CC BY
64
Труды ИБВВ РАН, вып. 78(81), 2017
Transaction of IBIW, issue 78(81), 2017
УДК 574.2.013:597
ФИЗИОЛОГО-БИОХИМИЧЕСКИЕ ПОКАЗАТЕЛИ МОЛОДИ КАРПОВЫХ ВИДОВ РЫБ ПРИ ПОВЫШЕНИИ ТЕМПЕРАТУРЫ СРЕДЫ
Н. С. Некрутов, В. К. Голованов
Институт биологии внутренних вод им. ИД. Папанина РАН, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н, e-mail: [email protected] На примере молоди 3-х видов рыб сем. Cyprinidae: плотвы Rutilus rutilus (L.), карпа Cyprinus carpió L. и серебряного карася Carassius auratus (L.), акклимированных к температуре 20-22°С, проанализированы физиолого-биохимические (активность ацетилхолинэстеразы (АХЭ) и содержание водорастворимого белка (ВРБ) в мозге, а также активность гликозидаз (мальтаза и амилолитическая активность) в слизистой оболочке кишечника) и гематологические показатели в норме и при повышении температуры среды с разной скоростью (0.08, 4.0, 8.0, 14.0, 25.0 и 40.0°С/ч). Активность АХЭ и содержание ВРБ у молоди плотвы при скорости нагрева воды 0.08°С/ч не отличается от контроля, свидетельствуя об адаптации к повышению температуры. Однако дальнейшее увеличение скорости нагрева от 4 до 25°С/ч приводит к росту активности АХЭ и содержания ВРБ, отражая стрессорную реакцию рыб на резкое повышение температуры воды. Установлено, что кратковременное голодание не влияет на термоустойчивость молоди карпа. При скорости нагрева воды 8°С/ч активность мальтазы повышается только у голодных рыб, ами-лолитическая активность только у сытых. Выявлено, что изменения в белой крови серебряного карася (уменьшение относительного количества лимфоцитов и увеличение доли незрелых нейтрофилов) соответствуют неспецифической реакции на стрессовые воздействия, а изменения красной крови (увеличение количества амитозов среди эритроцитов) являются компенсаторной реакцией на возникшую гипоксию. Полученные данные могут быть использованы для оценки реакций рыб на различные уровни тепловой нагрузки в водоемах.
Ключевые слова: рыбы, температура акклимации, нагрев воды, критический термический максимум, ферменты, ацетилхолинэстераза, содержание водорастворимого белка, гликозидазы, амилолитическая активность, активность мальтазы, гематология, белая кровь, красная кровь.
ВВЕДЕНИЕ
Глобальное потепление, реально существующее и признанное в последнее время, приводит к постоянному повышению температуры среды в водоемах, отражаясь на структуре популяций и видовом разнообразии рыб [Клиге и др., 1998 (Klige et al., 1998); Голованов, 20136 (Golovanov, 2013b); Klyashtorin, Lyubushin, 2007]. Кроме того, повышение температуры воды влияет на гидрохимические показатели в водоеме, снижая уровень кислорода, а также провоцируя развитие возбудителей различных болезней [Головина, 1997 (Golovina, 1997); Иванов, 2003 (Ivanov, 2003)]. Рыбы, как эктотермные животные, зависят от температуры окружающей среды. Любое незначительное изменение температуры непосредственно влияет как на поведенческую реакцию, так и на физиолого-биохимические процессы рыб. В последние десятилетия ввод в эксплуатацию крупных промышленных и энергетических объектов в России и за рубежом спровоцировал рост термального загрязнения в пресноводных водоемах [Мордухай-Болтовской, 1975 (Morduhay-Boltovskoy, 1975); Голованов, 2013б (Golovanov, 2013b); Alabaster, Llojd, 1984]. Именно поэтому изучение устойчивости рыб к меняющемуся температурному режиму водоемов в последнее время становится все более актуальным и своевременным.
Ранее были описаны поведенческие особенности различных видов рыб к изменениям температурного режима водоемов [Голованов, 20136 (Golovanov, 2013Ь)]. Проведена оценка распределения и поведения рыб в длительных опытах в термоградиентных условиях, а также выявлены значения верхней летальной температуры воды с помощью методов хронического летального максимума (ХЛМ) и критического термического максимума (КТМ).
Температура влияет на все биологические процессы, происходящие в организме у рыб. При понижении температуры, снижается интенсивность антителогенеза, а также уменьшается эффект проявления иммунологической памяти [Житенева, 1997 (Zhiteneva, 1997)]. При повышении температуры наблюдается изменение структуры мембран, денатурация белков, инактивация ферментов, недостаток кислорода, нарушение водно-солевого баланса и др. [Капшай, Голованов, 2012 (Kapshaj, Golovanov, 2012); Shmidt-Nielsen, 1979]. В то же время, механизм приспособления рыб к повышению или понижению температуры остается малоизученным.
Известно несколько работ по определению физиолого-биохимических маркеров, позволяющих оценить влияние повышения температуры воды на адаптациионные возможности различных видов пресноводных рыб
[Голованова и др., 2002 (Оо1оуапоу й а1., 2002); Голованов и др., 2011 (Оо1оуапоу й а1., 2011); Чуйко, 2014 (СЬшко, 2014); Голованов и др., 2015 (Оо1оуапоу й а1., 2015); Заботкина и др., 2015 (2аЬо1кта й а1., 2015); Голованов и др., 2016 (Оо1оуапоу й а1., 2016); Оо1оуапоуа й а1., 2013].
МАТЕРИАЛ
Для оценки критического термического максимума (КТМ) использованы стандартные методы, применявшиеся ранее [Голованов и др., 2012 (Оо1оуапоу й а1., 2012); Голованов, 20136 (Оо1оуапоу, 2013Ь); Голованов и др., 2015 (Оо1оуапоу й а1., 2015); ВеШ^ег й а1., 2000; Оо1оуапоу, 8ш1гпоу, 2007; Оо1оуапоу, 2013а]. В качестве объектов исследования выбраны 42 особи двухлетков плотвы (длина тела 5.4 см, масса 2.0 г), отловленной мальковой 30-м волокушей в канале у ихтиологического корпуса ИБВВ РАН (прибрежье Рыбинского водохранилища); 36 особей сеголетков (0+) карпа (средняя длина тела 4.0 см, средняя масса 1.6 г), выращенных в прудах стационара полевых и экспериментальных работ "Сунога" ИБВВ РАН; 30 особей трехлетков серебряного карася (средняя длина тела 6.5 см, средняя масса 6.3 г), отловленных в прудах вблизи пос. Борок, Ярославской области.
Двухлетков плотвы акклимировали в течение 10 суток в аквариумах с постоянной аэрацией при температуре ~20°С. Рыб кормили комбикормом и рыбным фаршем. После периода акклимации рыб с нормальной двигательной активностью ('реакция избегания сачка") отбирали для опытов по КТМ, их количество в каждом опыте составляло 6 экз. Повышение температуры воды производили в экспериментальном аквариуме (объемом 60 л) при скоростях 0.08°С/ч, 4.0°С/ч, 8.0°С/ч, 14.0°С/ч, 25.0°С/ч и 40.0°С/ч. За критерий КТМ принимали значение температуры, при которой происходил переворот каждой особи на бок или кверху брюшком. В целях качественного проведения физиологических опытов по определению АХЭ и идентификации данных по каждой особи (КТМ и АХЭ соответственно) использована модифицированная методика определения КТМ. При перевороте 1-ой, 2-ой и последующих рыб, они сразу же осторожно изымались из аквариума и переносились в морозильную камеру холодильника.
Отдельная группа рыб в количестве 6 экз. использована в качестве физиолого-биохимического контроля.
Для определения активности АХЭ и содержания ВРБ использованы стандартные ме-
Цель настоящей работы — определить критический термический максимум и оценить некоторые физиолого-биохимические особенности у молоди трех видов карповых рыб при повышении температуры воды с разной скоростью в диапазоне от 0.08 до 40°С/ч.
И МЕТОДЫ
тоды и процедуры, описанные ранее [Чуйко, 2004 (Chuiko, 2004); Чуйко, Подгорная, 2007 (Chuiko, Podgornaya, 2007); Chuiko et al., 2003]. Рыб обезглавливали, вскрывали черепную коробку, перерезали черепно-мозговые нервы и спинной мозг в области перехода его в продолговатый. Затем извлекали целый головной мозг и отмывали в 0.1 М фосфатном буфере pH 7.5. Лишнюю влагу удаляли фильтровальной бумагой. Мозг гомогенизировали при помощи диспергатора IKA Т10 basic в течение 3 мин. Затем гомогенаты центрифугировали в рефрижераторной центрифуге Mikro 22 R при 10000 g и температуре (t) - 0°С в течение 15 мин. Для дальнейшего анализа использовали супернатант.
Активность АХЭ определяли колориметрическим методом Дж. Л. Эллмана [Ellmann et al., 1961] в модификации М.Н. Масловой и Н. Резника [Maslova, Reznik, 1976]. Для этого в 3 пробирки вносили по 3 мл 0.1 М фосфатного буфера pH 7.5, по 0.02 мл пробы, содержащей фермент, 0.5 мл смеси 0.001 М раствора 5.5-дитиобис-2-нитробензойной кислоты (ДТНБ) и 0.006 М раствора субстрата ацетилтиохолина иодида в соотношении 1:1. При этом конечное разведение проб (г ткани/мл раствора) равнялось 1:3000, а конечные концентрации субстратов и ДТНБ - 4.3x10-4 и 7.1x10-5 М. Содержимое пробирок быстро перемешивали и пробы инкубировали в водяном термостате TWA-2 (ELMI Ltd., Riga, Latvia) при 30°С в течение 10-30 мин. Гидролиз субстрата останавливали добавлением 2-3 капель 0.01% раствора ингибитора АХЭ прозерина. В контрольную пробирку ингибитор вносили перед добавлением смеси ДТНБ и субстрата. После инкубации пробы фотометрировали при длине волны 412 нм в кюветах с длиной оптического пути 1 см. Из двух значений экстинкции находили среднее. Активность АХЭ выражали соответственно в мкмоль или нмоль гидролизо-ванного субстрата на г ткани или мг белка за мин.
Содержание белка в пробах определяли методом М.М. Брэдфорда [Bradford, 1976]. Для этого в две пробирки помещали по 0.1 мл исследуемого раствора в контрольную пробирку
- 0.1 мл дистиллированной воды. Во все пробирки прибавляли по 2.5 мл откалиброванного раствора Кумасси бриллиантового голубого G-250 (Serva, USA), приготовленного на этаноле и орто-фосфорной кислоте (конечная концентрация реагентов (вес/объем) в смеси составляет соответственно 0.01%, 4.7% и 8.5%). Избегая вспенивания, осторожно перемешивали содержимое пробирок и оставляли при комнатной температуре. Через 10 мин пробы фо-тометрировали относительно контроля при длине волны 595 нм. Фотометрирование проводили на спектрофотометре СФ-26 (Ломо, Санкт-Петербург) в кюветах с толщиной слоя 1 см. Из двух значений экстинкции находили среднее. Данные представлены в виде средних значений и их ошибок (M±m). Результаты обрабатывали статистически, используя метод Краскела-Уоллиса с оценкой достоверности различий при помощи LSD-теста при р < 0.05.
Сеголетки карпа были разделены на две группы по 18 особей и помещены в два аквариума с постоянной аэрацией воды при температуре 22°С. Рыб в первом аквариуме кормили личинками хирономид в течение трех суток. Сеголетки карпа во втором аквариуме находились такой же период времени без корма. Далее проводился эксперимент по определению КТМ при скорости 8.0°С/ч на 12 особях из каждого аквариума. Отдельная группа рыб в количестве 6 экз. из каждого аквариума использована в качестве физиолого-биохимического контроля.
Для определения активности гликозидаз (мальтаза, амилолитическая активность) готовили ферментативно-активные препараты: рыб обездвиживали ударом по голове, вскрывали брюшную полость, извлекали кишечники, помещали их на стекло водяной бани и освобождали их от химуса. Специальным пластмассовым шпателем снимали слизистую оболочку медиального отдела кишечника и готовили из нее гомогенаты при помощи стеклянного гомогенизатора, добавляя охлаждённый до 2-4°С раствор Рингера для холоднокровных животных (110 мМ NaCl, 1.9 мМ KCl, 1.3 мМ CaCl2, рН 7.4) в соотношении 1 : 9. Растворы субстратов (растворимый картофельный крахмал в концентрации 18г/л,, а также мальтоза в концентрации 50 ммоль/л) готовили на таком же растворе Рингера. Инкубацию гомогената и субстрата проводили в течение 20-30 мин при температуре 20°С, рН 7.4 при непрерывном перемешивании.
Амилолитическую активность, отражающую суммарную активность ферментов, гидролизующих крахмал - а-амилазы КФ
3.2.1.1, глюкоамилазы КФ 3.2.1.3 и мальтазы КФ 3.2.1.20, оценивали по приросту гексоз модифицированным методом Нельсона [Уголев и др., 1969 (Ugolev, 1969)]. Для определения активности мальтазы глюкозооксидазным методом применяли набор для клинической биохимии "Фотоглюкоза" (ООО "Импакт", Россия). Оптическую плотность определяли на спектрофотометре Lambda 25 (Perkin&Elmer, США) при длине волны 670 нм (амилолитиче-ская активность) и 505 нм (активность мальтазы). Активность ферментов определяли в пяти повторностях с учётом фона (количества конечных продуктов реакции в исходном гомо-генате) и выражали в микромолях продуктов реакции, образующихся за 1 мин инкубации в расчёте на 1 г влажной массы ткани (мкмоль/(г-мин)). Эксперименты проведены в двух повторностях. Результаты представлены в виде средних значений и их ошибок (M ± m). Нормальность распределения исследуемых показателей проверяли с помощью теста Ша-пиро-Уилка. Достоверность различий оценивали с помощью однофакторного анализа (ANOVA, Dunnet-test) при p < 0.05.
Трехлетков серебряного карася акклими-ровали в течение 10 суток в аквариумах с постоянной аэрацией при температуре 20°С. Рыб кормили комбикормом и рыбным фаршем. Условия отбора рыб и проведение эксперимента по КТМ были идентичны опыту с двухлетками плотвы, за исключением самой низкой скорости нагрева 0.08°С/ч. Мазки крови готовили из венозной крови путем каудэктомии после оглушения рыб. Высушенный на воздухе мазок фиксировали в 96° спирте и окрашивали краской Романовского-Гимза по стандартной методике [Житенева, 2004 (Zhiteneva, 2004)] при рН 7.0. На мазках оценивали эритро- и лейко-поэз. Помимо этого подсчитывали количество поврежденных клеток (эритроцитов), как показатель устойчивости клеток, а также количество амитозов.
При оценке эритропоэза определяли относительное количество эритроцитов разной степени зрелости: эритробластов, незрелых и зрелых эритроцитов.
Подсчитывали не менее 500 клеток, результаты выражали в процентах (%). Одновременно вели учет амитотически делящихся эритроцитов, которые определяли по наличию гантелевидных ядер в клетках, и микроцитов, а также безъядерных клеток (как результат завершенного амитоза), результат также выражали в процентах. Долю разрушенных клеток на мазке рассчитывали по отношению к общему количеству клеток красной крови.
При идентификации лейкоцитов использовали классификацию Н.Т. Ивановой [Иванова, 1983 (Ivanova, 1983)].
Процентное соотношение лейкоцитов, или лейкоцитарную формулу, определяли, подсчитывая на мазках 200 клеток белой крови. Количество тромбоцитов подсчитывали
РЕЗУЛЬТАТЫ И Активность ацетилхолинэстеразы и содержание водорастворимого белка в мозге молоди плотвы при разной скорости повышения температуры. Значения КТМ у двухлетков плотвы при повышении температуры с разной скоростью (0.08, 4.0, 8.0, 14.0, 25.0 и 40.0°С/ч) составили в среднем 37.4, 35.6, 34.2, 33.7, 33.5, 34.1°С соответственно. Максимальное значение КТМ отмечено при самой медленной скорости нагрева. С увеличением скорости нагрева в диапазоне от 4 до 25°С/ч значения КТМ, а значит, и термоустойчивость рыб, постепенно снижаются. Однако при скорости нагрева 40°С/ч значения КТМ были выше, чем при скорости 14 и 25°С/ч.
параллельно с подсчетом лейкоцитов и их долю рассчитывали по формуле:
% Трц = Трц / (Лк + Трц) • 100, где Лк - лейкоциты, Трц - тромбоциты.
Результаты выражали в виде средних значений и их ошибок, достоверность оценивали по критерию Стьюдента при р < 0.05.
ОБСУЖДЕНИЕ
При нагреве воды с медленной скоростью 0.08°С/ч активность АХЭ практически не меняется по сравнению с контролем (табл. 1). При скоростях нагрева 4-25°С/ч активность АХЭ увеличивается в 1.5-2 раза по сравнению с контролем, при скорости 40°С/ч она на 20% ниже контрольных значений. Максимальные значения активности АХЭ отмечены при скорости нагрева воды 8°С/ч. Содержание ВРБ на 9% ниже контроля при скорости нагрева воды 0.08°С/ч. Более высокие скорости нагрева вызывают увеличение этого показателя в 2-3 раза по сравнению с контролем. Максимальное содержание ВРБ отмечено при самой высокой скорости нагрева воды 40°С/ч.
Таблица 1. Активность АХЭ и содержание ВРБ в мозге молоди плотвы при разной скорости повышения температуры воды
Table 1. The activity of AChE and the content of VSP in the brain of juvenile roach at a different rate of water temperature rise
Скорость нагрева воды, °С/ч Активность АХЭ Activity of AChE Содержание ВРБ, мг/г ткани
Water heating rate, °C/h мкмоль/г ткани/мин ^mol/g tissue/min нмоль/мг белка/мин nmol/mg protein/min Content VSP, mg/g tissue
0 (контроль) Control 2.05±0.05 в 92.6±2.6 г 22.1±0.2 6
0.08 1.83±0.02 6 90.4±0.9 г 20.2±0.1 а
4.0 3.70±0.06 д 90.5±1.6 г 40.9±0.2 в
8.0 4.46±0.04 ж 101.4±1.3 д 44.0±0.2 г
14.0 3.93±0.05 е 66.4±1.0 в 59.2±0.2 д
25.0 2.57±0.07 г 41.9±1.4 6 61.4±0.5 е
40.0 1.65±0.04 а 25.9±0.6 а 63.6±0.1 ж
Примечание. Разные индексы указывают на статистические достоверности показателей в столбцах, p < 0.05. Достоверность различий между средними значениями оценивали методом Краскела-Уоллиса. Note. Different codes indicate statistically significant indicators in columns, p <0.05. The significance of differences between mean values was evaluated by Kruskal-Wallis test.
Известно, что активность АХЭ мозга рыб возрастает при повышении температуры как окружающей воды [Чуйко, Козловская, 1989 (Chuiko, Kozlovskaya, 1989)], так и температуры инкубации фермента в условиях in vitro [Михкиева, Богдан, 1978 (Mihkieva, Bogdan, 1978); Чуйко, Козловская, 1989 (Chuiko, Kozlovskaja, 1989)]. Из полученных данных по активности АХЭ и содержанию
ВРБ можно заключить, что при скорости нагрева 0.08°С/ч организм рыб достаточно легко адаптируется к повышению температуры воды. Высокая активность фермента и увеличение содержания белка при повышении температуры воды от 4 до 8°С/ч в мозге плотвы, говорит об увеличении скорости химической реакции у рыб в ответ на действие температурного стресса, что возможно приводит к
уменьшению сродства фермента с субстратом. Последующее снижение активности АХЭ и повышение содержания ВРБ, возможно, связаны с начальным этапом термоиндуцированных деструктивных процессов в мозге плотвы, в результате которых происходит разрушение клеточных мембран и самих клеток, выход белков в межклеточное пространство и нарушение функционирования ферментных комплексов [Голованов и др., 2015 (Golovanov et al., 2015)]. В то же время, по данным М.С. Ах-тара [Achtar et al., 2013], у молоди индийского солнечного махсира Tor putitoria (Hamilton, 1822) при содержании рыб в течение 30 дней в диапазоне температуры от 20 до 32°С, с повышением температуры акклимации активность АХЭ постепенно снижалась.
Активность гликозидаз (мальтаза и амилолитическая активность) в кишечнике молоди карпа при скорости нагрева воды 8.0°С/ч. Значения КТМ при скорости нагрева 8° С/ч у голодных особей составили 37.3±0.3°С, у сытых - 37.8±0.1°С. Очевидно, трехдневное голодание не отражается на уровне КТМ и термоустойчивости рыб.
Результаты, полученные при исследовании активности гликозидаз в кишечнике голодных и сытых карпов, приведены в табл. 2. При нагреве воды со скоростью 8°С/ч достоверное повышение амилолитической активности на 57% отмечено у сытых рыб, активности мальтазы на 14% - у голодных по сравнению с активностью ферментов у карпов, содержавшихся при температуре акклимации 22°С.
Известно, что медленное повышение температуры окружающей среды увеличивает активность пищеварительных гликозидаз рыб во все сезоны, в то время как резкие изменения температуры, не позволяющее организму адаптироваться, снижают активность ферментов и термоустойчивость рыб [Оо1оуапоуа й а1., 2013]. Повышение амилолитической активности при нагреве воды у сытых рыб хорошо согласуется с результатами вышеуказанной работы и может быть обусловлено более высокой функциональной активностью пищеварительной системы у сытых рыб по сравнению с голодными.
Таблица 2. Активность гликозидаз в кишечнике молоди карпа, содержавшихся при температуре акклимации 22°С и скорости нагрева воды 8.0°С/ч
Table 2. Glycosidases activity in the intestine of juvenile carp, kept at a temperature acclimation 22°C and water heating rates 8.0°C/h
Активность гликозидаз, мкмоль/(г-мин) Glycosidases activity, ^mol/(g-min) Голодные Hungry Сытые Fed
Скорость нагрева воды, °С/ч Water heating rate, °C/h Скорость нагрева воды, °С/ч Water heating rate, °C/h
0 (контроль) 8.0 0 (контроль) 8.0
Амилолитическая активность Amylolytic activity 44.67±0.96а 45.83±2.40а 53.67±0.54а 84.50±7.95б
Активность мальтазы The activity of maltase 18.24±0.35 а 20.82±0.57б 25.80±0.40а 26.62±0.59а
Примечание. Приведены средние значения показателей и их ошибка; разные индексы указывают на статистически значимые различия показателей при нагреве воды по сравнению с контролем, p < 0.05 (ANOVA, Dunnettest).
Note. Shows the average rates and the error; different indexes indicate significant statistical differences ski at water heating rates compared with the control, p <0.05 (ANOVA, Dunnet-test)
В то же время, повышение активности мальтазы у голодных рыб может быть связано со стрессовой реакцией на голодание, что в свою очередь повлияло на мембранные компоненты клеток кишечника. Известно, что скорость нагрева воды в большей степени изменяет амилолитическую активность, чем активность мальтазы. Эти различия могут быть связаны с разной термостабильностью а-амилазы (температурный оптимум у карпа 40°С), вхо-
дящей в состав ферментов, гидролизующих крахмал, по сравнению с мальтазой (температурный оптимум у карпа 60°С) [Уголев, Кузьмина, 1993 (^о1еу, К^'тта, 1993)], а также разным влиянием скорости нагрева воды на свойства существующих изоформ указанных ферментов.
Показатели крови у молоди серебряного карася при разной скорости повышения температуры. Значения КТМ у трехлет-
ков серебряного карася при повышении температуры с разной скоростью (4.0, 8.0, 14.0, 25.0 и 40.0°С/ч) составили в среднем 37.6, 36.2, 36.5, 35.8 и 36.5°С соответственно. Максимальное значение КТМ у трехлетков серебряного карася отмечено при самой медленной скорости нагрева. У серебряного карася оно было выше в сравнении с ранее изученным
видом - плотвой. Динамика показателей КТМ у двух изученных видов рыб (плотва и серебряный карась) при различных скоростях нагрева сходна. У трехлетков серебряного карася наблюдается постепенное снижение КТМ, после чего следует стабилизация показателей на уровне 36-37°С.
Таблица 3. Соотношение красных и белых клеток в периферической крови у трехлетков серебряного карася при разной скорости нагрева рыб (%)
Table 3. The ratio of red and white cells in peripheral blood in its third year of life goldfish at different heating rates (%)
Показатели
Скорость нагрева воды, °С/ч Water heating rate, °C/h
Indicators 0 (контроль) 4.0 8.0 14.0 25.0 40.0
Лейкоциты White blood cells
Лимфоциты Lymphocytes 73.7±12.2 73.7±6.1 48.6±4.4* 43.8±4.6* 44.0±4.7* 42.7±4.5*
Моноциты Monocytes 1.7±1.1 2.1±1.8 2.1±1.1 2.1±1.0 2.0±0.7 1.9±0.6
Бластные клетки Blast cells 4.3±1.6 6.4±3.8 5.7±2.5 2.5±1.2 2.3±0.9 2.0±0.6
Миелоциты Myelocytes 10.3±5.1 14.6±2.2 27.3±5.8* 28.3±4.6* 27.1±3.3* 26.6±1.6*
Метамиелоциты Metamyelocytes 8.1±5.7 5.0±3.1 14.1±0.5 17.3±0.8* 21.0±2.8* 21.5±4.0*
Палочкоядерные нейтрофилы Stab neutrophils 2.3±3.3 1.2±2.0 2.1±1.5 2.3±1.1 4.1±1.3 4.6±1.8
Сегментоядерные нейтрофилы Segmented neutrophils 2.4±3.6 3.4±4.4 3.2±0.5 5.1±2.9 2.6±0.8 3.2±0.5
Эритроциты Red blood cells
Эритробласты Erythroblasts 0.6±0.6 0.1±0.3 0.2±0.4 0.9±1.2 0.2±0.5 0.1±0.3
Незрелые эритроциты Immature red blood cells 1.8±1.7 0.4±0.7 2.7±3.6 2.4±4.4 0.7±1.1 0.3±0.7
Зрелые эритроциты Mature red blood cells 97.6±1.5 99.5±0.7 97.0±3.8 96.7±4.6 99.1±1.5 99.6±0.7
Амитозы Amitosis 2.6±2.3 8.2±3.4 6.1±7.2 14.9±0.8* 12.7±1.8* 12.5±0.4*
Микроциты Microcytes 1.2±1.5 15.7±6.6* 7.5±5.9 14.4±5.8* 12.6±2.7* 12.7±3.6*
Поврежденные клетки Damaged cells 0 2.7±3.8 21.4±7.9* 27.8±5.0* 28.0±4.8 33.6±7.8*
Примечание. * - значения показателей статистически достоверно отличаются от контроля, p < 0.05.
Note. * - values of indicators are statistically significantly different from control, p <0.05.
Известно, что максимальное значение КТМ у молоди серебряного карася отмечено в различных опытах при скорости 1-2°С/сут летом, минимальное при скорости нагрева 3.0°С/час, это несколько отличается от данных, полученных в наших опытах [Смирнов, Голованов, 2004 (Smimov, Golovanov, 2004)]. Результаты, полученные при исследовании клеток белой и красной крови серебряного карася, приведены в табл. 3. Достоверные изменения показателей крови отмечены у серебряного карася по лейкоцитам - при скоростях нагрева более 8.0°С/час, по эритроцитам - при скорости более 4.0°С/час.
Обнаружены достоверно отличающиеся от контроля лимфопения (уменьшение относительного количества лимфоцитов) и нейтро-филия (увеличение долей незрелых нейтрофи-лов - миелоцитов и метамиелоцитов, тогда как изменения зрелых форм нейтрофилов - палоч-ко- и сегментоядерных нейтрофилов не наблюдали). Выявленные изменения свидетельствуют о том, что клетки белой крови реагируют на резкое повышение температуры реакцией неспецифического стресса, как на действие любых неблагоприятных абиотических и биотических, в том числе антропогенных, факторов [Микряков, 2001 ^кдако^ 2001)]. Следует отметить, что доли бластных форм клеток при наименьшей скорости нагрева незначительно повышаются относительно контроля, а потом резко падают. Это может быть
связано с дозреванием клеток и выбросом их в кровяное русло при повышении температуры воды.
Среди показателей красной крови следует отметить исчезновение из периферического русла незрелых форм клеток. Данное явление также может быть связано с дозреванием эритроцитов или ускоренным выбросом зрелых клеток из "депо" в селезенке. Достоверное увеличение количества амитозов среди эритроцитов можно считать компенсаторной реакцией красной крови на дефицит кислорода при увеличении температуры воды. Подобное явление описано у карасей, обитающих в дефицитных по содержанию кислорода водоемах [Иванова, 1983 (Ivanova, 1983)]. Амитоз, как тип деления, не связанный со сложной перестройкой хроматинового аппарата, является быстрым способом увеличения количества переносчиков кислорода.
До сих пор продолжается дискуссия о том, является ли амитоз компенсаторной реакцией на дефицит кислорода, или признаком патологического состояния эритроцитов, так как при этом повреждается генетический аппарат клетки, и она становится неспособной к дальнейшему делению [Житенева, 2004 (Zhiteneva, 2004)]. Увеличение количества поврежденных клеток на мазках крови указывает на уменьшение резистентности мембран клеток при резком повышении температуры.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Верхняя сублетальная температура, определенная методом критического термического максимума (КТМ) на молоди трех видов рыб семейства карповых (плотвы, карпа и серебряного карася) служит показателем верхней температурной границы жизнедеятельности. Изменения активности АХЭ и содержания ВРБ в мозге молоди плотвы при повышение температуры среды со скоростью выше 4°С/ч указывают на стрессорную реакцию рыб, приводящую к термоиндуцированным деструктивным процессам. При скорости нагрева воды 8°С/ч значения КТМ у голодных и сытых особей карпа равны, однако изменения активности кишечных гликозидаз зависят от физиологического состояния — у сытых рыб повышается
амилолитическая активность, у голодных — активность мальтазы. Изменения показателей белой и красной крови у серебряного карася свидетельствуют о том, что некоторые гематологические показатели, так же как значения АХЭ, ВРБ и гликозидаз, могут служить своеобразными маркерами температурного воздействия в зоне высоких температур водной среды. С учетом возможного потепления климата, возникновения аномальных температурных ситуаций в водоемах и увеличения сбросов теплых вод ГРЭС и АЭС, полученные результаты могут быть использованы для разработки уровней допустимой тепловой нагрузки на естественные водоемы и зоны термального загрязнения.
Исследование выполнено при поддержке Программы Президиума РАН: 1.21ПБиоразнообразие природных систем. Биологические ресурсы России: оценка состояния и фундаментальные основы мониторинга. 2.5. Влияние антропогенного регулирования уровневого режима водохранилищ и температуры на динамику численности рыб различной экологии и Программ Президента РФ "Ведущие научные школы" НШ-2666.2014.4 и НШ-7894.2016.4 "Экологические аспекты адаптаций и популя-ционная организация у рыб ".
БЛАГОДАРНОСТИ
Выражаем глубокую благодарность зав. лабораторией физиологии и токсикологии, д.б.н. Г.М. Чуйко, научному сотруднику В.А. Подгорной, к.б.н., ведущему научному сотруднику Е.А. Заботкиной, д.б.н., главному научному сотруднику И.Л. Головановой и к.б.н., старшему научному сотруднику А.А. Филиппову за помощь в освоении методик, за консультации, обсуждение полученных дан-ных и поддержку при проведении исследований.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Голованов В.К. Температурные критерии жизнедеятельности пресноводных рыб. Москва: Полиграф-Плюс, 2013б. 300 с.
Голованов В.К., Заботкина Е.А., Некрутов Н.С., Грачева Е.Л. Влияние высокой температуры на показатели крови у молоди серебряного карася Carassius auratus и головешки-ротана Perccottus glenii // Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. 2016. № 1. С. 99-106. Голованов В.К., Смирнов А.К., Голованова И.Л. Влияние скорости нагрева воды на термоустойчивость и пищеварительные карбогидразы карпа Cyprinus carpió (L.) в различные сезоны года // Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. 2011. № 1. С. 82-86. Голованов В.К., Смирнов А.К., Капшай Д.С. Окончательно избираемые и верхние летальные температуры у молоди некоторых видов пресноводных рыб // Труды Карел. НЦ РАН. Сер. Экспериментальная биология. 2012. № 2. С. 70-75.
Голованов В.К. Чуйко Г.М., Подгорная В.А. Головкина Е.И., Некрутов Н.С. Динамика активности ацетилхоли-нэстеразы и водорастворимых белков в головном мозге рыб при разных скоростях нагрева в летний сезон года // Труды Карел. НЦ РАН. Сер. Эксперим. биология. 2015. № 12. С. 116-123. Головина Н.А. Кровь как диагностическая система физиологического состояния организма / Н.А. Головина //
Первый конгресс ихтиологов России: сб. тез. докл. / АзНИИРХ. Астрахань, 1997. С. 215-216. Житенева Л. Д. Рудницкая О. А., Калюжная Т.И. Ихтиогематология. Ростов-на-Дону, 2004. 256 с. Житенева Л.Д. О.А. Рудницкая, Т.И. Калюжная Эколого-гематологические характеристики некоторых видов
рыб. Справочник Ростов-на-Дону, 1997. 149 с. Заботкина Е.А., Лапирова Т.Б., Середняков В.Е., Нестерова Т.А. Экологическая пластичность гематологических показателей пресноводных костистых рыб // Физиология и биохимия водных животных / [отв. ред. Г. М. Чуйко]. Ярославль : Канцлер, 2015. (РАН, Институт биологии внутренних вод им. И. Д. Папанина. Труды ; вып. 72(75), 2015). С. 16-29. Иванов А. А. Физиология рыб / А.А. Иванов. М.: Мир, 2003. 284с.
Иванова Н.Т. Атлас клеток крови рыб. Сравнительная морфология и классификация форменных элементов крови рыб М., 1983. 110 с.
Капшай Д.С., Голованов В.К. Эколого-физиологические и биохимические механизмы адаптаций рыб в субле-тально высоких температурах // Физиологические, биохимические и молекулярно-генетические механизмы адаптаций гидробионтов. Материалы Всероссийской конференции с международным участием (Борок, 2227 сентября 2012 г.) Кострома: "Костромской печатный дом", 2012. С. 170-172. Клиге Р.К., Данилов И. Д., Конищев В.Н. История гидросферы. М.: Научный мир, 1998. 368 с. Маслова М.Н., Резник Н. Угнетение холинэстеразной активности в мозге крыс фосфорорганическими ингибиторами с различной степенью гидрофобности // Укр. биохим. журнал. 1976. Т. 48, № 4. С. 450-454. Микряков В.Р. Балабанова Л.В., Заботкина Е.А. и др. Реакция иммунной системы рыб на загрязнение воды токсикантами и закисление среды М.: Наука, 2001. 126 с. Михкиева В.С., Богдан В.В. К вопросу об определении активности холинэстеразы в мышечной и нервной тканях пресноводных рыб // Экологическая биохимия животных. Петрозаводск. Наука. 1978. С. 97-103. Мордухай-Болтовской Ф.Д. Проблема влияния тепловых и атомных электростанций на гидробиологический
режим водоемов (обзор) // Экология организмов водохранилищ-охладителей. Л.: Наука, 1975. С. 7-69. Смирнов А.К., Голованов В.К. Влияние различных факторов на термоустойчивость серебряного карася
Carassius auratus L. // Биол. внутр. вод. 2004. № 3. С. 103-109. Уголев А.М. Иезуитова Н.Н. Определение активности инвертазы и других дисахаридаз // Исследование пищеварительного аппарата у человека. Л.: Наука, 1969. С. 192-196. Уголев A.M., Кузьмина В.В. Пищеварительные процессы и адаптации у рыб. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. 238 с.
Чуйко Г.М. Биомаркеры в гидроэкотоксикологии: принципы, методы и методология, практика использования. Гл XV. // Экологический мониторинг. Часть VIII. Современные проблемы мониторинга пресноводных экосистем: Учебное пособие / Под ред. проф. Д.Б. Гелашвили, проф. Г.В. Шургановой. Нижний Новгород: Изд-во Нижегородского госуниверситета, 2014. С. 310-326. Чуйко Г.М. Сравнительно-биохимическое исследование холинэстераз пресноводных костистых рыб бассейна
Рыбинского водохранилища: автореф. дис. ... докт. биол. наук. СПб., 2004. 40 с. Чуйко Г.М., Подгорная В.А. Холинэстеразы пресноводных костистых рыб // Физиология и токсикология пресноводных животных. Сборн. статей. Рыбинск: Издательство ОАО "Рыбинский дом печати", 2007. С. 100139.
Чуйко Г.М., Козловская В.И. Сезонные изменения активности ацетилхолинэстеразы мозга окуня (Perca fluviatilis L.) // Физиология и токсикология гидробионтов. Ярославль: ЯрГУ, 1989. С. 27-38.
Achtar M.S., Pal A.K., Sahu N.P., Ciji A., Mahanta P.C. Thermal tolerance, oxygen consumption and haemato-biochemical variables of Tor putitora juveniles acclimated to five temperatures // Fish Physiol. Biochem. 2013. Vol. 39, № 6. P. 1387-1398.
Alabaster J.S., Lloyd R. Water quality criteria for freshwater fish. L.: FAO and Butterworth Scientific., 1980. 344 p.
Beitinger T.L., Bennet W.A., McCauley R.W. Temperature tolerances of North American freshwater fishes exposed to dynamic changes in temperature // Env. Biol. Fishes. 2000. Vol. 58, № 3. P. 237-275.
Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principal of protein-dye binding // Analytic. Biochem. 1976. Vol. 72, № P. 248-254.
Chuiko G.M., Podgornaya V.A., Zhelnin Y.Y. Acetylcholinesterase and butyrylcholinesterase activities in brain and plasma of freshwater teleosts: cross-species and cross-family differences // Comp. Biochem. Physiol. 2003. Part B. Vol. 135B, № 1. P. 55-61.
Ellmann G.L., Courtney K.D., Andres V. et al. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholine-esterase activity // Biochem. Pharmacol. 1961. Vol. 7, № 2. P. 91-95.
Golovanov V.K. Ecophysiological patterns of distribution and behavior of freshwater fish in thermal gradients // J. Ichthyology. 2013. Vol. 53, № 4. P. 252-280. DOI: 10.1134/S0032945213030016
Golovanov V.K., Smirnov V.K. Influence of the water heating rate upon thermal tolerance in common carp (Cyprinus carpio L.) during different seasons // J. of Ichthyology. 2007. Vol. 47, № 7. P. 538-543. DOI: 10.1134/S0032945207070089
Golovanova I. L., Golovanov V. K., Smirnov A. K., Pavlov D. D. Effect of ambient temperature increase on intestinal mucosa amylolitic activity in freshwater fish // Fish Physiol. Biochem.. 2013. Vol. 39, № 6. P. 1497-1504.
Golovanova I.L., Kuzmina V.V. Golovanov V.K. Exposure to high temperatures on the digestive hydrolazes goldfish Carassius auratus L. // J. of Ichthyology. 2002. Vol. 42, №. 1. P. 115-123.
Jobling M. Temperature tolerance and the final preferendum - rapid methods for the assessment of optimum growth temperature // J. Fish. Biol. 1981. Vol. 19, № 4. P. 439-455.
Klyashtorin L.B., Lyubushin A.A. Cyclic climate changes and fish productivity. M.: VNIRO Publishing, 2007. 224 p.
Schmidt-Nielsen K. Animal Physiology. Adaptation and Environment. Cambridge (U.K.): Cambridge University. 1979. 416 p.
REFERENCES
Achtar M.S., Pal A.K., Sahu N.P., Ciji A., Mahanta P.C. 2013. Thermal tolerance, oxygen consumption and haemato-biochemical variables of Tor putitora juveniles acclimated to five temperatures // Fish Physiol. Biochem. Vol. 39, № 6. P. 1387-1398.
Alabaster J.S., Lloyd R. 1980. Water quality criteria for freshwater fish. L.: FAO and Butterworth Scientific. 344 p.
Beitinger T.L., Bennet W.A., McCauley R.W. 2000. Temperature tolerances of North American freshwater fishes exposed to dynamic changes in temperature // Env. Biol. Fishes. Vol. 58, № 3. P. 237-275.
Bradford M.M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principal of protein-dye binding // Analytic. Biochem. Vol. 72, № P. 248-254.
Chuiko G.M. 2014. Biomarkery v gidrojekotoksikologii: principy, metody i metodologija, praktika ispol'zovanija. [Bi-omarkers in hydroecotoksikology: principles, methods and methodology, practice use.] Gl XV. // V kn. Jekologicheskij monitoring. Chast' VIII. Sovremennye problemy monitoringa presnovodnyh j ekosistem: Uchebnoe posobie / Pod red. prof. D.B. Gelashvili, prof. G.V. Shurganovoj. Nizhnij Novgorod: Izd-vo Nizhegorodskogo gosuniversiteta. S. 310-326. [In Russian]
Chuiko G. M. 2004. Sravnitel'no-biohimicheskoe issledovanie holinjesteraz presnovodnyh kostistyh ryb bassejna Rybinskogo vodohranilishha [Comparative biochemical cholinesterase freshwater bony fishes of the Rybinsk Reservoir Basin]: avtoref. dis. ... dokt. biol. nauk. SPb. 40 s. [In Russian]
Chuiko G.M., Kozlovskaya V.I. 1989. Sezonnye izmenenija aktivnosti acetilholinjesterazy mozga okunja (Perca fluviatilis L.) [Seasonal changes in brain acetylcholinesterase activity perch (Perca fluviatilis L.)] // Fiziologija i toksikologija gidrobiontov. Jaroslavl': JarGU. S. 27-38. [In Russian]
Chuiko G.M., Podgornaya V.A. 2007. Holinjesterazy presnovodnyh kostistyh ryb [Cholinesterase freshwater bony fishes] // Fiziologija i toksikologija pre-snovodnyh zhivotnyh. Sborn. statej. Rybinsk: Izdatel'stvo OAO "Rybinskij dom pechati". S. 100-139. [In Russian]
Chuiko G.M., Podgornaya V.A., Zhelnin Y.Y. 2003. Acetylcholinesterase and butyrylcholinesterase activities in brain and plasma of freshwater teleosts: cross-species and cross-family differences // Comp. Biochem. Physiol. Part B. Vol. 135B, № 1. P. 55-61.
Ellmann G.L., Courtney K.D., Andres V. et al. 1961. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholine-esterase activity // Biochem. Pharmacol. Vol. 7, № 2. P. 91-95.
Golovanov V.K. 2013a. Ecophysiological patterns of distribution and behavior of freshwater fish in thermal gradients // J. of Ichthyology. Vol. 53, № 4. P. 252-280. DOI: 10.1134/S0032945213030016
Golovanov V. K. 2013b. Temperaturnye kriterii zhiznedeiatel'nosti presnovodnykh ryb. [Temperature criteria of the life activity of freshwater fish]. M: POLIGRAF-PLUS. 300 s. [In Russian]
Golovanov V.K. Chujko G.M., Podgornaja V.A. Golovkina E.I., Nekrutov N.S. 2015. Dinamika aktivnosti acetilholi-njesterazy i vodorastvorimyh belkov v golovnom mozge ryb pri raznyh skorostjah nagreva v letnij sezon goda [Dynamics of activity atsetilholinesterazy and water-soluble proteins in the brain of the fish at different heating rates during the summer season of the year] // Trudy Karel. NC RAN. Ser. Jeksperim. biologija. № 12. S. 116-123. [In Russian]
Golovanov V.K., Smirnov V.K. 2007. Influence of the water heating rate upon thermal tolerance in common carp (Cyprinus carpio L.) during different seasons // J. of Ichthyology. Vol. 47, № 7. P. 538-543.) DOI: 10.1134/S0032945207070089
Golovanov V.K., Smirnov A.K., Golovanova I.L. 2011. Vlijanie skorosti nagreva vody na termoustojchivost' i pishhevaritel'nye karbogidrazy karpa Cyprinus carpio (L.) v razlichnye sezony goda [Effect of water heating rate on the thermal stability and food-preliminary carbohydrases carp Cyprinus carpio (L.) in different seasons] // Vestnik AGTU. Serija: Rybnoe hozjajstvo. № 1. S. 82-86. [In Russian] Golovanov V.K., Smirnov A.K., Kapshaj D.S. 2012. Okonchatel'no izbiraemye i verhnie letal'nye temperatury u molodi nekotoryh vidov presnovodnyh ryb [Comparative analysis of the final selected and the upper lethal temperature in the young of some species of freshwater fish] // Trudy Karel. NC RAN. Ser. Jeksperimental'naja biologija. № 2. S. 70-75. [In Russian]
Golovanov V.K., Zabotkina E.A., Nekrutov N.S., Gracheva E.L. 2016. Vlijanie vysokoj temperatury na pokazateli krovi u molodi serebrjanogo karasja Carassius auratus i goloveshki-rotana Perccottus glenii [Effect of high temperature on blood parameters in juvenile goldfish Carassius auratus and Amur sleeper Perccottus glenii] // Vestnik AGTU. Serija: Rybnoe hozjajstvo. № 1. S. 99-106. [In Russian] Golovanova I.L., Golovanov V.K., Smirnov A.K., Pavlov D. D. 2013. Effect of ambient temperature increase on intestinal mucosa amylolitic activity in freshwater fish // Fish Physiol. Biochem. V. 39. № 6. P. 1497-1504. Golovanova I.L., Kuzmina V.V. Golovanov V.K. 2002. Exposure to high temperatures on the digestive hydrolazes
goldfish Carassius auratus L. // J. of Ichthyology. Vol. 42, №. 1. P. 115-123. Golovina N.A. 1997. Krov' kak diagnosticheskaja sistema fiziologicheskogo sostojanija organizma [The blood as a diagnostic system of the physiological state of an organism] // Pervyj kongress ihtiologov Rossii: sb. tez. dokl. / AzNIIRH. Astrahan', S. 215-216. [In Russian] Ivanov A.A. 2003. Fiziologija ryb [Fish Physiology] / M.: Mir. 284s. [In Russian]
Ivanova N.T. 1983. Atlas kletok krovi ryb. Sravnitel'naja morfologija i klassifikacija formennyh jelementov krovi ryb
[Atlas fish blood cells. Comparative morfologiya and classification of blood cells of fish] M. 110 s. [In Russian] Jobling M. 1981. Temperature tolerance and the final preferendum - rapid methods for the assessment of optimum
growth temperature // J. Fish. Biol. Vol. 19, № 4. P. 439-455. Kapshaj D.S., Golovanov V.K. 2012. Jekologo-fiziologicheskie i biohimicheskie mehanizmy adaptacij ryb v subletal'no vysokih temperaturah [Ecological and physiological and biochemical mechanisms of adaptation in fish subletal high temperatures] // Fiziologicheskie, biohimicheskie i molekuljarno-geneticheskie mehanizmy adaptacij gidrobiontov. Materialy Vserossijskoj konferencii s mezhdunarodnym uchastiem (Borok, 22-27 sentjabrja 2012 g.) Kostroma: "Kostromskoj pechatnyj dom", S. 170-172. [In Russian] Klige R.K., Danilov I.D., Konishhev V.N. 1998. Istorija gidrosfery. [The history of the hydrosphere.] M.: Nauchnyj mir. 368 s. [In Russian]
Klyashtorin L.B., Lyubushin A.A. Cyclic climate changes and fish productivity. M.: VNIRO Publishing, 2007. 224 p. Maslova M.N., Reznik N. 1976. Ugnetenie holinjesteraznoj aktivnosti v mozge krys fosfororganicheskimi ingibitorami s razlichnoj stepen'ju gidrofobnosti [Inhibition of cholinesterase activity in the brains of rats organophosphorus inhibitortors with varying degrees of hydrophobicity] // Ukr. biohim. zhurnal. T. 48, № 4. S. 450-454. [In Russian] Mihkieva V.S., Bogdan V.V. 1978. K voprosu ob opredelenii aktivnosti holinjesterazy v myshechnoj i nervnoj tkanjah presnovodnyh ryb [On the determination of cholinesterase activity in muscle and nerve tissue freshwater fish] // Jekologicheskaja biohimija zhivotnyh. Petrozavodsk. Nauka. S. 97-103. [In Russian] Mikrjakov V.R. Balabanova L.V., Zabotkina E.A. i dr 2001. Reakcija immunnoj sistemy ryb na zagrjaznenie vody toksikantami i zakislenie sredy [The reaction of the immune system of fish toxicants to water pollution and acidification] / M.: Nauka. 126 s. [In Russian] Morduhaj-Boltovskoj F.D. 1975. Problema vlijanija teplovyh i atomnyh jelektrostancij na gidrobiologicheskij rezhim vodoemov (obzor) [The problem of the effect of thermal and nuclear power plants in the hydrobiological regime of reservoirs (review)] // Jekologija organizmov vodohranilishh-ohladitelej. L.: Nauka. S. 7-69. [In Russian] Schmidt-Nielsen K. 1979. Animal Physiology. Adaptation and Environment. Cambridge (U.K.): Cambridge University. 416 p.
Smirnov A.K., Golovanov V.K. 2004. Vlijanie razlichnyh faktorov na termoustojchivost' serebrjanogo karasja Carassius auratus L. [Influence of various factors on the thermal stability of the goldfish Carassius auratus L.] // Biol. vnutr. vod. № 3. S. 103-109. [In Russian] Ugolev A.M. Iezuitova N.N. 1969. Opredelenie aktivnosti invertazy i drugih disaharidaz [Determination of invertase and other disaccharidases] /// Issledovanie pishhevaritel'nogo apparata u cheloveka. L.: Nauka. S. 192-196. [In Russian]
Ugolev A.M., Kuz'mina V.V. 1993. Pishhevaritel'nye processy i adaptacii u ryb. [Digestive processes and the adaptation of fish.] SPb.: Gidrometeoizdat. 238 s. [In Russian]
Zabotkina E.A., Lapirova T.B., Serednjakov V.E., Nesterova T.A. 2015. Jekologicheskaja plastichnost' gematologicheskih pokazatelej presnovodnyh kostistyh ryb [Ecological plasticity of hematological parameters of freshwater bony fishes] // Fiziologija i biohimija vodnyh zhivotnyh / [otv. red. G. M. Chujko]. Jaroslavl' : Kancler. (RAN, Institut biologii vnutrennih vod im. I. D. Papanina. Trudy ; vyp. 72(75). S. 16-29. [In Russian] Zhiteneva L.D. Rudnickaja O.A., Kaljuzhnaja T.I. 1997. Jekologo-gematologicheskie harakteristiki nekotoryh vidov ryb. Spravochnik [Ecological and hematologic characteristics of some species of fish. Directory] / Rostov-na-Donu. 149 s. [In Russian]
Zhiteneva L.D. Rudnickaja O.A., Kaljuzhnaja T.I. 2004. Ihtiogematologija. [Ichtiogematology.] Rostov-na-Donu. 256 s. [In Russian]
PHYSIOLOGICAL AND BIOCHEMICAL INDICATORS OF JUVENILE CYPRINIDS FISH DURING AMBIENT TEMPERATURE RISE
N. S. Nekrutov, V. K. Golovanov
Papanin Institute for Biology of Inland Waters Russian Academy of Sciences, 152742, Borok, Russia,
e-mail: nikita. nekrutov@mail. ru
Physiological and biochemical (the activity of acetylcholinesterase (AChE) and water-soluble protein (VSP) of the brain, and the activity of glycosidases (maltase and amylolytic activity) in the intestinal membrane) and haematological parameters in normal and increasing the ambient temperature at different rates (0.08, 4.0, 8.0, 14.0, 25.0 and 40.0°C/h) were analyzed for example juveniles of 3 species of fish family Cyprinidae: roach Rutilus rutilus (L.), carp Cyprinus carpio L. and goldfish Carassius auratus (L.), acclimated to a temperature of 20-22°C. AChE activity and the content VSP of juvenile roach when water heating rate of 0.08°C/h is not different from the control, indicating that adaptation to the rise in temperature. However, further increase in the heating rate of 4 to 25°C/h results in growth and AChE activity content VRB reflecting stress reaction on fish-sharp increase the water temperature. It was found that short-term fasting does not affect the thermal stability of carp fingerlings. When the rate of heating water 8°C/h maltase activity increased only in the hungry fish, amilolytic activity only in well-feed. It was found that changes in white blood of goldfish (decrease in the relative number of lymphocytes and increase of immature neutrophils) correspondspond nonspecific response to stress factors and changes in red blood cells (increasing the number of amitosis among red blood cells) are a compensatory response to the evolving hypoxia. The obtained data can be used for estimating fish reactions to different levels of the heat load in the waterbodies.
Keywords: fish, acclimation temperature, water heating, critical thermal maximum, enzyme, acetylcholinesterase, the content of water-soluble protein, glycosidase, amylolytic activity, activity of maltase, hematology, red blood, white blood
