CC BY
73
Биологическая активность липосомного силибинина
* Н. Б.ФЕЛЬДМАН1, О. И. ГУДКОВА', В. Н. КУРЬЯКОВ2, Т. И. ГРОМОВЫХ', А. А. БАРАНОВА3, В. С. САДЫКОВА3, С. В. ЛУЦЕНКО1
1 Первый московский государственный медицинский университет им. И. М. Сеченова, Москва
2 Институт проблем нефти и газа РАН, Москва
3 НИИ по изысканию новых антибиотиков им. Г.Ф. Гаузе, Москва
Biological Activity of Liposomal Silibinin
*N. B. FELDMAN1, O. I. GUDKOVA1, V. N. KURYAKOV2, T. I. GROMOVYKH1, A. A. BARANOVA3, V. S. SADYKOVA3, S. V. LUTSENKO1
1 I. M. Sechenov First Moscow State Medical University, Moscow
2 Oil and Gas Research Institute RAS, Moscow
3 Gause Institute of New Antibiotics, Moscow
Цель работы — получение и характеристика липосомного силибинина, а также исследование его противоопухолевой и антимикробной активности. Липосомы получали методом гидратации тонкослойной пленки буферным раствором с последующим многократным замораживанием—оттаиванием дисперсии фосфатидилхолин-холестерин-силибинин. Установлено, что липосомный силибинин проявляет ингибирующий эффект в отношении опухолевых клеток печени (линия HepG2) и предстательной железы (линия DU145). Кроме того, липосомный силибинин оказывает выраженное антибактериальное действие в отношении бактерий и фунгистатическое действие в отношении токсигенных микромицетов, что может свидетельствовать о его эффективности как антимикробного средства и фунгистатика для снижения негативного действия микотоксинов плесневых грибов.
Ключевые слова: силибинин, липосомы, противоопухолевая активность, антимикробная активность.
The aim of the study was to obtain and characterize liposomal silibinin, as well as to study its antitumor and antimicrobial activity. Liposomes were obtained by hydration of a thin-layer film with a buffer solution followed by multiple freezing-thawing of the dispersion of phosphatidylcholine-cholesterol-silibinin. It has been established that liposomal silibinin has an inhibitory effect against liver (HepG2 line) and prostate gland (DU145 line) tumor cells. In addition, liposomalosilinin has a pronounced antibacterial effect against bacteria and a fungistatic effect on toxigenic micromycetes, which may indicate its effectiveness as an antimicrobial and fungistatic agent for reducing the negative effect of mycotoxins of mold fungi.
Keywords: silibinin, liposomes, antitumor activity, antimicrobial activity.
Введение
Силибинин представляет собой флаволигнан из расторопши пятнистой, проявляющий выраженную гепатопротекторную активность [1—3]. Силибинин является сильным антиоксидантом, активность которого в несколько раз превосходит активность известного антиоксиданта витамина Е [4]. Поскольку как антиоксидант силибинин улавливает свободные радикалы, препятствуя перекисному окислению липидов и повреждению клеточных макромолекул, органелл и биомембран, гепатопро-текторное действие силибинина во многом определяется его антиоксицантными свойствами. Кроме того, силибинин препятствует проникновению токсинов в клетки печени благодаря стабилизирующему действию на плазматическую мембрану.
© Коллектив авторов, 2017
*Адрес для корреспонденции: E-mail: [email protected]
Печень является важнейшим барьером на пути проникновения опасных ксенобиотиков в организм человека. Попадающие в организм человека с пищей афлатоксины, продуцируемые некоторыми видами микромицетов (плесневых грибов) — аспергиллов (Aspergillus flavus, A.para-siticus, и др.), представляют серьёзную угрозу для организма человека и, особенно, для клеток печени. Микроскопические грибы — контаминаторы зерновых и орехов, продуцируют, в частности, афлатоксин В1, который чрезвычайно токсичен и обладает сильнейшей гепатотоксичностью и ге-патоканцерогенной активностью [5]. Показано, что силибинин ингибирует индуцируемое афла-токсином В1 перекисное окисление липидов печени и почек, защищая, таким образом, эти органы от повреждения [6].
В ряде исследований показано, что силиби-нин, наряду с антиоксидантной, обладает также
противоопухолевом, противовоспалительной, антиартритной и антиангиогенной активностью [7]. Противоопухолевое действие силибинина продемонстрировано in vitro в отношении различных линий опухолевых клеток человека — эпи-дермоидной карциномы А431 [8], рака желудка MGC-803 [9], карциномы кишечника HT-29 [10], карциномы молочной железы MCF-7 и MDA-MB-231 [11, 12]. Во всех случаях силибинин подавлял пролиферацию и вызывал апоптотичес-кую гибель опухолевых клеток.
Несмотря на высокий терапевтический потенциал, максимально эффективному применению силибинина препятствует его низкая растворимость в биологических жидкостях и маслах. Силибинин плохо всасывается эпителием кишечника, что обусловливает его низкую биодоступность [13, 14]. Перспективным путём повышения биодоступности силибинина является его применение в составе липосомных наночастиц. Липосомы, построенные главным образом из фо-сфолипидов, могут сами по себе выполнять гепа-топротекторные функции, определяемые репа-рирующими свойствами фосфолипидов в отношении плазматической мембраны [15]. Включение в их состав силибинина может значительно увеличить его биодоступность и обеспечить проявление максимального гепатопротекторного и противоопухолевого эффекта. Также продемонстрирована антибактериальная активность силибинина в отношении грамположительных бактерий Bacillus subtilis и Staphylococcus epidermidis [16]. Поэтому представляет интерес исследование антимикробного потенциала липосомного препарата. В связи с этим задачей настоящего исследования являлось получение и характеристика липосомного силибинина, а также исследование его противоопухолевой и антимикробной активности. В настоящей работе мы получили липосом-ный силибинин и исследовали его противоопухолевую активность на культурах опухолевых клеток линий HepG2 и DU145. Также была исследована антимикробная активность препарата в отношении условно--патогенных микроскопических грибов, а также грамположительных и грамо-трицательных бактерий.
Материал и методы
Материалы. В работе использовали силибинин, L-a-фос-фатидилхолин, холестерин, 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперази-нэтансульфоновую кислоту (HEPES), Твин-80, фосфатно-со-левой буфер (PBS), сахарозу, Сефадекс G-50 (Sigma Chemicals Co., США), хлороформ, ацетонитрил, трифторуксусную кислоту, ЭДТА, метанол (PanReac AppliChem, Германия).
Получение липосомной формы силибинина. Липосомы получали методом гидратации тонкослойной плёнки буферным раствором (HEPES) с последующим многократным замораживанием—оттаиванием дисперсии фосфатидилхолин-холе-стерин-силибинин. На первом этапе готовили отдельно исходные растворы фосфатидилхолина (10 мг/мл), холестерина
(5 мг/мл) и силибинина (10 мг/мл). К смеси фосфатидилхолина и холестерина в хлороформе (молярное соотношении 2:1) добавляли соответствующее количество силибинина. Хлороформ удаляли на роторном испарителе, в атмосфере азота до формирования тонкой липидной плёнки, которую гидратировали при 65°С добавлением буфера (20 мМ HEPES, рН 7,4), содержащего для увеличения растворимости силибинина детергент твин-80 (1,5% об.) [17]. Дисперсию инкубировали на водяной бане при 50°С в течение 1 ч при встряхивании для получения мультивезикулярных липосом. Суспензию подвергали 7-кратному замораживанию в жидком азоте и оттаиванию на водяной бане при 50°С. Наноразмерные липосомы получали с помощью экструдера Avanti Mini-Extruder (Avanti Polar Lipids, Inc., США), путём семикратного продав-ливания полученной дисперсии через поликарбонатный ядерный фильтр с размером пор 100 нм.
Определение формы, размера и дзета-потенциала частиц. Изучение формы и размеров полученных липосомных частиц силибинина осуществляли на сканирующем электронном микроскопе JEOL JSM-6490LV (Япония). Исследуемые пробы покрывались 20 нм (40 с при 40 мА) слоем платины в автоматическом коутере JEOL JFC-1600.
Измерение размеров липосомных частиц и дзета-потенциала проводили методом динамического рассеяния света, или фотонной корреляционной спектроскопии на оборудовании Photocor Compact (Россия), угол рассеяния 90°, лазер 654 нм, 30 мВт [18]. Измерения проводились при температуре 25°С, время накопления корреляционных функций 60 с.
Очистка липосом. Очистку липосомной дисперсии от нев-ключившегося свободного силибинина проводили на гель-фильтрационной колонке с носителем Сефадекс G-50, уравновешенным 20 мМ фосфатно-солевым буфером, рН 7,4, содержащим 5% сахарозы. При очистке наносили 5 мл липосомной дисперсии силибинина. Элюирование препарата липосом проводили тем же буферным раствором при скорости потока 0,8 мл/мин. Процесс очистки контролировали с помощью УФ-детектора при X 300 нм. Фракции элюата, содержащие ли-посомный препарат, объединяли и лиофильно высушивали с помощью лиофилизационной сушилки «Alpha 1-2LD plus» (Martin Christ Gefriertrocknungsanlagen GmbH, Germany). Лио-филизированный препарат липосом хранили при +4°C.
Определение степени включения силибинина в липосомы. Для определения эффективности инкапсулирования силиби-нина в липосомы использовали метод ВЭЖХ. Суспензию липосом диализировали против PBS. К 100 мкл препарата липосом после диализа добавляли 200 мкл метанола, перемешивали и подвергали обработке ультразвуком в течение 5 мин. Затем образец центрифугировали и отбирали 60 мкл супернатанта для ВЭЖХ-анализа. Анализ проводили с помощью хроматографа Agilent Technologies 1260 Infinity (USA) на обращенно-фазовой колонке С18. Подвижная фаза состояла из ацетонит-рила, содержащего трифторуксусную кислоту (0,1%), при скорости потока 1 мл/мин. Элюат с колонки мониторировали при длине волны 300 нм. Концентрацию силибинина определяли по калибровочному графику, построенному с помощью стандартного образца силибинина. Эффективность включения си-либинина в липосомы (E) рассчитывали по формуле:
„ _ (Количество силибинина в липосомах, мг) , „п0/
E--7777-7-—-ххии/о
(Общее количество силибинина, мг)
Исследование динамики высвобождения силибинина из липосом. Изучение динамики высвобождения силибинина проводили с помощью метода диализа [19]. Перед использованием диализные мешки кипятили в 10 мМ ЭДТА в течение 10 мин, промывали и оставляли в деионизированной воде до проведения эксперимента. Липосомную дисперсию (20 мл) в диализном мешке помещали в термостатируемый шейкер и диализировали при 37°С, в течение 70 ч, при перемешивании (50 об/мин) против буферного раствора (20 мМ фосфатно-
з. lö SOS ICOD
ülIBb«X "'HECib I Ш1
Рис. 1. Распределение частиц липосомного силибинина по размерам, определённое методом динамического рассеяния света.
солевой буфер, pH 7,4), содержащего 1% метанол. В качестве контроля использовали свободный силибинин, который диа-лизировали в аналогичных условиях. Образцы отбирали для анализа через определённые промежутки времени, добавляя к исходному диализному раствору тот же объём свежего буфера. Содержание силибинина в диализате определяли с помощью ВЭЖХ. Все данные приведены как средние значения трёх экспериментов.
Определение цитотоксической активности (ЦТА) липосомного силибинина in vitro. В работе использовали опухолевые клетки линий HepG2 (клетки гепатобластомы человека) и DU145 (карцинома простаты человека). Клетки исследуемых линий за 1 сут до эксперимента рассеивали в 96-луночные планшеты для микротитрования (Corning, США) в среде для культивирования в плотности 5000—7000 клеток в лунку. Инкубировали клетки с растворами исследуемых препаратов в различных концентрациях в стандартных условиях 72 ч, после чего определяли выживаемость клеток с помощью МТТ-теста согласно методике [20]. ЦТА препарата выражали в единицах IC50 (молярная концентрация препарата, вызывающая гибель 50% клеток).
Определение антимикробной активности липособного си-либинина. Антимикробную активность липосомного сили-бинина оценивали методом диффузии в агар на тест-культурах условно-патогенных грибов и бактерий из коллекции культур НИИ по изысканию новых антибиотиков имени Г.Ф. Гаузе. Условно-патогенные грибы принадлежали к ми-кромицетам рода Aspergillus: A.ustus 6К , A.fumigatus КБП F24, A.niger INA 00760; токсигенные виды рода Penicillium: P.chrysogenum VKM F-4499, P.brevicompactum VKM F-4481; дрожжевые условно-патогенные грибы — Candida albicans АТСС 2091. Антибактериальное действие определяли с использованием тест-культур штаммов грамположительных Bacillus subtilis АТСС 6633, B.coagulans 429 и грамотрицатель-ных бактерий — E.coli ATCC 8739. Использовали стерильные бумажные диски (бумага фильтровальная Ф ГОСТ 1202676), на диск наносили 50 мкл препарата с концентрацией 8,26 мг/мл (413 мкг/диск) и высушивали в стерильных условиях. Высокоактивными считали препараты, у которых зона задержки роста тест-организма составляла 25 мм и более, умеренно активными препаратами считались с зоной задержки роста 10—25 мм и слабоактивными — с зоной менее 10 мм [21]. Для сравнения использовали стандартные диски с нистатином («НИИ Пастера», 40 мкг/мл) и амоксиклавом («НИИ Пастера», 10 мкг/мл).
Минимальную подавляющую концентрацию (МПК) липосомного препарата силибинина определяли методом двукратных серийных разведений на штаммах грамположительных бактерий — Bacillus subtillus АТСС 6633, и гра-
мотрицательных бактерий — Escherichia coli ATCC 8739. Суспензию инокулята тест-организмов разводили в стерильном физиологическом растворе, доводя до оптической плотности 0,5 по стандарту мутности МакФарланд. Эксперименты проводили в жидких средах: мясо-пептон-ном бульоне с глюкозой (для Bacillus subtillus и B.coagulans 429) и среде Кесслера (для Escherichia coli) с содержанием препарата в среде от 206,5 до 826 мкг/мл в стерильных 2 мл пробирках. МПК определяли как минимальную концентрацию препарата, полностью предотвращающую рост тест-организма [21].
Результаты исследования
Липосомы получали методом гидратации тонкослойной плёнки буферным раствором (HEPES) с последующим многократным замораживанием—оттаиванием дисперсии фосфатидил-холин-холестерин-силибинин. По данным электронной микроскопии липосомы, содержащие силибинин, представляют собой наноразмерные частицы сферической формы.
Средний размер полученных липосомных частиц с включенным в их состав силибинином, определённый с помощью метода динамического светорассеяния, составлял 120,1±2,4 нм (рис. 1); дзета-потенциал -48,2±1,7 мВ.
Принято считать, что для обеспечения стабильности и предотвращения агрегации липо-сомных частиц значения дзета-потенциала должны превышать -30 мВ [22]. Полученные нами ли-посомные наночастицы силибинина отвечают данному условию, и характеризующий их дзета-потенциал (-48,7+1,7 мВ) является достаточным для обеспечения их стабильности.
Эффективность включения силибинина в липосомы составляла 72,8+3,5%. Описано получение крупных липосом, со средним размером около 700 нм и эффективностью включения флаволигнанов силибинина порядка 65—70% [23, 24]. В настоящей работе были получены липосомы гораздо меньших размеров и при этом достигалась более высокая эффективность включения силибинина.
шала активность свободного флаволигнана как в экспериментах с клетками линии HepG2, так и DU145 (см. рис. 2). Цитотоксическая активность (ЦТА) липосомного силибинина в отношении клеток линии HepG2 (IC50 20,6 мкМ) была несколько выше его активности в отношении клеток линии DU145 (IC50 25,1 мкМ). Цитотокси-ческая активность свободного силибинина в отношении клеток линий HepG2 и DU145, составляла 37,8 мкМ и 42,9 мкМ, соответственно. Ци-тотоксическое действие силибинина может быть обусловлено подавлением фосфорилирования белков Rb/p107 and Rb2/p130, относящихся к системе ключевых регуляторов клеточного цикла [25]. Более высокая противоопухолевая активность липосомного силибинина, по сравнению со свободным флаволигнаном, а также возможность применения в форме водной нанодиспер-сии свидетельствует о наличии реальных перспектив для разработки на его основе терапевтических препаратов.
Липосомный силибинин проявил высокую антибактериальную активность в отношении грамположительных и грамотрицательных бактерий, в отличие от свободного силибинина, который обладал слабой активностью в отношении грамположительных бактерий. По сведениям D. R. de Oliveira с соавт., свободный силибинин подавляет рост Staphylococcus aureus ATCC 25923 в концентрации 1024 мкг/мл, но не был активен в отношении Escherichia coli ATCC 25922 в этой же концентрации и в сочетании с гентамицином в концентрации до 64 мкг/мл [26].
Липосомный силибинин также обладал фун-гистатическим действием в отношении условно-патогенных A.fumigatus КБП F24, A.niger INA 00760 и токсигенных мицелиальных микромице-тов р. Penicillium, а также дрожжевых грибов Candida albicans АТСС 2091 в концентрации 413 мкг препарата/диск (табл. 1).
D. G. Yun с соавт. было показано, что препарат свободного силибинина способен влиять на проницаемость мембраны у Candida albicans АТСС 90028, вызывая апоптоз, а также снижать метаболическую активность клеток, препятствуя формированию биопленок в концентрациях от 400 до 800 мкг/мл [27].
Таблица 1. Антимикробная активность препаратов силибинина в отношении условно-патогенных грибов и бактерий (диаметр зоны угнетения роста, мм)
Тест-организм Свободный силибинин Липосомный силибинин Нистатин Амоксиклав
Aspergillus fumigatus КБП F24 0 10 25 —
A.ustus 6К 0 0 21 —
A.niger INA 00760 0 9 15 —
Candida albicans АТСС 2091 0 10 25 —
Penicillium brevicompactum VKM F-4481 0 12 22 —
P.chrysogenum VKM F-4499 0 11 24 —
B.subtilis ATCC 6633 9 17 — 30
B.coagulans 429 8 15 — 25
E.coli ATCC 8739 0 24 — 21
Рис. 2. Цитотоксическая активность липосомной формы силибинина в отношении опухолевых клеток линий HepG2 (а) и DU145 (б).
Результаты исследования цитотоксической активности липосомной формы силибинина в отношении опухолевыж клеток линий Нер02 (гепа-тобластома человека) и БШ45 (карцинома простаты человека) представлены на рис. 2.
Препарат липосомного силибинина проявлял дозозависимую цитотоксическую активность в отношении опухолевых клеток обеих исследуемых линий. При этом цитотоксическая активность липосомного силибинина заметно превы-
Таблица 2. Минимальная подавляющая концентрация исходного и липосомного силибинина в отношении тест-культур бактерий, дрожжевых и мицелиальных грибов
Препарат силибинина МПК, мкг/мл
B.subtilis B.coagulans C.albicans A.niger E.coli
_ATCC 6633_429_ATCC 14053 ATCC 16404 ATCC 8739
Исходный_206,5_413_Н/а_Н/а_826_
Липосомный 206,5 206,5 Н/а Н/а 413
Примечание. Н/а - неактивен.
Была определена МПК в отношении условно-патогенных грибов и бактерий методом двукратных серийных разведений (табл. 2).
Установлено, что липосомный препарат силибинина в концентрации 206,5 мкг/мл полностью ингибировал Bacillus subtillus ATCC 6633 и B.coagulans 429, что свидетельствует о высокой активности. МПК для грамотрицательных бактерий составляет 413 мкг/мл, соответственно. При этом как свободный силибинин, так и липосомный препарат не оказывали выраженного фунги-цидного действия в отношении A.niger ATCC 16404 и Candida albicans ATCC 2091 в концентрации до 826 мкг/мл.
Обсуждение
Полученные данные свидетельствуют о том, что липосомный силибинин оказывает ингиби-рующий эффект в отношении злокачественных клеток печени, что наряду с ранее описанным ге-патопротекторным действием силибинина свидетельствует о возможном комплексном терапевтическом воздействии на печень при использовании липосомных форм флаволигнанов. Ингиби-рование роста клеток карциномы простаты также свидетельствует об имеющихся перспективах раз-
ЛИТЕРАТУРА
1. Abenavoli L, Capasso R, Milic N, Capasso F. Milk thistle in liver diseases: past, present, future. Phytother Res 2010; 24 (10): 1423—1432.
2. Feher J, LengyelG. Silymarin in the prevention and treatment ofliver diseases and primary liver cancer. Curr Pharm Biotechnol 2012; 13 (1): 210—217.
3. Vargas-Mendoza N, Madrigal-SantillanE, Morales-GonzalezA, Esquivel-Soto J., Esquivel-Chirino C, García-Luna Y. et. al. Hepatoprotective effect of silymarin. World J Hepatol 2014; 6 (3): 144—149.
4. Miguez M.P, Anundi I., Sainz-Pardo L.A., Lindros K.O. Hepatoprotective mechanism of silymarin: no evidence for involvement of cytochrome P450 2E1. Chem Biol Interact 1994; 91 (1): 51—63.
5. Ilic Z, CrawfordD, Vakharia D, Egner P.A., Sell S. Glutathione-S-trans-ferase A3 knockout mice are sensitive to acute cytotoxic and genotoxic effects of aflatoxin B1. Toxicol Appl Pharmacol 2010; 242 (3): 241—246.
6. Rastogi R, Srivastava A.K., Rastogi A.K. Long term effect of aflatoxin B(1) on lipid peroxidation in rat liver and kidney: effect of picroliv and silymarin. Phytother Res 2001; 15 (4): 307—310.
7. Gazak R, Walterova D, Kren V. Silybin and silymarin — new and emerging applications in medicine. Curr Med Chem 2007; 14 (3): 315—338.
8. Singh R.P., Tyagi A.K., Zhao J., Agarwal R. Silymarin inhibits growth and causes regression of established skin tumors in SENCAR mice via modulation of mitogen-activated protein kinases and induction of apoptosis. Carcinogenesis 2002; 23 (3): 499—510.
9. Wang Y.X., Cai H, Jiang^ G, Zhou T.B., Wu H. Silibinin inhibits proliferation, induces apoptosis and causes cell cycle arrest in human gastric cancer MGC803 cells via STAT3 pathway inhibition. Asian Pac J Cancer Prev 2014; 15 (16): 6791—6798.
10. Woo S.M, Min K.J., Kim S, Park J.W, Kim D.E. et. al. Silibinin induces apoptosis of HT29 colon carcinoma cells through early growth response-
работки противоопухолевых препаратов на основе липосомного силибинина, которые могли бы найти применение в терапии злокачественных новообразований предстательной железы. К преимуществам применения липосомного силиби-нина также относится возможность разработки на его основе инъекционных и трансдермальных лекарственных форм. В отличие от липосомного, свободный силибинин характеризуется низкой водорастворимостью, что значительно снижает возможности его эффективного терапевтического применения. Применение липосомного сили-бинина в противоопухолевой терапии может обеспечить высокий уровень накопления препарата в опухолевой ткани благодаря эффекту «пассивного нацеливания», связанного с аномальным развитием и высокой проницаемостью опухолевых кровеносных сосудов для липосомных частиц. Кроме того, липосомный силибинин оказывает выраженное антибактериальное действие в отношении бактерий и фунгистатическое действие в отношении токсигенных микромицетов, что может свидетельствовать о его эффективности как антимикробного средства и фунгистатика для снижения негативного действия микотокси-нов плесневых грибов.
1 (EGR-1)-mediated non-steroidal anti-inflammatory drug-activated gene-1 (NAG-1) up-regulation. Chem Biol Interact 2014; 211: 36—43.
11. Pirouzpanah M.B., Sabzichi M, Pirouzpanah S, Chavoshi H, Samadi N. Silibilin-induces apoptosis in breast cancer cells by modulating p53, p21, Bak and Bcl-XL pathways. Asian Pac J Cancer Prev 2015; 16 (5): 2087—2092.
12. Bayram D, Qetin E.S., Kara M, Ozgogmen M, Candan I.A. The apop-totic effects of silibinin on MDA-MB-231 and MCF-7 human breast carcinoma cells. Hum Exp Toxicol. 2017; 36 (6): 573-586.
13. Wang Y, Zhang L, Wang Q, Zhang D. Recent advances in the nan-otechnology-based drug delivery of Silybin. J Biomed Nanotechnol 2014; 10 (4): 543—558.
14. Song Y, Zhuang J., Guo J., Xiao Y, Ping Q. Preparation and properties of a silybin-phospholipid complex. Pharmazie 2008; 63 (1): 35—42.
15. Na J.Y., Song K, Kim S, Kwon J. Hepatoprotective effect of phos-phatidylcholine against carbon tetrachloride liver damage in mice. Biochem Biophys Res Commun 2015; 460 (2): 308—313.
16. Lee D.G., Kim H.K, Park Y, Park S.C, Woo E.R. et. al. Gram-positive bacteria specific properties of silybin derived from Silybum marianum. Arch Pharm Res 2003; 26 (8): 597—600.
17. Yang T, Cui F.D., Choi M.K., Cho J.W, Chung S.J. et. al. Enhanced solubility and stability of PEGylated liposomal paclitaxel: in vitro and in vivo evaluation. Int J Pharm 2007; 338 (1—2): 317—326.
18. RobertsonaA.E, PhanD.H., Macaluso J.E, Kuryakov V.N, JouravlevaE.V et. al. Mesoscale solubilization and critical phenomena in binary and quasi-binary solutions of hydrotropes. Fluid Phase Equilibria 2016; 407 (15): 243—254.
19. ZhangX., Lu S, Han J., Sun S, WangL. et. al. Preparation, characterization and in vivo distribution of solid lipid nanoparticles loaded with syringopicroside. Pharmazie 2011; 66: 404—407.
20. Mosmann T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxity assays. J Immunol Meth 1983; 65: 55—63.
21. Balouiri M, Sadiki M., Ibnsouda S.K. Methods for in vitro evaluating antimicrobial activity: a review. J Pharm Anal 2016; 6 (2): 71—79.
22. Ochi M.M., Amoabediny G., Rezayat S.M., Akbarzadeh A., Ebrahimi B. In Vitro Co-Delivery evaluation of novel pegylated nano-liposomal herbal drugs of silibinin and glycyrrhizic acid (nano-phytosome) to hepatocellular carcinoma oells. Cell J 2016; 18 (2): 135—148.
23. El-Samaligy M.S., Affi N.N., Mahmoud E.A. Evaluation of hybrid lipo-somes-encapsulated silymarin regarding physical stability and in vivo performance. Int J Pharm 2006; 319 (1—2): 121—129.
24. El-Samaligy M.S., Affi N.N., Mahmoud E.A. Increasing bioavailability of silymarin using a buccal liposomal delivery system: preparation and experimental design investigation. Int J Pharm 2006; 308 (1—2): 140—148.
СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ:
Фельдман Наталия Борисовна — д. б. н., профессор кафедры биотехнологии ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И. М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва
Гудкова Оксана Игоревна — студент кафедры биотехнологии ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И. М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва Курьяков Владимир Николаевич — научный сотрудник Института проблем нефти и газа РАН, Москва Громовых Татьяна Ильинична — д.б.н., профессор кафедры биотехнологии ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва
25. Tyagi A., Agarwal C, Agarwal R. Inhibition of retinoblastoma protein (Rb) phosphorylation at serine sites and an increase in Rb-E2F complex formation by silibinin in androgen-dependent human prostate carcinoma LNCaP cells: role in prostate cancer prevention. Mol Cancer Ther 2002; 1 (7): 525-532.
26. de Oliveira D. R, Tintino S. R, Braga M. F, Boligon A. A., Athayde M. L. et. al. In Vitro Antimicrobial and Modulatory Activity of the Natural Products Silymarin and Silibinin. Bio Med Research International Vol. 2015 PP. 1-7.
27. Yun D.G., Lee D.G. Assessment of Silibinin as a Potential Antifungal Agent and Investigation of Its Mechanism of Action. IUBMB LIFE 2017; 69 (8): 631-637.
Баранова Анна Александровна — аспирант лаборатории химических исследований биологически активных соединений микробного происхождения ФГБНУ «НИИНА им. Г. Ф. Гаузе», Москва
Садыкова Вера Сергеевна — д. б. н., ведущий научный сотрудник лаборатории химических исследований биологически активных соединений микробного происхождения ФГБНУ «НИИНА им. Г. Ф. Гаузе», Москва Луценко Сергей Викторович — д. б. н., профессор, заведующий кафедрой биотехнологии ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И. М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва
