CC BY
113
5. Частота соматических клеток с генными мутациями улиц, проживающих в загрязненных радионуклидами районах Орловской области
Биологическое влияние малых доз ионизирующего излучения не подлежит сомнению, хотя существует много неопределенностей в оценке отдаленных эффектов облучения, прежде всего канцерогенных [1]. После чернобыльской аварии большая территория РФ подверглась загрязнению радионуклидами, а ее жители - действию ионизирующего излучения в малых дозах. Механизмы действия малых доз изучены пока недостаточно, однако считают, что изменение генетического материала клеток во многом определяет отдаленные последствия облучения. В связи с этим особенный интерес представляет исследование мутаций в соматических клетках людей, подвергающихся низкоинтенсивному радиационному воздействию в малых дозах вследствие проживания на загрязненной радионуклидами территории, в том числе в ряде районов Орловской области.
Целью данного раздела работы является исследование частоты соматических клеток, несущих генные мутации, у жителей Орловской области в сравнении с соответствующими показателями у контрольных необлученных лиц. С этой целью мы использовали методы определения мутаций по двум генным локусам: гликофорина А (glycophorin A - GPA) и Т-клеточного рецептора (T-cell receptor - TCR). Оба метода, основанные на проточно-цитометрическом анализе иммунофенотипа клеток, обеспечивают достаточно высокую скорость обследования больших групп людей.
Определение генных мутаций представляется относительно новым подходом к изучению состояния генетического материала соматических клеток, однако его высокая информативность для дозиметрии и индикации генотоксического воздействия, прежде всего радиационного, в настоящее время не подвергается сомнению [2-6]. Принято считать, что GPA-мутации, определяемые в клетках периферической крови, формируются в низкодифференцированных клетках стволового типа, вследствие чего они способны длительное время (более 40 лет) сохраняться и накапливаться в организме [7]. Уровень таких мутаций увеличивается после действия генотоксических факторов химической или физической природы и находится в прямой зависимости от дозы гамма-облучения [8-11]. Поэтому частоту GPA-мутантных клеток рассматривают в качестве интегрального показателя (дозиметра) генотоксических воздействий в течение всей жизни индивидуума.
Установлено, что количество TCR-мутантных клеток также увеличивается после генотоксического воздействия [5, 8, 12]. Однако поскольку мутации по TCR-локусу возникают в зрелых лимфоцитах, имеющих ограниченный срок жизни в организме, то частота мутантных клеток, повышенная в результате воздействия, со временем постепенно уменьшается [13]. Полагают, что время полужизни TCR-мутантных клеток составляет около 2 лет [14].
Таким образом, использованные в данной работе методы определения генных мутаций позволяют оценивать поврежденность генетического материала в различных соматических клетках человека: стволовых и зрелых клетках.
Материалы и методы
Исследованию подверглись образцы периферической крови 225 постоянных жителей 4 районов Орловской области, которым на момент чернобыльской аварии было 0-14 лет. Из них у 111 человек с помощью УЗИ выявлены узловые новообразования в щитовидной железе (ЩЖ). Каждому случаю с узлом были подобраны 1-2 лица сходного возраста, пола и места жительства, которые и составили остальные 114 человек. У всех исследуемых была определена частота лимфоцитов, несущих мутации, по локусу Т-клеточного рецептора.
У всех пациентов была также определена группа крови по системе MN. Гетерозиготные индивидуумы (105 человек) отобраны для дальнейшего анализа частоты клеток с мутациями по локусу гликофорина А.
Одновременно проанализированы образцы крови практически здоровых людей сходного возраста (контрольная группа), которые проживали на незагрязненной радионуклидами территории РФ и не имели зарегистрированного контакта с генотоксическими факторами. Вся контрольная группа состояла из учащихся или преподавателей летней биологической школы при МГУ им. М.В.Ломоносова, которые добровольно сдали кровь для проведения данного исследования. С помощью TCR-метода проанализировано 32 образца крови, с помощью GPA - 18.
Весь анализ генных мутаций проведен в течение мая-августа 2002 г., т.е. спустя 16 лет после аварии на Чернобыльской АЭС.
Определение генных мутаций по локусу Т-клеточного рецептора (TCR)
TCR-метод основан на использовании моноклональных антител, меченных разными флуорохромами, к CD3- и CD4-антигенам. Как известно, на поверхности Т-лимфоцитов экспрессирован комплекс Т-клеточного рецептора и CD3-антигена. Так как TCR-гены функционально гемизиготны, на поверхности лимфоцитов представлены продукты только одного аллеля. Мутация в функционирующем аллеле приводит к тому, что CD3-комплекс не экспрессируется на поверхности Т-лимфоцита. Такие мутанты определяются c помощью проточной цитометрии как CD3-негативные клетки среди CD4-позитивных Т-хелперов.
Венозная кровь обследуемых была помещена в пробирки с гепарином («Becton Dickinson», США) и транспортирована к месту анализа. С помощью центрифугирования в градиенте плотности фиколл-урографина («Панэко», РФ, плотность 1,077) из 3 мл крови выделяли моно-нуклеарную фракцию клеток. Процедуру выполняли в течение 24 часов после венепункции. При этом кровь, разбавленную в два раза раствором Хенкса («Панэко», РФ), наслаивали на 3 мл раствора фиколл-урографина и центрифугировали в течение 30 минут при 250 g. Клетки из слоя мононуклеаров собирали и отмывали по 2 раза раствором Хенкса, а затем 0,01 М фосфатным буфером, содержащим 0,15 М №Cl (ФБ, рН 7,2), с помощью центрифугирования при 350 g в течение 15 мин. Для последующего окрашивания отбирали (1,0-1,5) 106 клеток.
Окрашивание мононуклеарных клеток проводили по методике, разработанной Kyoizumi et al. [12], с некоторыми модификациями. К клеткам добавляли по 10 мкл моноклональных антител
к CD4, меченных ФИТЦем, к CD3 и HLA-DR, меченных фикоэритрином («Becton Dickinson Immu-nocytometry Systems» - «BDIS», США), и инкубировали в темноте 30 минут. Затем клетки отмывали в 1,0 мл ФБ, содержащего 1,0% бычьего сывороточного альбумина («Sigma», США) и 0,1% NaN3 («Sigma», США), с помощью центрифугирования (300 g, 5 минут). К осадку добавляли 0,5 мл ФБ, затем суспензию клеток фильтровали через нейлоновый фильтр (Д-45 мкм) и фиксировали в 0,5 мл 1% раствора формальдегида в ФБ.
Образцы анализировали на проточном цитофлуориметре FACS Vantage («BDIS», США), оборудованном 488 нм лазером (Enterprise 621, Coherent Inc., США) не позднее, чем через 24 часа после окрашивания. Анализ клеток в образце проводили по четырем параметрам: интенсивности прямого и бокового светорассеяния (линейная шкала), флуоресценции ФИТЦа и фико-эритрина (логарифмическая шкала). Для измерения флуоресценции ФИТЦа использовали узкополосные фильтры 530/30 нм, фикоэритрина - 575/26 нм. Мощность лазера составляла 30 мВт.
Компьютерную обработку проводили с использованием программы Lysysll («BDIS», США). На графике распределения клеток по интенсивности светорассеяния выбирали регион неповрежденных лимфоцитов и в дальнейшем оценивали флуоресценцию клеток, меченных ФИТЦем и фикоэритрином, только в этом регионе. На графике распределения клеток по интенсивности флуоресценции определяли количество клеток с иммунофенотипом СD3+CD4+, характерным для Т-хелперных лимфоцитов, и с вариантным иммунофенотипом СD3-СD4+, который соответствует клеткам с мутациями по локусу Т-клеточного рецептора. Частоту мутантных клеток определяли как отношение числа клеток с фенотипом СD3-CD4+ к числу СD3+СD4+клеток. В каждом образце анализировали 2 105 лимфоцитов.
Определение генных мутаций по локусу гликофорина А (GPA)
Для проведения анализа пригодны образцы крови только гетерозиготных по этому локусу доноров, которые составляют около 50% популяции. На поверхности эритроцитов гетерозиготных доноров представлены обе аллельные формы гликофорина А: M и N. В настоящее время разработаны методы получения антител к указанным формам гликофорина А и последующего их выявления с помощью флуоресцентных красителей. Принято считать, что мутации в генах, кодирующих гликофорин А, приводят к потере представительства соответствующего гликопротеина на поверхности эритроцитов. В случае мутации N-аллеля на поверхности клетки будет обнаруживаться только гликофорин M и наоборот. Проточно-цитометрический анализ позволяет определять число эритроцитов, потерявших способность связывать одно из антител вследствие мутации в соответствующем аллеле гена, и, таким образом, оценивать частоту мутантных клеток. В данной работе использовали, так называемый, BR-6 метод, позволяющий определять потерю экспрессии М-формы гликофорина А.
На первом этапе определяли группу крови по системе MN, для чего проводили реакцию гемагглютинации в присутствии поликлональных антител к гликофорину М или N («Orto Diagnostic Systems», США). Отобранную кровь гетерозиготного MN-фенотипа фиксировали в формаль-
дегиде. Процедуру фиксации клеток выполняли по методике Langlois et al. [15]. Затем клетки окрашивали меченными моноклональными антителами к М-форме и N-форме, как подробно описано в работе Саенко А.С. и др. [8]. Использовали антитела к N-форме гликофорина А (клон BRIC 157), конъюгированные с ФИТЦем («International Blood Group Reference Laboratory», Англия). Моноклональные антитела к М-форме (клон 6А7, «International Blood Group Reference Laboratory», Англия) предварительно биотинилировали по стандартному протоколу. Рабочие концентрации подбирали в предварительных экспериментах для каждой партии антител. Окрашивание проводили в 2 этапа: сначала клетки инкубировали с указанными антителами, а затем - со стрептавидином, меченным фикоэритрином (“BDIS”, США), для выявления биотинилиро-ванных антител.
Окрашенные образцы анализировали на проточном цитофлуориметре FACS Vantage («BDIS», США), оборудованном 488 нм лазером (Enterprise 621, Coherent Inc., США) со скоростью 1500 кл./с. Мощность лазера составляла 60 мВт. Для измерения флуоресценции фико-эритрина использовали узкополосный фильтр 575/26 нм, ФИТЦа - 530/30 нм.
Компьютерную обработку проводили с использованием программы Lysysll («BDIS», США). На основе показателей светорассеяния идентифицировали неповрежденные эритроциты, флуоресценцию которых затем анализировали. Подавляющая часть эритроцитов MN донора связывает оба антитела, демонстрируя флуоресценцию ФИТЦа и фикоэритрина одновременно. Небольшое число клеток связывает только антитела к N-форме, демонстрируя флуоресценцию ФИТЦа и, так называемый, NО-фенотип. Интенсивность флуоресценции по фикоэритрину NO-клеток, возникающих, как принято считать, в результате мутации М-аллеля, составляла не более 2% от интенсивности флуоресценции основной массы MN-клеток. Этот факт определял основной принцип компьютерной обработки данных и подсчет количества клеток с фенотипами MN и NО. Частоту мутантных клеток определяли как отношение числа NО-клеток к числу эритроцитов с фенотипом MN. В каждом образце анализировали (1-2) 106 клеток.
Статистическая обработка
Статистическая обработка выполнена с помощью программы Origin («MicroCal Software», США). По f-критерию Стьюдента проведено сравнение средней частоты мутантных клеток в группах обследованных лиц. Различия считали статистически значимыми при p<0,05.
Результаты Частота TCR-мутантных клеток
В таблице 5.1 представлены данные, полученные с помощью TCR-метода, для всех обследованных жителей Орловской области и контрольной группы. Установлено статистически значимое увеличение средней частоты TCR-мутантных клеток в общей группе обследованных жителей Орловской области и каждого из районов по сравнению с контролем (p<0,05). Наиболее высокая средняя частота TCR-мутантных клеток отмечалась у жителей Болховского района.
При сопоставлении этого показателя в группах жителей разных районов статистически значимые различия показаны только между Болховским и Мценским районами.
Проведен раздельный анализ частоты ТСЯ-мутантных клеток у лиц без патологии ЩЖ (по данным УЗИ) и с узловыми новообразованиями (таблица 5.2, рис. 5.1).
Средняя частота ТСЯ-мутантных клеток у жителей Орловской области с выявленной узловой патологией ЩЖ была значимо выше, чем у лиц без такой патологии. Сходная тенденция сохранялась при сопоставлении этого показателя отдельно в разных районах (р>0,05).
Таблица 5.1. Частота клеток с мутациями по локусу Т-клеточного рецептора у всех обследованных жителей Орловской области и контрольной группы.
Место жительства Число Частота ТСЯ-мутантных клеток, х10-4
обследованных среднее ± БЕ Диапазон
Незагрязненные радионуклидами территории РФ (контроль) 32 2,6±0,2 0,9-5,6
Орловская область, втом числе: 225 4,0±0,2* 1,0-21,5
Волховский район 49 4,7±0,5* 1,4-21,5
Колпнянский, Урицкий районы 112 4,0±0,2* 1,0-13,4
Мценский район 64 3,4±0,2* 1,1-9,1
* р<0,05 по сравнению с контролем.
Таблица 5.2. Частота клеток с мутациями по локусу Т-клеточного рецептора у жителей Орловской области в зависимости от наличия узловых новообразований в ЩЖ.
Место жительства Число Узловые новооб- Частота ТСЯ-мутантных клеток, х10-4
обследованных разования среднее ± БЕ диапазон
Орловская область в целом, 111 выявлены 4,2±0,2*Л 1,4-21,5
в том числе: 114 не выявлены 3,7±0,2Л 1,0-13,4
Волховский район 28 21 выявлены не выявлены 5,3±0,9л 4,0±0,4л 1,6-21,5 1,4-7,2
Колпнянский, Урицкий районы 50 62 выявлены не выявлены 4,4±0,3л 3,8±0,2л 1,9-12,7 1,0-13,4
Мценский район 33 выявлены 3,7±0,3л 1,4-9,1
31 не выявлены 3,2±0,2 1,1-7,1
* р=0,05 по сравнению с группой лиц, проживающих на той же территории, без выявленной патологии ЩЖ; л р<0,01 по сравнению с контрольной группой лиц из незагрязненных радионуклидами территорий РФ.
Следует отметить, что средняя частота ТСЯ-мутантных клеток у жителей Орловской области без патологии ЩЖ отличалась статистически значимо от таковой в контрольной группе (р=0,001), составляя соответственно 3,7 10-4 и 2,6 10-4. Значимые различия с контролем сохранялись также при раздельном анализе этого показателя у жителей Болховского, Колпнянского и Урицкого районов без выявленной патологии ЩЖ. Средняя частота ТСЯ-мутантных клеток у жителей Мценского района (без патологии ЩЖ) значимо не отличалась от контроля (р=0,06).
Количество обследуемых с повышенными частотами ТСЯ-мутантных клеток (т.е. превышающими 95% доверительный интервал, установленный для контрольной группы) составило по Орловской области в целом 22,3%; отдельно по Болховскому району - 28,6%, по Колпнянскому, Урицкому районам - 23,2%, по Мценскому району - 15,6%.
15
10 —
5 —
Контроль
N=32
"I-------------г
2 4 6
1 I 1 I 1 I 1 I 1 I 1 I 1 I
10 12 14 16 18 20 22
35 -30 25 — 20 -Ї 15 -E 10 — 5 0
Жители Орловской области с узловой патологией щитовидной железы N=111
Рис. 5.1. Распределение обследованных лиц по частоте клеток, мутантных по локусу Т-клеточного рецептора. По оси абсцисс - частота TCR-мутантных клеток; по оси ординат - количество обследованных.
0
Частота вРА-мутантных клеток
В таблице 5.3 представлены результаты обследования жителей Орловской области и контрольной группы с помощью ЭРД-метода. Установлено статистически значимое увеличение средней частоты ЭРД-мутантных клеток в общей группе обследованных жителей Орловской области по сравнению с контролем (р<0,05).
Проведен раздельный анализ частоты ЭРД-мутантных клеток у лиц без патологии ЩЖ (по данным УЗИ) и с узловыми новообразованиями (таблица 5.4). Средняя частота ЭРД-мутантных клеток у жителей Орловской области с узловой патологией ЩЖ была статистически значимо выше, чем у контрольной группы, и составляла соответственно 45,8 10-6 и 22,78 10-6 (р=0,01). Сходные изменения наблюдали и при анализе по отдельным районам, кроме Болховского.
Таблица 5.3. Частота клеток с мутациями по локусу гликофорина А у всех обследованных жителей Орловской области и контрольной группы.
Место жительства Число Частота ЭРА-мутантных клеток, х10-6
обследованных среднее ± БЕ Диапазон
Незагрязненные радионуклидами территории РФ (контроль) 18 22,7±4,6 2,4-73,3
Орловская область, втом числе: 105 39,7±3,0* 2,0-140,0
Болховский район 22 40,4±5,3* 13,0-93,3
Колпнянский, Урицкий районы 51 38,2±4,7 2,0-140,0
Мценский район 32 41,9±5,4* 7,6-127,5
* р<0,05 по сравнению с контролем.
Таблица 5.4. Частота клеток с мутациями по локусу гликофорина А у жителей Орловской области в зависимости от наличия узловых новообразований в ЩЖ.
Место жительства Число Узловые новооб- Частота ЭРА-мутантных клеток, х10-6
обследованных разования среднее ± БЕ диапазон
Орловская область в целом, 47 выявлены 45,8±5,1л 2,0-140,0
в том числе: 58 не выявлены 34,7±3,4 5,0-127,5
Болховский район 9 выявлены 36,2±42,6 15,0-74,3
13 не выявлены 42,6±7,6л 13,0-93,3
Колпнянский, Урицкий районы 23 выявлены 49,1±8,1*л 2,0-140,0
28 не выявлены 29,3±4,8 5,0-127,5
Мценский район 15 17 выявлены не выявлены 46,5±9,4л 37,8±5,9 12,2-127,5 7,6-80,0
* р=0,05 по сравнению с группой лиц, проживающих на той же территории, без выявленной патологии ЩЖ;
Л р<0,05 по сравнению с контрольной группой лиц из незагрязненных радионуклидами территорий РФ.
Отмечена тенденция к увеличению средней частоты ЭРА-мутантных клеток у жителей Орловской области с узловыми новообразованиями ЩЖ по сравнению с таковой у лиц без выявленной патологии (р=0,06); у жителей Колпнянского и Урицкого районов указанное увеличение было статистически значимым.
Количество обследованных с повышенными частотами ЭРА-мутантных клеток (т.е. превышающими 95% доверительный интервал, установленный для контрольной группы) составило по Орловской области в целом 21,9%; отдельно по Болховскому району - 22,7%, по Колпнянско-му, Урицкому районам - 17,6%, по Мценскому району - 28,1%.
Обсуждение
Данные двух независимых методов, использованных в нашем исследовании, свидетельствуют о повышенной частоте соматических клеток, несущих генные мутации, в общей группе обследованных жителей Орловской области. Наиболее выраженные изменения исследованных показателей поврежденности генетического материала отмечены у жителей Болховского района, загрязненного изотопами 1311 и 137Сэ сильнее, чем у проживающих в других обследованных районах [16, 17]. Так, поданным ТСЯ-метода, частота мутантных клеток у жителей этого района увеличена по сравнению с контролем в 1,8 раза, по данным ЭРА-метода - также в 1,8 раза.
Однако имеется и некоторое различие в результатах, полученных с помощью указанных методов, как показывает сопоставление средней частоты мутантных клеток в контрольной группе и в подгруппах жителей Орловской области с узловой патологией ЩЖ или без таковой. Так, по данным ТСЯ-метода, наблюдаются значимые различия с контролем в обеих подгруппах. В то время по данным ЭРА-метода различия установлены только между контролем и группой жителей с выявленной патологией. У лиц без узловой патологии ЩЖ статистически значимых различий с контролем не установлено (р>0,05), хотя наблюдалась явная тенденция к увеличению частоты ЭРА-мутантных клеток по сравнению с контролем: 34,7 10-6 и 22,7 10-6, соответственно.
По-видимому, возможно несколько объяснений этого расхождения в отношении лиц без патологии ЩЖ. Главным из них является следующее: поскольку определить частоту ЭРА-мутантных клеток можно только у половины населения, объем выборки был относительно невелик (105 жителей Орловской области и 18 из контрольной группы) и при высокой вариабельности данных не позволил выявить статистически значимую разницу. Для получения более определенного результата необходимо дальнейшее накопление данных. Можно предложить и другие объяснения. Как показано нами ранее, ТСЯ-метод является более чувствительным при оценке генотоксического воздействия в ближайшие сроки перед анализом, чем ЭРА-метод [8]. Последний, однако, позволяет судить о генотоксическом воздействии (главным образом, радиационном) и спустя много лет после его окончания [14]. Поэтому полученные нами данные могут свидетельствовать о наличии генотоксического воздействия (возможно, нерадиационной природы) на организм обследованных жителей скорее в ближайшие сроки перед анализом, чем в отдаленные. С другой стороны, наличие наиболее выраженных генетических изменений в соматических клетках жителей Болховского района по сравнению с менее загрязненными районами свидетельствует в пользу возможного вклада радиационного фактора, если в остальном условия проживания сходны. Определенную ясность в вопрос о вкладе радиационного фактора могло бы внести сопоставление индивидуальных накопленных доз с частотой мутантных клеток по обоим локусам.
Кроме того, под действием малых доз ионизирующего излучения в отдаленные сроки после воздействия возможно возникновение нестабильности генома [18]. Хотя проявления и механизмы этого феномена в соматических клетках человека in vivo изучены недостаточно, можно предположить, что нестабильность генома, выявляемая, как правило, только у части облученной популяции, является следствием увеличения чувствительности к действию разнообразных факторов окружающей среды [19]. Следует отметить, что и в нашем исследовании повышенная частота мутантных клеток наблюдалась лишь у части (чуть более 20%) жителей Орловской области. Нестабильность генома, возможно, проявляется по-разному в клетках стволового типа и высокодифференцированных клетках, прошедших разное число делений после действия ионизирующего излучения. В таком случае частота мутантных клеток может быть повышена только по одному из исследованных нами локусов, поскольку мутации по GPA-локусу формируются в клетках-предшественниках крови, а по локусу Т-клеточного рецептора - в зрелых лимфоцитах.
В значительной степени предпочтительность одного или другого предположения может быть решена на основании анализа хромосомных аберраций, который в настоящее время проводится у этих лиц и скоро будет завершен.
В отношении пациентов с узловой патологией ЩЖ полученные нами данные свидетельствуют о более выраженных генетических изменениях в соматических клетках по сравнению с контролем. Изменения являются статистически значимыми и затрагивают оба исследованных ло-куса. Можно предполагать, что небольшая часть популяции, которую представляют обследованные с патологией ЩЖ, подверглась более интенсивному (по сравнению с контролем) генотоксическому воздействию (необязательно радиационному) в ближайшие сроки перед анализом, или эти обследованные имеют повышенную чувствительность к действию факторов окружающей среды по сравнению с остальной популяцией.
Как известно, канцерогенез - сложный, многоступенчатый процесс, связанный с постепенным накоплением мутаций в определенных генах. По всей видимости, повышение общего уровня мутагенеза в соматических клетках будет способствовать этому процессу. Действительно, ранее было показано, что у лиц со злокачественными новообразованиями средняя частота клеток с генными мутациями по локусу Т-клеточного рецептора значительно выше, чем у здоровых лиц [20]. По нашим данным около 70% онкологических больных характеризуются повышенной частотой мутантных клеток по TCR- и/или GPA-локусам [21]. Это свидетельствует о повышенном мутагенезе по указанным локусам у онкологических больных и о возможности использования данных методов для формирования группы лиц с повышенным канцерогенным риском. Результаты проведенного исследования генных мутаций у жителей Орловской области с новообразованиями в ЩЖ подтверждают эту возможность, поскольку доброкачественные (в подавляющем большинстве случаев) новообразования, выявленные с помощью УЗИ, повышают риск злокачественной трансформации.
Заключение
1. Проведено сравнительное исследование частоты мутантных по локусу Т-клеточного рецептора клеток у 225 жителей 4 районов Орловской области и 32 контрольных - из незагрязненных радионуклидами районов РФ. Установлено статистически значимое увеличение средней величины этого показателя у жителей Орловской области независимо от наличия патологии ЩЖ. У пациентов с выявленными узловыми новообразованиями средняя частота ТСЯ-мутантных клеток была статистически значимо выше, чем у обследованных без такой патологии.
2. Частота клеток с генными мутациями по локусу гликофорина А определена у 105 жителей Орловской области и 18 из контрольной группы из незагрязненных радионуклидами районов РФ. Установлено увеличение средней частоты ЭРА-мутантных клеток у обследованных жителей Орловской области по сравнению с контролем.
3. Полученные данные свидетельствуют о наличии более выраженных генетических изменений по двум локусам в соматических клетках обследованных с патологией щитовидной железы по сравнению с контролем.
Ввиду небольшого числа обследованных, результаты исследования являются предварительными, однако позволяют предположить наличие дополнительного генотоксического воздействия в малых дозах на всей территории Орловской области, следствием чего, вероятно, является повышение чувствительности части населения к действию факторов окружающей среды. Наиболее выраженные изменения отмечены у жителей Болховского района - наиболее загрязненного изотопами 1311 и 137Сэ. Дальнейшее накопление данных необходимо для изучения механизмов наблюдаемых генетических изменений в соматических клетках.
Литература
1. Sources and effects of ionizing radiation. United Nations Scientific Committee on the Effects of Atomic Radiation Report to the General Assembly with Scientific Annexes. Vol. II: Effects. Annex G: Biological effects at low radiation doses. - New York, 2000. - P. 75-144.
2. Cole J., Skopek T.R. Somatic mutant frequency, mutation rates and mutational spectra in the human population in vivo //Mutation Res. - 1994. - V. 304. - P. 33-105.
3. Саенко А.С., Замулаева И.А. Результаты и перспективы использования методов определения частоты мутантных клеток по локусам гликофорина А и Т-клеточного рецептора для оценки генотоксического действия ионизирующих излучений в отдаленные сроки после воздействия //Радиационная биология. Радиоэкология. - 2000. - Т. 40, № 5. - С. 549-553.
4. Saenko A.S., Zamulaeva I.A., Smirnova S.G. et al. Determination of somatic mutant frequencies at glyco-phorin A and T-cell receptor loci for biodosimetry of acute and prolonged irradiation //Applied Radiation and Isotopes. - 2000. - V. 52. - P. 1145-1148.
5. Lanza A., Robustelli della Guna F.S., Zibera C. et al. Somatic mutations at the T-cell antigen receptor in
antineoplastic drug-exposed populations: comparison with sister chromatid exchange frequency //Int. Arch.
Occup. Environ. Health. - 1999. - V. 72. - P. 315-322.
6. Bigbee W.L., Jensen R.H., Veidebaum T. et al. Biodosimetry of Chernobyl cleanup workers from Estonia and Latvia using the glycophorin A in vivo somatic cell mutation assay //Radiat. Research. -1997. - V. 147. -P. 215-224.
7. Nakamura N., Umeki S., Hirai Y. et al. Evaluation of four somatic mutation assays for biological dosimetry of
radiation-exposed people including atomic bomb survivors //New horizons in biological dosimetry. - 1991. -
Wiley-Liess, Inc. - P. 341-350.
8. Саенко А.С., Замулаева И.А., Смирнова С.Г. и др. Определение частоты мутаций по локусам глико-форина А и Т-клеточного рецептора: информативность для биологической дозиметрии острого и пролонгированного облучения //Радиационная биология. Радиоэкология. - 1998. - Т. 38, № 2. - С. 171-180.
9. Langlois R.G., Bigbee W.L., Kyoizumi S. et al. Evidence for increased cell mutations at the glycoforin A locus in atomic bomb survivors //Science. - 1987. - V. 236. - P. 445-448.
10. Schiwietz J., Lorenz R., Scheubeck M. et al. Improved determination of variant erythrocytes at the glycophorin A (GPA) locus and variant frequency in patients treated with radioiodine for thyroid cancer //Int. J. Radiat. Biol. - 1996. - V. 70, N 2. - P. 131-148.
11. Kyoizumi S., Nakamura N., Hakoda M. et al. Detection of somatic mutations at the Glycophorin A locus in erythrocytes of Atomic bomb survivors using a single beam Flow sorter //Cancer Research. - 1989. - V. 49. -P. 581-589.
12. Kyoizumi S., Umeki S., Akiyama M. et al. Frequency of mutant T lymphocytes defective in the expression of the T-cell antigen receptor gene among radiation-exposed people //Mutat. Res. - 1992. - V. 265. - P. 173-180.
13. Hirota H., Kubota M., Adachi S. et al. Somatic mutations at T-cell antigen receptor and glycophorin A loci in pediatric leukemia patients following chemotherapy: comparison with HPRT locus mutation //Mutat. Res. -1994. - V. 315. - P. 95-103.
14. Akiyama M., Kusunoki Y., Umeki S. et al. Evaluation of four somatic mutation assays as biological dosimeter in humans //Radiation Research: A Twentieth-Century Perspective. Vol. II: Congress Proceedings /Ed. by Dewey W.C. et al. - Academic Press, Inc., 1992. - P. 177-182.
15. Langlois R.G., Nisbet B.A., Bigbee W.L. et al. An improved flow cytometric assay for somatic mutation at the glycophorin A locus in humans //Cytometry. - 1990. - V. 11. - P. 513-521.
16. Международный Чернобыльский проект: Технический доклад. Оценка радиологических последствий и защитных мер. - Вена: МАГАТЭ, 1992. - С. 667.
17. Израэль Ю.А., Стукин Е.Д., Назаров И.М., Квасникова Е.В. Радиоактивное загрязнение природных сред после чернобыльской аварии. Радиационный мониторинг. - Чернобыль: 15 лет спустя /Под ред. Н.В.Герасимовой. - М.: Контакт-культура, 2001. - С. 82.
18. Little J.B. Radiation-induced genomic instability //Int. J. Radiat. Biol. - 1998. - V. 74, N 6. - P. 663-671.
19. Бурлакова Е.Б., Голощапов А.Н., Жижина Г.Н., Конрадов А.А. Новые аспекты закономерностей действия низкоинтенсивного облучения в малых дозах //Радиационная биология. Радиоэкология. -1999. - Т.39, № 1. - С. 26-35.
20. Akiyama M., Umeki S., Kusunoki Y. et. al. Somatic-cell mutation as a possible predictor of cancer risk //Health Phys. - 1995. - V. 68. - P. 643-649.
21. Замулаева И.А., Смирнова С.Г., Орлова Н.В. и др. Повышенная частота мутантных по локусам Т-клеточного рецептора и гликофорина А клеток как возможный критерий для формирования группы риска онкологических заболеваний //Российский онкологический журнал. - 2001. - №1. - С. 23-25.
