CC BY
144
Действие антибиотиков как сигнальных молекул
В. Г. БУЛГАКОВА, К. А. ВИНОГРАДОВА, Т. И. ОРЛОВА, П. А. КОЖЕВИН, А. Н. ПОЛИН
Московский государственный университет им. М. В. Ломоносова
Action of Antibiotics as Signalling Molecules
V. G. BULGAKOVA, K. A. VINOGRADOVA, P. A. KOZHEVIN, A. N. POLIN M. V. Lomonosov Moscow State University, Moscow
Ранее предполагалось, что в природных условиях почвенные микроорганизмы продуцируют антибиотики только для подавления роста конкурентов. В настоящее время показано, что в субингибиторных концентрациях антибиотики выполняют роль сигнальных молекул в качестве средства коммуникации в микробной популяции. Антибиотики как сигнальные молекулы модулируют транскрипцию генов и регулируют их экспрессию. Субингибиторные концентрации антибиотиков могут вызывать фенотипические и генотипические изменения у микроорганизмов. Подобные транскрипционные изменения зависят от взаимодействия антибиотиков с такими макромолекулярными рецепторами, как рибосомы и РНК-полиме-раза. Действие антибиотиков как сигнальных молекул и кворум-сенсинг система являются регуляторными механизмами у микроорганизмов. Показано влияние антибиотиков как сигнальных молекул на систему кворум-сенсинга.
Ключевые слова: антибиотики, сигнальные молекулы, микроорганизмы.
It was thought that antibiotics should be produced by soil microorganisms to inhibit the growth of competitors in natural habitats. Yet it has been shown that antibiotics at subinhibitory concentrations may have a role as signalling molecules providing cell-to-cell communication in bacteria in the environment. Antibiotics modulate gene transcription and regulate gene expression in microbial populations. Subinhibitory concentrations of antibiotics may cause a number of phenotypic and genotypic changes in microorganisms. These transcription changes are dependent on the interaction of antibiotics with macromolecular receptors such as ribosome or RNA-polymerase. Antibiotic signalling and quorum-sensing system are important regulatory mechanisms in bacteria. It was demonstrated that antibiotics interfered with quorum-sensing system.
Key words: antibiotics, signalling molecules, microorganisms.
Антибиотики в течение нескольких десятилетий рассматривались исключительно как ингибиторы микроорганизмов — антимикробные препараты, используемые для лечения большинства инфекционных заболеваний. Предполагалось, что экологическая роль антибиотиков в природе состоит в угнетении конкурентов в окружающей среде. Обсуждалась возможность образования в естественных условиях концентрации антибиотиков, достаточно высокой для подавления микроорганизмов.
Однако к настоящему времени накоплены данные о высокой биологической активности антибиотиков, проявляемой ими в концентрациях, меньших, чем вызывающие прекращение размножения или гибель бактерий, т. е. в субингиби-торных концентрациях (СК).
Способность некоторых ингибиторов в зависимости от используемой концентрации индуцировать у бактерий принципиально различающие-
© Коллектив авторов, 2014
Адрес для корреспонденции: 119899 Москва, Воробьевы горы. МГУ им. М. В. Ломоносова
ся реакции была давно отмечена исследователями [1]. Феномен, называемый гормезисом [2], — проявление у низких концентраций ингибиторов активности, отличной от действия высоких концентраций, показан и для антибиотиков. Действуя как ингибиторы в больших концентрациях, антибиотики в СК функционируют как сигнальные молекулы, осуществляя межклеточную сигнализацию и участвуя в процессах коммуникации в различных экосистемах.
Вопросы, связанные с функционированием антибиотиков как сигнальных молекул, освещены в ряде обзоров [1, 3—7].
Сигнальная роль СК антибиотиков осуществляется через модифицирование процесса транскрипции [4, 8—10]. При этом индуцируются изменения в уровне экспрессии генов, в том числе генов, определяющих у патогенных микроорганизмов вирулентность, способность к колонизации и формированию биоплёнок, подвижность, 808-ответ [1, 4—6, 8, 11]. Помимо антибиотиков описано большое количество низкомолекулярных вторичных метаболитов, выделяемых в среду микроорганизмами и играющих роль сигнальных
молекул, регулирующих экспрессию генов в микробной популяции [3, 6, 12].
Кворум-сенсинг
Действие антибиотиков как сигнальных молекул осуществляется через систему кворум-сен-синга (КВС) и другие сигнальные системы.
КВС — система, обеспечивающая межклеточную коммуникацию в микробных популяциях и координирующая поведение бактерий путём регулирования экспрессии генов [3, 4, 13—19].
Система включает образование самими бактериями сигнальных молекул-автоиндукторов (АИ). Эти молекулы диффундируют в окружающую среду, накапливаются в среде и связываются с рецепторными белками находящихся в среде клеток. Активированные рецепторы связываются с промоторными регионами соответствующих генов, активируя или подавляя их экспрессию во всей популяции.
Принято считать, что действие систем КВС инициируется достижением популяцией определенной степени плотности (образование кворума). Однако предполагается, что КВС может решать и другие задачи, помимо регуляции плотности популяции, осуществлять в целом координацию поведения клеток в связи с различными изменениями во внешней среде [20, 21].
У грамотрицательных бактерий основной механизм контроля экспрессии генов путём КВС — это регуляторная система типа Ьих1-ЬихЯ, т.е. синтаза-рецепторный белок. Фермент Ьих1 образует сигнальные молекулы-автоиндукторы (АИ). Основной класс АИ грамотрицательных бактерий — ацилированные гомосеринлактоны. Молекулы АИ диффундируют в окружающую среду, проникают в находящиеся в среде клетки и взаимодействуют с цитоплазматическими рецептор-ными белками ЬихЯ. Комплексы ЬихЯ-АИ связываются с ДНК и контролируют экспрессию определённых генов [22].
Гомологи генов 1их1и 1ихЯ, кодирующих соответственно синтазу и рецепторный белок, идентифицированы в большом числе геномов. Каждый вид обладает уникальным ферментом Ьих1, АИ также видоспецифичны. У микроорганизмов существует большое разнообразие систем типа Ьих1Я и разнообразие функций, контролируемых этими системами [6, 12, 15, 19, 20, 23].
У грамположительных микроорганизмов сигнальные молекулы обычно представляют собой короткие модифицированные пептиды, которые не способны проникать в цитоплазму. Рецепторами АИ-олигопептидов являются двухкомпонентные системы, состоящие из мембранно-связанного рецептора гистидинкиназы и цитоплазматического белка, действующего как регулятор транскрипции.
Через серию реакций, связанных с фосфорилиро-ванием, происходит передача информации к белку, регулирующему изменение экспрессии генов-мишеней [6, 12, 15, 19, 24].
АИ у большинства грамположительных микроорганизмов — это пептиды, однако у стрепто-мицетов регуляция синтеза большого числа антибиотиков осуществляется производными жирной кислоты — у-бутиролактонами (БЛ). В 1967 году А. С. Хохловым был обнаружен А-фактор, являющийся БЛ, который индуцирует синтез стрептомицина и образование воздушного мицелия у Streptomyces griseus [25]. Сигнальные системы, основанные на БЛ, состоят из соответствующей синтазы и рецепторного белка. Найдено около 10 БЛ-синтаз в геномах стрептомицетов и около 40 рецепторов БЛ, причём не только у стрептомицетов, но и у других родов микроорганизмов [5, 6].
Описанные выше механизмы КВС определяют внутривидовую коммуникацию. Параллельно существует система передачи информации, широко распространённая и у грамположительных и у грамотрицательных микроорганизмов, осуществляющая как внутри-, так и межвидовую коммуникацию. Эта система КВС основана на наличии у бактерий фермента синтазы типа LuxS, синтезирующего автоиндукторы, называемые АИ-2 и представляющие собой производные 4,5-диокси-2,3-пентадиона.
АИ-2 связываются с периплазматическим белком-рецептором LuxP и далее взаимодействуют (в зависимости от вида микроорганизма) либо с двухкомпонентной системой, либо с транспортёром [6, 9, 26, 29].
Микроорганизмы могут обладать несколькими КВС-системами. Так, у Pseudomonas aeruginosa помимо системы коммуникации, основанной на ацилгомосеринлактонах в качестве АИ, обнаружена уникальная сигнальная система, в которой АИ является гидрофобное производное хиноло-на, выделяющееся в окружающую среду в виде везикул [12,30,31]. У вида Vibrio harveyi имеется три КВС-системы, у вида V.cholerae — две [19]. На сегодня описано много классов АИ, ряд видов бактерий выделяет несколько внутривидовых сигналов, также у клеток может быть несколько типов рецепторов [3, 5, 12, 20, 29]. Коммуникация у Staphylococcus aureus регулируется, по крайней мере, четырьмя двухкомпонентными системами-рецепторами [12, 24].
Коммуникационные системы контролируют различные функции микроорганизмов, активируя или подавляя экспрессию определённых генов. КВС и другие сигнальные системы регулируют многие аспекты метаболизма, биосинтетическую активность, в том числе синтез антибиотиков, ряд физиологических характеристик. Показано определяющее значение КВС для активации патогенных
свойств бактерий — вирулентности, способности образовывать биоплёнки (БП), конъюгации, горизонтального переноса генов [5, 15, 20, 21, 28, 32].
Выиыгааемыге антибиотиками как сигнальными молекулами различные фенотипические и ге-нотипические изменения в бактериальных клетках осуществляются через воздействие на КВС и другие сигнальные системы. Антибиотики могут блокировать или частично изменять систему КВС.
Показано непосредственное воздействие антибиотиков на образование компонентов системы КВС [33, 34]. Активирование синтеза гомосе-ринлактинов (и образование факторов вирулентности) происходит при действии СК ряда антибиотиков на Chromobacterium violaceum [35]. Феномен подавления азитромицином в СК формирования БП у P.aeruginosa непосредственно связан с блокированием компонентов системы КВС [36—40].
Фенотипические изменения, вызываемые субингибиторными концентрациями антибиотиков
Действие СК антибиотиков на уровень экспрессии генов, участвующих в основных биологических процессах, приводит к различным фенотипичес-ким изменениям у микроорганизмов. Происходят изменения в биосинтетических и транспортных процессах, в метаболизме различных соединений, в функционировании системы КВС, в ответных реакциях бактерий на стресс [1, 8, 10, 19, 34].
Анализ ответа генома Streptococcus pneumoniae на концентрацию пенициллина, равную 0,5 от минимальной ингибиторной, показал, что у части из 386 генов с изменённым характером транскрипции экспрессия увеличивается (в том числе у генов, участвующих в синтезе клеточной оболочки), у части — уменьшается (гены, кодирующие капсульные полисахариды или элонгацию жирных кислот) [41]. Ингибиторы синтеза белка пу-ромицин, тетрациклин, хлорамфеникол, эритромицин в СК изменяют транскрипционные процессы этого микроорганизма, в частности, ингибируя биосинтез пуринов de novo [9].
Большое значение, особенно в отношении патогенных бактерий, имеет воздействие СК антибиотиков на вирулентность микроорганизмов и их способность образовывать плёнки [1, 4, 42]. Вирулентность культур P.aeruginosa усиливается в присутствии СК тобрамицина, тетрациклина, норф-локсацина. Тобрамицин, кроме того, увеличивает подвижность клеток, а тетрациклин активирует систему цитотоксичности [11]. У стрептококков группы А СК ингибиторов синтеза белка могут как увеличивать, так и уменьшать синтез экзопротеи-нов, в том числе факторов вирулентности [43].
Одна из двукомпонентных сигнальных систем, имеющихся у S.aureus, участвует в контроле экспрессии генов факторов вирулентности. CK ß-лактамов индуцируют эту систему, усиливая вирулентность стафилококка [44]. ß-лактам имипе-нем в CK индуцирует у P.aeruginosa экспрессию гена amp C, кодирующего хромосомную ß-лакта-мазу [45]. Как активация, так и уменьшение транскрипции генов, определяющих вирулентность и подвижность Salmonella enterica, происходит при действии CK ингибитора РНК-полиме-разы рифампина [10].
Изучение действия CK антибиотиков различных групп на вирулентность бактерий обнаружило, что антибиотик макролид азитромицин снижает образование факторов вирулентности у P.aeruginosa. Антибиотик ингибирует синтез экзотоксина А, протеаз, эластазы, хитиназы, пио-цианина, фосфолипазы C, лектина LecA [38, 46]. У P.aeruginosa регуляция синтеза факторов вирулентности осуществляется системами KBC — LasI/LasR и RhlI/RhlR, а также системой KBC с хинолоновым АИ. Азитромицин ингибирует активность этих KBC-систем, подавляя экспрессию генов синтеза факторов вирулентности [36—38]. Помимо азитромицина синтез факторов вирулентности у P.aeruginosa ингибируют CK цефта-зидима и ципрофлоксацина [39].
У ряда видов бактерий, включая основные патогены человека, в присутствии CK антибиотиков, действующих как межклеточные и даже межвидовые сигнальные молекулы, происходит активирование процесса формирования биоплёнок (БП) [42, 47].
БП — существенный элемент патогенности бактерий. До 80% бактериальных инфекций человека связано с БП. Наиболее распространено образование БП клетками P.aeruginosa (особенно мукоидными штаммами), Staphylococcus epider-midis, S.aureus и энтеробактериями. Муковис-цидоз обусловлен формированием в лёгких БП P.aeruginosa. Образование БП ведёт к стойким инфекциям мочевых путей, наблюдается при отитах, эндокардитах, остеомиелитах, риносинуситах. Часто БП развиваются на катетерах, контактных линзах, стентах, разного рода имплантах [42].
Образование БП происходит в ответ на различные воздействия внешней среды, в частности на воздействие антибиотиков. Формирование бактериальной популяцией плёнки способствует колонизации микроорганизмами поверхностей (в том числе тканей и органов), персистированию патогенов. Бактерии, находящиеся в плёнке, погружены в матрикс. Матрикс мукоидных форм бактерий содержит экзополисахариды, например, алгинат, синтезируемый самими же бактериями и препятствующий проникновению в плёнку антибиотических препаратов. Бактерии в плёнке
более устойчивы, чем свободные бактерии. Повышается также устойчивость бактерий плёнки к иммунному ответу организма [4, 6, 32].
Показано, что СК тобрамицина индуцируют образование БП у P.aeruginosa [11, 48]. Образование БП P.aeruginosa активируется также тетрациклином и ципрофлоксацином [11]. СК в-лактамно-го антибиотика имипенема влияют на экспрессию генов в клетках P.aeruginosa, находящихся в плёнках. Наблюдается как индукция, так и репрессия ряда генов. Имипенем активирует гены, кодирующие синтез алгината, что приводит к утолщению БП и значительному снижению чувствительности к антибиотикам P.aeruginosa в плёнке [45]. Механизм индукции образования БП у P.aeruginosa включает увеличение синтеза сигнальных молекул — циклических динуклеотидов c-di-GMP, регулирующих формирование БП у этого микроорганизма [42, 48]. Показано также [34], что СК тобрамицина, активирующие образование БП, ингибируют КВС-систему RhlI/RhlR P.aeruginosa.
У E.coli образование БП индуцируется ингибиторами синтеза белка, относящимися к различным классам (тобрамицин, эритромицин, тетрациклин) [47, 48]. БП формируются за счёт активирования синтеза адгезина — полисахарида полиацетилглю-козамина (поли-GlcNAc). Синтез этого полисахарида запускается рибосомой, и информация о ри-босомальном статусе передается к системе синтеза сигнальными молекулами гуанозин-Ы8-дифосфата (ppGpp). Для синтеза poly-GlcNAc и образования БП требуются и сигнальные молекулы c-di-GMP. Вместе эти «second messengers» контролируют образование БП, регулируя уровень в клетке двух белков системы синтеза поли-GlcNAc [42, 49].
Индуцирование образования БП клетками S.epidermidis наблюдается при воздействии СК антибиотиков с различным механизмом действия. У многих штаммов формирование БП обусловлено увеличением синтеза полисахарида по-ли-GlcNAc [50]. Индукция образования БП происходит в присутствии СК макролидов — эритромицина, кларитромицина, и азитромици-на [51]. Индуцируют образование БП тигецик-лин и ванкомицин. Антибиотики, нарушающие синтез клеточных стенок (пенициллин, окса-циллин, цефалексин, цефалотин и ванкомицин) индуцируют экспрессию генов, определяющих образование БП у S.aureus [47]. Показано, что СК цефалотина, активирующие формирование БП, инициируют синтез белков — факторов вирулентности, но не влияют на экспрессию генов КВС-системы, модулирующей у S.aureus образование БП [52].
СК ампициллина, ципрофлоксацина и тетрациклина активируют образование БП у Streptococcus intermedius. Этот процесс регулиру-
ется КВС-системой АИ-2/LuxS и основан на увеличении синтеза поли-GlcNAc [32].
Поскольку индукция БП осуществляется широким кругом антибиотиков и некоторыми неантибиотическими веществами предполагается, что, скорее всего, нет единого механизма индукции антибиотиками процесса формирования плёнок, во многих случаях этот процесс представляет собой общий ответ на стрессовое воздействие на клетки.
В процессе изучения действия СК антибиотиков на образование БП бактериями было обнаружено, что азитромицин способен подавлять не только синтез факторов вирулентности, но и формирование биоплёнок у P.aeruginosa. Показано [53], что антибиотик подавляет синтез алгина-та у мукоидных штаммов и синтез экзополисаха-ридов у немукоидных штаммов P.aeruginosa. Было предположено, что это связано с ингиби-рованием азитромицином межклеточной коммуникации из-за нарушения систем КВС. Дальнейшие исследования показали, что азитромицин ингибирует системы КВС, подавляя экспрессию большого числа генов, участвующих в формировании КВС, регулирующих синтез алгината и его полимеризацию, образование рамнолипидов и адгезина белка Lec A [36—39]. Обнаружено также, что азитромицин ингибирует у P.aeruginosa синтез двух типов сигнальных молекул-индукторов гомосеринлактонов [40].
В модельных опытах на мышах с хронической лёгочной инфекцией азитромицин подавляет синтез факторов вирулентности P.aeruginosa, приводит к значительному очищению лёгких от БП и уменьшает проявления лёгочной патологии по сравнению с контрольными животными [38]. Азитромицин показал хорошие результаты in vivo при экспериментальных инфекциях мочевых путей — наблюдалась полная очистка тканей почек у мышей, инфицированных P.aeruginosa [40].
Имеются данные об эффективности азитро-мицина при лечении хронического муковосцидо-за, вызываемого образующими алгинат штаммами P.aeruginosa [37, 39, 54]. При этом антибиотик практически не эффективен против P.aeruginosa in vitro — значение МПК составляет 128—512 мкг/мл. Однако СК антибиотика, возникающие в условиях in vivo, воздействуя на КВС и контролируемый этой системой синтез БП и факторов вирулентности, улучшают функцию лёгких [38, 39].
Однако описан и случай негативного действия СК азитромицина на вирулентность P.aeruginosa in vivo. При инфицировании мышей культурами P.aeruginosa, выращенными на среде с СК азитромицина, эритромицина или кларитромицина, гибель животных составляла 80—100%, при этом были обнаружены существенные изменения в лёгких погибших мышей. В то же время гибели
мышей, заражённых культурами, росшими на среде без антибиотика, не наблюдалось [55]. Авторы предполагают, что неоднократно показанное подавление вирулентности при действии СК макролидов при переносе бактерий в условия без антибиотика может смениться резкой активацией синтеза экзоферментов.
Генотипические изменения, вызываемые субингибиторными концентрациями антибиотиков
Антибиотики как сигнальные факторы вызывают не только фенотипические, но и генетические изменения в бактериальных клетках, способствуя возникновению и распространению устойчивости.
Основные изменения, вызываемые СК антибиотиков на уровне генотипа — активация горизонтального переноса генов и повышение уровня мутагенеза [1, 3—5, 56].
У представителей кишечной флоры человека рода Bacteroides тетрациклин индуцирует перенос конъюгативных транспозонов, несущих гены устойчивости к тетрациклину и эритромицину, в реципиентные клетки с последующей интеграцией их в хромосому. В начале процесса транспозон вырезается из хромосомы с образованием кольцевого интермедиата, вырезание осуществляется несколькими генами, экспрессия которых регулируется тетрациклином [57]. При этом показано, что при СК тетрациклина вырезание транспо-зонов осуществляется независимо от фазы роста культуры, а концентрации антибиотика, близкие к ингибирующим, эффективны лишь в конце экспоненциальной фазы роста [58].
Активирование переноса кодирующих устойчивость конъюгативных транспозонов в присутствии СК антибиотиков показано и в опытах in vivo. В модельных экспериментах на крысах тетрациклин, добавляемый в питьевую воду, увеличивал частоту переноса транспозона с генами устойчивости в реципиентные клетки Enterococcus faecalis [59].
Одно из основных генетических изменений, вызываемых СК антибиотиков, — увеличение частоты мутаций. Резко усиливают мутагенез у Mycobacterium fortuitum и Streptococcus pneumoniae СК фторхинолонов [60, 61]. Возрастание числа мутантов с множественной устойчивостью отмечено при действии тетрациклина на P.aeruginosa [62]. Показано, что СК пенициллина активируют мутагенез у S.pneumoniae [63].
Существенное значение для индукции переноса генетических элементов и ускорения мутагенеза имеет SOS-система, обеспечивающая адаптивный ответ клеток на повреждение ДНК. Несколько десятков SOS-генов, участвующих в выживании клеток с повреждённой ДНК, инду-
цируется при воздействиях, повреждающих ДНК или подавляющих её синтез. Основные медиаторы SOS-ответа — гены LexA и RecA. При отсутствии повреждений ДНК белок LexA подавляет экспрессию регулирующих SOS-ответ генов, однако повреждение ДНК активирует белок RecA, обеспечивающий авторасщепление LexA и соответственно дерепрессию SOS-генов.
Многие антибиотики активно индуцируют SOS-ответ [64—68]. Фторхинолоны индуцируют SOS-гены у E.coli и стимулируют мутагенез у Salmonella typhimurium [64]. Ципрофлоксацин вызывает SOS-ответ у V.cholerae, что усиливает перенос интегративных конъюгативных элементов [69]. Индуцирующее SOS-ответ действие фторхинолонов на S.aureus активирует перенос генов, кодирующих факторы вирулентности [70].
SOS-ответ могут вызывать антибиотики, не влияющие непосредственно на метаболизм ДНК, так SOS-ответ у E.coli индуцируется действием ß-лактамов (ингибиторов синтеза клеточной стенки) [65]. Группа ß-лактамных антибиотиков в СК индуцирует SOS-ответ и перенос факторов вирулентности у S.aureus [66].
Мишени действия субингибирующих концентраций антибиотиков
Транскрипционные изменения зависят от взаимодействия СК антибиотиков с макромолеку-лярными рецепторами, такими как рибосома или РНК-полимераза, а также с ферментными комплексами. Эти же макромолекулы могут являться мишенями антибактериального действия антибиотиков при ингибирующих рост концентрациях. Однако при СК антибиотиков макромолекулы представляют собой рецепторы сигналинга [1, 3].
Антибиотик в качестве ингибитора может иметь одни мишени, а как сигнальный фактор — другие. О различии мишеней свидетельствует действие СК ингибитора синтеза белка тобрами-цина, активирующего образование БП у P.aeruginosa [48]. Молекулярная мишень СК тобрамици-на у P.aeruginosa не рибосома, а регулятор ответа на аминогликозиды — фосфодиэстераза цито-плазматической мембраны, участвующая в деградации c-di-GMP, определяющего адгезивность клеточной поверхности. Уменьшение уровня c-di-GMP в присутствии СК тобрамицина активирует формирование БП.
Действие антибиотиков — ингибиторов трансляции на экспрессию генов обусловлено связыванием антибиотиков с рибосомами, а не с воздействием непосредственно на транскрипцию [4, 34]. Показано, что у E.coli все исследованные ингибиторы синтеза белка вызывают активное образование БП. Этот эффект индуцируется рибосомой как ответ на трансляционный стресс [49].
Рибосомы обладают значительным количеством рецепторов для различных ингибиторов — до 50 рибосомальных белков и рибосомальных РНК могут быть специфическими рецепторами. Рибосома может быть сенсором, способным передавать сигнал к большому числу клеточных элементов. Связывание разных веществ с разными сайтами рибосомы возможно определяет специфичность бактериальных ответов на СК антибиотиков [1, 3, 4, 71].
Важная роль рибосом как рецепторов показана в работах с использованием защиты рибосом. Метилирование рибосом P.aeruginosa блокирует доступ к ним азитромицина, при этом КВС-зави-симого образования фактора вирулентности, стимулируемого СК этого антибиотика, не происходит. Таким образом, модуляция КВС-ответа на СК азитромицина у P.aeruginosa обусловлена взаимодействием антибиотика с рибосомой, a не действием на КВС-сигналинг [72].
При образовании БП (специфической адаптации бактерий к стрессу) информация от рибосомы передается к системе синтеза адгезина по-ли-GlcNAc сигнальными молекулами ppGpp. Эти молекулы, а также сигнальные молекулы c-di-GMP контролируют образование БП , регулируя уровень в клетке двух белков, участвующих в синтезе поли-GlcNAc [49].
Регуляция метаболизма нуклеотидных сигнальных молекул c-di-GMP, c-di-AMP, ppGpp и др., контролирующих ключевые процессы адаптации бактерий при получении ими сигналов от различных внешних факторов и АИ КВС, освещена в обзоре [73].
Множественность эффектов, обнаруживаемых при действии на бактерии СК антибиотиков, в том числе препаратов, широко применяемых в медицине, приводит к выводу о практической значимости результатов, получаемых при исследовании сигнальной роли антибиотических веществ.
В процессе антибиотикотерапии патогены часто подвергаются действию низких концентраций препаратов [1, 50]. Использование антибактериальных веществ в ветеринарии и сельском хозяйстве также может сопровождаться длительным воздействием на бактерии СК антибиотиков. Все это создает условия для адаптационного ответа, происходящего на уровне транскрипции и выражающегося, в частности, в персистировании бактерий, формировании ими БП, усилении их вирулентности. Некоторые антибиотики, индуцирующие SOS-
ЛИТЕРАТУРА
1. Davies J., Spiegelman G.B., Yim G. The world of subinhibitory antibiotic concentrations. Curr Opin Microbiol 2006; 9: 5: 445—453.
2. Calabrese E.J., Baldwin L.A. Defining hormesis. Hum Exp Toxicol 2002; 21: 2: 91—97.
3. Yim G.,Wang H.H, Davies J. Antibiotics as signalling molecules. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 2007; 362: 1483: 1195—1200.
ответ, участвуют в возникновении, приобретении и распространении устойчивости [68].
B то же время рядом исследователей показан позитивный эффект CK азитромицина в отношении уровня вирулентности и формирования БП у Ps.aeruginosaкак in vitro, так и in vivo [5, 40, 47], отмечено благоприятное терапевтическое действие азитромицина в клинике [6].
Изучение механизмов бактериального ответа на сигнальные воздействия CK антибиотиков позволяет предложить принципиально новые пути борьбы с патогенными микроорганизмами, а также осуществлять поиск или создание веществ, специфически действующих на системы контроля патогенных свойств.
Заключение
Полученный к настоящему времени объём данных, касающихся сигнальной роли антибиотиков и действия различных сигнальных систем в мире микроорганизмов, показывает необходимость дальнейшего исследования регуляторных и сигнальных механизмов.
Bозникaет возможность использования внеклеточного сигналинга для воздействия на патогенные свойства микроорганизмов — выделение факторов вирулентности, образования БП, морфологических изменений, ассоциированных с патогенезом.
Различные компоненты сигнальных систем — подходящие мишени для действия на них с целью контроля патогенных свойств бактерий [Romling].
Перспективным является использование для манипуляции бактериальными процессами KBC как системы, непосредственно связанной с вирулентностью и образованием БП [74]. Необходимы новые способы идентификации малых молекул, образуемых бактериями, создание химических соединений, усиливающих ингибирование KBC, а также обнаружение природных антагонистов KBC [28, 74].
Определение мишеней сигнальных молекул дает возможность воздействия, специфически направленного на патогены, а не на всю микро-биоту [12].
Продолжающееся распространение антибио-тикоустойчивых патогенов делает необходимым развитие альтернативных стратегий терапии, разработку терапевтических схем и режимов, позволяющих контролировать проявление патогенных свойств бактерий.
4. Fajardo A., Martinez J.L. Antibiotics as signals that trigger bacterial responses. Curr Opin Microbiol 2008; 11: 2: 161—167.
5. Aminov R.I. The role of antibiotics resistance in nature. Environ Microbiol 2009; 11: 12: 2970—2988.
6. Romero D, Traxler M.F., Lopez D, Kolter R. Antibiotics as signal molecules. Chem Rev 2011; 111: 9: 5492—5505.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
28.
29.
30.
31.
32.
33.
Sengupta S, Chattopadhyay M.R., Grossart H P. The multifaceted roles of antibiotics and antibiotic resistance in nature. 2013; 4: 47. Goh E.B., Yim G, Tsui W. et al. Transcription modulation of bacterial gene expression by subinhibitory concentrations of antibiotics. Proc Natl Acad Sci USA 2002; 99: 26: 17025—17030. Ng W.L., Kazmierczak K.M., Robertson G.T. et al. Transcriptional regulation and signature patterns revealed by microarray analyses of Streptococcus pneumoniae R6 challenged with sublethal concentrations of translation inhibitors. J Bacteriol 2003; 185: 1: 359—370. Yim G, Wang H.H., Davies J. The truth of antibiotics. Int J Med Microbiol 2006; 296: 163—170.
Linares J.F., Gustafsson L, Baquero F., Martinez J.L. Antibiotics as intermicrobial signalling agents instead of weapons. Proc Natl Acad Sci USA 2006; 103: 51: 19484—19489.
Dufour N, Rao R.P. Secondary metabolites and other small molecules as intercellular pathogenic signals. FEMS Microbiol Lett 2010; 314: 1: 10—17.
Fugua C, Winans S.C., Greenberg E.R. Census and concensus in bacterial systems: the LuxR-LuxL family of quorum-sensing transcriptional regulators. Annu Rev Microbiol 1996; 50: 727—751. Bassler B.L. How bacteria talk to each other: regulation of gene expression by quorum-sensing. Curr Opin Microbiol 1999; 2: 6: 582—587. Miller M.B., Bassler B.L. Quorum-sensing in bacteria. Annu Rev Microbiol 2001; 55: 165—199.
Грузина В.Д. Kоммуникативные сигналы бактерий. Антибиотики и химиотер 2003; 48: 10: 32—39.
Олескин A.B., Кировская Т.А. Популяционно-коммуникативное направление в микробиологии. Микробиология 2006; 75: 4: 440—445. Хмелъ H.A. Quorum-sensing регуляция экспрессии генов: Микробиология 2006; 75: 4: 457—464.
Ng W.L., Bassler B.L. Bacterial quorum-sensing network architectures. Annu Rev Genet 2009; 43: 197—222.
Pappas K.M., Weingart C.L., Winans S.C. Chemical communication in proteobacteria: biochemical and structural synthases and receptors required for intercellular signalling. Mol Microbiol 2004; 53: 3: 755—769. Zhu P., Li M. Recent progresses on AI-2 bacterial quorum-sensing inhibitors. Curr Med Chem 2012; 19: 2: 174—186. Fugua C, Parsek M.R., Greenberg E.R. Regulation ofgene expression by cell- to-cell communication: acyl-homoserine lactone quorum-sensing. Annu Rev Genet 2001; 35: 439—468.
Decho A.W., Frey R, Ferry J.L. Chemical challenges to bacterial AHL signalling in the environment. Chem. Rev 2011; 111: 1: 86—99. Novick R.P., Geisinger E. Quorum-sensing in staphylococci. Annu Rev Genet 2008; 42: 541—564.
Хохлов A.C., Товарова И.И., Борисова Л.Н. и др. А-фактор, ответственный за биосинтез стрептомицина мутантными штаммами Actinomyces streptomycini. Доклады АН CCCP 1967: 177: 1: 232—235. Bassler B.L., Wright M., Silverman M.R. Multiple signalling systems controlling expression of luminescence in Vibrio harveyi: sequence and function of genes encoding a second sensory pathway. Mol Microbiol 1994; 13: 2: 273—286.
Chen X., Schauder S, Potier N. et al. Structural identificatioh of a bacterial quorum-sensing signal containing boron. Nature 2002; 415: 6871: 545—549.
Federle M.J. Autoinducer-2-based chemical communication in bacreria: complexities of interspecies signalling. Contrib Microbiol 2009; 16: 18—32. Antunes L.C., Ferreira R.B., Buckner M.M., Finlay B.B. Quorum-sensing in bacterial virulence. Microbiology 2010; 156: 8: 2271—2282. Deziel E., Lepine F., Milot S. et al. Analysis of Pseudomonas aeruginosa 4-hydroxy-2-alkylquinolines (HAQs) reveals a role for 4-hydroxy-2-heptylquinoline in cell-to-cell communication. Proc Natl Acad Sci USA 2004; 101: 5: 1339—1344.
Heeb S, Fletcher M.P., Chhabra S.R. et al. Quinolones: from antibiotics to autoinducers. FEMS Microbiol Revs 2011; 35: 2: 247—274. Ahmed N.A., Petersen F.C., Scheie A.A. AI-LuxS is involved in increased biofilm formation by Streptococcus intermedius in the presence of antibiotics. Antimicrob Agents Chemother 2009; 53: 10: 4258—4263. Garske L.A., Beatson S.A., Leech A.J. et al. Sub-inhibitory concentration of ceftazidime and tobramycin reduce the quorum-sensing signals of Pseudomonas aeruginosa. Pathology 2004; 36: 6: 571—575.
34. Babic F., Venturi V., Maravic-Vlahovicek G. Tobramycin at subinhibitory concentration inhibits the RhlI/R quorum-sensing system in a Pseudomonas aeruginosa environmental isolate. BMC Infect Dis 2010; 10: 148.
35. Liu Z, Wang W, Zhu Y. et al. Antibiotics at subinhibitory concentrations improve the quorum-sensing behavior of Chromobacterium vio-laceum. FEMS Microbiol Lett 2013; 341: 1: 37-44.
36. Tateda K, Comte R., Pechere J-C. et al. Azithromycin inhibits quorum-sensing in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother 2001; 45: 6: 1930-1933.
37. Nalca Y, Jänsch L, Bredenbruch F. et al. Quorum-sensing antagonistic activities of azithromycin in Pseudomonas aeruginosa PAO1: a global approach. . Antimicrob Agents Chemother 2006; 50: 5: 1680—1688.
38. Hoffmann N, Lee B, HentzerM. et al. Azithromycin blocks quorum-sensing and alginate polymer formation and increases the sensitivity to serum and stationary-growth-phase killing of Pseudomonas aeruginosa and attenuates chronic P.aeruginosa lung infection in Cftr-/- mice. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51: 10: 3677—3687.
39. Skindersoe M.E., Alhede M, Phipps R. et al. Effect of antibiotics on quorum-sensing in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother 2008; 52: 10: 3648—3663.
40. Bala A., Kumar R, Harjai K. Inhibition of quorum-sensing in Pseudomonas aeruginosa by azithromycin and its effectiveness in urinary tract infections. J Med Microbiol 2011; 60: 3: 300—306.
41. Rogers P.D., Liu T.T., Barker K.S. et al. Gene expression profiling of the response of Streptococcus pneumoniae to penicillin. J Antimicrob Chemother 2007; 59: 4: 616—626.
42. Römling U, Balsalobre C. Biofilm infections, their resilience to therapy and innovative treatment strategies. J Intern Med 2012; 272: 6: 541—561.
43. Tanaka M, Hasegawa T, Okamoto A. et al. Effect of antibiotics on group A Streptococcus exoprotein production analyzed by two-dimensional gel electrophoresis. Antimicrob Agents Chemother 2005; 49: 1: 88—96.
44. Kuroda H., Kuroda M., Cui L., Hiramatsu K. Subinhibitory concentrations of /^-lactam induce haemolytic activity in Staphylococcus aureus through the SaeRS two-component system. FEMS Microbiol Lett 2007; 268: 1: 98—105.
45. Bagge N., Schuster M., Hentzer M. et al. Pseudomonas aeruginosa biofilms exposed to imipenem exhibit changes in global gene expression and /^-lactamase and alginate production. Antimicrob Agents Chemother 2004; 48: 4: 1175—1187.
46. Mizukane R, Hirakata Y, Kaku M. et al. Comparative in vitro exoen-zyme-suppressing activities of azithromycin and other macrolide antibiotics against Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother 1994; 38: 3: 528—533.
47. Kaplan J.B. Antibiotic-induced biofilm formation. Int J Artif Organs 2011; 34: 9: 737—751.
48. Hoffman L.R., D'Argenio D.A., MacCoss M.J. et al. Aminoglycoside antibiotics induce bacterial biofilm formation. Nature 2005; 436: 7054: 1171—1175.
49. Boehm A, Steiner S, Zaehriner F. et al. Second messenger signalling governs Escherichia coli biofilm induction upon ribosomal stress. Mol Microbiol 2009; 72: 6: 1500—1516.
50. Kaplan J.B., Jabbouri S, Sadovskaya /.Extracellular DNA-dependent biofilm formation by Staphylococcus epidermidis RP62A in response to subminimal inhibitory concentrations of antibiotics. Res Microbiol 2011; 162: 5: 535—541.
51. Wang Q., Sun F-J, Liu Y. et al. Enhancement of biofilm formation by subinhibitory concentrations of macrollides in icaADBC-positive and -negative clinical isolates of Staphylococcus epidermidis. Antimicrob Agents Chemother 2010; 54: 6: 2707—2711.
52. Subrt N., Mesak L.R., Davies J. Modulation of virulence gene expression by cell wall active antibiotics in Staphylococcus aureus. J Antimicrob Chemother 2011; 66: 5: 979—984.
53. /chimiya T., Takeoka K., Hiramatsu K. et al. The influence of azithromycin on the biofilm formation of Pseudomonas aeruginosa in vitro. Chemotherapy; 1996: 42: 3: 186—191.
54. Howe R.A., Spencer R.C. Macrolides for the treatment of Pseudomonas aeruginosa infections? J Antimicrob Chemother 1997; 40: 2: 153—155.
55. Kobayashi T., Tateda K., Matsumoto T. et al. Macrolide-treated Pseudomonas aeruginosa induces paradoxical host responses in the lungs of mice and a high mortality rate. J Antimicrob Chemother 2002; 50: 1: 59—66.
56. Blazques J., Couce A., Rodrigues-Beltran J., Rodrigues-Rojas A. Antimicrobials as promoters of genetic variation. Curr Opin Microbiol 2012; 15: 5: 561-569.
57. Jeters R.T., Wang G-R, Moon K. et al. Tetracycline-associated transcriptional regulation of transfer genes of the Bacteroides transposon CTnDOT. J Bacteriol 2009; 191: 20: 6374-6382.
58. Song B, Wang G.R., Shoemaker N.B., Salyers A.A. An unexspected effect of tetracycline concentration: growth phase-associated excision of the Bacteroides mobilizable transposon NBU1. 2009; 191: 3: 1078-1082.
59. Bahl M.I., S0rensen S.J., Hansen L.N., Licht T.R. Effect of tetracycline on transfer and establishment of tetracycline-inducible conjugative transposon Tn916 in the guts of gnotobiotic rats. Appl Environ Microbiol 2004; 70: 2: 758-764.
60. Gillespie S.H., Basu S, Dickens A.L. et al. Effect of subinhibitory concentrations of ciprofloxacin on Mycobacterium fortuitum mutation rates. J Antimicrob Chemother 2005; 56: 2: 344-348.
61. Henderson-Begg S.K., Livermore D.M., Hall L.M. Effect of subinhibitory concentrations of antibiotics on mutation frequency in Streptococcus pneumoniae. J Antimicrob Chemother 2006; 57: 5: 849-854.
62. Alonso A., Campanario E, Martinez J.L. Emergence of multidrug-resis-tant mutants is increased under antibiotic selective pressure in Pseudomonas aeruginosa. Microbiology 1999; 145: 10: 2857—2862.
63. Cortes P.R., Pinas G.E., Albarracin Orio A.G., Echenique JR. Subinhibitory concentrations of penicillin increase the mutation rate to optochin resistance in Streptococcus pneumoniae. J Antimicrob Chemother 2008; 62: 5: 973—977.
64. Ysern P., Clerch B, Castano M et al. Induction of SOS genes in Escherichia coli and mutagenesis in Salmonella typhimurium by fluoro-quinolones. Mutagenesis 1990; 5: 1: 63—66
65. Miller C, Thomsen L.E., Gaggero C. et al. SOS response induction by beta-lactams and bacterial defense against antibiotic lethality. Science 2004; 305: 5690: 1629-1631.
66. Maiques E, Übeda C, Camroy S. et al. /^-Lactam antibiotics induce the SOS response and horizontal transfer of virulence factors in Staphylococcus aureus. J.Bacteriol 2006; 188: 7: 2726—2729.
67. Mesak L.R., Miao V., Davies J. Effects of subinhibitory concentrations of antibiotics on SOS and DNA repair gene expression in Staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother 2008; 52: 9: 3394—3397.
68. Da Re S, Ploy M.C. Resistance acquisition via bacterial SOS response: the inductive role of antibiotics. Med Sci (Paris) 2012; 28: 2: 179—184.
69. Beaber J.W., Hochhut B, Waldor M.K. SOS response promotes horizontal dissemination of antibiotic resistance genes. Nature 2004; 427: 6969: 72—74.
70. Ubeda C, Maiques E, Knecht E. et al. Antibiotic-induced SOS response promotes horizontal dissemination of pathogenicity island-encoded virulence factors in staphylococci. Mol Microbiol 2005; 56: 3: 836—844.
71. Tsui W.H., Yim G, Wang H.H. et al. Dual effects of MLS antibiotics: transcriptional modulation and interactions on the ribosome. Chem Biol 2004; 11: 9: 1307—1316.
72. Köhler T, Dumas J-L, Van Delden C. Ribosome protection prevents azithromycin-mediated quorum-sensing modulation and stationary-phase killing of Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51: 12: 4243—4248.
73. Kalia D, Merey G, Nakayama S. et al. Nucleotide, c-di-GMP, c-di-AMP, cGMP, cAMP, (p)ppGpp signalling in bacteria and implication in pathogenesis. Chem Soc Rev 2013; 42: 1: 305—341.
74. LaSarre B, Federle M.J. Exploiting quorum-sensing to confuse bacterial pathogens. Microbiol Mol Biol Rev 2013; 77: 1: 73—111.
