CC BY
13
УДК 577.2
DPF-домен как уникальная структурная единица в активации транскрипции, дифференцировке и онкотрансформации
Н. В. Сошникова1*, А. А. Шейнов1, Е. В. Татарский1, С. Г. Георгиева1,2* Институт биологии гена РАН, Москва, 119334 Россия
2Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН, Москва, 119991 Россия
*E-mail: nsoshnikova@genebiology.ru; sonjag@molbiol.edu.ru
Поступила в редакцию 17.07.2020
Принята к печати 28.09.2020
DOI: 10.32607/actanaturae.11092
РЕФЕРАТ Домен DPF (double PHD finger) включает в себя два PHD-домена, организованные в тандем. Домены PHD в составе DPF образуют единую структуру, которая взаимодействует с модификацией N-концевого фрагмента гистона по другому принципу, чем одиночные домены PHD. На сегодняшний день известно несколько модификаций гистонов, с которыми взаимодействует DPF. К ним относятся ацети-лирование H3K14, H3K9 и кротонилирование H3K14. Эти модификации находятся преимущественно в транскрипционно-активном хроматине. Белки, содержащие DPF, входят в состав двух классов белковых комплексов, коактиваторов транскрипции, участвующих в регуляции структуры хроматина. Это комплекс гистон-ацетилтрансферазы семейства MYST и комплекс SWI/SNF, осуществляющий ремоделирование хроматина. Домен DPF определяет специфичность взаимодействий этих комплексов с хроматином. Белки, содержащие DPF, играют важную роль в активации транскрипции ряда генов, экспрессирующихся в процессе развития организма, важных при дифференцировке и онкотрансформации клеток млекопитающих. КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА DPF-домены, тандемные PHD-домены, гистон-ацетилтрансферазы MOZ и MORF, DPF1, DPF2, DPF3, PHF10, BAF, PBAF.
ВВЕДЕНИЕ
DPF (Double PHD Finger-домен относится к группе PHD-доменов, широко представленных у млекопитающих. У человека насчитывается порядка двухсот белков, содержащих PHD (plant homeodomain)-домен. Домены PHD организованы по принципу цинковых пальцев (Zn-fingers), они состоят из двух антипараллельных бета-листов и С-концевой альфа-спирали, которые стабилизируются двумя ионами цинка, координирующимися мотивом Cys4-His-Cys3 [1, 2]. Хотя первичная структура PHD-доменов довольно разнообразна, их вторичная структура, впервые описанная в 2000 году, является высококонсервативной [3].
PHD-домены содержатся преимущественно в белках, взаимодействующих с N-концевыми фрагментами гистонов, они представляют собой регуляторы экспрессии генов [4]. PHD связываются с N-концевыми частями гистона H3, имеющего различные модификации [5, 6].
Некоторые белки содержат только один PHD-домен, другие могут содержать несколько последо-
вательно расположенных PHD-доменов, которые функционируют независимо друг от друга или действуют сообща.
DPF-домен представляет собой тандемно расположенные PHD, организованные по принципу «голова к спине» (face-to-back). Два домена образуют единую структуру, которая взаимодействует с N-концевыми фрагментами гистонов по другим принципам, чем независимые PHD-домены. Наш обзор посвящен белкам, содержащим DPF-домены, их организации, молекулярным механизмам распознавания «хвостов» гистонов, влиянию на экспрессию генов, роли в развитии млекопитающих и в онкогенезе.
БЕЛКИ И КОМПЛЕКСЫ, СОДЕРЖАЩИЕ DPF-ДОМЕН
Белки, содержащие DPF-домен, являются в основном субъединицами больших белковых комплексов, определяющих и изменяющих эпигенетический статус хроматина [6]. Специфичность работы таких комплексов обеспечивается точным узнаванием эпигенетических модификаций хроматина, в основном модифицированных N-концевых фраг-
ментов гистонов. Многие субъединицы комплексов содержат различные домены, взаимодействующие с гистонами, например, Вгото-домен (белки TAF1, BAF180), Chromo-домен (белок CHD1), Tudor-домен (белок Uhrfl) и их комбинации. Каждый из доменов способен узнавать свою конкретную модификацию N-концевой последовательности гистона. Вместе, действуя комбинаторно, они увеличивают количество маркировок хроматина, которое распознается целым комплексом.
DPF-домен найден в двух группах белков, к одной из которых относятся гистон-лизин-ацетилтранс-феразы MOZ и MORF, а к другой белки комплекса SWI/SNF, ремоделирующего хроматин (рис. 1А). Ацетилтрансферазы MOZ (другое название MYST3/KAT6a) и MORF (MYST4/KAT6b) являются паралогами. Они альтернативно входят в состав гистон-ацетилтрансферазного (HAT) комплекса, семейства MYST, осуществляющего ацетилиро-вание N-концов гистонов [7, 8] (рис. 1Б). Комплекс HAT является коактиватором транскрипции, который локализуется в открытом, активно транскрибирующемся хроматине. MORF и MOZ содержат домен MYST, осуществляющий ацетилирование лизинов N-концевых последовательностей гистона Н3 (H3K9, H3K14ac, H3K23). Комплекс HAT MYST отвечает за создание гиперацетилированных участ-
ков хроматина, что способствует активации соответствующих генов [8-10].
Другая группа белков, содержащих DPF, входит в состав комплекса SWI/SNF, ремоделирующего хроматин, его подсемейств BAF и PBAF (рис. 1Б). В эту группу входят белки DPF1 (другое название BAF45b), DPF2 (REQ или BAF45d), DPF3 (BAF45c), которые также называются белками семейства d4, и РОТ10 (BAF45a) (рис. 1А). Комплекс SWI/SNF участвует в регуляции транскрипции генов, репарации и репликации. За счет АТР-азной активности основной субъединицы BRG1 или ее гомолога BRM комплексы осуществляют смещение нуклеосом вдоль нити ДНК или перенос нуклеосомы на другую нить ДНК, удаление Н2А и Н2В или замену канонического гистона на его вариант [11].
Как сказано выше, SWI/SNF включает два типа комплексов: BAF и PBAF (рис. 1Б). Они имеют одинаковые белки основной (коровой) части, которые осуществляют смещение нуклеосом вдоль нити ДНК. При этом они отличаются белками специфических модулей, которые отвечают за взаимодействие с хроматином. Белки DPF входят в состав специфических модулей комплексов BAF и PBAF и участвуют в определении специфичности связывания комплекса с хроматином, в том числе за счет присутствующих в них доменов DPF.
Л
DPF
MOZ: 1—Jphdi
MORF: 1 phdi
DPF1: 1 — [кд^ыЦгаш DPF2: 1 [ziif)—jpHDi
DPF3b: 1 ^Krüppel |=|znf|=—|PHm PHF10-P: 1 —=| SÄY I [phdi
?HD2pd MYST
PHD2H MYST
2004 ак
2073 ак
■ь 387 ак
h 391 ак
Ь 378 ак
h 498 ак
Рис. 1. Схематичное изображение белков и комплексов, содержащих DPF-домены: А — доменная организация белков MOZ, MORF, DPF1, DPF2, DPF3b и PHF10-P. DPF-домены выделены голубыми прямоугольниками. Б — схемы комплексов, содержащих соответствующие белки с DPF-доменами: гистон-ацетилтрансфе-разный комплекс HAT(MYST), комплексы BAF и PBAF, ремоделирующие хроматин
MOZ/MORF HAT-комплекс BAF-ремоделирующий комплекс PBAF-ремоделирующий комплекс
Б
ßl ß2 al' al
ß3 ß4 a2'
a2
-СЭ-
Zn1
Zn2
Zn3
Zn4
hMOZ 204-
hMORF 211-
hDPF1 214-
hDPF2 282-
hDPF3b 257-
hPHF10-P 375-
PIPICSFCL-GTKEQNREKKPEELISCADCGNSGHPSCLKFSPELTVRVKALRWQCIECKTCSSCRDQGKNADNMLFCDSCDRGFHMECCDPPLTRMPKGMWICQICRPRKKG -317 PIPICSFCL-GTKESNREKKPEELISCADCGSSGHPSCLKFCPELTTNVKALRWOCIECKTCSACRVQGRNADNMLFCDSCDRGFHMECCDPPLSRMPKGMWICQVCRPRKKG -32 4
PNNYCDFCLGDSKINKKTGQPEELVSCSDCGRSGHPSCLQFTPVMMAAVKTYRWQCIECKCCNICGTS-ENDDQLLFCDDCDRGYHMYCLTPSMSEPPEGSWSCHLCLDLLKE -393 PNNYCDFCLGGSNMNKKSGRPEELVSCADCGRSGHPTCLQFTLNMTEAVKTYKWQCIECKSCILCGTS-ENDDQLLFCDDCDRGYHMYCLNPPVAEPPEGSWSCHLCWELLKE -370
«гидрофобный карман»
«кислый карман»
Рис. 2. Выравнивание аминокислотных последовательностей DPF-доменов белков MOZ, MORF, DPF1, DPF2, DPF3b и PHF10-P человека. Схематичное изображение вторичной структуры PHD1 и PHD2 изображено сверху последовательностей. Остатки цистеина и гистидина, координирующие ионы Zn, входящие в PHD1 и PHD2, указаны синим и зеленым соответственно. Гомологичные аминокислоты PHD1, образующие «гидрофобный карман» (hydrophobic pocket), связывающие H3K14ac/cr, подсвечены синим. Гомологичные аминокислоты, образующие «кислый карман» (acidic pocket), связывающие с первой по четвертую N-концевые аминокислоты гистона H3, подсвечены зеленым
СТРУКТУРНЫЕ ОСНОВЫ УЗНАВАНИЯ ГИСТОНОВ И ПРОСТРАНСТВЕННАЯ СТРУКТУРА DPF-ДОМЕНОВ
DPF-домены белков MOZ, MORF, DPF1, DPF2, DPF3b и PHF10 высокогомологичны, и ключевые аминокислоты, формирующие их вторичные структуры, одинаковы (рис. 2). Поэтому результаты изучения DPF каждого из этих белков с большой вероятностью будут верными и для DPF других белков этой группы.
Организация каждого из двух PHD-доменов белков MOZ, MORF, DPF1, DPF2, DPF3b и PHF10 типична для доменов «цинковых пальцев» и представляет собой два антипараллельных бета-листа и следующую за ними альфа-спираль, которые координируются двумя атомами цинка через мотив Cys4-His-Cys3 (рис. 2). Однако, как показано для белка MOZ, два домена PHD ассоциированы друг с другом по типу «голова к спине» через взаимодействие E247 и R251 альфа-спирали первого PHD-домена, а также через взаимодействие S283 и R286 третьего и четвертого бета-листов второго PHD-домена.
Карбоксильная и карбонильная группы E247 образуют две водородные связи с двумя молекулами воды, которые взаимодействуют с карбоксильным и карбонильным водородом S283. Аналогичным образом R251 взаимодействует с азотом боковой цепи R286. Таким образом эти полярные взаимодействия позиционируют два PHD-домена, которые образуют уникальную глобулярную структуру [12]. DPF белков DPF2, DPF3b и DPF MORF также образуют подобную цельную структурную единицу [13, 14].
DPF ВЗАИМОДЕЙСТВУЮТ С АЦИЛИРОВАННЫМИ H3K14 И H3K9
DPF-модули белков MOZ, MORF, DPF2 и DPF3b взаимодействуют с немодифицированными
N-концевыми фрагментами гистона H3. Ацетили-рование H3K14 и H3K9 увеличивает константу связывания в 3 раза [12-15]. Метилирование H3K9me3 не влияет на связывание, а метилирование H3K4me3 жестко ингибирует связывание DPF с гистонами (рис. 3) [16]. DPF-домен этих белков также слабо взаимодействует с N-концом H4. Ацетилирование лизи-нов H4K5, H4K8, H4K12 или H4K16 приводит к прекращению взаимодействий между DPF-доменами MOZ и MORF и гистоном H4 (рис. 3) [16].
Чуть позже было показано, что DPF-домены белков MOZ и DPF2 способны взаимодействовать с кро-тонилированным остатком лизина 14 гистона Н3, H3K14cr [17]. Кротониловый радикал имеет более гидрофобный боковой остаток и образует в пространстве плоскую структуру. Показано, что DPF-домены ацетилтрансферазы MORF взаимодействуют с другими ацильными группами - бутирилированным (H3K14bu), сукцинилированным (H3K14su) и 2-ги-дроксиизобутирилированным H3K14 (H3K14hib), которые также имеют более длинные гидрофобные боковые цепи, чем ацетилированные модификации [18].
Молекулярный механизм взаимодействия между DPF и различными модификациями гистона H3 изучен с помощью кристаллических структур DPF-доменов с немодифицированными «хвостами» гистонов и с имеющими различные модификации H3K14ac/cr. Оба PHD-домена, образуя единую структурную единицу, связывают один N-концевой фрагмент гистона H3 с модификацией H3K14ac, cr или bu [12, 17, 18]. Из них модификацией, наиболее предпочтительной для связывания DPF-доменов MORF, является кротониловый радикал. DPF MORF связывается с H3K14cr в 3 раза сильнее, чем с H3K14ac [19]. Совсем недавно получены данные, согласно которым с ДНК взаимодействует небольшой
Рис. 3. Схематичное изображение активности комплексов HAT(MYST) (А) и BAF (Б), содержащих белки MOZ/ MORF или DPF1-3. Показано взаимодействие с модификациями гистонов DPF-доменов (черные стрелочки), а также гистон-ацетилтрансферазная активность комплекса MYST (серые стрелочки) (А) и ремоделирующая активность комплекса BAF (синяя стрелочка) (Б)
участок DPF белка MORF в районе R306-K309. Эти взаимодействия усиливают связь MORF с нуклеосо-мой, которые определяются модификацией H3K14cr
[19].
МЕХАНИЗМ ПРОЧТЕНИЯ DPF-ДОМЕНОМ ПОСТТРАНСЛЯЦИОННЫХ МОДИФИКАЦИЙ ГИСТОНОВ
Первый PHD-домен MOZ, MORF, DPF2 и DPF3b представляет собой уникальный домен группы «цинковые пальцы», который обладает гидрофобным карманом для связывания ацилированного лизина (рис. 2). Несмотря на то что ацилированный H3K14 занимает один и тот же карман внутри PHD1-домена белков MOZ и DPF3b, во взаимодействии DPF белков MOZ и DPF3b с H3K14 участвуют различные аминокислоты [16]. Однако гидрофобный кармана в районе бета-2-листа первого PHD-домена является общей структурной особенностью, необходимой для связывания модификации H3K14ac, H3K14cr или H3K14bu [17, 18]. В случае белков MOZ и MORF гидрофобный карман образован аминокислотами N235-G237 бета-2-листа, I228-C230 бета-1-листа и аминокислотными остатками S210 (S217), F211 (F218), L242 (L249), W257 (W264), C259 (C266), I260 (I267) и E261, координирующими ион цинка (рис. 2).
G237 - важнейший для образования этого кармана аминокислотный остаток, который узнает ацетили-рованную и кротонилированную группы (рис. 2). Этот глицин присутствует в DPF-доменах белков MOZ, MORF, DPF1, DPF2, DPF3b и PHF10, что указывает на способность DPF-доменов всех этих белков взаи-
модействовать с ацетилированным, кротонилирован-ным или бутирилированным H3K4ac/cr/bu (рис. 2) [12, 17]. За различия во взаимодействии с H3K14cr и H3K14bu отвечает F211 (F218), который способен образовывать взаимодействия л—л между ароматическим кольцом фенилаланина и двойной связью С=С кротонильной группы [19].
Второй PHD-домен белков MOZ, MORF организован таким образом, что первые четыре остатка пептида H3K14ac/cr/bu связываются с «кислым» карманом в районе бета-1-листа этого PHD2-домена. При этом важно, чтобы аминогруппы R2 и K4 не были метилированы. Боковая цепь пептида H3R2 удерживается пятью водородными связями DPF-модуля белка MOZ с C281, D282 и D285, вместе с этим E261 и N274 образуют водородные связи с аминогруппой H3K4. В результате подобных пространственных ограничений R2 и K4 любое метилирование разрывает связь DPF с H3, а предпочтение в связывании получают ацетилированные лизины [12, 14, 17]. Появляется все больше экспериментальных данных о том, что второй PHD-домен белков d4 организован по тому же принципу и не узнает метилированный H3K4 [5].
Эти данные подтверждены экспериментами in vivo, в которых показано, что MOZ ассоциирован с хроматином, обогащенным H3K14A, и не связывается с хроматином, маркированным H3K4me3 [16]. На тех же самых генах HoxA9, Hox7 и HoxA5, с которыми связывается ацетилтрансфераза MOZ, обнаружены кротонилированные метки H3K14cr [17]. Пока непонятно, как объяснить присутствие двух взаи-
моисключающих модификаций H3K14ac и H3K14cr на одних и тех же генах. Возможно, модификация H3K14 сильно зависит от активных метаболических путей в клетке, так как процент кротонилированных или бутирилированных гистонов напрямую связан с количеством соответствующей ацил-КоА, доступной для включения в метаболические пути [17, 20, 21]. Таким образом, HAT вполне могут переключаться с одного субстрата на другой, чтобы изменять профиль модифицированных гистонов с ацилированных групп одного типа на другие.
DPF-ДОМЕН В РЕГУЛЯЦИИ ТРАНСКРИПЦИИ
Как уже сказано, DPF-домены связываются с ацили-рованным (ацетилированным, кротонилированным или бутирилированным) хвостом гистона Н3 и являются так называемыми ридерами (readers), т.е. белками, узнающими данные модификации гистонов. Модификации H3K14ac и H3K9ac, с которыми взаимодействует DPF, характерны для транскрипци-онно-активного хроматина. Гистоны особо обогащенные этими модификациями находятся на промоторах и энхансерах генов [22, 23]. Модификация кротони-лирования гистона Н3, H3K14cr, также находится в транскрипционно-активном хроматине.
На примере гена HOXA9 показан механизм регуляции транскрипции и эпигенетического состояния хроматина комплексами HAT, в которые входят MOZ и MORF. Комплексы привлекаются на хроматин в результате взаимодействия с какими-либо транскрипционными активаторами, например RUNX или P53 [24, 25], или за счет взаимодействия других субъединиц с различными модификациями [26-28]. DPF-домены MOZ и MORF при этом способствуют локализации комплекса на участках с H3K14ac [12, 14], а ДНК-связывающие мотивы DPF способны стабилизировать эти взаимодействия с нуклеосомой [19]. Ацетилирование H3K14 осуществляет в основном гистон-ацетилтрансфераза HBO1, которая также содержит домен MYST [29], но это могут делать и белки MOZ/MORF [30]. Ацетилирование H3K23 и H3K9, как показано, осуществляется преимущественно с помощью MYST-домена белка MORF [31, 32] и может происходить либо на данной, либо на соседней нуклеосоме [19]. Ацетилирование соседней нуклеосомы способствует изменению локализации комплекса и его перемещению на эту соседнюю ну-клеосому. Подобный механизм ведет к распространению гистоновых меток от одной нуклеосомы к другой, создавая гиперацетилированные участки хроматина. Привлечение комплекса HAT на некоторые гены HOX (HoxA9, HoxA7, HoxA5, HoxD13) и образование гиперацетилированных участков на промоторах этих генов приводит к увеличению их экспрессии [12, 16,
17, 21]. Позже на полногеномном уровне при анализе базы ENCODE была выявлена колокализация модификаций H3K23ac и H3K14ac и обогащение ими про-моторных участков генов с интенсивной транскрипцией в ряде клеточных линий IMR90, hESC, HMEL [19, 33].
Комплексы семейства SWI/SNF, в которые входит другая группа белков, содержащих домен DPF, более вариабельны по своему белковому составу, чем аце-тилтрансферазные комплексы MYST. Комбинации различных субъединиц определяют специфичный состав комплекса, в котором уникальный паттерн доменов, связывающих ДНК или гистоны, позиционирует ремоделирующий комплекс в определенных сайтах хроматина. Комплексы BAF и PBAF привлекаются на определенные локусы транскрипционными активаторами и ремоделируют нуклеосомы: смещают их вдоль нитей ДНК, убирают гистоны H2A и H2B [34]. Ремоделирующими комплексами довольно сильно обогащены энхансеры, что также говорит в пользу участия ремоделирующих комплексов в активации транскрипции [35, 36].
Белки DPF1, DPF2, DPF3b и PHF10 тоже являются коактиваторами транскрипции. DPF3b и DPF3a связываются с активатором NF-kB и привлекаются вместе с ним в составе комплекса BAF на промотор IL-6 в ответ на стимуляцию TNF-альфа [37]. Показано, что белок PHF10 в составе комплекса PBAF коак-тивирует транскрипцию различных генов [38, 39]. Получены прямые доказательства необходимости DPF-домена белка PHF10 для активации транскрипции, так как без DPF белок не способен активировать транскрипцию [38, 40]. Интересно, что в клетке также существует изоформа PHF10, не имеющая DPF-домена [39]. Показано, что изоформа с DPF-доменом участвует в активации транскрипции, тогда как изо-форма без DPF необходима для поддержания стабильного уровня транскрипции после активации [40]. Таким образом, DPF-домен белка PHF10 является сильным коактиватором транскрипции.
DPF В РЕГУЛЯЦИИ ДЕЛЕНИЯ И ДИФФЕРЕНЦИРОВКИ КЛЕТОК. ЕГО РОЛЬ В РАЗВИТИИ ТКАНЕЙ МЛЕКОПИТАЮЩИХ
С момента открытия MOZ и MORF были ассоциированы с регуляцией клеточной пролиферации. На клеточной линии рака молочной железы MCF7 и эмбриональных фибробластах MEF мыши показано, что взаимодействие MOZ с PML и P53 ведет к ацетилированию Р53 и последующей активации экспрессии белка p21. Ингибитор клеточного цикла p21 блокирует комплекс cyclinE/CDK2, который фосфорилирует ряд факторов, способствующих активации генов в чекпойнте G1/S клеточного цикла.
Не имея возможности запустить экспрессию генов для Gl/S-перехода, клетки выходят из клеточного цикла и перестают делиться. Таким образом, MOZ и MORF ингибируют пролиферацию и реализуют последующий сценарий перехода клеток к старению [25, 41]. С другой стороны, MOZ поддерживает уровень экспрессии некоторых генов-репрессоров процесса старения в локусе INK4/ARF посредством ацетилирования H3K9ac [42, 43]. Как описано выше, MOZ и MORF регулируют экспрессию многих генов HOX, ответственных за развитие и дифференциров-ку организма, отчасти через взаимодействие с фактором BMI1, показанное генетически [44].
Показано, что MOZ играет важную роль в поддержании пула эмбриональных гемопоэтических стволовых клеток млекопитающих. Мыши с нокаутом этого гена погибали на эмбриональной стадии 14.5 дней, имея патологии печени и кроветворения [45]. Также показано, что ген MOZ необходим для нормального развития B-клеток крови и прогрессии лимфомы, индуцируемой с-MYC. MOZ взаимодействует с AML1 и PU.1 - двумя важными факторами гемопоэза, действует как их коактиватор, обеспечивая точную экспрессию соответствующих генов [46, 47].
Проведенные недавно полногеномные исследования больных с врожденными патологиями (тяжелые нарушения речи, гипотония и дисморфизм лица) выявили мутации в гене MOZ [48]. MORF принимает активное участие в развитии нервной и костной ткани. У мышей с минимальным количеством РНК (~10%) MORF наблюдалась карликовость, черепно-лице-вые нарушения и церебральные дефекты [49]. MORF играет важную роль в регуляции нейрональных стволовых клеток, он необходим для поддержания нейрогенеза у взрослых мышей [50]. Таким образом, несмотря на то что MOZ и MORF способны замещать друг друга in vitro, они играют разную роль in vivo: MOZ важен для гемопоэза, а MORF - для нейрогене-за и остеогенеза.
DPF-белки комплексов SWI/SNF важны для ней-рогенеза млекопитающих. DPF3b, входящий в состав ремоделирующего хроматин комплекса BAF, играет важную роль в дифференцировке мышечной и сердечной тканей [51]. PHF10 экспрессируется в предшественниках нервных клеток, начиная с ранних эмбриональных стадий, после рождения его экспрессия уменьшается. PHF10 способен поддерживать пролиферацию клеток-предшественников нейронов и в составе комплекса PBAF связывается с промоторами генов сигнальных путей, управляющих нейрональ-ной пролиферацией и дифференцировкой: Notch, SHH, и разнообразными транскрипционными факторами. Остальные DPF (DPF1, 2, 3) начинают экспрес-сироваться на более поздних стадиях, начиная с Е13
в головном мозге мыши и не способны поддерживать пролиферацию нервных клеток [38]. DPF1, вероятно, важен для функционирования взрослых нейронов, так как он тканеспецифически экспрессируется только в головном мозге взрослого млекопитающего. DPF2 также вовлечен в развитие и функционирование нервной системы. Однонуклеотидные замены, нарушающие последовательности DPF-доменов и приводившие к нарушению связывания DPF2 с ацетилированными H3, обнаружены у больных синдромом Коффин-Сириса (Coffin-Siris syndrome), проявляющемся в когнитивной дисфункции и интеллектуальных нарушениях разной степени тяжести, грубыми чертами лица, аномалиями головного мозга, например гипоплазией и агенезией мозолистого тела [52].
Показано, что белки DPF2 (комплекс BAF) и PHF10 (комплекс PBAF) экспрессируются в гемопоэтиче-ских клетках-предшественниках эмбрионов мыши Е14.5 и регулируют их дифференцировку [53]. DPF2 ингибирует миелоидную дифференцировку гемопоэ-тических клеток-предшественников, его DPF-домен ответствен за привлечение DPF2 и всего комплекса BAF на специфические ацетилированные локусы хроматина - места связывания транскрипционного фактора RUNX1, который способствует дифферен-цировке предшественников по миелоидному ряду. Нокдаун DPF2 в CD34+ клетках приводит к уменьшению экспрессии генов, связанных с митозом, регуляцией клеточного цикла, и нарушает транскрипцию генов, связанных с дифференцировкой [15].
Гомозиготный нокаут PHF10 приводит к гибели мышиных эмбрионов (Е19), но кондиционный нокаут в гемопоэтических клетках взрослой мыши вызывал существенное истощение миелоидных предшественников - гранулоцитов. Анализ РНК, выделенных из этих клеток, показал, что PHF10 существенно влияет на экспрессию генов клеточного цикла [53]. В исследовании, выполненном на модельной линии HL-60, способной дифференцироваться по миелоид-ному ряду, и на терминально дифференцированных нейтрофилах человека, установлено, что важную роль в поддержании пролиферирующих миелоидных предшественников играют изоформы PHF10 с доменом DPF, также необходимые для активации специфических миелоидных генов, экспрессия которых активируется при дифференцировке. В зрелых ней-трофилах транскрипцию специфических генов поддерживают изоформы PHF10, не имеющие DPF [40].
РОЛЬ БЕЛКОВ, СОДЕРЖАЩИХ DPF-ДОМЕНЫ, В ОНКОТРАНСФОРМАЦИИ КЛЕТОК
В опухолевых клетках часто находят мутантные белки с DPF-доменом. Нарушения экспрессии белков
MOZ и MORF часто связаны с различными типами лейкоза. Участки хромосом, на которых расположены гены MOZ и MORF, подвергаются различным транслокациям, что приводит к формированию химерных белков [10]. Миелоидный лейкоз сопровождается транслокациями между генами MOZ и CBP [54], острый моноцитарный лейкоз ассоциирован с транслокациями между генами MOZ и P300 [55], острый миелоидный лейкоз - с транслокациями между генами MOZ и LEUTX [56] и др. [57]. Ген MORF также способен к транслокации с образованием химерных белков. В результате транслокации образуется химерный белок MORF-CBP, ассоциированный с острым миелоидным лейкозом [58, 59]. Химерные белки, образующиеся в результате транслокаций, содержат на N-конце DPF-домены, что приводит к привлечению нового модификатора, активатора или регулятора в «старое» хроматиновое окружение, которое раньше занимала лишь ацетилтрансфераза семейства MYST.
Установлено, что MOZ необходим для поддержания прогрессирования лимфомы, индуцируемой онкогеном MYC [60], а недостаток этого белка ведет к развитию сценария старения нейрональных стволовых клеток [43]. Повышенная экспрессия MOZ способствует развитию глиобластомы и рака молочной железы [61-63].
Белки семейства d4 и PHF10 редко бывают му-тированы в онкотрансформированных клетках [64, 65]. Однако снижение экспрессии белка DPF2 коррелировало с плохим прогнозом выживаемости пациентов с глиомой [66]. Показано также, что DPF2 способствует поддержанию пролиферации трансформированных MLL-AF9 миелоидных клеток-предшественников; при нокдауне DPF2 клетки начинали дифференцироваться, выходить из клеточного цикла и подвергались апоптозу [67].
Для белка DPF1 не было найдено сколько-нибудь значимых ассоциаций изменения его экспрессии с онкотрансформацией у больных раком.
Сниженная экспрессия PHF10 при раке почки коррелирует с повышенной выживаемостью пациентов [64, 66], что может быть связано с положительным влиянием онкогена c-MYC на экспрессию PHF10 [68].
DPF3 практически не экспрессируется в миело-идных предшественниках человека, однако под действием фактора STAT5 его экспрессия значительно возрастает в гранулоцитах больных хроническим лимфоцитарным лейкозом, что, по-видимому, может приводить к нарушениям регуляции транскрипции
и прогрессированию заболевания [69]. Пониженная экспрессия DPF3 ассоциирована также с плохим прогнозом по выживаемости больных раком молочной железы. Так, показано, что снижение экспрессии DPF3 приводило к активации сигнального пути JAK2/STAT3 и увеличению подвижности онко-трансформированных клеток [70].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Реализация различных транскрипционных программ происходит при участии транскрипционных факторов - активаторов и репрессоров, и различных вспомогательных комплексов, меняющих структуру хроматина. Обычно эти комплексы состоят из большого числа субъединиц, которые содержат большое количество разнообразных доменов, связывающих ДНК и специфические хроматиновые метки - модифицированные хвосты гистонов. Благодаря этим доменам, комплексы позиционируются в строго определенном месте на хроматине и в дальнейшем дополнительно модифицируют его согласно своим активностям. DPF-домены образуют уникальную структуру, которая связывает хвост гистона Н3, отдавая предпочтение модифицированному Н3К14ас/ сг. Гистоны Н3 с ацетилированными и кротонилиро-ванными лизинами в основном локализуются в про-моторных или энхансерных зонах транскрипцион-но-активного хроматина и, таким образом, служат маркерами привлечения комплексов HAT(MYST) и BAF/PBAF, в состав которых входят белки, содержащие DPF-домены. Количество белков, содержащих DPF, невелико, однако последовательности DPF в них гомологичны и имеют одинаковые аминокислоты в ключевых положениях, которые определяют связывание с Н3К14ас/сг. Комплексы HAT(MYST) и BAF/PBAF соответственно ацетилируют другие хвосты гистонов и ремоделируют (перемещают) ну-клеосомы, т.е. имеют коактиваторные функции и способствуют дополнительной активации транскрипции.
Таким образом, DPF-домены выполняют важную функцию связывания хроматина, приводящую к активации транскрипции генов, играющих большую роль в развитии организма. •
Данная работа поддержана грантом «Изучение субъединичного состава SWI/SNF-комплекса
в процессе дифференцировки клеток млекопитающих и его роль в экспрессии генов», финансируемым Российским научным фондом (№ 18-14-00303).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Kwan A.H.Y., Gell D.A., Verger A., Crossley M., Matthews J.M., Mackay J.P. // Structure. 2003. V. 11. № 7. P. 803-813.
2. Sanchez R., Zhou M.M. // Trends Biochem. Sci. 2011. V. 36. № 7. P. 364-372.
3. Pascual J., Martinez-Yamout M., Dyson H.J., Wright P.E. // J. Mol. Biol. 2000. V. 304. № 5. P. 723-729.
4. Musselman C.A., Kutateladze T.G. // Nucl. Acids Res. 2011. V. 39. № 21. P. 9061-9071.
5. Jain K., Fraser C.S., Marunde M.R., Parker M.M., Sagum C., Burg J.M., Hall N., Popova I.K., Rodriguez K.L., Vaidya A., et al. // Epigenetics Chromatin. 2020. V. 13. № 1. P. 1-11. https:// doi.org/10.1186/s13072-020-0328-z
6. Morrison E.A., Musselman C.A. Chromatin Signaling and Diseases. Elsevier Inc. 2016. P. 127-147. http://dx.doi.org/10.1016/ B978-0-12-802389-1.00007-1
7. Ullah M., Pelletier N., Xiao L., Zhao S.P., Wang K., Degerny C., Tahmasebi S., Cayrou C., Doyon Y., Goh S.-L., et al. // Mol. Cell. Biol. 2008. V. 28. № 22. P. 6828-6843.
8. Klein B.J., Lalonde M.E., Côté J., Yang X.J., Kutateladze T.G. // Epigenetics. 2014. V. 9. № 2. P. 186-193. doi: 10.4161/epi.26792.
9. Yang X.J. // Biochim. Biophys. Acta - Mol. Cell Res. 2015. V. 1853. № 8. P. 1818-1826. http://dx.doi.org/10.1016/j.bbam-cr.2015.04.014
10. Huang F., Abmayr S.M., Workman J.L. // Mol. Cell. Biol. 2016. V. 36. № 14. P. 1900-1907.
11. Wu J.I. // Acta Biochim. Biophys. Sin. 2012. V. 44. № 1. P. 54-69.
12. Qiu Y., Liu L., Zhao C., Han C., Li F., Zhang J., Wang Y., Li G., Mei Y., Wu M., et al. // Genes Dev. 2012. V. 26. № 12. P. 1376-1391.
13. Zeng L., Zhang Q., Li S., Plotnikov A.N., Walsh M.J., Zhou M.M. // Nature. 2010. V. 466. № 7303. P. 258-262.
14. Ali M., Yan K., Lalonde M.E., Degerny C., Rothbart S.B., Strahl B.D., Côté J., Yang X.J., Kutateladze T.G. // J. Mol. Biol. 2012. V. 424. № 5. P. 328-338. http://dx.doi.org/10.1016/j. jmb.2012.10.004
15. Huber F.M., Greenblatt S.M., Davenport A.M., Martinez C., Xu Y., Vu L.P., Nimer S.D., Hoelz A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2017. V. 114. № 23. P. 6016-6021.
16. Dreveny I., Deeves S.E., Fulton J., Yue B., Messmer M., Bhat-tacharya A., Collins H.M., Heery D.M. // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. № 2. P. 822-835.
17. Xiong X., Panchenko T., Yang S., Zhao S., Yan P., Zhang W., Xie W., Li Y., Zhao Y., Allis C.D., et al. // Nat. Chem. Biol. 2016. V. 12. № 12. P. 1111-1118.
18. Klein B.J., Simithy J., Wang X., Ahn J.W., Andrews F.H., Zhang Y., Côté J., Shi X., Garcia B.A., Kutateladze T.G. // Structure. 2017. V. 25. № 4. P. 650-654.e2.
19. Klein B.J., Jang S.M., Lachance C., Mi W., Lyu J., Sakuraba S., Krajewski K., Wang W.W., Sidoli S., Liu J., et al. // Nat. Commun. 2019. V. 10. № 1. P. 4724.
20. Sabari B.R., Tang Z., Huang H., Yong-Gonzalez V., Molina H., Kong H.E., Dai L., Shimada M., Cross J.R., Zhao Y., et al. // Mol. Cell. 2018. V. 69. № 3. P. 533. https://dx.doi.org/10.1016/j. molcel.2018.01.013
21. Xie Z., Zhang D., Chung D., Tang Z., Huang H., Dai L., Qi S., Li J., Colak G., Chen Y., et al. // Mol. Cell. 2016. V. 62. № 2. P. 194-206. http://dx.doi.org/10.1016/j.molcel.2016.03.036
22. Wan J., Liu H., Chu J., Zhang H. // J. Cell. Mol. Med. 2019. V. 23. № 11. P. 7163-7169.
23. Tan M., Luo H., Lee S., Jin F., Yang J.S., Montellier E., Buchou T., Cheng Z., Rousseaux S., Rajagopal N., et al. // Cell. 2011. V. 146. № 6. P. 1016-1028. http://dx.doi.org/10.1016/j. cell.2011.08.008
24. Pelletier N., Champagne N., Stifani S., Yang X.J. // Oncogene. 2002. V. 21. № 17. P. 2729-2740.
25. Rokudai S., Laptenko O., Arnal S.M., Taya Y., Kitabayashi I., Prives C. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. № 10. P. 3895-3900.
26. Qin S., Jin L., Zhang J., Liu L., Ji P., Wu M., Wu J., Shi Y. // J. Biol. Chem. 2011. V. 286. № 42. P. 36944-36955.
27. Liu L., Qin S., Zhang J., Ji P., Shi Y., Wu J. // J. Struct. Biol. 2012. V. 180. № 1. P. 165-173. http://dx.doi.org/10.1016/j. jsb.2012.06.014
28. Champagne K.S., Saksouk N., Peña P.V., Johnson K., Ullah M., Yang X.J., Côté J., Kutateladze T.G. // Proteins Struct. Funct. Genet. 2008. V. 72. № 4. P. 1371-1376.
29. Lalonde M.E., Avvakumov N., Glass K.C., Joncas F.H., Saksouk N., Holliday M., Paquet E., Yan K., Tong Q., Klein B.J., et al. // Genes Dev. 2013. V. 27. № 18. P. 2009-2024.
30. Kueh A.J., Dixon M.P., Voss A.K., Thomas T. // Mol. Cell. Biol. 2011. V. 31. № 4. P. 845-860.
31. Voss A.K., Collin C., Dixon M.P., Thomas T. // Dev. Cell. 2009. V. 17. № 5. P. 674-686. http://dx.doi.org/10.1016/j. devcel.2009.10.006
32. Simó-Riudalbas L., Pérez-Salvia M., Setien F., Villanueva A., Moutinho C., Martínez-Cardús A., Moran S., Berdasco M., Gomez A., Vidal E., et al. // Cancer Res. 2015. V. 75. № 18. P. 3936-3944.
33. Fiziev P., Akdemir K.C., Miller J.P., Keung E.Z., Samant N.S., Sharma S., Natale C.A., Terranova C.J., Maitituoheti M., Amin S.B., et al. // Cell Rep. 2017. V. 19. № 4. P. 875-889. http://dx.doi. org/10.1016/j.celrep.2017.03.078
34. Mittal P., Roberts C.W.M. // Nat. Rev. Clin. Oncol. 2020. V. 17. P. 435-448. http://dx.doi.org/10.1038/s41571-020-0357-3
35. Wang X., Lee R.S., Alver B.H., Haswell J.R., Wang S., Mieczkowski J., Drier Y., Gillespie S.M., Archer T.C., Wu J.N., et al. // Nat. Genet. 2017. V. 49. № 2. P. 289-295. http://dx.doi. org/10.1038/ng.3746
36. Alver B.H., Kim K.H., Lu P., Wang X., Manchester H.E., Wang W., Haswell J.R., Park P.J., Roberts C.W.M. // Nat. Commun. 2017. V. 8. P. 14648. doi: 10.1038/ncomms14648
37. Ishizaka A., Mizutani T., Kobayashi K., Tando T., Sakurai K., Fujiwara T., Iba H. // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. № 15.
P. 11924-11933.
38. Lessard J., Wu J.I., Ranish J.A., Wan M., Winslow M.M., Staahl B.T., Wu H., Aebersold R., Graef I.A., Crabtree G.R. // Neuron. 2007. V. 55. № 2. P. 201-215.
39. Brechalov A.V., Georgieva S.G., Soshnikova N.V. // Cell Cycle. 2014. V. 13. № 12. P. 1970-1979.
40. Viryasova G.M., Tatarskiy V.V., Sheynov A.A., Tatarskiy E.V., Sud'ina G.F., Georgieva S.G., Soshnikova N.V. // Biochim. Biophys. Acta.-Mol. Cell Res. 2019. V. 1866. № 12. P. 118525. doi: 10.1016/j.bbamcr.2019.118525
41. Rokudai S., Aikawa Y., Tagata Y., Tsuchida N., Taya Y., Kitabayashi I. // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. № 1. P. 237-244.
42. Sheikh B.N., Phipson B., El-Saafin F., Vanyai H.K., Downer N.L., Bird M.J., Kueh A.J., May R.E., Smyth G.K., Voss A.K., et al. // Oncogene. 2015. V. 34. № 47. P. 5807-5820.
43. Perez-Campo F.M., Costa G., Lie-A-Ling M., Stifani S., Kouskoff V., Lacaud G. // Stem Cells. 2014. V. 32. № 6.
P. 1591-1601.
44. Sheikh B.N., Downer N.L., Phipson B., Vanyai H.K., Kueh A.J., McCarthy D.J., Smyth G.K., Thomas T., Voss A.K. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. V. 112. № 17. P. 5437-5442.
45. Katsumoto T., Aikawa Y., Iwama A., Ueda S., Ichikawa H., Ochiya T., Kitabayashi I. // Genes Dev. 2006. V. 20. № 10. P. 1321-1330.
46. Thomas T., Corcoran L.M., Gugasyan R., Dixon M.P., Brodnicki T., Nutt S.L., Metcalf D., Voss A.K. // Genes Dev. 2006. V. 20. № 9. P. 1175-1186.
47. Sheikh B.N., Yang Y., Schreuder J., Nilsson S.K., Bilardi R., Carotta S., McRae H.M., Metcalf D., Voss A.K., Thomas T. // Blood. 2016. V. 128. № 19. P. 2307-2318.
48. Millan F., Cho M.T., Retterer K., Monaghan K.G., Bai R., Vitazka P., Everman D.B., Smith B., Angle B., Roberts V., et al. // Am. J. Med. Genet. Part A. 2016. V. 170. № 7. P. 1791-1798.
49. Thomas T., Voss A.K., Chowdhury K., Gruss P. // Development. 2000. V. 127. № 12. P. 2537-2548.
50. Merson T.D., Dixon M.P., Collin C., Rietze R.L., Bartlett P.F., Thomas T., Voss A.K. // J. Neurosci. 2006. V. 26. № 44. P. 11359-11370.
51. Lange M., Kaynak B., Forster U.B., Tönjes M., Fischer J.J., Grimm C., Schlesinger J., Just S., Dunkel I., Krueger T., et al. // Genes Dev. 2008. V. 22. № 17. P. 2370-2384.
52. Vasileiou G., Vergarajauregui S., Endele S., Popp B., Büttner C., Ekici A.B., Gerard M., Bramswig N.C., Albrecht B., Clayton-Smith J., et al. // Am. J. Hum. Genet. 2018. V. 102. № 3. P. 468-479.
53. Krasteva V., Crabtree G.R., Lessard J.A. // Exp. Hematol. 2017. V. 48. P. 58-71.e15. http://dx.doi.org/10.1016/j. exphem.2016.11.008
54. Borrow J., Stanton V.P., Andresen J.M., Becher R., Behm F.G., Chaganti R.S.K., Civin C.I., Disteche C., Dube I., Frischauf A.M., et al. // Nat. Genet. 1996. V. 14. № 1. P. 33-41.
55. Chaffanet M., Gressin L., Preudhomme C., Soenen-Cornu V., Birnbaum D., Pebusque M.J. // Genes Chromosom. Cancer. 2000. V. 28. № 2. P. 138-144.
56. Chinen Y., Taki T., Tsutsumi Y., Kobayashi S., Matsumoto Y., Sakamoto N., Kuroda J., Horiike Sh., Nishida K., Ohno H., et al. // Genes. Chromosomes Cancer. 2014. V. 53. P. 299-308.
57. Liang J., Prouty L., Williams B.J., Dayton M.A., Blanchard K.L. // Blood. 1998. V. 92. № 6. P. 2118-2122.
58. Panagopoulos I. // Hum. Mol. Genet. 2001. V. 10. № 4. P. 395-404.
59. Kojima K., Kaneda K., Yoshida C., Dansako H., Fujii N., Yano T., Shinagawa K., Yasukawa M., Fujita S., Tanimoto M. // Br. J. Haematol. 2003. V. 120. № 2. P. 271-273.
60. Sheikh B.N., Lee S.C.W., El-Saafin F., Vanyai H.K., Hu Y., Pang S.H.M., Grabow S., Strasser A., Nutt S.L., Alexander W.S., et al. // Blood. 2015. V. 125. № 12. P. 1910-1921.
61. Lv D., Jia F., Hou Y., Sang Y., Alvarez A.A., Zhang W., Gao W.Q., Hu B., Cheng S.Y., Ge J., et al. // Cancer Res. 2017. V. 77. № 22. P. 6190-6201.
62. Tsai W.W., Wang Z., Yiu T.T., Akdemir K.C., Xia W., Winter S., Tsai C.Y., Shi X., Schwarzer D., Plunkett W., et al. // Nature. 2010. V. 468. № 7326. P. 927-932.
63. Yu L., Liang Y., Cao X., Wang X., Gao H., Lin S.Y., Schiff R., Wang X.S., Li K. // Oncogene. 2017. V. 36. № 20. P. 2910-2918.
64. Kadoch C., Hargreaves D.C., Hodges C., Elias L., Ho L., J.R.& G.R.C. // Nat. Genet. 2013. V. 45. № 6. P. 592-602. http://dx.doi. org/10.1038/ng.2628
65. Masliah-Planchon J., Bièche I., Guinebretière J.-M., Bourdeaut F., Delattre O. // Annu. Rev. Pathol. Mech. Dis. 2015. V. 10. № 1. P. 145-171. http://www.annualreviews.org/ doi/10.1146/annurev-pathol-012414-040445
66. Savas S., Skardasi G. // Crit. Rev. Oncol. Hematol.
2018. V. 123. № 11. P. 114-131. https://doi.org/10.1016/j. critrevonc.2018.01.009
67. Cruickshank A.V., Sroczynska P., Sankar A., Miyagi S., Rundsten C.F., Johansen J.V., Helin K. // PLoS One. 2015. V. 10. № 11. P. 1-13.
68. Tatarskiy E.V., Georgiev G.P., Soshnikova N.V. // Dokl. Biochem. Biophys. 2019. V. 484. № 1. P. 66-68.
69. Theodorou M., Speletas M., Mamara A., Papachristopoulou G., Lazou V., Scorilas A., Katsantoni E. // PLoS One. 2013. V. 8. № 10. P. e76155.
70. Lin W. Hao, Dai W. Gang, Xu X. Dong, Yu Q. Hua, Zhang B., Li J., Li H. Ping. // Biochem. Biophys. Res. Commun.
2019. V. 514. № 3. P. 639-644. https://doi.org/10.1016/j. bbrc.2019.04.170
