CC BY
127
Эпигенетические механизмы регуляции генной экспрессии в развитии плоскоклеточного рака головы и шеи: терапевтические перспективы
Р.Б. Самсонов1-3, З.А. Раджабова1, Ю.В. Чебуркин1, 2, В.А. Клюге1, Е.В. Ткаченко1, А.В. Малек1, 2
ФГБУ«НИИ онкологии им. Н.Н. Петрова» Минздрава России; Россия, 197758 Санкт-Петербург, пос. Песочный, ул. Ленинградская, 68; 2ООО «Онко-система»; Россия, 194356Санкт-Петербург, ул. Хошимина, 11/1; ФГБУ «Российский научный центр радиологии и хирургических технологий» Минздрава России; Россия, 197758Санкт-Петербург, пос. Песочный, ул. Ленинградская, 70
Контакты: Роман Борисович Самсонов Rom 207@mail.ru
Опухоли головы и шеи (ОГШ) — онкологические заболевания носа, ротовой полости, гортани, глотки, шейного отдела пищевода, околоносовых пазух и слюнных желез, которые в большинстве случаев представляют собой плоскоклеточный рак. Несмотря на то что в большинстве случаев новообразования в области головы и шеи доступны визуальному осмотру, 60—70 % больных поступают на лечение с Ш—1У стадиями заболевания. Оптимизация диагностических алгоритмов и широкое внедрение методов аппаратной диагностики (ультразвуковое исследование, компьютерная томография, волоконная эндоскопия), к сожалению, не приводят к заметному улучшению ситуации. Динамика показателей заболеваемости и смертности от данной патологии в России (рост как абсолютных, так и относительных показателей заболеваемости и смертности за последние 10—12 лет) наглядно демонстрирует его социальную значимость. С учетом эпидемиологических данных очевидны актуальность фундаментальных исследований патогенеза ОГШ и разработка новых патогенетических методов терапии. Наряду с важностью изучения типичных для ОГШ генетических аномалий практическое значение имеют исследования нарушений эпигенетической регуляции работы генома опухолевых клеток.
Целью обзора явился анализ взаимосвязи между различными механизмами эпигенетической регуляции экспрессионной активности генома и оценка этой взаимосвязи в контексте биологии плоскоклеточных эпителиальных ОГШ. С учетом перспектив разработки новых методов терапии важно понимание комплексного характера системы эпигенетического контроля генной экспрессии, так как оно позволяет создавать и реализовывать оптимальные методы медикаментозной коррекции. Например, противоопухолевый эффект масляной кислоты теоретически мог бы быть модифицирован или усилен с помощью ингибиторов миР-17-92а или «мимиков» миР-31. При этом возможность использования одного из применяемых препаратов местно, а другого системно определяет вероятность достижения максимального терапевтического эффекта в ткани опухоли. Основной задачей авторов этого обзора было представление читателям механизмов действия, перспектив разработки и возможностей применения методов эпигенетической терапии ОГШ, которые могут быть предложены клиницистам в обозримом будущем.
Ключевые слова: опухоли головы и шеи, микроРНК, плоскоклеточный рак, эпигенетика, противоопухолевая терапия, ингибиторы деацетилаз гистонов
DOI: 10.17650/2222-1468-2016-6-4-35-44
Epigenetic regulation of gene expression in head and neck squamous cell carcinoma: therapeutic perspectives R.B. Samsonov1-3, Z.A. Radzhabova1, Yu.V. Cheburkin1,2, V.A. Klyuge1, E.V. Tkachenko1, A.V. Malek1,2
1N.N.. Petrov Research Institute of Oncology, Ministry of Health of Russia;
68 Leningradskaya St., Pesochnyy Settlement, Saint Petersburg 197758, Russia;
2"Onco-system" Ltd; 11/1 Hoshimina St., Saint Petersburg 194356, Russia;
Russian Research Center for Radiology and Surgical Technologies, Ministry of Health of Russia;
70 Leningradskaya St., Pesochnyy Settlement, Saint Petersburg 197758, Russia
Head and neck tumors (HNT) include cancers of nasal cavity, oral cavity, larynx, pharynx, cervical esophagus, paranasal sinuses, and salivary glands; in most of the cases HNT are presented by squamous cell carcinoma. Despite the fact that tumors of head and neck are generally available for visual inspection, about 60—70 % of the patients are diagnosed with it at advanced (III or IV) stages of the disease. Unfortunately, optimization of diagnostic algorithms and wide implementation of instrumental diagnostics (ultrasound examination, computed tomography, fiber endoscopy) do not improve the situation. Current trends in HNT incidence and mortality in Russia (increasing of both absolute and relative figures of incidence and mortality over the last 10—12 years) clearly demonstrate its social importance. Available epidemiological data suggests the obvious need for fundamental studies devoted to HNT pathogenesis as well as for development of novel meth-
ods of pathogenetic therapy. Along with the importance of investigation of typicalfor HNT genetic abnormalities, we should also stress .studying of epigenetic regulation disorders in tumor cells because of its particular practical value.
This review is aimed to analyze the relationship between different mechanisms of epigenetic regulation of gene expression, and to evaluate this relationship in squamous cell HNT. In terms of new therapy methods development it is important to understand the complex nature of epigenetic control of gene expression as soon as it allows to create and implement optimal methods of chemotherapy. For instance, the antitumor effect of butyric acid could be theoretically modified or enhanced by the inhibitors of miR-17-92a or miR-31 mimics. In this case one of the drugs can be administrated locally, and the other one — systemically, this possibility can help to reach maximum therapeutic effect in the tumor tissue. The main aim of this review was to present mechanisms, development prospects and application possibilities of HNT epigenetic therapy, which can be soon offered to clinicians.
Key words: head and neck tumors, microRNAs, squamous cell carcinoma, epigenetics, antitumor therapy, histone deacetylase inhibitors
Введение
Онкологические заболевания носа, ротовой полости, гортани, глотки, шейного отдела пищевода, околоносовых пазух и слюнных желез, составляющие около 20 % в общей структуре онкологической заболеваемости, традиционно определяются термином «опухоли головы и шеи» (ОГШ) [1, 2]. Большинство злокачественных новообразований головы и шеи представлены плоскоклеточным раком. Аденокарциномы встречаются реже и могут развиваться из эпителия слюнных желез, щитовидной железы и придатков кожи. Неэпителиальные новообразования составляют около 18 % от общего количества опухолей данной локализации [2].
Давно установлено наличие причинно-следственной связи между развитием ОГШ и такими факторами, как курение, злоупотребление алкоголем, регулярное употребление слишком горячей пищи и плохая гигиена полости рта. Исследования последних лет указывают на значимую роль онкогенных ДНК-содержащих вирусов (вирус папилломы человека, вирус Эпштей-на—Барр, вирус простого герпеса) в этиологии ОГШ [3, 4]. Несмотря на то что в большинстве случаев новообразования в области головы и шеи доступны визуальному осмотру, 60—70 % больных поступают на лечение с Ш—ГУ стадиями заболевания. К сожалению, оптимизация диагностических алгоритмов и широкое внедрение методов аппаратной диагностики (ультразвуковое исследование, компьютерная томография, волоконная эндоскопия) не приводят к заметному улучшению ситуации.
Выбор тактики лечения ОГШ определяется такими параметрами, как локализация, распространенность первичной опухоли, наличие регионарных и отдаленных метастазов, онкологический анамнез и соматический статус пациента [5]. Основным методом лечения ОГШ до настоящего времени остается хирургический. Применение неоадъювантной химиотерапии при мест-но-распространенном процессе позволяет увеличить показатели выживаемости, число органосохраняющих операций и в некоторых случаях перевести первично нерезектабельные опухоли в резектабельное состояние [6, 7]. В лечении ОГШ главным образом применяют препараты платины, фторпиримидины и таксаны.
Лучевую терапию используют в отношении местно-распространенных форм плоскоклеточного рака головы и шеи как в неоадъювантном, так и в адъювантном режиме в сочетании с цитостатиками или таргетными препаратами или в монорежиме [8].
Социальная актуальность данной патологии в нашей стране наглядно отражается динамикой показателей заболеваемости и смертности. Так, распространенность опухолей полости рта возросла с 4,53 до 5,77 случая на 100 тыс. населения за период с 2004 до 2014 г. (прирост 30,09 %). Аналогичные показатели за тот же период наблюдения для опухолей глотки составили 2,86 и 3,44 случая на 100 тыс. населения (прирост 19,46 %). Наблюдался также рост как абсолютных (с 7044 до 7646), так и относительных (с 6,02 до 6,57 на 100 тыс.) показателей смертности, подсчитанных суммарно для опухолей губы, полости рта и глотки [9]. С учетом эпидемиологических данных очевидна актуальность фундаментальных исследований патогенеза ОГШ и разработка новых патогенетических методов терапии. Наряду с важностью изучения типичных для ОГШ генетических аномалий практическое значение имеют исследования нарушений эпигенетической регуляции работы генома опухолевых клеток.
Механизмы и значимость эпигенетических нарушений в процессе развития плоскоклеточного рака головы и шеи
Эпигенетическими называются механизмы обратимого изменения работы генома, не затрагивающие нуклеотидную последовательность ДНК. К числу известных эпигенетических механизмов относят: метилирование ДНК, посттрансляционную модификацию ядерных белков (гистонов) и посттранскрипционную регуляцию стабильности матричных РНК (мРНК) [10]. Нарушение нормальной работы эпигенетических механизмов контроля транскрипционной активности генома играет значимую роль в процессе неопластической трансформации [11]. Детально исследовано участие эпигенетических факторов в регуляции различных клеточных процессов, включая пролиферацию, репарацию «фоновых» повреждений геномной ДНК, апо-птоз и межклеточное взаимодействие. Эти механизмы
имеют место и отличаются рядом особенностей в процессе развития ОГШ [12, 13].
Метилирование — обратимая химическая модификация структуры ДНК путем присоединения метиль-ной группы к цитозину в составе CpG-динуклеотида. Метилирование ДНК является одним из основных механизмов контроля экспрессии генов: изменение структуры цитозина влияет на эффективность связывания транскрипционных факторов с регуляторными участками ДНК. В процессе неопластической трансформации часто наблюдается гиперметилирование цитозина в составе определенных локусов и феномен так называемого глобального гипометилирования, или равномерного снижения степени метилирования всего генома. Так, локальное гиперметилирование может сопровождаться угнетением активности генов тумор-супрессоров и геномной нестабильностью, а глобальное снижение степени метилирования геномной ДНК сопутствует патологической активации онкогенов и накоплению хромосомных аберраций. Оба варианта нарушений наблюдаются в клетках ОГШ, причем имеют специфические для данной нозологической формы характер и динамику [14, 15].
Гистоны — это семейство ядерных белков с большой долей положительно заряженных аминокислот. Положительный заряд определяет способность гисто-нов связывать отрицательно заряженную ДНК вне зависимости от ее нуклеотидной последовательности. Основной функцией гистонов является пространственная организация геномной ДНК. Структура и, соответственно, функциональная активность гистонов регулируются путем их посттрансляционной модификации, например ацетилированием, метилированием, фосфорилированием, убиквитинированием, рибози-лированием определенных аминокислотных остатков. Среди различных вариантов посттрансляционной модификации гистонов наиболее полно изучена обратимая реакция ацетилирования/деацетилирования. Динамическое равновесие между исходной и модифицированной формами белков-гистонов определяется соотношением активности ядерных ферментов: ацети-лаз и деацетилаз. Избыточная активность деацетилаз (HDAC, histone deacetylase), катализирующих удаление ацетильной группы е^-ацетил-лизина, рассматривается как один из ключевых факторов канцерогенеза [16]. Особенности профиля ацетилирования и триме-тилирования гистонов коррелируют с клиническими признаками агрессивности ОГШ (размер опухоли, вовлеченность лимфатических узлов, периневральная инвазия), что свидетельствует о значимой патогенетической роли фактора посттрансляционной модификации гистонов [17].
Феномен посттранскрипционной регуляции генной экспрессии короткими регуляторными молекулами РНК (микроРНК) активно исследуется в течение последних
лет. МикроРНК представляют собой короткие одноце-почечные молекулы РНК, комплементарное взаимодействие которых с молекулами информационных РНК (или мессенджерных РНК, mRNA) блокирует синтез соответствующих протеинов. Молекула микроРНК определяет специфичность и инициирует процесс ферментативной деградации информационной РНК, который осуществляется многокомпонентным протеиновым комплексом (RISC, RNA-induced silencing complex). К настоящему времени описано около 2800—2900 различных молекул микроРНК [18], которые суммарно регулируют экспрессию более 60 % генов, кодирующих белки [19]. Сами микроРНК кодируются соответствующими генами [20]. Изменения профиля экспрессии микроРНК в клетке имеют характерные особенности при различных физиологических и патологических состояниях, включая процесс неопластической трансформации [21]. Попытки выявить специфические изменения профиля микроРНК, сопровождающие развитие ОГШ, были предприняты десятками исследовательских групп [22]. Результаты этих исследований могут найти практическое применение в ранней или дифференциальной диагностике, прогнозировании течения, персонализации режимов радио-и химиотерапии ОГШ [22, 23].
Суммарный вклад эпигенетических нарушений в процесс неопластической трансформации клетки и последующей прогрессии онкологического заболевания многими авторами расценивается как более значимый, чем собственно генетические аномалии [24, 25].
Взаимосвязь между различными механизмами эпигенетической регуляции генной экспрессии
На первый взгляд обсуждаемые механизмы регуляции генной экспрессии имеют мало общего и объединяются термином «эпигенетика» по формальному признаку сохранности последовательности генетического кода. Метилирование пиримидиновых оснований в составе геномной ДНК, модификация гистонов и ми-кроРНК-зависимая инактивация трансляции разделены пространственно и опосредуются различными молекулярными механизмами. Тем не менее идея функциональной взаимосвязи между этими процессами была высказана давно [26]. P.A. Jones, один из авторов этого предположения, доказал взаимозависимый характер дизрегуляции эпигенетических механизмов контроля генной экспрессии в процессе неопластической трансформации [27] и стал основателем нового лечебного направления — эпигенетической терапии онкологических заболеваний [28, 29]. Принимая во внимание обратимость и принципиальную регулируемость эпигенетических событий, этот новый метод противоопухолевой терапии оценивается как один из наиболее перспективных.
Банальный механизм функциональной взаимосвязи между процессом метилирования остатков цитозина
в составе так называемых CpG-островков и модификацией гистонов можно предположить исходя из молекулярных механизмов каждого из двух феноменов. Так, с одной стороны, синтез генов, кодирующих белки-ферменты, модифицирующие гистоны, может быть ингибирован путем гиперметилирования соответствующих промоторных областей. С другой — экспрессия фермента ДНК-метилтрансферазы зависит от состояния хроматина, регулируемого гистонами [30]. Но в дополнение к каноническим механизмам взаимозависимой регуляции были описаны некоторые примеры непосредственной функциональной связи. Так, например, белок, связывающий метилированные участки CpG-островков, MeCP2 (methyl-CpG-binding protein) и белок, ингибирующий экспрессию генов, препятствуя «посадке» факторов транскрипции, оказались непосредственно вовлечены в процесс модификации гистонов: деацетилирование [31] и метилирование [32]. Другой фермент, участвующий в метилировании ДНК, — Dnmtl (methyltransferase) — также оказался вовлеченным в процесс деацетилирования гистонов [33]. Эти данные указывают на то, что активность ряда ядерных ферментов может параллельно играть роль как в метилировании CpG-островков, так и в модификации гистонов и определять возможность параллельных и взаимосвязанных эпигенетических событий.
Связь между до- и послетранскрипционными механизмами регуляции генной экспрессии может быть опосредована влиянием микроРНК на стабильность мРНК, кодирующих белки-модификаторы CpG-островков и гистонов, и vise verse путем эпигенетической репрессии генов, кодирующих микроРНК [34]. В ряде работ с использованием моделей клеток растений был исследован механизм регуляции и «фокусирования» активности процесса метилирования ДНК с помощью молекул микроРНК [35, 36]. Другим примером взаимодействия двух механизмов эпигенетической регуляции (метилирования промоторного региона ДНК и микроРНК-зависимой блокады трансляции) является угнетение экспрессии Е-кадгерина в процессе развития ОГШ [37].
В ряде исследований было показано участие ми-кроРНК в регуляции экспрессии белков группы по-ликомб (polycomb). Это семейство эпигенетических регуляторов 3D-архитектуры хроматина, функциональная активность которых особенно значима в процессе клеточной дифференцировки [38]. Белки этого семейства функционируют в составе 2 репрессорных комплексов: polycomb repressor complex 1 (PRC1) и polycomb repressor complex 2 (PRC2). Известно, что многие компоненты этих белковых комплексов регулируются на посттранскрипционном уровне с помощью микро-РНК [39]. Так, например, экспрессия белка EZH2 — каталитического компонента комплекса PRC2 — активируется в клетках различных опухолей, включая ОГШ
[40]. В нормальных условиях синтез этой молекулы контролируется на посттранскрипционном уровне рядом микроРНК (miR-26a, miR-101, miR-205, miR-630), уровень экспрессии и функциональная активность которых снижаются в ходе трансформации [40—42]. Компонент другого репрессорного комплекса — PRC1, протоонкоген Bmi-1, контролирует статус ряда генов, вовлеченных в поддержание популяции стволовых клеток в различных тканях [43]. Активация экспрессии этого белка характерна для многих онкологических заболеваний, включая рак мочевого пузыря, предстательной железы, яичников, молочной железы и ОГШ [44]. В недавних исследованиях было показано, что экспрессия Bmi-1 контролируется miR-128 [45] и miR-203 [46], и искажение этого регуляторного механизма имеет значение в развитии плоскоклеточных злокачественных новообразований пищевода, головы и шеи.
Участие микроРНК в регуляции экспрессии HDAC было описано в контексте различных онкологических заболеваний [47]. В ряде работ было показано, что в клетках ОГШ уровень ацетилирования белков-гистонов существенно ниже по сравнению с клетками нормального эпителия, что свидетельствует о патологически высокой активности ферментов деацетилаз [48]. Этот феномен формируется разными регулятор-ными механизмами, включая регуляторный аппарат микроРНК. Например, патологическая взаимосвязь между ферментами HDAC и miR-31, а также роль этой молекулы в канцерогенезе ОГШ исследовались рядом авторов [49, 50].
Принято считать, что микроРНК контролируют синтез около 60 % белков [19]. Эта оценка является результатом статистического расчета возможных регионов взаимодействия молекул мРНК и микроРНК (in silico), без учета регуляторных эффектов микроРНК, опосредованных эпигенетическими факторами. С учетом механизмов, описанных выше, роль микроРНК-системы контроля работы генома представляется существенно более комплексной.
Эпигенетический контроль профиля экспрессии микроРнК в клетках опухолей головы и шеи
Работа систем до- и послетранскрипционного эпигенетического контроля является взаимозависимой. В свете исследований последних лет [26, 51—53] метилирование ДНК и модификация гистонов представляются важными, если не основными механизмами контроля экспрессии клеточных микроРНК. Для ряда молекул (М-7а, miR-9, miR-34a, miR-124, miR-137, miR-148 и miR-203), вовлеченных в карциногенез ОГШ, механизмы такой регуляции исследованы достаточно полно.
Например, miR-9 экспрессируется из трех геномных локусов: miR-9-1, miR-9-2 и miR-9-3, которые связаны с CpG-островками. Гиперметилирование этих
островков наблюдается при различных злокачественных процессах, в том числе ОГШ [54—57]. Причем эти изменения могут выявляться на ранних стадиях развития опухоли. Например, при раке молочной железы локус miR-9-1 сильно метилирован не только при ин-вазивной протоковой карциноме, но и при протоковой карциноме in situ [57]. Эти данные позволяют предположить, что эпигенетическое выключение локусов miR-9 является ранним канцерогенным событием. Кроме того, метилирование локусов miR-9 коррелирует с метастатическим статусом онкологических заболеваний [56]. Гены, ответственные за метастазирова-ние, на которые направлено действие зрелых miR-9, пока не определены, однако недавнее исследование показало, что мишенью зрелой miR-9 является ядерный фактор каппа B (NF-kB), играющий важную роль в процессе иммортализации клеток слизистой оболочки носа и глотки [58].
Уровень miR-34 является результатом экспрессии трех отдельных генов miR-34: miR-34a, miR-34b и miR-34с. Промоторные области этих локусов содержат сайты связывания белка р53 и регулируются с его помощью. Скорее всего, именно с этим связана экспрессия зрелой miR-34a, вызванная повреждением ДНК и активацией р53, который контролирует клеточный цикл, индуцирует апоптоз и подавляет образование опухоли [59, 60]. «Родительский» ген miR-34a (FLJ41150) связан с CpG-островком в сайте инициации транскрипции, который часто метилирован в различных злокачественных опухолях [61]. Эпигенетические механизмы, лежащие в основе регуляции транскрипции miR-34b/^ были подробно описаны Toyota и соавт. [62]. «Родительский» ген miR-34b^ (BC021736) содержит CpG-островок на границе 1-го интрона и 2-го экзона. Метилирование этого островка является одним из механизмов эпигенетического подавления экспрессии miR-34 [63], которое повышает инвазивный потенциал клеток плоскоклеточного рака языка [64].
Различные исследования показали, что зрелая miR-124 играет ключевую роль в нейрогенезе и является наиболее представленной микроРНК в мозге взрослого человека [65]. Эпигенетическое выключение 3 локусов miR-124 (miR-124-1/2/3) наблюдается не только в опухолях головного мозга, но и при различных других типах рака, таких как рак толстой кишки (75 % случаев), молочной железы (32—50 %), легких (48 %), лейкозе (36 %) и лимфоме (41 %). В контексте ОГШ рядом авторов был описан антипролифератив-ный эффект miR-124 [66, 67], что указывает на возможность аналогичного феномена угнетения синтеза этой молекулы в процессе развития плоскоклеточного рака.
miR-137 регулирует процессы эмбриональной и терминальной дифференциации клеток, так же как и miR-124. В эксперименте in vitro наблюдалась активация
экспрессии miR-137 нормальными кератиноцитами в процессе репликативного старения [68]. Причем авторами данной работы была проведена функциональная оценка наблюдаемого феномена: эктопическая гиперэкспрессия miR-137 индуцировала «старение» культуры активно делящихся кератиноцитов. Участок геномной ДНК, кодирующей miR-137, непосредственно перекрыт CpG-островком, который специфически гиперметили-рован в ткани опухолей различной локализации [55, 69]. Сравнительный анализ степени метилирования про-моторного региона miR-137 в клетках нормального эпителия слизистой оболочки рта, очагах красного плоского лишая и плоскоклеточной карциномы полости рта выявил закономерное увеличение доли метилированных оснований (цитозина): 0; 35,0 и 58,3 % соответственно [70]. Эти результаты указывают на связь между феноменом гиперметилирования ДНК, кодирующей miR-124, снижением уровня экспрессии этой молекулы и иммортализацией клеток. Ключевая регу-ляторная роль метилирования гена miR-137, так же как функциональный эффект реактивации экспрессии в клетках плоскоклеточной карциномы полости рта (арест клеточного цикла в фазе G1 и апоптоз), были продемонстрированы в другом исследовании [71]. Как и в случае miR-124, клинические наблюдения и экспериментальные данные указывают на терапевтический потенциал молекулы miR-137.
А. Lujambio и соавт. провели скрининг опухолевых микроРНК, связанных с метастазированием, которые инактивируются эпигенетически и выделили среди них miR-148 [56]. Авторы описали корреляцию степени метилирования геномной ДНК, кодирующей miR-148, с метастатическим потенциалом опухолей различных локализаций. В модели in vivo авторами было показано, что стабильная экзогенная экспрессия miR-148 в опухолевых клетках снижает их способность к локальной инвазии и формированию отдаленных метастазов [56]. Кроме того, несколько изоформ ДНК-метил-трансферазы 3b являются мишенями miR-148, что указывает на возможность формирования «регуляторных петель» и участие miR-148 в контроле уровня метилирования геномной ДНК. В недавнем исследовании была показана прогностическая значимость оценки уровня экспрессии этой молекулы в контексте плоскоклеточного рака пищевода [72].
Семейство miR-200 состоит из miR-141, miR-200а/Ь/с и miR-429, которые образуются из сходных по последовательности геномных локусов, расположенных в непосредственной близости друг от друга. В ряде исследований было установлено, что семейство miR-200 участвует в эпителиально-мезенхимальном переходе (ЭМП). ЭМП проявляется в раковых клетках в виде феномена, при котором опухолевые клетки приобретают фенотипические особенности мезенхи-мальных клеток (веретенообразная морфология, ак-
тивированная клеточная подвижность и инвазивн-ность). U. Wellner и соавт. показали, что один из активаторов ЭМП, транскрипционный фактор ZEB1 (Zinc finger E-box-binding homeobox 1), подавляет экспрессию miR-200c и в то же время является мишенью супрессивного действия этой молекулы. Этот факт позволяет предположить, что miR-200c и ZEB1 формируют «негативную регуляторную петлю», которая поддерживает феномен ЭМП [73]. Дополнительные исследования показали, что кластеры miR-141/200c и miR-200а/b/429 регулируются эпигенетически [74] и функциональное взаимодействие miR-200 и ZEB1 играет значимую роль в формировании инвазивного фенотипа клеток ОГШ [75]. Следовательно, разработка метода «блокады» этого взаимодействия является перспективной стратегией таргетной терапии опухолей данной локализации.
miR-203 регулирует стабильность РНК, транскрибируемой с гена ABL1 и его онкогенного варианта BCR-ABL1, образующегося в результате филадельфийской транслокации [76]. Эпигенетическое «выключение» miR-203 активирует синтез гибридного патологического белка BCR-ABL1, что приводит к ускорению роста опухолевых клеток. Эпигенетическая инактивация miR-203 наблюдается в клетках различных опухолей, включая рак полости рта [71, 77]. Другим потенциальным геном-мишенью miR-203 является Bmi-1, член PRC 1 [46, 73], что обсуждалось ранее. Экспериментальное введение в опухолевые клетки молекулы miR-203 индуцирует апоптоз и подавляет рост клеток [77], что, вероятно, является результатом поликомб-опос-редованной модификации эпигенетических паттернов и указывает на терапевтический потенциал этой молекулы.
Представленные данные указывают на тот факт, что развитие ОГШ сопровождается эпигенетической супрессией многих «антиопухолевых» микроРНК. Восстановление функциональной активности таких молекул, очевидно, представляет собой новую стратегию противоопухолевой терапии. В настоящее время техника направленного терапевтического воздействия на уровень активности молекул микроРНК в опухолевых клетках широко используется в лабораторной практике в условиях in vitro. В обозримом будущем технология усовершенствуется и станет возможно ее внедрение в клиническую практику. Кроме того, анализ профиля микроРНК может рассматриваться как метод предсказания цитостатического эффекта существующих эпигенетических модуляторов, например ингибиторов деацетилаз.
Перспективы эпигенетической противоопухолевой терапии
Ингибиторы HDAC — это большая группа различных по химии соединений, которые могут свя-
зывать и ингибировать ферменты деацетилазы. Снижение активности деацетилаз приводит к гипер-ацетилированию гистонов, что ведет к активации транскрипции, замедлению пролиферации и способствует дифференцировке клеток [78]. С учетом суммарного эффекта ингибиторы HDAC представляют собой перспективный класс противоопухолевых препаратов.
Вальпроевая кислота (ВПК, valproic acid) — хорошо известный противосудорожный препарат, ингибитор HDAC, противоопухолевая активность которого была показана для ряда нозологий, включая ОГШ [79, 80]. ВПК изменяет биологию опухолевой клетки за счет активации процессов дифференцировки, апоптоза, торможения пролиферации и снижения метастатического и ангиогенного потенциалов [81, 82]. В настоящее время препарат тестируется как средство терапии острого миелоидного лейкоза [83]. ВПК подавляет миграцию и инвазию клеток рака предстательной железы [84]. В экспериментах с клетками ОГШ препарат вызывает как острый, так и хронический цитотокси-ческий эффект [85] и повышает цитотоксичность ци-сплатина в 3—7 раз [79]. S.H. Lee и соавт. наблюдали снижение пролиферативной активности и способности к дифференцировке мезенхимальных стволовых клеток после воздействия ВПК [86]. Окончательно механизм такого воздействия не ясен, но, по всей видимости, ВПК подавляет экспрессию генов ABCC2 и ABCC6 и активирует опосредованный каспазами апоптоз. Таким образом, применение ВПК в сочетании с терапией цисплатином может быть новой терапевтической стратегией для лечения больных ОГШ за счет уничтожения пула опухолевых стволовых клеток [86]. Ряд эффектов ВПК опосредуется молекулами микроРНК (например, miR-124 [87], miR-144/451
[88]). Логичным кажется предположение, что комбинация ВПК с терапевтическими «мимиками» таких микроРНК является перспективным способом оптимизации цитостатического действия препарата.
Еще один ингибитор HDAC — субероиланилид ги-дроксамовой кислоты (СГК, suberoylanilide hydroxamic acid) — был успешно использован в клинической практике для лечения Т-клеточной лимфомы и тестировался в испытаниях на пациентах с ОГШ. J. Datta и соавт. в исследовании на линиях клеток плоскоклеточного рака головы и шеи CAL27 и SCC25 показали, что применение СГК эффективно снижает онкогенный потенциал клеток. Пролиферация клеток ОГШ, миграционная способность и способность к образованию колоний угнетались даже при использовании СГК в качестве монотерапии
[89]. Авторам этой работы удалось доказать, что эффект СГК опосредуется реактивацией экспрессии ряда тумор-супрессорных микроРНК, в частности miR-107 и miR-138. Ранее было показано, что miR-107 существенно снижала туморогенность клеток ОГШ за счет взаимодей-
ствия с генами-мишенями PKCe, HIFlb и CDK6, которые гиперэкспрессированы и играют важную роль в онкоге-незе [90, 91]. А miR-138 снижает экспрессию онкогенных сигнальных молекул RhoC и CDK6 [92—94]. Усиленная экспрессия miR-138 в клетках ОГШ подавляла экспрессию 194 белков, из которых 51 являются ключевыми регуляторами пролиферативной и метастатической активности. Эти данные подтверждают выводы, сделанные J. Datta: противоопухолевый эффект СГК является результатом эпигенетической реактивации ряда онкосу-прессорных микроРНК.
Особая роль HDAC III класса сиртуина-3 (sirtuin 3) в канцерогенезе слизистой оболочки ротовой полости была показана T.Y. Alhazzazi и соавт. в экспериментах in vitro и in vivo [95]. Экспрессия сиртуина-3 в опухолевых клетках оказалась существенно выше, чем в клетках нормального эпителия, а экспериментальная инактивация этой молекулы ингибировала пролиферацию и злокачественный потенциал опухолевых клеток. Кроме этого, снижение уровня сиртуи-на-3 повышало чувствительность опухолевых клеток к радио- и химиотерапии. Таким образом, использование сиртуина-3 в качестве терапевтической мишени у пациентов с ОГШ и высоким уровнем экспрессии этого белка может иметь самостоятельный эффект или использоваться в качестве адъювантной терапии радио- и химиорезистентных опухолей [95]. Авторами цитируемой работы был синтезирован ингибитор сир-туина-3 — LC-0296 — и исследован эффект этого вещества на пролиферативную активность клеток плоскоклеточного рака слизистой оболочки полости рта. Было показано, что LC-0296 замедляет пролиферацию и индуцирует апоптоз в клетках ОГШ, но не в нормальных кератиноцитах ротовой полости. Помимо этого, LC-0296 повышал чувствительность клеток ОГШ к лучевой терапии и цисплатину [95]. В то же время сиртуин-3 является регуляторной мишенью miR-421, что было показано на модели неалкогольного стеатогепатита [96]. Так, возможность контроля синтеза HDAC сиртуина-3 с помощью miR-421 открывает перспективы разработки новой стратегии лечения ОГШ.
Масляная (бутановая) кислота (butyric acid) — одноосновная насыщенная карбоновая кислота алифатического ряда. Определенное количество этого вещества образуется в толстом кишечнике в результате
активности кишечной микрофлоры. Бутановая кислота является природным ингибитором широкого спектра деацетилаз и оказывает антипролиферативное и проапоптотическое влияние на клетки разных типов. Принято считать, что диета, обогащенная растительной клетчаткой, снижает риск развития колоректаль-ного рака, и бутановая кислота опосредует этот профилактический эффект. Однако точный механизм защитного действия бутановой кислоты требует изучения [97]. Рядом исследований, опубликованных в течение последних лет, было показано что бутановая кислота ингибирует экспрессию кластера онкогенных микроРНК: miR-17-92а [98, 99], которые играют роль в развитии многих опухолей, включая ОГШ [100]. В то же время бутановая кислота активирует экспрессию miR-31, которая регулирует процесс клеточного старения и оказывает противоопухолевый эффект [49]. Таком образом, бутановая кислота может по-разному влиять на активность разных микроРНК, которые, в свою очередь, опосредуют комплексное антипроли-феративное воздействие на клетки опухоли.
Заключение
Целями данного обзора явились анализ взаимосвязи между различными механизмами эпигенетической регуляции экспрессионной активности генома и оценка этой взаимосвязи в контексте биологии плоскоклеточных эпителиальных опухолей головы и шеи. С учетом перспектив разработки новых методов эпигенетической терапии ОГШ понимание комплексного характера системы эпигенетического контроля генной экспрессии важно, так как оно позволяет создавать и реализовывать оптимальные методы медикаментозной коррекции. Например, противоопухолевый эффект масляной кислоты теоретически мог бы быть модифицирован или усилен с помощью ингибиторов miR-17-92а или «мимиков» miR-31. При этом возможность использования одного из применяемых препаратов местно, а другого системно определяет вероятность достижения максимального терапевтического эффекта в ткани опухоли. Основной задачей авторов настоящего обзора было представление читателям механизмов действия, перспектив разработки и возможностей применения методов эпигенетической терапии ОГШ, которые могут быть предложены клиницистам в обозримом будущем.
ЛИТЕРАТУРА/REFERENCES
1. Суконко О.Г., Красный С.А. Алгоритмы диагностики и лечения злокачественных новообразований. Под ред. О.Г. Суконко, С.А. Красного. Минск, 2012. С. 13-30. [Sukonko O.G., Krasnyy S.A. Algorithms
of diagnostics and treatment of malignant neoplasms. Eds. by O.G. Sukonko, SA. Krasnyy. Minsk, 2012. Pp. 13-30. (In Russ.)]. 2. Вельшер Л.З., Матякин Е.Г., Дудицкая Т.К., Поляков Б.И. Онкология. М.: ГЭОТАР-
Медиа, 2009. 512 с. [Vl'sher L.Z., Matyakin E.G., Duditskaya T.K., Polyakov B.I. Oncology. Moscow: GEOTAR-Media, 2009. 512 p. (In Russ.)]. 3. Bychkov VA., Nikitina E.G., Ibragimova M.K. et al. Comprehensive meta-analytical
summary on human papillomavirus association with head and neck cancer. Exp Oncol 2016;38(2):68-72.
4. Jalouli J., Jalouli M.M., Sapkota D. et al. Human papilloma virus, herpes simplex virus and epstein barr virus in oral squamous cell carcinoma from eight different countries. Anticancer Res 2012:32(2):571-80.
5. Кропотов М.А. Общие принципы лечения больных первичным раком головы
и шеи. Практическая онкология 2003;4(1):1—8. [Kropotov M.A. General principles of treatment of patients with primary cancer of the head and neck. Prakticheskaya onkologiya = Practical Oncology 2003;4(1): 1-8. (In Russ.)].
6. Алферов В.С. Органосохраняющие методы лечения рака гортани. М., 1993. 350 c. [Alferov V.S. Organ-preserving methods
of treatment of cancer of the larynx. Moscow, 1993. 350 p. (In Russ.)].
7. Мудунов А.М. Сравнительная оценка эффективности неоадъювантной химиотерапии в комплексном и комбинированном лечении плоскоклеточного рака слизистой оболочки полости рта и ротоглотки. Дис. ... канд. мед. наук. М., 2002. 25 с. [Mudunov A.M. Comparative evaluation of neoadjuvant chemotherapy in the complex and combined treatment of squamous cell carcinoma of the mucosa of the oral cavity and oropharynx. Thesis ... of candidate of medicine. Moscow, 2002. 25 p. (In Russ.)].
8. Практические рекомендации по лекарственному лечению опухолей головы
и шеи. Злокачественные опухоли 2015;(4s):47-54. [Practical recommendations for drug treatment of tumors of the head and neck. Zlokachestvennye opukholi = Malignant Tumors 2015;(4s):47-54. (In Russ.)].
9. Каприн АД., Старинский В.В., Петрова Г.В. Злокачественные новообразования в России в 2014 году (заболеваемость и смертность). Под ред. А.Д. Каприна, В.В. Ста-ринского, Г.В. Петровой. М., 2016. [Kaprin A.D., Starinskiy V.V., Petrova G.V. Malignant neoplasms in Russia in 2014 (morbidity and mortality). Eds. by:
A.D. Kaprin, V.V. Starinskiy, G.V. Petrova. Moscow, 2016. (In Russ.)].
10. Ванюшин Б.Ф. Эпигенетика сегодня и завтра. Вавиловский журнал генетики и селекции 2013;17(4/2):805-32. [Vanyushin B.F. Epigenetics today and tomorrow. Vavilovskiy zhurnal genetiki
i selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Plant Breeding 2013;17(4/2):805-32. (In Russ.)].
11. Esteller M. Epigenetics in cancer. N Engl J Med 2008;358(11):1148-59. DOI: 10.1056/NEJMra072067.
12. Fan C.Y. Epigenetic alterations in head and neck cancer: prevalence, clinical significance, and implications. Curr Oncol Rep 2004;6(2):152-61.
13. Bakhtiar S.M., Ali A., Barh D. Epigenetics in head and neck cancer. Methods Mol Biol 2015;1238:751-69.
DOI: 10.1007/978-1-4939-1804-1_39.
14. Demokan S., Dalay N. Role of DNA methylation in head and neck cancer. Clin Epigenetics 2011;2(2):123-50.
DOI: 10.1007/s13148-011-0045-3.
15. Shridhar K., Walia G.K., Aggarwal A. et al. DNA methylation markers for oral pre-cancer progression: A critical review. Oral Oncol 2016;53:1-9.
DOI: 10.1016/j.oraloncology.2015.11.012.
16. Glozak M.A., Seto E. Histone deacetylases and cancer. Oncogene 2007;26(37):5420-32.
17. Chen Y.W., Kao S.Y., Wang H.J., Yang M.H. Histone modification patterns correlate with patient outcome in oral squamous cell carcinoma. Cancer 2013;119(24):4259-67. DOI: 10.1002/cncr.28356.
18. URL: http://www.mirbase.org/.
19. Gunaratne P.H., Creighton C.J., Watson M., Tennakoon J.B. Large-scale integration
of microRNA and gene expression data for identification of enriched microRNA-mRNA associations in biological systems. Methods Mol Biol 2010;667:297-315. DOI: 10.1007/978-1-60761-811-9_20.
20. Gulyaeva L.F., Kushlinskiy N.E. Regulatory mechanisms of microRNA expression. J Transl Med 2016;14(1):143. DOI: 10.1186/s12967-016-0893-x.
21. Di Leva G., Garofalo M., Croce C.M. MicroRNAs in cancer. Annu Rev Pathol 2014;9:287-314.
DOI: 10.1146/annurev-pathol-012513-104715.
22. Courthod G., Franco P., Palermo L. et al. The role of microRNA in head and neck cancer: current knowledge and perspectives. Molecules 2014;19(5):5704-16.
DOI: 10.3390/molecules19055704.
23. John K., Wu J., Lee B.W., Farah C.S. MicroRNAs in Head and Neck Cancer. Int J Dent 2013;2013:650218.
DOI: 10.1155/2013/650218.
24. Choi J.D., Lee J.S. Interplay between Epigenetics and Genetics in Cancer. Genomics Inform 2013;11(4):164-73.
DOI: 10.5808/GI.2013.11.4.164.
25. Shen H., Laird P.W. Interplay between the cancer genome and epigenome. Cell 2013;153(1):38-55.
26. Chuang J.C., Jones PA. Epigenetics and microRNAs. Pediatr Res 2007;61(5 Pt 2):24R-29R.
27. Sharma S., Kelly T.K., Jones P.A. Epigenetics in cancer. Carcinogenesis 2010;31(1):27-36.
28. Baylin S.B., Jones P.A. Epigenetic Determinants of Cancer. Cold Spring Harb Perspect Biol 2016;8(9):a019505.
DOI: 10.1101/cshperspect.a019505.
29. Yoo C.B., Jones P.A. Epigenetic therapy of cancer: past, present and future. Nat Rev Drug Discov 2006;5(1):37-50.
30. Cedar H., Bergman Y. Linking DNA methylation and histone modification: patterns
and paradigms. Nat Rev Genet 2009;10(5):295-304. DOI: 10.1038/nrg2540.
31. Nan X., Ng H.H., Johnson C.A. et al. Transcriptional repression by the methyl-CpG-binding protein MeCP2 involves a histone deacetylase complex. Nature 1998;393(6683):386-9.
32. Fuks F., Hurd P.J., Wolf D. et al.
The methyl-CpG-binding protein MeCP2 links DNA methylation to histone methylation. J Biol Chem 2003;278(6):4035-40.
33. Fuks F., Burgers W.A., Brehm A. et al. DNA methyltransferase Dnmtl associates with histone deacetylase activity. Nat Genet 2000;24(1):88-91.
34. Sato F., Tsuchiya S. Meltzer S.J., Shimizu K. MicroRNAs and epigenetics. FEBS J 2011;278(10):1598-609.
DOI: 10.1111/j.1742-4658.2011.08089.x.
35. Wu L., Mao L., Qi Y. Roles of dicer-like and argonaute proteins in TAS-derived small interfering RNA-triggered DNA methylation. Plant Physiol 2012;160(2):990-9.
DOI: 10.1104/pp.112.200279.
36. Wu L., Zhou H., Zhang Q. et al. DNA methylation mediated by a microRNA pathway. Mol Cell 2010;38(3):465-75. DOI: 10.1016/j.molcel.2010.03.008.
37. Wong T.S., Gao W., Chan J.Y. Interactions between E-cadherin and microRNA deregulation in head and neck cancers:
the potential interplay. Biomed Res Int
2014;2014:126038.
DOI: 10.1155/2014/126038.
38. Entrevan M., Schuettengruber B., Cavalli G. Regulation of Genome Architecture and Function by Polycomb Proteins. Trends Cell Biol 2016;26(7):511-25.
DOI: 10.1016/j.tcb.2016.04.009.
39. Simon J.A., Kingston R.E. Mechanisms of polycomb gene silencing: knowns and unknowns. Nat Rev Mol Cell Biol 2009;10(10):697-708.
DOI: 10.1038/nrm2763.
40. Li X., Lin Y., Yang X. et al. Long noncoding RNA H19 regulates EZH2 expression by interacting with miR-630 and promotes cell invasion in nasopharyngeal carcinoma. Biochem Biophys Res Commun 2016;473(4):913-9.
DOI: 10.1016/j.bbrc.2016.03.150.
41. Sander S., Bullinger L., Klapproth K. et al. MYC stimulates EZH2 expression
by repression of its negative regulator miR-26a.
Blood 2008;112(10):4202-12.
DOI: 10.1182/blood-2008-03-147645.
42. Varambally S., Cao Q., Mani R.S. et al. Genomic loss of microRNA-101 leads
to overexpression of histone methyltransferase EZH2 in cancer. Science 2008;322(5908):1695-9. DOI: 10.1126/science.1165395.
43. Siddique H.R., Saleem M. Role of BMI1, a stem cell factor, in cancer recurrence and chemoresistance: preclinical and clinical
evidences. Stem Cells 2012;30(3):372-8. DOI: 10.1002/stem.1035.
44. Lundberg M., Renkonen S., Haglund C. et al. Association of BMI-1 and p16
as prognostic factors for head and neck carcinomas. Acta Otolaryngol 2016;136(5):501—5. DOI: 10.3109/00016489.2015.1122227.
45. Hauser B., Zhao Y., Pang X. et al. Functions of MiRNA-128 on the regulation of head and neck squamous cell carcinoma growth and apoptosis. PLoS One 2015;10(3):e0116321.
DOI: 10.1371/journal.pone.0116321.
46. Yu X., Jiang X., Li H. et al. miR-203 inhibits the proliferation and self-renewal of esophageal cancer stem-like cells
by suppressing stem renewal factor Bmi-1. Stem Cells Dev 2014;23(6):576-85. DOI: 10.1089/scd.2013.0308.
47. Swierczynski S., Klieser E., Illig R. et al. Histone deacetylation meets miRNA: epigenetics and post-transcriptional regulation in cancer and chronic diseases. Expert Opin Biol Ther 2015;15(5):651-64.
DOI: 10.1517/14712598.2015.1025047.
48. Le J.M., Squarize C.H., Castilho R.M. Histone modifications: Targeting head and neck cancer stem cells. World J Stem Cells 2014;6(5):511-25.
DOI: 10.4252/wjsc.v6.i5.511.
49. Cho J.H., Dimri M., Dimri G.P. MicroRNA-31 is a transcriptional target of histone deacetylase inhibitors and
a regulator of cellular senescence. J Biol Chem 2015;290(16):10555-67. DOI: 10.1074/jbc.M114.624361.
50. Koumangoye R.B., Andl T., Taubenslag K.J. et al. SOX4 interacts with EZH2 and HDAC3 to suppress microRNA-31 in invasive esophageal cancer cells. Mol Cancer 2015;14:24. DOI: 10.1186/s12943-014-0284-y.
51. Taby R., Issa J.P. Cancer epigenetics. CA Cancer J Clin 2010;60(6):376-92. DOI: 10.3322/caac.20085.
52. Berdasco M., Esteller M. Aberrant epigen-etic landscape in cancer: how cellular identity goes awry. Dev Cell 2010;19(5):698-711. DOI: 10.1016/j.devcel.2010.10.005.
53. Guil S., Esteller M. DNA methylomes, histone codes and miRNAs: tying it all together. Int J Biochem Cell Biol 2009;41(1):87-95. DOI: 10.1016/j.biocel.2008.09.005.
54. Roman-Gomez J., Agirre X., Jiménez-Velasco A. et al. Epigenetic regulation
of microRNAs in acute lymphoblastic leukemia. J Clin Oncol 2009;27(8):1316-22. DOI: 10.1200/Jœ.2008.19.3441.
55. Bandres E., Agirre X., Bitarte N. et al. Epigenetic regulation of microRNA expression in colorectal cancer. Int J Cancer 2009;125(11):2737-43.
DOI: 10.1002/ijc.24638.
56. Lujambio A., Calin G.A., Villanueva A.
et al. A microRNA DNA methylation signature for human cancer metastasis. Proc Natl Acad
Sci U S A 2008;105(36):13556-61. DOI: 10.1073/pnas.0803055105.
57. Lehmann U., Hasemeier B., Christgen M. et al. Epigenetic inactivation of microRNA gene hsa-mir-9-1 in human breast cancer.
J Pathol 2008;214(1):17-24.
58. Zhu D.D., Zhang J., Deng W. et al. Significance of NF-kappaB activation in immortalization of nasopharyngeal epithelial cells.
Int J Cancer 2016;138(5):1175-85. DOI: 10.1002/ijc.29850.
59. He L., He X., Lim L.P. et al. A microRNA component of the p53 tumour suppressor network. Nature 2007;447(7148):1130-4.
60. Chang T.C., Wentzel E.A., Kent O.A. et al. Transactivation of miR-34a by p53 broadly influences gene expression and promotes apoptosis. Mol Cell 2007;26(5):745-52.
61. Lodygin D., Tarasov V., Epanchintsev A. et al. Inactivation of miR-34a by aberrant CpG methylation in multiple types of cancer. Cell Cycle 2008;7(16):2591-600.
62. Saito Y., Liang G., Egger G. et al. Specific activation of microRNA-127 with downregula-tion of the proto-oncogene BCL6 by chroma-tin-modifying drugs in human cancer cells. Cancer Cell 2006;9(6):435-43.
63. Toyota M., Suzuki H., Sasaki Y. et al. Epigenetic silencing of microRNA-34b/c and B-cell translocation gene 4 is associated with CpG island methylation in colorectal cancer. Cancer Res 2008;68(11):4123-32.
DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-08-0325.
64. Jia L.F., Wei S.B., Mitchelson K. et al. miR-34a inhibits migration and invasion
of tongue squamous cell carcinoma via targeting MMP9 and MMP14. PLoS One 2014;9(9):e108435. DOI: 10.1371/journal.pone.0108435.
65. Cao X., Pfaff S.L., Gage F.H. A functional study of miR-124 in the developing neural tube. Genes Dev 2007;21(5):531-6.
66. Cheng Y., Li Y., Nian Y. et al. STAT3
is involved in miR-124-mediated suppressive effects on esophageal cancer cells. BMC Cancer 2015;15:306. DOI: 10.1186/s12885-015-1303-0.
67. Peng X.H., Huang H.R., Lu J. et al. MiR-124 suppresses tumor growth and metastasis by targeting Foxq1 in nasopharyngeal carcinoma. Mol Cancer 2014;13:186.
DOI: 10.1186/1476-4598-13-186.
68. Shin K.H., Pucar A., Kim R.H. et al. Identification of senescence-inducing microRNAs in normal human keratinocytes. Int J Oncol 2011;39(5):1205-11.
DOI: 10.3892/ijo.2011.1111.
69. Ando T., Yoshida T., Enomoto S. et al. DNA methylation of microRNA genes in gastric mucosae of gastric cancer patients: its possible involvement in the formation of epigen-etic field defect. Int J Cancer 2009;124(10):2367-74.
DOI: 10.1002/ijc.24219.
70. Dang J., Bian Y.Q., Sun J.Y. et al. Micro RNA-137 promoter methylation in oral lichen
planus and oral squamous cell carcinoma. J Oral Pathol Med 2013;42(4):315-21. DOI: 10.1111/jop.12012.
71. Kozaki K., Imoto I., Mogi S. et al. Exploration of tumor-suppressive microRNAs silenced by DNA hypermethylation in oral cancer. Cancer Res 2008;68(7):2094-105.
DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-07-5194.
72. Hezova R., Kovarikova A., Srovnal J. et al. Diagnostic and prognostic potential of miR-21, miR-29c, miR-148 and miR-203 in adeno-carcinoma and squamous cell carcinoma
of esophagus. Diagn Pathol 2015;10:42.
73. Wellner U., Schubert J., Burk U.C. et al. The EMT-activator ZEB1 promotes tumorige-nicity by repressing stemness-inhibiting microRNAs. Nat Cell Biol 2009;11(12):1487-95.
74. Wiklund E.D., Bramsen J.B., Hulf T. et al. Coordinated epigenetic repression of the miR-200 family and miR-205 in invasive bladder cancer. Int J Cancer 2011;128(6):1327-34. DOI: 10.1002/ijc.25461.
75. Tamagawa S., Beder L.B., Hotomi M. et al. Role of miR-200c/miR-141 in the regulation of epithelial-mesenchymal transition and migration in head and neck squamous cell carcinoma. Int J Mol Med 2014;33(4):879-86. DOI: 10.3892/ijmm.2014.1625.
76. Bueno M.J.1, Pérez de Castro I., Gómez de Cedrón M. et al. Genetic and epigenetic silencing of microRNA-203 enhances ABL1 and BCR-ABL oncogene expression. Cancer Cell 2008;13(6):496-506.
DOI: 10.1016/j.ccr.2008.04.018.
77. Furuta M., Kozaki K.I., Tanaka S. et al. miR-124 and miR-203 are epigenetically silenced tumor-suppressive microRNAs in hepa-tocellular carcinoma. Carcinogenesis 2010;31(5):766-76.
DOI: 10.1093/carcin/bgp250.
78. Carew J.S., Giles F.J., Nawrocki S.T. His-tone deacetylase inhibitors: mechanisms of cell death and promise in combination cancer therapy. Cancer Lett 2008;269(1):7-17.
79. Erlich R.B., Rickwood D., Coman W.B. et al. Valproic acid as a therapeutic agent for head and neck squamous cell carcinomas. Cancer Chemother Pharmacol 2009;63(3):381-9.
DOI: 10.1007/s00280-008-0747-1.
80. Starkova J., Madzo J., Cario G. et al. The identification of (ETV6)/RUNX1-regulated genes in lymphopoiesis using histone deacety-lase inhibitors in ETV6/RUNX1-positive lym-phoid leukemic cells. Clin Cancer Res 2007;13(6):1726-35.
81. Cinatl J. Jr, Cinatl J., Driever P.H. et al. Sodium valproate inhibits in vivo growth of human neuroblastoma cells. Anticancer Drugs 1997;8(10):958-63.
82. Blaheta R.A., Michaelis M., Driever P.H., Cinatl J. Jr. Evolving anticancer drug valproic acid: insights into the mechanism and clinical studies. Med Res Rev 2005;25(4):383-97.
83. Hrebackova J., Hrabeta J., Eckschlager T. Valproic acid in the complex therapy of malig-
nant tumors. Curr Drug Targets 2010;11(3):361-79.
84. Witt D., Burfeind P., von Hardenberg S. et al. Valproic acid inhibits the proliferation of cancer cells by re-expressing cyclin D2. Carcinogenesis 2013;34(5):1115-24. DOI: 10.1093/carcin/bgt019.
85. Gan C.P., Hamid S., Hor S.Y. et al. Valproic acid: growth inhibition of head and neck cancer by induction of terminal differentiation and senescence. Head Neck 2012;34(3):344-53. DOI: 10.1002/hed.21734.
86. Lee S.H., Nam H.J., Kang H.J. et al. Valproic acid suppresses the self-renewal and proliferation of head and neck cancer stem cells. Oncol Rep 2015;34(4):2065-71.
DOI: 10.3892/or.2015.4145.
87. Oikawa H., Goh W.W., Lim V.K. et al. Valproic acid mediates miR-124 to down-regulate a novel protein target, GNAI1. Neurochem Int 2015;91:62-71.
DOI: 10.1016/j.neuint.2015.10.010.
88. Trecul A., Morceau F., Gaigneaux A. et al. Valproic acid regulates erythro-megakaryocytic differentiation through the modulation of transcription factors and microRNA regulatory micro-networks. Biochem Pharmacol 2014;92(2):299-311.
DOI: 10.1016/j.bcp.2014.07.035.
89. Datta J., Islam M., Dutta S. et al. Suber-oylanilide hydroxamic acid inhibits growth of head and neck cancer cell lines by reactiva-
tion of tumor suppressor microRNAs. Oral
Oncol 2016;56:32-9.
DOI: 10.1016/j.oraloncology.2016.02.015.
90. Datta J., Smith A., Lang J.C. et al. microRNA-107 functions as a candidate tumor-suppressor gene in head and neck squa-mous cell carcinoma by downregulation
of protein kinase Ce. Oncogene 2012;31(36):4045-53. DOI: 10.1038/onc.2011.565.
91. Piao L., Zhang M., Datta J. et al. Lipid-based nanoparticle delivery of Pre-miR-107 inhibits the tumorigenicity of head and neck squamous cell carcinoma. Mol Ther 2012;20(6):1261-9. DOI: 10.1038/mt.2012.67.
92. Jiang L., Liu X., Kolokythas A. et al. Downregulation of the Rho GTPase signaling pathway is involved in the microRNA-138-me-diated inhibition of cell migration and invasion in tongue squamous cell carcinoma. Int J Cancer 2010;127(3):505-12.
DOI: 10.1002/ijc.25320.
93. Song T., Zhang X., Wang C. et al. MiR-138 suppresses expression of hypoxia-inducible factor 1alpha (HIF-1alpha) in clear cell renal cell carcinoma 786-O cells. Asian Pac J Cancer Prev 2011;12(5):1307-11.
94. Liu X., Wang C., Chen Z. et al. Micro RNA-138 suppresses epithelial-mesenchymal transition in squamous cell carcinoma cell lines. Biochem J 2011;440(1):23-31.
DOI: 10.1042/BJ20111006.
95. Alhazzazi T.Y., Kamarajan P., Joo N. et al. Sirtuin-3 (SIRT3), a novel potential therapeutic target for oral cancer. Cancer 2011;117(8):1670-8.
DOI: 10.1002/cncr.25676.
96. Cheng Y., Mai J., Hou T., Ping J. Micro RNA-421 induces hepatic mitochondrial dysfunction in non-alcoholic fatty liver disease mice by inhibiting sirtuin 3. Biochem Biophys Res Commun 2016;474(1):57-63.
DOI: 10.1016/j.bbrc.2016.04.065.
97. Sengupta S., Muir J.G., Gibson P.R. Does butyrate protect from colorectal cancer? J Gastroenterol Hepatol 2006;21(1 Pt 2): 209-18.
98. Humphreys K.J., Cobiac L., Le Leu R.K. et al. Histone deacetylase inhibition in colorec-tal cancer cells reveals competing roles for members of the oncogenic miR-17-92 cluster. Mol Carcinog 2013;52(6):459-74.
DOI: 10.1002/mc.21879.
99. Hu S., Liu L., Chang E.B. et al. Butyrate inhibits pro-proliferative miR-92a by diminishing c-Myc-induced miR-17-92a cluster transcription in human colon cancer cells. Mol Cancer 2015;14:180.
DOI: 10.1186/s12943-015-0450-x.
100. Chen H.C., Chen G.H., Chen Y.H. et al. MicroRNA deregulation and pathway alterations in nasopharyngeal carcinoma.
Br J Cancer 2009;100(6):1002-11. DOI: 10.1038/sj.bjc.6604948.
