CC BY
59
2012
ВЕСТНИК САНКТ-ПЕТЕРБУРГСКОГО УНИВЕРСИТЕТА
Сер. 11
Вып. 3
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ МЕДИЦИНА
УДК 616-092.4
Л. В. Громова1, Ю. Ю. Борщёв1, Е. И. Ермоленко2'3,
Н. М. Грефнер4, А. С. Алексеева1, А. В. Воейкова5, А. А. Груздков1
ДЕЙСТВИЕ АНТИМИКРОБНЫХ ПРЕПАРАТОВ НА КИШЕЧНЫЕ ПИЩЕВАРИТЕЛЬНЫЕ ФЕРМЕНТЫ У КРЫС
1 ФГБУН «Институт физиологии им. И. П. Павлова» РАН, Санкт-Петербург;
2 ФГБОУ ВПО «Санкт-Петербургский государственный университет», медицинский факультет;
3 ФГБУ «Научно-исследовательский институт экспериментальной медицины» РАМН, Санкт-Петербург;
4 ФГБУН «Институт цитологии» РАН, Санкт-Петербург;
5 СПб ГУЗ Городская многопрофильная больница №2, Санкт-Петербург
В настоящее время нет сомнения в том, что микробиота, населяющая организм человека и животных, полезна и даже необходима для его жизнедеятельности [1-4]. Наиболее многочисленная и сложная по составу популяция бактерий находится в кишечнике, в особенности в его нижних отделах [1-5]. О важности этой бактериальной флоры для макроорганизма свидетельствует ее участие в питании организма и регуляции его жировых запасов, в регуляции созревания кишечного эпителия, в повышении кишечного ангиогенеза и воспалительных иммунных ответов, в защите против патогенных микроорганизмов [2, 3, 5-8]. Показано также, что различного рода нарушения состава кишечной микрофлоры, именуемые дисбиозами, могут провоцировать вторичные нарушения, менять реактивность организма, вызывать скрытые патологии [1, 2, 4, 8, 9].
Одной из причин дисбиоза кишечника является применение антибиотиков. Показано, что под влиянием антибиотиков подавляется не только патогенная, но и нормальная микрофлора и, как следствие, размножаются микроорганизмы, устойчивые к данным препаратам [8, 10, 11]. Вместе с тем антибиотики могут оказывать и прямое, в основном токсическое, действие на клетки организма, включая кишечные [8, 10, 11]. Многие аспекты действия антибиотиков на желудочно-кишечный тракт млекопитающих изучались весьма широко, однако влияние этих препаратов на заключительные стадии пищеварительного процесса, которые в значительной степени определяют общий метаболизм организма и его гомеостаз, остается не вполне ясным.
© Л. В. Громова, Ю. Ю. Борщёв, Е. И. Ермоленко, Н. М. Грефнер, А. С. Алексеева, А. В. Воейкова, А. А. Груздков, 2012
Цель настоящей работы состояла в том, чтобы на биологической модели (крысы) исследовать действие антимикробных препаратов (ампициллин и метронидазол), широко используемых в современной лечебной практике, на некоторые функциональные показатели организма животных, структуру тонкой и толстой кишки, а также ключевые кишечные пищеварительные ферменты (мальтаза, щелочная фосфатаза).
Материалы и методы исследования. Эксперименты были выполнены на 30 крысах (Вистар, самцы, масса тела 180-220 г) в полном соответствии с Директивой Европейского Совета (The European Council Directive (86/609/EEC)) по соблюдению этических принципов в работе с лабораторными животными и одобрены Комиссией по контролю за содержанием и использованием лабораторных животных при Учреждении Российской академии наук Институте физиологии им. И. П. Павлова РАН (Протокол № 2 от 1 марта 2012 г.).
Перед экспериментом и в ходе его проведения животные содержались в нормальных условиях в отношении температуры, влажности, освещения и рациона (комбикорм ПК-120 сх 1492, Россия).
Перед началом опытов были сформированы 4 группы животных (n = 5 в каждой группе). Крысам опытных групп (первой и третьей) в течение 3 и 5 суток, соответственно, ежедневно вечером вводили внутрижелудочно в объеме 0,5 мл антибиотики, растворенные в дистиллированной воде. Животным контрольных групп (второй и четвертой,) вводили по той же схеме дистиллированную воду в объеме 0,5 мл.
Использовалась комбинация двух антимикробных препаратов: ампициллина (ОАО «Органика», Россия) и метронидазола (ОАО «Ирбитский химико-фармацевтический завод», Россия), обладающих широким спектром действия в отношении большинства представителей нормальной микрофлоры кишечника млекопитающих. Антибиотики вводились в дозах (15 мг ампициллина и 10 мг метронидазола на одно животное), которые в пересчете на 1 г веса крысы лишь в 2 раза превышали среднюю терапевтическую дозу для человека (т. е. применявшиеся дозы были нетоксичными).
В течение всего эксперимента наблюдали за поведением животных, аппетитом, массой тела и характером стула. По окончании опытов у животных отбирали пробы крови для анализа биохимических показателей, а также пробы химуса и слизистой оболочки из кишечника для определения активности кишечных пищеварительных ферментов. Пробы химуса получали из проксимальной, медиальной и дистальной третей тонкой кишки (исключая двенадцатиперстную кишку), а также из толстой кишки. Для этого каждый из участков кишки промывали со стороны полости охлажденным раствором Рингера (pH 7,1-7,4) объемом 30 мл. Пробы слизистой оболочки из тех же участков кишки получали путем ее (аккуратного, бережного) соскабливания при помощи шпателя.
В отдельной серии опытов у животных, которым в течение 3-х суток вводились указанные антибиотики, для морфологического анализа отбирали кусочки тонкой кишки на стыке проксимального и медиального участков и из середины дистального участка.
На анализаторе (Aeroset, Япония) определялись биохимические показатели сыворотки крови: активности аспартатаминотрансферазы (АсАТ), аланинаминотрансфе-разы (АлАТ), "у-глютамилтранспептидазы (ГГТ), щелочной фосфатазы (ЩФ) и концентрация глюкозы.
В гомогенатах слизистой оболочки кишки и в химусе определялись активности кишечных пищеварительных ферментов: активность мальтазы (НФ 3.2.1.20) — глюко-зооксимдазным методом [12]; щелочной фосфатазы (НФ 3.1.3.1) — с использованием р-нитрофенилфосфата натрия (0,6 мМ) в качестве субстрата и раствора Рингера в качестве буфера (рН 7,4). Активность ферментов выражали в мкмоль/мин/г влажного веса ткани (удельная активность) и в мкмоль/мин на участок кишки (общая активность). Все пробы до биохимического исследования хранили при температуре -80°С.
Для морфологических исследований кусочки кишки длиной около 0,5 см фиксировали в 2% растворе глутаральдегида на фосфатном буфере (PBS), постфиксировали в 1% растворе OsO4 на том же буфере, а затем обезвоживали в этиловом спирте. Материал заливали в смесь эпона и аралдита [13]. Из блоков на микротоме LKB-III изготовляли срезы толщиной 1 мкм и окрашивали их толуидиновым синим. Морфометри-ческий анализ проводили на микроскопе МБИ-6, выбирая хорошо ориентированные ворсинки и измеряя их длину с помощью окулярной линейки.
Статистическая обработка данных проводилась с использованием /"-критерия Стьюдента.
Результаты исследования. Функциональные показатели организма. В наших опытах после введения крысам антибиотиков в течение 3 и 5 суток у них отмечались симптомы диспепсии: маслянистая консистенция стула, метеоризм, в отдельных случаях понос или чередование поноса и запора, полифекалия, а также беспокойство и агрессивность в поведении. Эти данные косвенно указывали на наличие у животных дис-биоза кишечника, вызванного введением антибиотиков. Вместе с тем, в данном исследовании, в отличие от предшествующего [14], в период введения антибиотиков у животных не наблюдалось снижения аппетита и задержки прироста массы тела по сравнению с контролем (рис. 1).
240
170-|-.-,-,-,-,-,-,-1-.-г
0123456789 10 Время после начала опытов (сутки)
Рис. 1. Изменение массы тела крыс в контроле и после 3-суточного и 5-суточного введения антибиотиков (ампициллин и метронидазол):
по оси абсцисс — время от начала опыта (сутки); по оси ординат — масса тела (г). Стрелкой показано начало введения антибиотиков. Остальные обозначения представлены на рисунке.
При клиническом анализе крови, взятой у крыс, получавших антибиотики в течение 3 суток, было обнаружено повышение (по сравнению с контрольными животными) активности ряда индикаторных ферментов печени: АсАТ (в 2 раза, p < 0,0027), АлАТ (в 2,5 раза, p < 0,0027) и ГГТ (в 7 раз, p < 0,02), а также небольшое, но статистически достоверное (на 13 %, p < 0,002) снижение концентрации глюкозы (таблица). У крыс, получавших антибиотики в течение 5 суток, была повышена по сравнению с контролем (на 30%, p < 0,02) активность экскреторного фермента печени — щелочной фосфатазы (таблица). Полученные результаты свидетельствуют о поражении печени. Этот факт хорошо согласуется с данными литературы, в которых продемонстрировано повреждающее действие антибактериальных препаратов на печень [15-17].
Таблица. Биохимические показатели крови у крыс в контроле и после 3-суточного и 5-суточного введения антибиотиков (ампициллин и метронидазол)
Вариант опыта Аланинамино-трансфераза Аспартатамино-трансфераза Гамма-глутамин-транспептидаза Щелочная фосфатаза Глюкоза
II 48,14±1,75 197,43±6,08 2,29±0,42 434,6±26,3 8,05±0,26
3 сут (п = 5) 95,6±11,5** 510,6±71,0** 15,40±5,09* 450,2±78,9 7,01±0,24*
5 сут (п = 4) 56,60±7,44 293,8±41,2 4,25±1,11 567,0±37,7* 7,21±0,22
Примечание: *р < 0,02 по отношению к контролю; **р < 0,0027 по отношению к контролю.
Структурные показатели кишечника. Масса слизистой оболочки (г/участок кишки) была достоверно ниже по сравнению с контролем в тонкой кишке (на 32% в ее проксимальном участке, p < 0,0027) и в толстой кишке (на 24 %, p < 0,05) после трехсуточного введения антибиотиков и не отличалась от контрольных значений в этих же участках кишечника после пятисуточного введения препаратов (рис. 2). Изменение массы слизистой оболочки в проксимальном участке кишечника коррелировало с уменьшением значений высоты ворсинок в этом участке, определенных нами в ходе морфологического анализа (422,0±6,8 мкм — в опыте против 478,3±10,2 мкм — в контроле). Эти данные позволяют предположить, что снижение массы слизистой оболочки тонкой кишки обусловлено (по крайней мере, частично) уменьшением численности популяции энтероцитов.
Активности кишечных пищеварительных ферментов. В настоящей работе в отношении обоих ферментов — мальтазы и щелочной фосфатазы — в каждом участке кишечника определялись значения удельной активности в слизистой оболочке (в расчете на 1 г ткани), которая позволяла судить об активности усредненного энтероцита и общей (результирующей) активности (в расчете на всю массу слизистой оболочки данного участка кишки). Кроме того, мы определяли активности тех же ферментов в химусной фракции всех участков кишечника (в расчете на массу химуса исследуемого участка), что позволило судить о соотношении скорости поступления кишечных ферментов в полость кишечника и последующей их деградации.
На рисунках 3 и 4 представлены результаты определения вышеуказанных активностей после 3 и 5 суток применения антибиотиков, а также в контроле. Можно видеть, что через 3 суток после начала введения антибиотиков удельные активности как щелочной фосфатазы, так и мальтазы в слизистой оболочке различных участков тонкой
1,8
Проксимальный Медиальный Дистальный
Участки тонкой кишки Толстая кишка
Рис. 2. Масса слизистой оболочки кишечника крыс в контроле и после 3-суточного и 5-суточного введения антибиотиков (ампициллин и метронидазол):
по вертикали — масса слизистой оболочки в различных участках тонкой кишки (г). Обозначения: светлые столбики — контроль; заштрихованные столбики — опыт. * р < 0,05; ** р < 0,0027.
кишки и в толстой кишке практически не отличались от соответствующих контрольных. Однако общие активности этих ферментов в тонкой кишке были существенно ниже, чем в контроле: в случае щелочной фосфатазы — в 2,5 раза в проксимальном участке тонкой кишки (р < 0,05), а в случае мальтазы — на 48% в ее дистальном участке (р < 0,02). Вместе с тем после пятисуточного введения антибиотиков в случае щелочной фосфатазы снижалась как специфическая, так и общая активность в дистальном участке тонкой кишки: в 2,3 раза (р < 0,05) и 2,5 раза (р < 0,01) соответственно, тогда как в случае мальтазы эти активности во всех участках кишечника достоверно не менялись. Сопоставление приведенных выше результатов с данными по изменению массы слизистой оболочки позволило заключить, что после трехсуточного введения антибиотиков изменение общих активностей щелочной фосфатазы и мальтазы в соответствующих участках кишки обусловлено преимущественно изменением массы слизистой оболочки (численности популяции энтероцитов), тогда как после пятису-точного введения антибиотиков — изменением этих активностей в самих энтероцитах.
Вместе с тем в химусе тонкой кишки и, в особенности, в химусе толстой кишки активности исследованных ферментов были значительно выше по сравнению с соответствующими контролями как после трехсуточного, так и после пятисуточного введения антибиотиков (рис. 3 и 4).
Обсуждение. В литературе имеется весьма ограниченная информация о влиянии антибиотиков на структурные и функциональные показатели тонкой и толстой кишки у взрослых млекопитающих. В тех работах, в которых исследовалась тонкая кишка,
Рис. 3. Активность щелочной фосфатазы в слизистой оболочке (а, б) и в химусе (в) различных участков кишечника крыс в контроле и после 3-суточного (слева) и 5-суточного (справа) введения антибиотиков (ампициллин и метронидазол):
по вертикали — на а: удельная активность фермента в слизистой оболочке (мкмоль/мин на г ткани); на б — общая активность фермента в слизистой оболочке (мкмоль/мин на участок кишки); на в — активность фермента в химусе (мкмоль/мин на участок кишки). Обозначения: светлые столбики — контроль; заштрихованные столбики — опыт. * p < 0,05; ** p < 0,02; *** p < 0,0027.
Рис. 4. Активность мальтазы в слизистой оболочке (а, б) и в химусе (в) различных участков кишечника крыс в контроле и после 3-суточного (слева) и 5-суточного (справа) введения антибиотиков (ампициллин и метронидазол):
по вертикали — на а: удельная активность фермента в слизистой оболочке (мкмоль/мин на г ткани); на б — общая активность фермента в слизистой оболочке (мкмоль/мин на участок кишки); на в — активность фермента в химусе (мкмоль/мин на участок кишки). Обозначения: светлые столбики — контроль; заштрихованные столбики — опыт. * р < 0,05; ** р < 0,01; *** р < 0,0027.
большое внимание уделялось в основном антибиотику неомицину при использовании весьма продолжительных сроков его введения [18-20]. Например, было показано [20], что введение в питьевую воду неомицина и пенициллина в течение 3 и 5 недель вызывает у мышей повышение скорости пролиферации кишечного эпителия и небольшое увеличение высоты ворсинок, а также повреждение кишечных клеток в верхнем отделе кишечника. При этом сахаразная активность слегка увеличивалась, а лактазная — снижалась. Принимая во внимание, что эти изменения существенно отличались от таковых у безмикробных животных, авторы пришли к выводу о том, что они обусловлены в основном прямым (токсическим) действием антибиотиков на слизистую оболочку кишечника. В более поздних работах в основном исследовалась толстая кишка. Так, в работе [21] после внутрижелудочного введения мышам цефоксицина в течение 5 суток наблюдались небольшие изменения в структуре толстой кишки, характерные для умеренного воспалительного процесса, а также повышенная транслокация бактерий, доминирующих в мукозной флоре в этих условиях, в брыжеечные лимфатические узлы. В другой работе [22] после введения мышам с помощью зонда смеси антибиотиков (ампициллин, ванкомицин, неомицин, метронидазол и амфотерицин) в течение 17 суток снизилось число Пейеровых бляшек, уменьшилась селезенка и увеличилась слепая кишка, а также снизилась скорость пролиферации эпителия толстой кишки. Эти показатели были близки к таковым у безмикробных животных.
В настоящей работе впервые исследовано влияние ампициллина и метронидазола, широко используемых в современной лечебной практике, при их непродолжительном введении (в течение 3 и 5 суток) на некоторые структурные показатели тонкой и толстой кишки, а также активности двух кишечных мембранных пищеварительных ферментов.
В настоящей работе не проводился бактериологический анализ, но ранее в близких экспериментальных условиях нами [14] было показано снижение (в 20^100 раз) количества лактобацилл, бифидобактерий, энтерококков и увеличение (в 10^100 раз) числа патогенных и условно-патогенных бактерий (Klebsiella spp., Proteus spp., Staphylococcus aureus, Clostridium spp. и грибов рода Candida sp.) в фекалиях крыс после трехсуточного применения ампициллина и метронидазола (по сравнению с исходными уровнями — до введения антибиотиков). Эти результаты служат прямым подтверждением развития дисбиоза кишечника в условиях данной экспериментальной модели.
В результате нашего исследования установлено, что в отношении структурных и функциональных показателей слизистой оболочки тонкой и толстой кишки реакция в наибольшей степени проявлялась на раннем сроке (через 3 суток) после начала введения антибиотиков. Эти изменения выражались в снижении массы слизистой оболочки и высоты ворсинок в тонкой кишке, а также массы слизистой оболочки толстой кишки. При этом наблюдалось снижение общих активностей (в расчете на участок кишки) мальтазы и щелочной фосфатазы.
Вместе с тем, при более длительном сроке (5 суток) применения препаратов, когда можно было бы ожидать более глубоких изменений в составе микрофлоры, многие показатели возвращались к контрольным значениям. Исключениями были лишь низкие значения удельной и общей активности щелочной фосфатазы. Полученные результаты позволяют думать о довольно быстром развитии адаптации кишечника к действию использованных антибиотиков.
Вполне возможно, что отмеченные выше изменения структурных и функциональных показателей обусловлены как нарушением микробиоты, так и прямым (в основном, токсическим) действием антибиотиков на слизистую оболочку кишечника. Одной из причин изменения целостности кишечного эпителия в этих условиях может быть снижение под влиянием метронидазола толщины пристеночного слоя слизи, которое приводит к повышенной стимуляции роста кишечного эпителия бактериальными антигенами и появлению в нем признаков воспаления [23].
Сходная закономерность наблюдалась в отношении ряда ферментов крови, характеризующих состояние печени. После трехсуточного введения антибиотиков были существенно повышенными активности индикаторных ферментов печени (АсАТ, АлАТ и ГГТ), что свидетельствовало о повреждении печени в виде некроза гепатоцитов. Однако после пятисуточного введения препаратов была заметно повышенной лишь активность экскреторного фермента печени — щелочной фосфатазы, что свидетельствовало о наличии холестаза. Скоординированность событий в развитии адаптаций в кишечнике и печени позволяет предположить, что ведущим звеном в обоих случаях является кишечник.
Обращает на себя внимание также тот факт, что в результате как трехсуточного, так и пятисуточного применения антибиотиков в наших опытах наблюдалось повышение значений активности исследованных кишечных ферментов в химусе различных участков кишечника, в особенности в химусе толстой кишки. Как было упомянуто выше, величина этой активности зависит от соотношения между скоростью поступления данного мембранного фермента (в составе слущенного эпителия и в солюбили-зированном виде) в полость кишки и скоростью их последующей деградации и инактивации под действием желчных кислот, панкреатических и бактериальных протеаз [24-27]. Принимая во внимание, что в наших опытах, вероятно, имели место изменения в составе кишечной бактериальной флоры, вполне резонно ожидать повышения уровня активности кишечных ферментов в полости кишечника и, в особенности, в толстой кишке, где эта флора наиболее многочисленна. Вместе с тем частично повышение активности может быть связано также с увеличением скорости солюбилизации мембранных ферментов в полость кишечника вследствие возрастания в ней концентрации желчных кислот, обусловленной нарушением бактериальной флоры [17, 27].
Таким образом, непродолжительное (в течение 3-5 суток) применение ампициллина и метронидазола оказывает существенное влияние на структурные и функциональные показатели тонкой и толстой кишки, которое в наибольшей степени проявляется на раннем сроке введения препаратов.
Литература
1. Уголев А. М. Теория адекватного питания и трофология. СПб.: Наука, 1991. 271 с.
2. Шендеров Б.А. Медицинская микробная экология и функциональное питание. Т. 1. М.: Грантъ, 1998. 287 с.
3. Falk P. G., Hooper L. V., Midtvedt T., Gordon I. Creating and maintaining the gastrointestinal ecosystem: what we know and need to know from gnotobiology // Microbiol. Mol. Bio. Rev. 1998. Dec. Vol. 62 (4). P. 1157-1170.
4. Sekirov I., Russell S. L., Antunes L. C., Finlay B. B. Gut microbiota in health and disease // Physiol. Rev. 2010. Vol. 90, N 3. P. 859-904.
5. Bäckhed F., Ding H., Wang T. et al. ^e gut microbiota as an environmental factor that regulates fat storage // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. Vol. 101, N 44. P. 15718-15723.
6. Stappenbeck T. S., Hooper L. V., Gordon J. I. Developmental regulation of intestinal angiogenesis by indigenous microbes via Paneth cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. Vol. 99, N 24. P. 15451-15455.
7. Rakoff-Nahoum S., Medzhitov R. Innate immune recognition of the indigenous microbial flora // Mucosal. Immunol. 2008. Vol. 1 (Suppl. 1). P. S10-S14.
8. Дисбиоз кишечника. Руководство по диагностике и лечению / под ред. Е. И. Ткаченко, А. Н. Суворова. СПб.: ИнформМед., 2009. 276 с.
9. Noverr M. C., Falkowski N. R., McDonald R. A. et al. Development of allergic airway disease in mice following antibiotic therapy and fungal microbiota increase: role of host genetics, antigen, and interleukin-13 // Infect. Immun. 2005. Vol. 73, N 1. P. 30-38.
10. Лобзин Ю. В., Макарова В. Г., Кровякова Е. Р. Дисбактериоз кишечника (клиника, диагностика, лечение): руководство для врачей. СПб.: ООО «Издательство Фолиант», 2003. 256 с.
11. Маев И. В., Самсонов А. А., Голубев Н. Н. Антибиотикоассоциированная диарея // Гастроэнтерология (Приложение к журналу Consilium Medicum). 2007. № 1. С. 45-49.
12. Dahqvist A. Method for assay of intestinal disaccharidases // Analytical Biochemistry. 1964. Vol. 7. P. 18-25.
13. Миронов А. А., Комиссарчик Я. Ю., Миронов В. А. Методы электронной микроскопии в биологии и медицине. СПб.: Наука, 1994. 400 с.
14. Ермоленко Е. И., Донец В. И., Дмитриева Ю. В. и др. Влияние пробиотических энтерококков на функциональные характеристики кишечника крыс при дисбиозе, индуцированном антибиотиками // Вестн. Санкт-Петерб. ун-та. Сер. 11. 2009. Вып. 1. С. 157-167.
15. Beaugerie L., Petit J. C. Microbal-gut interactions in health and disease. Antibiotic-associated diarrhea // Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol. 2004. Vol. 18, N 2. P. 337-352.
16. Poison J. E. Hepatotoxicity due to antibiotics // Clin. Liver Dis. 2007. Vol. 11, N 3. P. 549-561.
17. Miyata M., Takamatsu Y, Kuribayshi H., Yamazoe Y. Administration of ampicillin elevates hepatic primary bile acid synthesis through suppression of ileal fibroblast growth factor 15 expression // J. Pharmacol. Experim. therapeutics. 2009. Vol. 331, N 3. 1079-1085.
18. Dobbins W. O., Herrero B. A., Mansbach C. M. Morphologic alterations associated with neomycin induced malabsorption // Amer. J. Med. Sci. 1968. Vol. 255. P. 63.
19. Cain G. D., Reiner E. B., Patterson M. Effects of neomycin on disaccharidase activity of the small bowel // Arch. Intern. Med. 1968. Vol. 122. P. 311.
20. Khoury K. A., Floch M. H., Herskovic T. Effects of neomycin and penicillin administration on mucosal proliferation of the mouse small intestine // J. Exp. Med. 1969. Vol. 129, N 5. P. 1063-1078.
21. NaaberP., MikelsaarR.-H., Salminen S., MikelsaarMarika. Bacterial translocation, intestinal microflora and morphological changes of intestinal mucosa in experimental models of Clostridium difficile infection // J. Med. Microbiol. 1998. Vol. 47. P. 591-598.
22. Reikvam D. H., Erofeev A., Sandvik A. et al. Depletion of murine intestinal microbiota: effects on gut mucosa and epithelial gene expression // PLoS ONE. 2011. Vol. 6, N 3. P. 1-13.
23. Wlodarska M., WillingB., Keeney K. M. et al. Antibiotic treatment alters the colonic mucus layer and predisposes the host to exacerbated Citrobacter rodentium-induced colitis // Infection and immunity. 2011. Vol. 79, N 4. P. 1536-1545.
24. Alpers D. H., Tedesco F. J. The possible role of pancreatic proteases in the turnover of intestinal brush border proteins // Biochim. Biophys. Acta. 1975. Vol. 401, N 1. P. 28-40.
25. Shiozaki H., Youshioka M, Miura S. et al. Conjugated bile salts regulate turnover of rat intestinal brush border membrane hydrolases // Dig. Dis. Sci. 1995. Vol. 40, N 6. P. 1193-1198.
26. Hofmann A. The continuing importance of bile acids in liver and intestinal disease // Arch. Intern. Med. 1999. Vol. 159. P. 2647-2658.
27. Antunes C. M., Han J, Ferreira P. B. R. et al. Effect of antibiotic treatment on the intestinal metabolome // Antimicrobial agents and chemotherapy. 2011. P. 1494-1503.
Статья поступила в редакцию 7 июня 2012 г.
