение о генетической природе глобулозооспермии впервые было высказано S. КиПа^ег и А. Rausing [47] и подкреплено наблюдениями о семейном характере заболевания [48].
Результаты молекулярно-биологических исследований выявляют при глобулозооспермии мутации или делеции трех генов: SPATA16, Р1СК1 и DPY19L2. Гомозиготная мутация гена SPATA16 (3q26.32), приводящая к замене аргинина на глутамин в положении 283, была найдена у трех братьев с глобулозооспермией [49]. У одного пациента с глобулозооспермией идентифицирована мутация гена Р1СК1 (22q12.3 — q13.2), кодирующего белок, взаимодействующий с С-киназой
Рис. 6. Сперматозоиды со сферическими головками из эякулята пациента с глобулозооспермией: 1 — ядра сперматозоидов с конденсированным хроматином; 2 — ядро с нарушенной конденсацией хроматина
1 [50]. Оба белка локализованы в аппарате Гольджи и включены в везикулярный транспорт, необходимый для биогенеза акросомы в сперматидах во время спер-миогенеза [42, 51].
В большинстве случаев тотальной глобулозооспер-мии обнаружена делеция гена DPY19L2 [52, 53]. Функция DPY19L2 изучалась на животной модели. Показано, что белок Dpy19l3 необходим для уплощения ядра и формирования акросомы [54]. При спермиогенезе мыши белок Dpy19l3 экспрессируется в сперматидах на внутренней стороне ядерной оболочки, обращенной в сторону формирующегося акросомного пузырька (т. е. является трансмембранным белком). Отсутствие белка Dpy19l3 у нокаутных по гену DPY19L2 мышей вело к дестабилизации ядерной пластины и отсутствию соединения между ядерной оболочкой и специфической цитоскелетной структурой — акроплаксомой. Акроплаксома — транзитная структура из микротрубочек, которая «растягивает» акросому по поверхности ядра и образовывает структуру из микротрубочек — манжетку, которая формирует жгутик [55].
У пациентов с глобулозооспермией в гене DPY19L2 были обнаружены гомозиготные точечные мутации с делецией одного или двух нуклеотидов, несколько миссенс-мутаций, в результате которых происходит замена аминокислоты в белке [56]. Зависимость между конкретными точечными мутациями и фенотипом популяции сперматозоидов у конкретного пациента обнаружить не удалось [57].
Сперматозоиды, лишенные акросомы, лишены пенетрационной способности и не способны к спонтанному оплодотворению. Единичная беременность с использованием сперматозоидов пациента с глобулозооспермией была получена в 1994 г. [58], разработка методик стимуляции кальциевого обмена (ионофо-рами или электротоком) позволила добиться более успешных результатов [48, 59, 60].
Синдром ацефалических сперматозоидов
Синдром ацефалических сперматозоидов у мужчин при светооптическом спермиологическом исследовании выявляется как тотальная тератозооспермия с гомогенной атипией — сперматозоиды с хорошей подвижностью и практически все с микроголовками. Эту редкую форму спермопатологии связывают с нарушением базального тельца жгутика.
Базальное тельце всех без исключения ресничек и жгутиков эукариотических животных клеток имеет универсальное строение и состоит из двух перпендикулярно расположенных центриолей. Типичная цент-риоль — цилиндрическая структура, состоящая из 9 симметрично ориентированных триплетов микротрубочек, длиной 0,5 мкм и диаметром 0,2 мкм [61]. Две центриоли связаны друг с другом ортогональной ориентацией, ось дочерней центриоли перпендикулярна
оси материнской. Центриоль имеет классическую организацию — 9 + 0 триплетов микротрубочек.
Сперматозоиды человека содержат две центриоли — проксимальную и дистальную [62]. Проксимальная центриоль остается интактной в эякулированных сперматозоидах [63, 64]. Дистальная центриоль служит базальным тельцем жгутика и подвергается дегенерации [65].
Центриоль сперматозоида попадает в яйцеклетку после оплодотворения [66]. Функциональная структура центросомы (центриоль и сопутствующие перицент-риолярные белки) восстанавливается в зиготе, формируя спермальную звезду и создавая веретено первого митотического деления. Основной функцией центросом является организация сети микротрубочек, которая происходит из яйцеклетки.
Лишенные жгутиков или декапитированные сперматозоиды — редкий синдром у человека, который включает в себя отсутствие имплантационной ямки и базальной пластины. Морфологические аспекты этого синдрома хорошо описаны у человека, и электронная микроскопия показала ультраструктурные дефекты этих сперматозоидов с аномальной ломкостью контакта головка — жгутик [67—69]. Тем не менее патогенез этого синдрома неясен; в настоящее время нет объяснения, почему проксимальная центриоль не прикреплена к ядру. Предполагали, что проксимальная центриоль/центросома, которая индуцирует образование базальной пластины и имплантационной ямки, также необходима для прикрепления жгутика к ядру. Декапитация сперматозоидов может быть следствием аномального функционирования проксимальной цен-триоли/центросомы, из-за чего теряется способность к формированию структур, прикрепленных к жгутику. Спонтанная фертилизация такими сперматозоидами не может осуществляться, поскольку жгутик легко отделяется от головки из-за хрупкости шейки. В подобном случае ИКСИ является единственным путем оплодотворения. Н.Е. Chemes и соавт. [70] после проведения ИКСИ наблюдали отсутствие дробления. G. Рогси и соавт. [71] опубликовали результаты успешного ИКСИ двух инфертильных пар, в которых мужчины были братьями и продуцировали ацефалические сперматозоиды или сперматозоиды с аномальным прикреплением жгутика к головке.
Генетическое происхождение данного синдрома в настоящее время считается общепринятым. В. ВассеИ! и соавт. [72] предположили, что большинство генетических дефектов сперматозоидов вызваны рецессивными аутосомными мутациями. Однако гены, кодирующие данную мутацию, неизвестны. Описано несколько типов декапитации сперматозоидов. Этот синдром может по-разному проявляться при светооп-тическом микроскопическом анализе — в большинстве случаев видны многочисленные подвижные жгути-
ки и единичные головки без жгутиков (или головки отсутствуют совсем). Вариант синдрома описан A. Kamal и соавт. [73]. Авторы обнаружили 16 случаев, когда при нормальной спермограмме минимальные манипуляции для ИКСИ приводили к декапитации и иммобилизации сперматозоидов.
Обычно разделение головки и жгутика осуществляется в районе головка — шейка, при этом соединительный участок сохраняется; базальная пластина и имплантационная ямка отсутствуют на каудальном полюсе ядра (рис. 7). Описаны и другие типы декапи-тации. В работе A. Holstein и соавт. [74] обнаружены сперматозоиды, в которых базальная пластина и им-плантационная ямка имели нормальную морфологию, разделение происходило между проксимальной и дис-тальной центриолями. B. Baccetti и соавт. [75] описали пациента, у которого разрыв сперматозоида происходил между ядром и центриолярным районом, между передним и хвостовым участками среднего участка жгутика и между средним и основным участками жгутика. По-видимому, существует несколько типов дека-питации сперматозоидов.
Случаи семейной тератозооспермии с ацефаличе-скими сперматозоидами позволяют предполагать генетическую природу этого типа спермопатологии [75].
Мутации генов при декапитации сперматозоидов у человека не определены. Крысы с мутацией, вызванной вставкой эндогенного ретровируса в интрон 10 гена Cntrob, имели фенотип, сходный с фенотипом при синдроме ацефалических сперматозоидов [76]. Ретро-вирусная вставка в локус HD (hypodactylous) мутант-ных крыс нарушает нормальный сплайсинг транс-криптов Cntrob, в результате получается укороченный белок. У мышей с мутацией Azh гена Hookl выявлен фенотип, похожий на ацефалические сперматозоиды
человека [77]. Сообщений об идентификации подобных мутаций у человека пока не последовало.
Прогноз применения ИКСИ при синдроме ацефалических сперматозоидов не очень хороший. Описаны единичные случаи наступления беременности [71, 78].
Результаты электронно-микроскопического изучения сперматозоидов пациентов с проблемами фертильности
Метод количественного электронно-микроскопического исследования сперматозоидов [79] был применен нами при обследовании 2267 образцов эякулята пациентов, обратившихся в Медико-генетический научный центр и в Медико-биологический центр «Пас-тер» в 2012-2014 гг.
ПЦД выявлена у 4 пациентов с тотальной астенозоо-спермией (в 1 случае — отсутствие наружных и внутренних динеиновых ручек аксонемы жгутиков сперматозоидов, в 3 — отсутствие радиальных спиц аксонемы жгутика); глобулозооспермия — у 7; ДФО — у 13; синдром ацефалических сперматозоидов — у 1 пациента (таблица).
Генетически обусловленные формы патозооспермии, выявленные методом количественного ультраструктурного анализа
Год Число образцов ПЦД ДФО Глобулозооспермия Синдром ацефалических сперматозоидов
2012 618 2 3 1 1
2013 636 1 5 1 0
2014 1013 1 5 5 0
Всего 2267 4 13 7 1
Рис. 7. Срез через декапитированный жгутик из эякулята пациента с синдромом ацефалических сперматозоидов. Свидетельством отсутствия головки является наличие центриоли. 1 — центриоль; 2 — аксонема; 3 — митохондрии
Отсутствие стандартных молекулярно-биологиче-ских критериев диагностики обусловливает применение ТЭМ для выявления этих форм спермопатологии. Разработка новой платформы для диагностики генетически обусловленных форм патозооспермии может быть связана с использованием транскриптома сперматозоидов и протеомного анализа, обсуждаются перспективы использования микрочипов для анализа транскриптомов в качестве биомаркеров для исследования генетически обусловленных форм патозооспермии.
Специфическая синдромная патология выявляется редко, согласно нашим данным — у 1,1 % пациентов с нарушениями фертильности, что совпадает с приведенными в обзоре литературы данными. Описанные выше типы патозооспермии не корректируются терапевтически. До эры вспомогательных репродуктивных технологий спонтанные беременности для таких пациентов были практически исключены. Развитие вспомогательных репродуктивных технологий, особенно внедрение ИКСИ, позволило, с одной стороны,
предложить лечение от бесплодия группе практически безнадежных пациентов. Но, с другой стороны, тем самым искусственно преодолеваются защитные механизмы отбора, выработанные в процессе эволюции для предотвращения оплодотворения генетически неполноценными гаметами.
Генетическая природа синдромных форм спермо-патологии только начинает исследоваться. До конца не выяснено, какие мутации ответственны за их возникновение. Абсолютно нет данных о здоровье детей, рожденных после применения ИКСИ со сперматозо-
идами пациентов, у которых была обнаружена син-дромная спермопатология. Неизвестно, как отразится использование генного материала таких сперматозоидов на отдаленных потомках. Предполагаемые родители не всегда понимают генетический риск для своего еще не рожденного ребенка. Среди решений может быть такое, как отказ от применения репродуктивных технологий и выбор других способов для того, чтобы стать родителями. Ответственность за высокий риск рождения ребенка с генетическими аномалиями касается не только родителей, но и всего общества.
ЛИТЕРАТУРА
1. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. WHO, 2010. 5th edition, 2012.
2. Kruger T.F., Menkveld R., Stander F.S. et al. Sperm morphologic features as a prognostic factor in vitro fertilization. Fertil Steril 1986;46(6):1118—23.
3. Holstein A.F. [Morphological studies on abnormal human spermatids and spermatozoa(author's transl.)]. Virchows Arch A Pathol Anat Histol 1975;367(2):93-112.
4. Afzelius B.A., Eliasson R. Male and female infertility problems in the immotile-cilia syndrome. Eur J Respir Dis Suppl 1983;127:144-7.
5. Francavilla S., Pelliccione F., Cordeschi G. et al. Utrastructural analysis of asthenozoospermic ejaculates in the era of assisted procreation. Fertil Steril 2006;85(4):940-6.
6. Брагина Е.Е., Курило Л.Ф., Шилейко Л.В., Абдумаликов Р.М. Ультраструктурный и количественный кариологический анализ состава половых клеток из эякулята пациента с абсолютной астенозооспермией. Проблемы репродукции 1997;3(4):72-5. [Bragina E.E., Kurilo L.F., Shileyko L.V., Abdumalikov R.M. Ultrastructural and quantitative karyological analysis of composition of germ cells from the ejaculate of patients with absolute asthenozoospermia. Problemy reproduktsii = Reproduction Issues 1997;3(4):72-5.
(In Russ.)].
7. Basu B., Brueckner M. Cilia multifunctional organelles at the center
of vertebrate left-right asymmetry. Curr Top Dev Biol 2008;85:151-74.
8. Kuehni C.E., Frischer T., Strippoli M.P. et al.; ERS Task Force on Primary Ciliary Dyskinesia in Children. Factors influencing age at diagnosis of primary ciliary dyskinesia in European children. Eur Respir J 2010;36(6):1248-58.
9. Kartagener M. Zur Pathogenese der bronchiektasien: bronchiektasien bei situs
viscerum inversus. Beiträge zur Klinik der Tuberkulose 1933;83:489-501.
10. Rossman C.M., Newhouse M.T. Primary ciliary dyskinesia: evaluation and management. Pediatr Pulmonol 1988;5(1):36-50.
11. Inaba K. Molecular basis of sperm flagellar axonemes: structural and evolutionary aspects. Ann NY Acad Sci 2007;1101:506-26.
12. Nakano I., Kobayashi T., Yoshimura M., Shingyoji C. Central-pair-linked regulation of microtubule sliding by calcium in flagellar axonemes. J Cell Sci 2003;116(Pt 8):1627-36.
13. Kurkowiak M., Zi^tkiewicz E.,
Witt M. Recent advances in primary ciliary dyskinesia genetics. J Med Genet 2015;52(1):1-9.
14. Zariwala M.A., Leigh M.W., Ceppa F.
et al. Mutations of DNAI1 in primary ciliary dyskinesia: evidence of founder effect in a common mutation. Am J Respir Crit Care Med 2006;174(8):858-66.
15. Omran H., Häffner K., Völkel A. et al. Homozygosity mapping of a gene locus for primary ciliary dyskinesia on chromosome 5p and identification of the heavy dynein chain DNAH5 as a candidate gene. Am J Respir Cell Mol Biol 2000;23(5):696-702.
16. Hornef N., Olbrich H., Horvath J. et al. DNAH5 mutations are a common cause
of primary ciliary dyskinesia with outer dynein arm defects. Am J Respir Crit Care Med 2006;174(2):120-6.
17. Loges N.T., Olbrich H., Fenske L. et al. DNAI2 mutations cause primary ciliary dyskinesia with defects in the outer dynein arm. Am J Hum Genet 2008;83(5):547-58.
18. Knowles M.R., Leigh M.W., Ostrowski L.E. et al.; Genetic Disorders of Mucociliary Clearance Consortium. Exome sequencing identifies mutations in CCDC114 as a cause of primary ciliary dyskinesia. Am J Hum Genet 2013;92(1):99-106.
19. Onoufriadis A., Paff T., Antony D. et al. Splice-site mutations in the axonemal outer dynein arm docking complex gene CCDC114
cause primary ciliary dyskinesia. Am J Hum Genet 2013;92(1):88-98.
20. Castleman V.H., Romio L., Chodhari R. et al. Mutations in radial spoke head protein genes RSPH9 and RSPH4A cause PCD with central-microtubular-pair abnormalities. Am J Hum Genet 2009;84(2):197-209.
21. Kott E., Legendre M., Copin B. et al. Loss-of-function mutations in RSPH1 cause primary ciliary dyskinesia with central-complex and radial-spoke defects. Am J Hum Genet 2013;93(3):561-70.
22. Ben Khelifa M., Coutton C., Zouari R. et al. Mutations in DNAH1, which encodes an inner arm heavy chain dynein, lead to male infertility from multiple morphological abnormalities of the sperm flagella. Am J Hum Genet 2014;94(1):95-104.
23. Neesen J., Kirschner R., Ochs M. et al. Disruption of an inner arm dynein heavy chain gene results in asthenozoospermia and reduced ciliary beat frequency. Hum Mol Genet 2001;10(11):1117-28.
24. Zuccarello D., Ferlin A., Cazzadore C. et al. Mutations in dynein genes in patients affected by isolated non-syndromic asthenozoospermia. Hum Reprod 2008;23(8):1957-62.
25. Serebrovska Z.A., Serebrovskaya T.V., Pyle R.L., Di Pietro M.L. Transmission
of male infertility and intracytoplasmic sperm injection(mini-review). Fiziol Zh 2006;52(3):110-8.
26. Ferlin A., Arredi B., Foresta C. Genetic causes of male infertility. Reprod Toxicol 2006;22(2):133-41.
27. Брагина Е.Е., Абдумаликов Р.А. Руководство по сперматологии.
М.: Сорек-полиграфия, 2002. 94 с. 27. [Bragina E.E., Abdumalikov R.A. Manual in spermatology. Moscow: Sorek-Poligrafiya, 2002. 94 p. (In Russ.)].
28. Tanii I., Yagura T., Inagaki N. et al. Preferential localization of rat GAPDS on the ribs of fibrous sheath of sperm flagellum and its expression during flagellar formation. Acta Histochem Cytochem 2007;40(1):19-26.
29. Turner R.M. Tales from the tail: what do we really know about sperm motility?
J Androl 2003;24(6):790-803.
30. Eddy E.M., Toshimori K., O,Brien D.A. Fibrous sheath of mammalian spermatozoa. Microsc Res Tech 2003;61(1):103—15.
31. Miki K., Qu W., Goulding E.H. et al. Glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase-S, a sperm-specific glycolytic enzyme,
is required for sperm motility and male fertility. Proc Natl Acad Sci USA 2004;101(47):16501-6.
32. Welch J.E., Brown P.L., O,Brien D.A. et al. Human glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase-2 gene is expressed specifically in spermatogenic cells. J Androl 2000;21(2):328-38.
33. Miki K., Willis W.D., Brown P.R. et al. Targeted disruption of the Akap4 gene causes defects in sperm flagellum and motility. Dev Biol 2002;248(2):331-42.
34. Chemes H.E., Olmedo S.B., Carrere C. et al. Ultrastructural pathology of the sperm flagellum: association between flagellar pathology and fertility prognosis in severely asthenozoospermic men. Hum Reprod 1998;13(9):2521 —6.
35. Moretti E., Collodel G. Three cases
of genetic defects affecting sperm tail: a FISH study. J Submicrosc Cytol Pathol 2006;38 (2-3):137-41.
36. Baccetti B., Collodel G., Estenoz M.
et al. Gene deletions in an infertile man with sperm fibrous sheath dysplasia. Hum Reprod 2005;20(10):2790-4.
37. Turner R.M., Musse M.P., Mandal A.
et al. Molecular genetic analysis of two human sperm fibrous sheath proteins, AKAP4 and AKAP3, in men with dysplasia of the fibrous sheath. J Androl 2001;22(2):302-15.
38. Olmedo S.B., Rawe V.Y., Nodar F.N. et al. Pregnancies established through intracytoplasmic sperm injection (ICSI) using spermatozoa with dysplasia of fibrous sheath. Asian J Androl 2000;2(2):125-30.
39. Garza Davila S.A.,
Patrizio P. Reproductive outcomes in patients with male infertility because of Klinefelter s syndrome, Kartagener s syndrome, roundhead sperm, dysplasia fibrous sheath, and "stump" tail sperm: an updated literature review. Curr Opin Obstet Gynecol 2013;25(3):229-46.
40. Schirren C.G., Holstein A.F., Schirren C. Uber die morphogenese rundkopfiger spermatozoen des menschen. Andrologie 1971;3:117-25.
41. Florke-Gerloff S., Topfer-Petersen E., Muller-Esterl W. et al. Biochemical and genetic investigation of round-headed spermatozoa in infertile men including two brothers and their father. Andrologia 1984;16(3):187-202.
42. Dam A.H., Feenstra I., Westphal J.R. et al. Globozoospermia revisited. Hum Reprod Update 2007;13(1):63-75.
43. Grasa P., Coward K., Young C., Partington J. The pattern of localization of the putative oocyte activation factor, phospholipase Czeta, in uncapacit-ated, capacitated, and ionophore-treated human spermatozoa. Hum Reprod 2008;23(11):2513-22.
44. Брагина Е.Е., Курило Л.Ф., Шилейко Л.В. и др. Бесплодие при глобу-лоспермии и отсутствии акросомы сперматозоидов. Проблемы репродукции 1997;3(3):53-5. [Bragina E.E., Kurilo L.F., Shileyko L.V. et al. Infertility with globulospermia and absence of acrosomes
of spermatozoids. Problemy reproduktsii = Reproduction Issues 1997;3(3):53-5. (In Russ.)].
45. De Braekeleer M., Nguyen M.H., Morel F., Perrin A. Genetic aspects
of monomorphic teratozoospermia: a review. J Assist Reprod Genet 2015;32(4):615-23.
46. Dam A.H., Ramos L., Dijkman H.B. et al. Morphology of partial globozoospermia. J Androl 2011;32(2):199-206.
47. Kullander S., Rausing A. On round-headed human spermatozoa. Int J Fertil 1975;20(1):33-40.
48. Kilani Z., Ismail R., Ghunaim S. et al. Evaluation and treatment of familial globozoospermia in five brothers. Fertil Steril 2004;82(5):1436-9.
49. Dam A.H., Koscinski I., Kremer J.A. et al. Homozygous mutation in SPATA16 is associated with male infertility in human globozoospermia. Am J Hum Genet 2007;81(4):813-20.
50. Liu G.L., Shi Q.W., Lu G.X. A newly discovered mutation in PICK1 in a human with globozoospermia. Asian J Androl 2010;12(4):556-60.
51. Xiao N., Kam C., Shen C. et al. PICK1 deficiency causes male infertility in mice by disrupting acrosome formation. J Clin Invest 2009;119(4):802-12.
52. Harbuz R., Zouari R., Pierre V. et al. A recurrent deletion of DPY19L2 causes infertility in man by blocking sperm head elongation and acrosome formation. Am J Hum Genet 2011;88(3):351-61.
53. Koscinski I., Elinati E., Fossard C. et al. DPY19L2 deletion as a major cause
of globozoospermia. Am J Hum Genet 2011;88(3):344-50.
54. Pierre V., Martinez G., Coutton C. et al. Absence of Dpy19l2, a new inner nuclear membrane protein, causes globozoospermia in mice by preventing the anchoring of the acrosome to the nucleus. Development 2012;139(16):2955-65.
55. Kierszenbaum A.L., Tres L.L. The acrosome-acroplaxome-manchette complex and the shaping of the spermatid head. Arch Histol Cytol 2004;67(4):271-84.
56. Zhu F., Gong F., Lin G., Lu G. DPY19L2 gene mutations are a major cause of globozoospermia: identification of three
novel point mutations. Mol Hum Reprod 2013;19(6):395-404.
57. Coutton C., Zouari R., Abada F. et al. MLPA and sequence analysis of DPY19L2 reveals point mutations causing globozoospermia. Hum Reprod 2012;27(8):2549-58.
58. Lundin K., Sjogren A., Nilsson L., Hamberger L. Fertilization and pregnancy after intracytoplasmic microinjection
of acrosomeless spermatozoa. Fertil Steril 1994;62(6):1266-7.
59. Egashira A., Murakami M., Haigo K. et al. A successful pregnancy and live birth after intracytoplasmic sperm injection with globozoospermic sperm and electrical oocyte activation. Fertil Steril 2009;92(6):2037.
60. Karaca N., Akpak Y. K., Oral S. et al. A successful healthy childbirth in a case of total globozoospermia with oocyte activation by calcium ionophore. J Reprod Infertil 2015;16(2):116-20.
61. Узбеков Р.Э., Алиева И.Б. Центросома — загадка «клеточного процессора». Цитология 2008;(2):91-112. [Uzbekov R.E., Aliyeva I.B. Centrosome
as a mystery of a "cell processor". Tsitologiya = Cytology 2008; (2):91-112. (In Russ.)].
62. De Kretser D.M. Ultrastructural features of human spermiogenesis. Z Zellforsch Mikrosk Anat 1969;98(4):477-505.
63. Zamboni L., Stefanini M. The fine structure of the neck of mammalian spermatozoa. Anat Rec 1971;169(2):155-72.
64. Sathananthan A.H., Kola I., Osborne J. et al. Centrioles in the beginning of human development. Proc Natl Acad Sci USA 1991;88(11):4806-10.
65. Fawcett D.W., Phillips D.M. The fine structure and development of the neck region of the mammalian spermatozoon. Anat Rec 1969;165(2):153-64.
66. Sathananthan A.H., Ratnam S.S., Ng S.C. et al. The sperm centriole:
its inheritance, replication and perpetuation in early human embryos Hum Reprod 1996;11(2):345-56.
67. Perotti M.E., Gioria M. Fine structure and morphogenesis of «headless» human spermatozoa associated with infertility. Cell Biol Int Rep 1981;5(2):113.
68. Chemes H.E., Carizza C., Scarinci F. et al. Lack of a head in human spermatozoa from sterile patients: a syndrome associated with impaired fertilization. Fertil Steril 1987;47(2):310-6.
69. Baccetti B., Selmi M.G., Soldani P. Morphogenesis of «decapitated spermatozoa» in a man. J Reprod Fertil 1984;70(2):395-7.
70. Chemes H.E., Puigdomenech E.T., Carizza C. et al. Acephalic spermatozoa and abnormal development of the head-neck attachment: a human syndrome of genetic origin. Hum Reprod 1999;14(7):1811-8.
71. Porcu G., Mercier G., Boyer P. et al. Pregnancies after ICSI using sperm with
abnormal head-tail junction from two brothers: case report. Hum Reprod 2003;18(3):562-7.
72. Baccetti B., Capitani S., Collodel G. et al. Genetic sperm defects and consanguinity. Hum Reprod 2001;16(7):1365-71.
73. Kamal A., Mansour R., Fahmy I. et al. Easily decapitated spermatozoa defect:
a possible cause of unexplained infertility. Hum Reprod 1999;14(11):2791-5.
74. Holstein A.F., Schill W.B., Breucker H. Dissociated centriole development as a cause of spermatid malformation in man. J Reprod Fertil 1986;78(2):719-25.
75. Baccetti B., Burrini A.G., Collodel G. et al. Morphogenesis of the decapitated and decaudated sperm defect
in two brothers. Gamete Res 1989;23(2):181-8.
76. Liska F., Gosele C., Rivkin E. et al. Rat hd mutation reveals an essential role of centrobin in spermatid head shaping and assembly of the head-tail coupling apparatus. Biol Reprod 2009;81(6):1196-205.
77. Mendoza-Lujambio I., Burfeind P., Dixkens C. et al. The Hookl gene is nonfunctional in the abnormal spermatozoon head shape(azh) mutant mouse. Hum Mol Genet 2002;11(14):1647-58.
78. Gambera L., Falcone P., Mencaglia L. et al. Intracytoplasmic sperm injection and pregnancy with decapitated sperm. Fertil Steril 2010;93(4):1347.
79. Брагина Е.Е., Бочарова Е.Н. Количественное электронно-микроскопическое исследование сперматозоидов при диагностике мужского бесплодия. Андрология и гени-тальная хирургия 2014;(1):41-50. [Bragina E.E., Bocharova E.N. Quantitative electron microscopic examination of spermatozoids in diagnostics of male infertility. Andrologiya i genital naya khirurgiya = Andrology and Genital Surgery 2014;(1):41-50. (In Russ.)].
E
W
E
