CC BY
39УДК 615.8(075.32)
Бикметов М. С.1, Прядко Н. Ю.2, Прядко Н. Н.2, Бикметова Г. М.3 БИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ ОБРАЗОВАНИЯ РОЗОВОЙ СОЛИ ЛИМАННЫХ
ОЗЁР
'Государственное автономное образовательное учреждение среднего профессионального образования Республики Крым
«Евпаторийский медицинский колледж», г. Евпатория 2Медицинский центр "Праксис" г. Симферополь, Республика Крым, Российская Федерация 3Государственное бюджетное учреждение здравоохранения городская больница №2, г. Севастополь, Российская Федерация
BikmetovM. S.1, Pryadko N. Yu.2, Pryadko N. N.2, Bikmetova G. M.3 BIOLOGICAL FACTORS OF EDUCATION OF PINAL SALT OF LIMANOUS
LAKES
'State Autonomous Educational Institution of Secondary Professional Education of the Republic of Crimea "Evpatoria Medical College",
Evpatoria
2Medical center "Praxis" Simferopol, Republic of Crimea, Russian Federation 3State budgetary health care institution city hospital No.2, Sevastopol, Russian Federation
РЕЗЮМЕ
Приведены известные источники литературы по биологическим факторам образования розовой соли в гиперсалиновых озёрах. Наиболее значимыми биологическими объектами, участвующими в образовании розовой соли, являются микроводоросли Dunaliella Salina (Dunaliella S.) и микробы Археи рода Halobacterium. Данная статья поднимает актуальный вопрос необходимости исследования образования розовой соли в лиманных озёрах региона Крымского полуострова с целью разработки новых биотехнологических подходов к оптимизации процессов размножения каратиносодержащих водорослей в симбиозе с архебактериями. Авторами проведены моделированные исследования розовой соли с культивированием её биологических факторов в искусственных условиях и изучены процессы влияющие на интенсивность размножения p-каротин содержащих микроводорослей и их последующего высаливания из гиперсалиновых сред. Нами начаты предварительные исследования по созданию новых лечебных препаратов из розовой соли для применения в косметологии и офтальмологии с разработкой методик по оценке их эффективности. Предложено восстановить химико-аналитическую лабораторию и охраняемую природную биологическую зону среды обитания Dunaliella S. при рабочей части озера Мойнаки с созданием научно-экспериментального центра для проведения исследований по данной тематике. Это даст возможность проведения современных исследований моринокультур гиперсалиновых озёр Крымского полуострова и разработки современных биотехнологических процессов интенсификации получения розовой соли, эффективной генерации и восстановления залежей лечебных сульфидно-иловых грязей Мойнакского озера.
Ключевые слова: физиотерапия, курортология, микроводоросли, галобактерии, розовая соль, озеро Мойнаки, биотехнология, косметология.
SUMMARY
The known sources of literature on the biological factors of the formation of pink salt in hypersaline lakes are given. The most important biological objects involved in the formation of pink salt are microalgae Dunaliella Salina (Dunaliella S.) and microbes of Archea Halobacterium. This article raises the urgent issue of the need to study the formation of pink salt in the liminal lakes of the Crimean peninsula region with the aim of developing new biotechnological approaches to optimizing the reproduction processes of carotene-containing algae in symbiosis with archebacteria. The authors carried out simulated studies of pink salt with the cultivation of its biological factors under artificial conditions and studied the processes affecting the reproduction rate of p-carotene containing microalgae and their subsequent salting out of hypersaline media.We have started preliminary research on the development of new medicinal preparations from rose salt for use in cosmetology and ophthalmology with the development of methods for evaluating their effectiveness.It is proposed to restore the chemical analytical laboratory and the protected natural biological zone of the habitat of Dunaliella S. with the working part of Lake Moinaki with the creation of a research and experimental center for research on this topic. This will enable modern studies of seacultures of hypersalin lakes of the Crimean peninsula and development of modern biotechnological processes for intensification of the production of rose salt, efficient generation and restoration of deposits of therapeutic sulphide-silt mud of the Moinaki Lake. Key words: physiotherapy, balneology, microalgaе, halobacteria, pink salt, Lake Moinaki, biotechnology, cosmetology.
Введение
Уникальная Крымская розовая соль известна миру несколько столетий. Благодаря своим целебным качествам и богатому минеральному составу она использовалась в народной медицине. Наиболее важными компонентами розовой соли являются неорганические микроэлементы и органическая одноклеточная р-каротиноидная водоросль. Эти составляющие обуславливают целесообразность применения розового минерала для укрепления иммунитета, профилактики простудных заболеваний и гиповитаминозов, в частности, при недостатке витамина А в организме. На Крымском полуострове розовую соль добывали
в различные исторические периоды, с большой экономической выгодой экспортировали в Европу, страны Средиземноморья и Востока. В настоящее время на солёном озере Сасык-Сиваш продолжают добывать «живую» розовую соль для пищевой промышленности и косметического применения в виде добавочных компонентов в лечебную косметику. В Израиле, во Франции и США добывают из солёных водоёмов этот целебный минерал, а также ведутся научные исследования в области современных биотехнологий с целью получения в составе этой соли максимального содержания биологически активных веществ в комплексе с микроэлементами для последующей коммерческой
реализации в мировом масштабе [1]. К сожалению, в исследовательских учреждениях нашей страны, в последние годы, научные исследования по изучению химико-биологических условий образования розовой соли в лиманных озёрах и её лечебного применения в практической курортологии и косметологии не ведутся. Также плохо изучены её лечебные свойства и оздоровительное применение в практической курортологии и лечебной косметологии. Нам известно, что Крымская розовая соль состоит из большого разнообразия необходимых для организма микроэлементов и витаминов и поэтому рекомендована к употреблению в качестве пищевой добавки. Этот древнейший минерал использовался в народной медицине в качестве профилактического средства при любых простудных заболеваниях, а также как общеукрепляющее средство в периоды сезонного авитоминоза, особенно при дефиците витамина А, т.к. содержит провитамин p-каротин, который синтезируется биологической средой водорослей в сообществе с микроорганизмами лиманных озёр. Это основная информация известная нам про розовую соль на сегодняшний день. В данной обзорной статье и предварительных исследованиях проведённых нами, мы хотим обратить внимание учёных и медицинской общественности на назревшую необходимость проведения научно-практического изучения химико-биологических факторов образования розовой соли в лиманных озёрах, и в первую очередь, экологически чистых водоёмах Северо-Западного региона Крымского полуострова, продиктованную современным мировым биотехнологическим прогрессом. Президент академии наук Российской Федерации Сергеев Александр Михайлович посетил недавно Крым и обратил особое внимание на развитие современных научных исследований и создание биотехнологических объектов по морским культурам Черноморского бассейна, что ещё более подчёркивает значимость поднятой нами научно-практической тематики. Этот факт сподвиг нас на актуализацию данной проблемы и необходимость детального знакомства с уникальным природным «кладезем здоровья» - крымской розовой солью, а также составления программы научных исследований, продиктованной современным мировым биотехнологическим прогрессом.
Обзор литературы
Наиболее значимыми биологическими факторами, участвующими в образовании розовой соли в гиперконцентрированной среде лиманных озёр, являются микроводоросли Dunaliella Salina и микробные колонии Halobacterium, которые создают уникальную окраску солевым кристаллам. Прошло более 100 лет с описания одноклеточной зелёной волоросли рода Dunaliella, которая отвечает за большую часть первичной окраски розовой
соли, образующейся в гиперсалиновых средах многочисленных лиманных озёр по всему миру. Эта одноклеточная водоросль встречается в водных средах с высокой концентрацией соли и производит отчётливый розово-красный цвет, характерный для солончаковых водоёмов. Впервые данная популяция водоросли была обнаружена на юге Франции в 1838 г. биологом Мишелем Феликсом Дуналом и описана в его трудах и зарисовках. Только в 1905 году Теодореско дал официальное название в честь первооткрывателя Dunaliella Salina [1].
Dunaliella Salina (Dunaliella S.) представляет собой гипергаллотолерантный организм, обнаруженный в многочисленных водоёмах с высокой солёной плотностью среды. Этой водоросли свойственно адаптироваться к выживанию в условиях высокой солёности путём синтеза и накопления в клетке глицерина для баланса осмотического давления в плотной среде лиманов. Dunaliella S. также приспосабливается к интенсивной солнечной радиации выработкой внутриклеточно ß-каротина для защиты от ионизирующей лучевой энергии солнца. В настоящее время выделено несколько видов Dunaliella, которые способны переносить различные концентрации NaCl в пределах от 0,2 % до 35 % [2].
Эта одноклеточная зелёная водоросль отвечает за большую часть первичной продукции розовой соли в гиперсалиновых водных средах по всему миру. Начиная с первой половины 20-го века и ранних работ Теодереско, Гамбурга, Лерхе проводились тщательные таксономические исследования и определение с биологической точки зрения значимости Dunaliella S. в понимании её роли и вклада в экосистему лиманных озёр [1]. Был представлен исторический обзор этих исследований с попыткой важных прорывов в настоящее понимание ключевой роли этой микроводоросли во многих гиперсалиновых средах водоёмов мира (Институт наук о жизни, Еврейский институт Ерусалима, Израиль).
Dunaliella S. и некоторые другие виды Dunaliella, подвержены сложным жизненным циклам в меняющихся условиях солености и температуры среды, размножаются помимо разделения подвижных вегетативных клеток также возможностью полового размножения. Во многих ранних исследования было зафиксировано слияние двух одинаковых гамет, которые образовали зиготу [3]. Самое подробное исследование полового размножения шести видов Dunaliella (Dunaliella Lerche, D. Salina, D. parva, D. percei, D. euchlora, D. minuta) доказало формирование половой зиготы у 5 из 6 изученных видов Dunaliella. Lerche сообщила, что образование зиготы Dunaliella S. индуцируется снижением концентрации соли в водной среде от 10 до 3 %. Процесс образования зиготы сначала связан со жгутиками, затем гаметы
образуют цитоплазматический мост и плавкий предохранитель. Образовавшаяся зигота имеет толстый наружный слой и может выдерживать при снижении концентрации соли воздействие пресной воды, а также выдерживать продолжительные периоды сухости. При благоприятных условиях зиготы прорастают с выпуском до 32 гаплоидных дочерних клеток через разрыв клеточной оболочки [4]. Oren в конце цветения зелёных клеток Dunaliella в мёртвом море в 1992 году наблюдал кистоподобные структуры, которые были, фактически такими зиготами [5]. Lerche провела серию изящных экспериментов, в которых красные клетки Dunaliella, богатые каротиноидами, были пересечены зелёными водорослевыми клетками, и исследователь отметила, что после слияния двух родительских клеток происходило образование зиготы.
Возможность создания бесполых покоящихся Dunaliella S. была отмечена ранее [3], которое оспаривалось Lerche. Последующее исследование подтвердило образование таких кист в средах с пониженной солёностью. Martinez [6] также определил сексуальную активность Dunaliella S. при оценке соотношения зигот и зигоспор к общим клеткам, наблюдаемым в культуре в зависимости от концентрации солевой среды. Низкие концентрации солей 2 % и 5 % индуцировали сексуальную активность, тогда как более высокая концентрация соли на 30 % снижает половое размножение.
В настоящее время изучена полная карта генома митохондрий Dunaliella S. для развития биотехнологических исследований и воссоздания процессов генетических исследований.
Секвенирование видов Dunaliella S. важно для выделения эффективно-продуктивных биотехнологических видов этой водоросли в коммерческих целях. Не смотря на то, что биохимия и физиология этой водоросли были изучены ранее, многое о геноме было неизвестно до тех пор, пока не исследовали митохондриальный и пластидный геном Dunaliella S. Митохондриальный и пластидный геном содержат 28,3 (12 генов) и 269kb(102 гена) соответственно. Содержание нуклеиновых кислот (НК) в Dunaliella S. относительно невелико по сравнению с другими Chlamydomonadales при 34,4% для митохондриальной ДНК и 32,1 % для плазмидной ДНК.
Olmos [7] секвенировали пять видов Dunaliella с использованием их 18S рибосомных РНК-генов. Изучена последовательность генома органеллы Dunaliella S., которая является круглой и большой с приблизительно 60% некодирующей ДНК [8]. Эти исследования повышают потенциал биотехнологического применения водорослей в коммерческих продуктах, благодаря интенсификации образования в них глицирина, Р-каротина и других биоорганических соединений.
Провитамин-А является типом ß-каротина ответственным за ингибирование образования свободных радикалов в биологических системах при интенсивном воздействии ультрафиолетового света [2]. Этот защитный пигмент содержится в хлоропластах и липидных глобулах уникальной водорослевой клетки экранирующей излишек ультрафиолетовых лучей [8]. Среди различных видов богатых каротиноидами микроводорослей Dunaliella S. имеет наибольшую концентрацию ß-каротина, составляющую 10 % сухого веса водорослей[9].Благодаря этому ß-каротин вносит вклад в антиоксидантное действие Dunaliella S. [10] и это свойство используется в качестве ценной пищевой добавки в питании человека и животных как природный источник витамина А [2]. Способность водорослевого ß-каротина производить стойкую красную пигментацию имеет большое значение для пищевых красителей и естественной окраски косметической продукции (помада и розово окрашенные крема) [11]. Однако не смотря на положительный вклад Dunaliella S. в коммерческое производство, применение водорослевого пигмента ограничено из-за низкой продуктивности производства ß-каротина биологическим путём из солёных лиманов ввиду метеозависимости и сезонности максимального развития данного биологического вида. Влияние солёности на максимализацию образования ß-каротина изучали Farhat [2] и было обнаружено, что концентрация каротиноидов в клетке водорослей возрастает с увеличением солёности среды. Чтобы максимализировать продукцию ß-каротина в клетке Dunaliella S. следует выращивать её в концентрации от 1,5 до 3,0 М NaCl до тех пор пока не будет достигнута стабильная плотность клеток, а затем увеличена до 4,4-5,0 М концентрации NaCl для максимального внутриклеточного производства каротиноидов [2].
Как известно, у Dunaliella S. нет жёсткой клеточной стенки, а имеется только плазматическая мембрана, которая делает клетку восприимчивой к осмотическому давлению [1]. Исследованиями Brown показано, что глицерин является совместимым растворённым веществом, которое способствует осмотическому равновесию клетки, а также поддерживает активность ферментов. Глицерин образуется через два метаболических процесса: внутриклеточный синтез через фотосинтетическую продукцию и метаболизм крахмала в клетке [12]. Клеточная мембрана Dunaliella S. имеет низкую проницаемость для глицерина, чтоб предотвратить выведение глицерина из клетки, что объясняет его высокую концентрацию внутри клетки [13]. Синтез глицерина из крахмала регулируется осмотическими изменениями гиперсалиновой среды. Высокая концентрация внеклеточной соли приводит к повышению
синтеза глицерина. Осмотический стресс влияет на ферментативную активность ключевых ферментов метаболического пути образования глицерина: глицерин-3-фосфатдегидрогеназу, глицерин-3-фосфатфосфатазу, дегидроксиацетонредуктазу и дигидроксиацетонкиназу [12]. Эти ферменты регулируют потребность глицерина в клетке, реагируя на осмотические стрессы. Johnson [14] обнаружил, что высокая концентрация NaCl внутри клеток снижает ферментативную активность. Таким образом, в то время как Dunaliella S. живут в высоких концентрациях солей, они поддерживают относительно низкую концентрацию натрия внутри при повышенном содержании глицерина в клетке [12].
Dunaliella S. также является модельным организмом для изучения экологии и эффектов адаптации водорослей к различной степени засоленности в гиперсалиновых водных средах.
Гиперсалиновые озёра являются редко встречающимися уникальными экологическими системами определенных регионов мира (Крым, Израиль, Франция, Австралия). Dunaliella S. может находиться в естественных средах гиперсалиновых озёр, а также в искусственных солёных рассолах испарительных прудов [3]. Уникальная способность данной водоросли позволяет ей образовывать конкурентную внутриклеточную концентрацию глицерина и переносить высокие концентрации соли в гиперсалиновых средах. Многими исследователями предполагалось что Dunaliella S. в основном отвечает за красную окраску солёных рассолов и розовой соли [1]. Однако каротиноиды, ответственные за красную окраску внутри клетки Dunaliella S. встречаются и в других хлоропластных водорослях, а также в галофильных археях, также заселяющих гиперсалиновые озёра и имеющие красные пигмент, диспергированный во всей клеточной мембране [5]. Несмотря на гораздо большее обилие окраски Dunaliella S., красные пигменты на клеточной мембране археи более заметны. Таким образом, наряду с Dunaliella S., вышеуказанные биологические сообщества микроорганимов Halobacterium также вносят свой вклад в красную окраску рапы и розовой соли гиперсалиновых озёр.
В биологической зоне гиперсалиновых озёр наряду с фотопродуцирующими водорослями также сосуществуют, в определённых энергетических соотношениях, серно-пурпурные бактерии вида Halobacterium, которые нуждаются в меньшем количестве свободной энергии, доставляемой солнечным светом. Род галобактерий является специфическим галофильным видом археи представленным микроорганизмами, растущими в условиях чрезвычайно высокой солёности среды. Этот вид археи может служить хорошей моделью для изучения некоторых аспектов эукариотической
биологии, так как их некоторые штаммы можно выращивать в лабораторных условиях. Сравнение генома галлофилов с другими прокариотами может дать представление о микробной адаптации к экстремальным гиперсалиновым системам и возможности максимализации их продукции в биотехнологическом производстве. Эти архебактерии являются прокариотами, но генетически они очень далеки от более развитых бактерий, в связи с их эволюцией в суровых условиях и многие из них являются экстремофилами. В условиях чрезвычайной солёности среды и высокой интенсивности солнечного света галобактерии накапливают также красный каротиноидный пигмент в их клетках, создают окрашенную мембрану, защищающую бактерию от повреждения УФО, при этом они окрашиваются в цвет пигмента, придавая водной среде красный цвет, наряду с Dunaliella S.. Наиболее распространёнными местами их обитания являются Мёртвое море, большое Солт-Лейк, и гиперсалиновые озёра, Юга Франции и Магади, а также озеро Хиллер в Австралии и озеро Сасык Сиваш в Крыму.
Галобактерии требуют среды с высокой концентрацией соли, и их ферментативные белки не будут функционировать в водных средах с низким содержанием солей. Они растут на аминокислотах в аэробных условиях. Они могут иметь стержневидную, палочковидную, в редких случаях кокковую форму, естественную окрашенность в красный или фиолетовый цвет. Они воспроизводятся с использованием бинарного деления и являются подвижными бактериальными формами. Оптимальная для обитания галобактерий температура среды 37°С.
В настоящее время проводятся генетические исследования различных видов архебактерий с секвенированием генома и молекулярно-биологическое изучение функционально важных внутриклеточных бактериальных белков. Фиолетовые виды Halobacterium обязаны своим цветом бактериородопсину, светочувствительному белку, который обеспечивает химическую энергию для клетки, используя солнечный свет. Расположение молекулы бактериородопсина в клеточной мембране галофильной бактерии в 2015 году исследовали Мосин О. В. и Игнатов И. [15].
Оболочка бактерий образуется одной липид-бислойной мембраной окружённой на поверхности клетки гликопротеином. Многие виды Halobacterium обладают белковыми органеллами, называемыми «газовыми пузырьками». Белок бактериородопсина химически очень похож на светочувствительный пигмент родопсин, обнаруженный в сетчатке глаза позвоночных.
Под воздействием света молекулы бактериородопсина могут излучать терагерцовые волны. Этот светочувствительный белок
под действием света запускает циклические превращения, сопровождающиеся перестройкой молекулы и переносом протона.
Перенос заряда сопровождается излучением в терагерцовом диапазоне волн. Экспериментальное освещение молекулы родопсина специальным лазером сильно замедляет проходящий через него сигнальный световой импульс [16]. Исследователями было заявлено, что на основе этого белка можно создать новый тип беспрецендентной оптической памяти с объёмом до 50 Терабайт на диске. Таковы перспективы современных биотехнологических исследований.
Цитоплазма бактерий для сохранения осмотического равновесия с гиперсалиновой средой внутриклетки поддерживаетвысокуюконцентрацию иона К, чем противодействует NaCl. Внутри цитоплазмы также обнаружены каратиноидные пигменты бактериореберины, которые защищают клетку от повреждения жёстким ультрафиолетовым светом. Основной пигмент в галофильных бактериях ß-каротин, который используется в пищевой промышленности как натуральный пищевой краситель. Также микробная клетка имеет ценность наличием ферментов: липазы, амилазы, протеазы, ксиланазы, которые используются в различных методах обработки пищевых продуктов и перспективны в фармацевтическом применении. Известно применение этих ферментов с целью улучшения процесса ферментации солёной пищи, улучшению качества теста при выпечке хлеба и при производстве кофе. Многими галофильными бактериями выделяются биосурфактанты, которые могут потенциально применяться для очистки от нефтяных загрязняющих углеводородов, ксенобиотических соединений и тяжёлых металлов, превращая их в менее токсичные соединения. Halobacterium также изучаются для фармацевтического применения биологически активных соединений, которые они производят, включая противораковые агенты, антимикробные биосурфактанты и антибиотические метаболиты [4]. Эти микроорганизмы участвуют в образовании розовой соли, развивая в гиперсалиновой среде высаливание тонких корковидных кристаллов соли на поверхности своих популяций, чем могут смягчить воздействие на них жёстких ультрафиолетовых лучей одновременно бактерии включаются в кристаллы соли, придавая ей характерную окраску.
Вышеописанные микроводоросль Dunaliella S. и архебактерия в экологической системе гиперсалиновых озёр несомненно имеют биологическую взаимосвязь и возможные трофические цепочки в передаче биоэнергетических макромолекул и взаимодействие со световой энергией Солнца, о чём в 1938 году указывал известный отечественный исследователь
микробиоты Сакского озера Пельш А. Д. в своей работе: «О биологической зоне Сакских грязей» [17].
В высококонцентрированной солёной среде лиманных озёр над залежами лечебной грязи образуется фитосинтезирующая биологическая зона, состоящая из трёх микрозон.
Микрозона I населена сине-зелёными водорослями, приспособленными к интенсивному облучению прямыми лучами солнца путём образования защитных пигментов, маскирующих фитоактивный пигмент хлорофилла. В связи с этим этот слой окрашен в розовато-бурый цвет.
Микрозона II также населена сине зелёными водорослями, но лишёнными защитного пигмента, т.к. первая зона является световым экраном и поглощает прямые лучи солнца.
Микрозона III - связана с развитием здесь анаэробных фотосинтезирующих серобактерий серно-пурпурного цвета в виде плёнки, которые нуждаются в меньшем количестве энергии солнца.
Зона IV - является субстратом образующейся в рапе сульфидно-иловой грязи с тёмными прослойками гетеротрофных микроорганизмов, характерных для состава лечебных пелоидов.
Поверхностные три микрозоны являются продуктивной средой для накопления органических веществ с последующим их распадом на биоорганические вещества, которые придают грязи свойства восстановленной среды и потенциируют её лечебную эффективность [17].
Как видно из основополагающей работы Пельш А. Д. и последующих наших исследований, эти два микроорганизма, находясь в совместном симбиозе и с гиперсалиновой средой лиманных озёр, являются биологически важными продуцентами не только розовой соли, но и лиманных целебных сульфидно-иловых грязей. Несомненно, современный уровень развития научных биотехнологий и практической биомедицины требуют с нашей стороны исследовать эту микробиотическую среду во взаимосвязи с уникальными лечебными факторами лиманных озёр Крыма: среду развития микроорганизмов - рапу, продуцированные ею сульфидно-иловые грязи и образование розовой соли. К сожалению, последний вид лечебного фактора не находит широкого применения в санаторно-курортной практике, хотя востребован во многих странах мира. О внедрении в практику бальнеологического лечения живой розовой соли неоднократно указывал и обосновал её применение профессор Каладзе Н. Н. 20002016 г. Начиная с 2017 года на Евпаторийском курорте только в санатории «Буревестник» начали применять по типу рапных специальные разводные ванны из розовой соли озера Сасык-Сиваш и изучать их влияние на организм больных с различной патологией (д.м.н. Поберская В. А.).
Материал и методы
Первоначально нами было проведено визуальное наблюдение Крымских лиманных озёр: Сасык-Сиваш (район образования и добычи розовой соли), Мойнаки (полная акватория и рабочая часть озера за дамбой с прилегающими регенерационными бассейнами) и Чокрак (Западный берег) в период максимальной минерализации рапы и высаливания розовой соли (август-сентябрь-октябрь 2017 года). В конце лета и начало осени 2017 года в этих озёрах наблюдались высокая степень минерализации рапы и развитие в гиперсалиновой водной среде каротиноидных водорослей Dunaliella S., с прилегающими микрозонами зелёных водорослей и нижележащими колониями Halobacterium, которые придавали интенсивную розово-сиреневую окраску лиманной рапе в определённых частях водоёмов, где происходило образование розовой соли.
Несколько лет подряд, вследствие засушливого лета, в солончаковой рабочей части Мойнакского озера наблюдается естественное образование розовой соли характерной окраски при иссыхании определённой акватории указанной части водоёма. Аналогичный эффект окрашивания рапы в трёх регенеративных бассейнах за счёт развития в них каротиноидного биологического сообщества микроорганизмов также в конце летнего сезона приводило к интенсивному высаливанию розовой соли наряду с иссыхающей акваторией рабочей части озера Мойнаки.
При этом значительно большая часть Мойнакского озера (ландшафтное зеркало водоёма) сохраняла сравнительно меньшую минерализацию рапы, где развивались в основном зелёные водоросли, обусловившие окраску данной части озера, что хорошо видно на снимке из космоса.
Таким образом, гиперсалиновая северная часть озера Мойнаки является уникальным естественным бассейном для образования розовой соли и создания биотехнологического центра по изучению гиперсалиновых и морских биокультур, что важно для перспективного развития Евпаторийского курорта и экономики Крымского региона, а это требует создания особой экологической охранной зоны федерального значения «Мойнаки».
Нами были взяты пробы окрашенной рапы и солевых отложений из озёр: Чокрак (западной части прибрежной зоны), Мойнаки (рабочей части) и регенерационных бассейнов грязелечебницы. При этом, согласно сохранению трёх фитосинтезирующих биологических микрозон, была взята рапа, солевые отложения и донные субстанции сульфидно-иловых грязей (IV зона) вышеуказанных водоёмов для модельного изучения естественного взаимодействия микрозон с зоной продуктивных пеллоидов с целью искусственного культивирования Dunaliella S..
Взятые пробы живой розовой соли в
гиперконцентрированнои рапе из всех перечисленных водоёмов были микроскопированы на предметных стёклах под микроскопом «Биолаб» с увеличением х40 и х90. Микроскопическая картина взятых проб показала наличие кристаллизации розовоИ соли: кристаллы, окрашенные в светло-розовый цвет с наложением на них определённого количества розово-бурых одноклеточных водорослей и, местами, образование колоний Dunaliella S.
Нами начаты предварительные исследования по созданию новых лечебных препаратов из розовой соли для применения в косметологии и офтальмологии с разработкой методик по оценке их эффективности.
Результаты
В искусственных условиях (in vitro) были промоделированы гиперсалиновые биологические микрозоны, в которых одновременно продуцируется розовая соль во взаимодействии с IV зоной грязевых слоёв в ранее взятых пробах из озёр Мойнаки и Чокрак. Наши исследования показали действительность разделения этих микрозон и развития Dunaliella S. в гиперсалиновой среде над грязевым слоем с образованием характерных кристаллов розовой соли, особенно в пробах, взятых из рабочей части озера Мойнаки при моделировании процесса (Фотография 1).
Фотография 1. Образование розовой соли в фотосинтезирующих средах проб из озёр Мойнаки и Чокрак.
1) Более интенсивно окрашенная в розовый цвет рапа биологической фотосинтезирующей зоны, образованной Dunaliella S. и Halobacterium.
Выпавшие над грязевыми отложениями кристаллы розовой соли.
IV зона грязевых отложений с характерными гетеротрофными микроорганизмами.
Моделируемый процесс в пробах из рабочей части Мойнакского озера происходит более интенсивно, чем в пробах с западной части озера Чокрак.
Эти пробы окрашенной рапы с кристаллами соли
2)
3)
4)
были культивированы в искусственных условиях при оптимальной температуре (+22° С), при естественном солнечном облучении и сохранении исходной озёрной концентрации рапы отдельно в каждом отобранном объекте изучаемых водоёмов. Учитывая максимальное развитие и окрашивание микроводорослей в пробах, взятых из рабочей части озера Мойнаки, мы провели микроскопирование
именно этих образцов (Фотография 2). □
Фотография 2. Образец рапы с розовой солью из гиперсалиновой части озера Мойнаки
1) Кристаллы соли, окрашенные в розовый цвет.
2) Наложение на кристаллы розово-бурых одноклеточных водорослей.
3) Скопления водорослей Dunaliella S. в виде колоний на иссыхающих кристаллах соли
После культивирования мы наблюдали в культуре гиперсалиновой водной среды развитие и увеличение количественных показателей одноклеточных каротиноидных водорослей, которые более интенсивно окрашивали исходную рапу в розовато-сиреневый цвет. Микроскопирование на стёклах показало высаливание кристаллов с более интенсивным их окрашиванием и размножением в среде Dunaliella S. с увеличением их количества и плотности колоний (Фотография 3).
Таким образом, наши предварительные исследования показали возможность
культивирования микроводорослевой среды в искусственных условиях независимо от сезонов года при наличии естественного солнечного освещения, оптимальной температуры и питательной среды из органических веществ. Добавление в гиперсалиновую среду разведённого крахмала значительно увеличивало количество ß-каротиноидных водорослей с более выраженным окрашиванием внутриклеточной среды Dunaliella S. пигментами и они стали заметнее также в кристаллах соли (Фотография 4).
Обсуждение
В настоящее время зарубежные исследователи [1,2,5,11] используют Dunaliella S. в качестве исследовательской модели, как организм для экологической оценки и изучения адаптации
Фотография 3. Исследование гиперсалиновой среды рапы после культивирования Dunaliella S.
1) Кристаллы розовой соли с пигментными включениями.
2) Увеличенное количество крупных одноклеточных водорослей в пробе.
3) Скопление большего числа колоний в культивируемой
2
1
Фотография 4. Высаливание кристаллов розовой соли с интенсивно размножившимися Dunaliella S.
1) Кристаллы розовой соли полностью покрытые пигментными водорослями.
2) Увеличение плотности и количества одноклеточных водорослей в микроскопируемых образцах.
3) Формирование сплошных колоний Dunaliella S. на кристаллах соли с интенсивным их окрашиванием при добавлении в гиперсалиновую среду разведённого крахмала.
микроводорослей в засоленных средах лиманных озёр и для развития биотехнологических процессов максимализации получения из них ß-каротина и природного глицерина, а также как биологический объект продукции микроэлементов и биоорганических соединений в медицинских и косметических целях [1,11]. Наши исследования открывают новую страницу в изучении данного микроорганизма в Крымских гиперсалиновых озёрах, и направлены на увеличение формирования розовой соли в летний период и поддержание её продукции круглогодично в искусственных
условиях в специально оборудованных полигонах (чеках). Условия их культивирования возможно создать в лиманных озёрах Крымского полуострова и для этой цели оптимально подходит рабочая часть озера Мойнаки, где данная каратиноидная водоросль обитает в естественных условиях. Кроме того, данная гиперсалиновая часть озера Мойнаки и регенерационные бассейны могут быть использованы для изучения формирования биоорганических соединений непосредственно в самих сульфидно-иловых грязях при их взаимодействии с продуктивными микрозонами (Пельш А. Д.) и содержащимися в рапе колониями водорослей Dunaliella S. и Halobacterium.
В дальнейшем для нас особенный интерес представляет четвёртая микрозона, которая является субстратной субстанцией лечебных грязевых отложений, где развиваются гетеротрофные микроорганизмыизродаАрхибактерий,образующих в пеллоидах особые биологически активные вещества (ферменты, витамины, биоорганические соединения в комплексе с микроэлементами) и придающие грязи свойства восстановленной среды. Эта зона является основой лечебной сульфидно-иловой грязи с характерной микрофлорой. Грязевые отложения сложены из чередующихся светлых и темных прослоек, составляющих лечебные пеллоиды с соответствующими им прослойками -микрозонами. Это среда симбиоза микроводорослей с гетеротрофными микроорганизмами.
Выводы
На рабочей части озера, за ограничительной дамбой, прилежащей к грязелечебнице Мойнаки, в настоящее время происходит естественный процесс образования розовой соли, что хорошо видно на приведённом снимке, сделанном из космоса в реальном времени. Этот процесс замечен и в трех прилегающих регенерационных бассейнах, залитых окрашеной рапой содержащей р-каратиноидные водоросли.
Используя рабочую часть озера Мойнаки и грязевые регенерационные бассейны, содержащие гиперсалиновую рапу, возможно проводить исследования по интенсификации условий образования розовой соли и получения её целебного сырья на этих естественных полигонах в летний период года, а в межсезонье при искусственно оборудованных регенеративных грязе-солевых бассейнах. Озеро Мойнаки является биологически ценным объектом, где гармонично сосуществуют в естественных условиях микробиота необходимая для образования розовой соли, которую можно использовать в лечебных целях на Евпаторийском курорте. Наши исследования показали возможность сохранения и культивирования микроводорослей Dunaliella S. в солевых растворах при моделировании естественных условий с оптимальной температурой их жизненного цикла и природном солнечном облучении. Дальнейшие исследования будут проводиться при искусственном УФО, создании питательной среды и оптимальной температуры необходимой для роста водорослевой моринокультуры в контролируемых условиях круглогодично.
Для этих целей необходимо воссоздать химико-аналитическую лабораторию и охраняемую природную биологическую зону среды обитания Dunaliella S. при рабочей части озера Мойнаки для проведения научно-практических исследований по данной тематике.
Создание экспериментального полигона и химико-аналитической лаборатории даст возможность проведения современных исследований, продолжения изучения биологических ресурсов моринокультур гиперсалиновых озер Крымского полуострова и разработки биотехнологических процессов интенсификации получения розовой соли, а также эффективной генерации и регенерации залежей лечебных сульфидно-иловых грязей Мойнакского озера.
Oren A. A century of research on the Dunaliella: 1905-2005 Saline Systems [Internet]. Jerusalem, Israel: The Institute of Life Sciences, The Hebrew University of Jerusalem; 2005 [cited 2005 Jul 4]. Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/ . doi: 10.1007/1-4020-3633-7 31.
Farahat N., Rabhi M., Falleh H. et al.; Physiological Society of America. Optimization of salt concentrations for obtaining higher carotenoids in Dunaliella salina. Chlorophyceae. 2011. doi: 10.1111 / j.1529-8817.2011.01036.x. Brock T. Salinity and ecology of Dunaliella from the Greater Salt Lake. Journal of General Microbiology. 1975 . Jung, Kwan-Wu; Lim et al. Mechanisms of microbial radiation resistance. Journal of Microbiology. 2017; 55 (7): 499-507. doi : 10.1007 / s12275-017-7242-5 .
Oren A., Rodriguez-Valera F. Contribution of halophilic bacteria to the red coloration of saltern crystallizer ponds.
FEMS Microbiology Ecology. 2001; doi: 10.1016/s0168-6496(01)00124-6 .
Martinez G., Cifuentes A., Gonzalez M. et al. The influence of salinity on the sexual activity of Dunaliella salina (Dunal) Teodoresco, strain C0NC-006. Revista Chilena de Historia
Литература/References
10.
11.
12.
Natural. 1995.
Olmos J., Paniagua J., Contreras R. Molecular identification of Dunaliella sp. using the 18S rDNA gene. [letter] Applied Microbiology. 2000; doi: 10.1046/j.1472-765x.2000.00672.x . Smith D., Lee R., Cushman J. et al. Dunaliella salina organelle genome: large sequences overestimated by intron and intergenic DNA. Biology of plants BMA. 2010; doi: 10,1186 / 1471-222910-83.
Shariati M., Hadi M. R. Microaggregate biotechnology and bioenergy in Dunaliella. Biomedical Engineering. 2011; doi: 10.5772 / 19046.
Tammam A., Fakhri E., El-Shekh M. The effect of salt stress on the antioxidant system and the metabolism of active oxygen species in the saline solution of Dunaliella and Dunaliella tertiolecta. African Journal of Biotechnology. 2011; doi: 10.5897 / AJB10.2392.
Schilipaulis L. Extensive commercial cultivation of Dunaliella. Bioresource Technology. 1991; doi: 10.1016 / 0960-8524 (91) 90162-D.
Chen H., Lu Y., Jiang J. Comparative analysis of key enzymes of the metabolic cycle of the glycerol cycle in Dunaliella salina
with osmotic stresses. PLoS ONE. 2012; doi: 10.1371 / journal. pone.0037578.
13. Gimmler H., Härtung W. Low permeability of the plasma membrane Dunaliella parva for Solutes. Journal of Plant Physiology. 1988; doi: 10.1016 / S0176-1617 (88) 80132-9.
14. Johnson M., Johnson E., MacElroy R. et al. Effect of salts on the halophilic Alga Dunaliella viridis. Journal of Bacteriology. 1968.
15. Мосин О. В., Игнатов И. Синтез природного фотопреобразующего фотохромного белка бактериородопсина из пурпурных мембран галобактерий Halobacterium Halobium. // Наукоемкие технологии. -2013. - №12. [Mosin O. V., Ignatov I. Sintez prirodnogo
fotopreobrazuyushchego fotokhromnogo belka
bakteriorodopsina iz purpurnykh membran galobakteriy Halobacterium Halobium. Naukoyemkiye tekhnologii. 2013;(12). (in Russ.)]
16. Groma G. I. Hebling J. Kozma I. Z. et al. Terahertz radiation of bacteriorhodopsin revealed correlated processes of transfer of primary electrons and proton. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2008; 105 (19): 6888-6893. doi: 10.1073 / pnas.0706336105.
17. Пельш А. Д. О биологической зоне Сакских грязей. // Микробиология. - 1938. - Т.6. - №8.-С.85-87. [Pel'sh A. D. O biologicheskoy zone Sakskikh gryazey. Mikrobiologiya. 1938;6(8):85-87. (in Russ.)]
Сведения об авторах
Бикметов Марат Сулейманович - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник по курортологии и физиотерапии, преподаватель Государственного автономного образовательного учреждения среднего профессионального образования Республики Крым «Евпаторийском медицинском колледже», ул. Крупская 52, г. Евпатория, 299007, тел.: +7(978)0036241; Прядко Николай Юрьевич - врач-педиатр, врач-физиотерапевт медицинского центра «Праксис», ул. Севастопольская 27, г. Симферополь, Республика Крым, Российская Федерация, 295001, тел. +7(978) 8602165, mail: lineavit4e@gmail.com ; Прядко Нина Николаевна - врач дерматолог медицинского центра «Праксис» ул. Севастопольская 27, г. Симферополь, Республика Крым, Российская Федерация, 295001, тел. +7(978) 8602201, mail: zvono4ek@gmail.com
Бикметова Гульзифа Маратовна - врач-офтальмолог, ГБУЗ Городская больница №2, ул. Супруна 19, г.Севастополь, 299007, тел.:+7(978)8225644
Конфликт интересов. Авторы данной статьи заявляют об отсутствии конфликта интересов, финансовой или какой-либо другой поддержки, о которой необходимо сообщить.
Поступила 20.04.2019 г
Conflict of interest. The authors of this article confirmed financial or any other support with should be reported.
Received 20.04.2019
