CC BY
75
Исследование in vitro противоопухолевой и антимикробной активности препарата пэгилированных липосом с Сангвинарином
С. В. ЛУЦЕНКО', Т. И. ГРОМОВЫХ', В. В. КАШИРИН', В. Н. КУРЬЯКОВ2, А. А. БАРАНОВА3, В. С. САДЫКОВА3, Н. Б. ФЕЛЬДМАН'
' Первый московский государственный медицинский университет им. И. М. Сеченова Минздрава России, Москва
2 Институт проблем нефти и газа РАН, Москва
3 НИИ по изысканию новых антибиотиков имени Г.Ф. Гаузе, Москва
In Vitro Study of Antitumor and Antimicrobial Activity of a Preparation of Pegylated Liposomes with Sanguinarine
S. V. LUTSENKO', T. I. GROMOVYKH', V. V. KASHIRIN', V. N. KURYAKOV2, A. A. BARANOVA3, V. S. SADYKOVA3, N. B. FELDMAN'
' I. M. Sechenov First Moscow State Medical University of the Ministry of Health of the Russian Federation, Moscow
2 Oil and Gas Research Institute RAS, Moscow
3 Gause Institute of New Antibiotics, Moscow
Сангвинарин представляет собой растительный алкалоид, обладающий широким спектром биологической активности. Эффективность действия сангвинарина может быггь увеличена путём его интегрирования в липосомные наночас-тицы. Целью настоящего исследования являлось получение и очистка пэгилированного липосомного сангвинарина, изучение его свойств, а также противоопухолевой и антимикробной активности in vitro. Были получены пэгилирован-ные липосомные наночастицы, содержащие сангвинарин. Размер липосом составлял 61,8+5,7 нм; эффективность включения сангвинарина в липосомы составляла 82,3+4,9%. Изучено высвобождение сангвинарина из липосомных частиц; продемонстрирован его пролонгированный характер. Исследование in vitro показало, что липосомный сангви-нарин проявлял дозозависимую цитотоксическую активность в отношении опухолевый клеток линий MCF-7 (12,8 мкМ), L1210 (17,4 мкМ ), А431 (18,67 мкМ) и HepG2 (20,7 мкМ). Антимикробное действие липосомной формы препарата было установлено в отношении грамположительных (B.subtilis АТСС 6633 и B.coagulans 429) и грамотрица-тельных (E.coli ATCC 8739) бактерий, а также условно-патогеннык грибов Aspergillus ustus 6К. Полученные результаты свидетельствуют о перспективности дальнейшего исследования пэгилированного липосомного сангвинарина в качестве противоопухолевого и антимикробного агента.
Ключевые слова: сангвинарин, пэгилированные липосомы, противоопухолевая активность, антимикробная активность.
Sanguinarin is a plant alkaloid with a wide spectrum of biological activity. The effectiveness of sanguinarin can be increased by its integration into liposomal nanoparticles. The aim of this study was to obtain and purify the pegylated liposome sanguinarine, to study its properties, as well as antitumor and antimicrobial activity in vitro. Pegylated liposome nanoparticles containing san-guinarinewere obtained. The size of the liposomes was 61.8+5.7 nm; the effectiveness of the inclusion of sanguinarine in liposomes was 82.3+4.9%. The article studies the release of sanguinarin from liposome particles and demonstrates its prolonged nature. An in vitro study showed that liposomal sanguinarine exhibited dose-dependent cytotoxic activity against tumor cells of MCF-7 (12.8 ^M), L1210 (17.4 ^M), A431 (18.67 ^M) and HepG2 (20.7 ^M). The antimicrobial effect of the liposome form of the drug was established for Gram-positive (B.subtilis ATC 6633 and B.coagulans 429) and Gram-negative (E.coli ATCC 8739) bacteria, as well as opportunistic fungi Aspergillus ustus 6K. The results indicate the prospects of further study of pegylat-ed liposomal sanguinarine as an antitumor and antimicrobial agent.
Keywords: Sanguinarin, pegylated liposomes, antitumor activity, antimicrobial activity.
Введение
Сангвинарин — бензофенантридиновый алкалоид, содержащийся в ряде лекарственный растений — Macleya cordata, Sanguinaria canadensis, Glaucium flavum, Poppy fumaria, Bocconiafrutescens, Chelidonium majus и др. В ряде исследований проде-
© Коллектив авторов, 2018
Адрес для корреспонденции: 119021 Москва, ул. Б. Пироговская, д. 11, стр. 1. НИИНА им. Г.Ф.Гаузе
монстрировано действие сангвинарина на различные клеточные мишени. Сангвинарин обладает антимикробным [1], антибактериальным [2], противогрибковым [3] и антипролиферативным действием в отношении эукариотических клеток [4]. Сангвинарин влияет на проницаемость мембран [5], сборку тубулиновых микротрубочек [6], подавляет ангиогенез [7], а также ингибирует активность целого ряда ферментов [5, 8—10]. В последние годы появляется всё больше сообщений о про-
тивоопухолевом действии сантвинарина [11—13]. Несмотря на высокий противоопухолевый потенциал, в некоторых работах продемонстрированы тепатотоксические [14—17] и кардиотоксические эффекты сантвинарина [18, 19], которые мотут обусловливать ето побочные эффекты при проведении противоопухолевой химиотерапии. Токсическое действие сантвинарина может быть значительно снижено при ето применении в составе ли-посомных наночастиц, которые обеспечивают преимущественное накопление действующего вещества в опухолевой ткани [20].
Однако к недостаткам липосомных наночастиц следует отнести их быстрый захват из кровотока макрофатами ретикуло-эндотелиальной системы [21]. Увеличения времени циркуляции в кровотоке и противодействия захвату липосомных частиц макрофатами можно добиться путём модификации поверхности липосом с помощью липид-ных производных полиэтилентликоля (ПЭГ) [22]. В связи с этим задачей настоящей работы было получение и характеристика липосом с поверхностью, модифицированной с помощью пэтилиро-ванното фосфолипида (ПЭГ-2000-фосфатидилхо-лин), включающих сантвинарин. Также представляло интерес исследование в экспериментах in vitro противоопухолевой активности полученных липо-сом и их антимикробной активности.
Материал и методы
Материалы. В работе использовали сантвинарин, L-a-фосфатидилхолин, холестерин,1,2-дистеароил^п-тлицеро-3-фосфоэтаноламин-К-[метокси(полиэтилентликоль)-2000] (Б8РЕ-РЕ0-2000),4-(2-тидроксиэтил)-1-пиперазинэ-тансульфоновую кислоту (HEPES), фосфатно-солевой буфер (PBS), сахарозу, Сефадекс G-50 (Sigma Chemicals Co., США), хлороформ, метанол, ацетонитрил, фосфорную кислоту, ЭДТА(Рап Reac Appli Chem, Германия).
Получение липосомной формы сангвинарина. Липосомы получали с помощью модифицированното метода [23] тидра-тации тонкослойной плёнки буферным раствором (HEPES) с последующим многократным замораживанием—оттаиванием дисперсии. Первоначально тотовили исходные растворы фос-фатидилхолина, холестерина, DSPE-PEG-2000 и сантвинарина в хлороформе. К смеси фосфатидилхолина и холестерина в хлороформе (молярное соотношении 2:1) добавляли DSPE-PEG-2000 и сантвинарин. Ортанический растворитель удаляли на роторном испарителе до формирования тонкой липид-ной плёнки, которую тидратировали при 65°С добавлением буфера (20 мМ HEPES, рН 7,4). Дисперсию инкубировали на водяной бане при 50°С в течение 1 ч при встряхивании для получения мультивезикулярных липосом. Суспензию подверта-ли 10-кратному замораживанию в жидком азоте и оттаиванию на водяной бане при 50°С. Наноразмерные липосомы получали с помощью экструдера путём девятикратното продавлива-ния полученной дисперсии через поликарбонатный ядерный фильтр с размером пор 100 нм.
Определение формы, размера частиц. Изучение формы и размеров полученных липосомных частиц осуществляли на сканирующем электронном микроскопе JEOL JSM-6490LV (Япония). Исследуемые пробы покрывались 20 нм (40 с при 40 мА) слоем платины в автоматическом коутере JEOL JFC-1600. Измерение размеров частиц проводили методом динамичес-кото рассеяния света или фотонной корреляционной спект-
роскопии на оборудовании Photocor Compact (Россия), угол рассеяния 90°, лазер 654 нм, 30 мВт [24]. Измерения проводились при температуре 25°С, время накопления корреляционных функций 60 с.
Очистка липосом. Для очистки липосомной дисперсии от не включившегося в везикулы препарата использовали колоночную гель-фильтрацию. На колонку с носителем Сефадекс G-50, уравновешенным буферным раствором (20 мМ HEPES, рН 7,4), содержащим 5% сахарозы, наносили 1 мл липосомной дисперсии сангвинарина. Элюирование препарата липосом проводили тем же буферным раствором при скорости потока 0,5 мл/мин. Процесс очистки контролировали с помощью детектора при X 310 нм. На выходе из колонки получали две фракции: очищенный липосомный и не включившийся в липосомы сангвинарин. Фракции, содержащие липосомный препарат, объединяли и лиофильно высушивали с помощью лиофилизационной сушилки «Alpha 1-2LD plus» (Martin Christ Gefriertrocknungsanlagen GmbH, Germany) при —45°С в течение 48 ч. Препарат хранили в лиофилизированном виде; для исследований лиофилизированный препарат ресуспенди-ровали в соответствующем буферном растворе.
Определение степени включения сангвинарина в липосомы. Для определения эффективности инкапсулирования сангви-нарина в липосомы использовали метод HPLC. Суспензию липосом диализировали против PBS. К 100 мкл препарата липосом после диализа добавляли 200 мкл метанола, перемешивали и подвергали обработке ультразвуком в течение 5 мин. Затем образец центрифугировали и отбирали 60 мкл супернатан-та для HPLC-анализа. Анализ проводили с помощью хроматографа Agilent Technologies 1260 Infinity (США) на обращенно-фазовой колонке С18. Подвижная фаза состояла из смеси аце-тонитрила и фосфорной кислоты 0,1% (51:49 v/v) при скорости потока 1 мл/мин. Элюат с колонки мониторировали при длине волны 310 нм. Концентрацию сангвинарина определяли по калибровочному графику, построенному с помощью стандартного образца сангвинарина. Эффективность включения санг-винарина в липосомы (E) рассчитывали по формуле:
__ (Количество сангвинарина в липосомах, мг) , „пс/
E--ТТля-ч-xiou^
(Общее количество сангвинарина, мг)
Исследование динамики высвобождения сангвинарина из липосом. Изучение динамики высвобождения сангвинарина проводили с помощью метода диализа [25]. Перед использованием диализные мешки кипятили в воде в течение 10 мин с добавлением ЭДТА, промывали и оставляли в деионизированной воде в течение 12 ч. Липосомную дисперсию (50 мл) в диализном мешке помещали в термостатируемый шейкер и диализировали при 37°С в течение 3 сут при перемешивании (50 об/мин) против буферного раствора (40 мМ фосфатно-солевой буфер, рН 7,4), содержащего 1% метанол. В качестве контроля использовали свободный сангвинарин, который диализировали в аналогичных условиях. Образцы отбирали для анализа через определённые промежутки времени, добавляя к исходному диализному раствору тот же объём свежего буфера. Содержание санг-винарина в диализате определяли с помощью HPLC.
Определение цитотоксической активности липосомного сангвинарина in vitro. В работе использовали опухолевые клетки линий А431 (эпидермоидная карцинома человека) и MCF-7 (аденокарцинома молочной железы человека), HepG2 (клетки гепатобластомы человека) и L1210 (мышиный лим-фобластный лейкоз). Клетки исследуемых линий за 1 сут до эксперимента рассеивали в 96-луночные планшеты для микротитрования (Corning, США) в среде для культивирования в плотности 5—7 тыс клеток в лунку. Инкубировали клетки с растворами исследуемых препаратов в различных концентрациях в стандартных условиях 72 ч, после чего определяли выживаемость клеток с помощью МТТ-теста согласно методике [26]. ЦТА препарата выражали в единицах IC50 (молярная концентрация препарата, вызывающая гибель 50% клеток).
Рис. 1. Динамика высвобождения свободного и ПЭГ-липосомногосангвинарина из буферного раствора (40 мМ фосфатно-солевой буфер, рН 7,4).
Определение антимикробной активности липосомного санг-винарина. Антимикробную активность липосомного сангви-нарина оценивали методом диффузии в агар на тест-культурах условно-патогенных грибов и бактерий из коллекции культур НИИ по изысканию новых антибиотиков им. Г. Ф. Гаузе. Условно-патогенные грибы принадлежали к микромицетам рода Aspergillus: A.ustus 6К, A.fumigatus КБП F24, A.niger INA 00760; дрожжевые условно-патогенные грибы — Candida albicans АТСС 2091. Антибактериальное действие определяли с использованием тест-культур штаммов грамположительных (Bacillus subtilis АТСС 6633, B.coagulans 429) и грамотрицатель-ных (E.coli ATCC 8739) бактерий. Использовали стерильные бумажные диски (бумага фильтровальная Ф ГОСТ 12026-76), для чего на диск наносили 100 мкл препарата с концентрацией 0,18 мг/мл (18 мкг/диск) и высушивали в стерильных условиях [27]. Контролем чувствительности тест-организма служили стандартные диски с амфотерицином В («НИИ Пасте-ра», 40 мкг/мл) и амоксиклавом («НИИ Пастера», 10 мкг/мл).
Результаты исследования
Пэгилированные липосомы получали методом гидратации тонкослойной плёнки фосфатным буфером с последующей обработкой дисперсии ультразвуком и последующим калиброванием липосом по размеру с помощью мембраны экструдера с размером пор 100 нм. По данным электронной микроскопии, липосомы, содержащие сангвинарин, представляют собой нанораз-мерные частицы сферической формы. Средний размер пэгилированных липосом с сангвинари-ном, определённый методом динамического светорассеяния, составлял 61,8±5,7 нм. Эффективность включения сангвинарина в пэгилирован-ные липосомы составляла 82,3±4,9%.
Мы также исследовали динамику высвобождения сангвинарина из пэгилированных липосом при рН 7,4. В данном эксперименте моделируется ситуация высвобождения сангвинарина из ли-посом, которая может происходить в крови после внутривенного введения препарата. Как видно на
рис. 1, высвобождение липосомного сангвинарина носит значительно более пролонгированный характер по сравнению со свободным веществом. Хотя в течение первого часа эксперимента в обоих случаях высвобождение препарата происходит с наиболее высокой скоростью, свободного препарата высвобождается значительно больше. Так, через 1 ч свободного препарата высвобождается 35,21± 1,92%, а из состава липосом лишь 3,55+1,32% (почти в 10 раз меньше). Через 24 ч свободного препарата высвобождается 73,58+4,54%, а из состава липосом примерно в 4 раза меньше — 17,41+3,77%. После 72 ч эксперимента высвобождается большая часть свободного препарата (88,15+4,64%), тогда как из состава липосом высвобождается лишь 34,45+4,41%. Таким образом, после быстрой фазы высвобождения сангвинарина из пэгилированных липосом, происходящего в течение первого часа эксперимента, в дальнейшем динамика высвобождения носит пролонгированный характер, который определяется диффузией вещества через фосфоли-пидную оболочку и слой гидратированного поли-этиленгликоля. Очевидно, что наряду с низкой иммуногенностью и способностью к длительной циркуляции в кровотоке пэгилированных липосом [21], пролонгированное высвобождение сангвинарина является дополнительным преимуществом, которое позволит пэгилированным ли-посомам накопиться в опухолевой ткани без существенной потери действующего вещества и оказать максимальный терапевтический эффект.
Результаты исследования цитотоксической активности липосомной формы сангвинарина в отношении линий опухолевых клеток человека (А431, МСБ-7, Иер02) и мыши (Ь1210) представлены на рис. 2. Липосомная форма сангвинарина
Рис. 2. Цитотоксическая активность свободного и ПЭГ-липосомного сангвинарина в отношении линий опухолевых клеток человека (А431, MCF-7, ИерС2) и мыши (И210).
Антимикробная активность препаратов сангвинарина в отношении условно-патогенных грибов и бактерий (зона угнетения роста, мм)
Тест-организм Исходный сангвинарин Липосомный сангвинарин Нистатин Амоксиклав
Aspergillus fumigatus КБП F24 0 0 25 -
A.ustus 6К 0 12 21 -
A.niger INA 00760 0 0 15 -
Candida albicans ATCC 2091 0 0 25 -
Penicillium brevicompactum VKM F-4481 0 0 22 -
P.chrysogenum VKM F-4499 0 0 24 -
B.subtilis ATCC 6633 9 14 - 30
B.coagulans 429 0 10 - 25
E.coli ATCC 8739 0 10 - 21
проявляла дозозависимую цитотоксическую активность в отношении опухолевых клеток всех исследуемых линий, однако как видно на рис. 2, во всех экспериментах её цитотоксическая активность была несколько ниже активности свободного вещества, что может быть обусловлено характером поступления липосомного сангвинарина в клетку и спецификой его высвобождения во внутриклеточных компартментах. Наиболее высокая ЦТА липосомной формы сангвинарина проявлялась в отношении клеток линии MCF-7 (IC5012,8 мкМ). В отношении клеток линий L1210 и A431 цитотоксическая активность липосомного сангвинарина была несколько ниже и составляла 17,4 мкМ и18,67 мкМ, соответственно. Наиболее устойчивыми к действию липосомного сангвинари-на оказались клетки гепатобластомы человека линии HepG2 (IC50 20,7 мкМ). Таким образом, санг-винарин проявляет выраженную дозозависимую противоопухолевую активность как в липосом-ной, так и в свободной форме. Поскольку пэгили-рованные липосомные препараты обеспечивают защиту заключённых в них биологически активных веществ от окружающей среды, низкую им-муногенность и длительную циркуляцию в крови, а также обладают способностью к преимущественному накоплению в опухолевой ткани, приме-ненение пэгилированной липосомной формы сангвинарина в противоопухолевой терапии может оказаться весьма эффективным.
Также исследовали антимикробную активность липосомного сангвинарина на тест-культурах условно-патогенных грибов и бактерий. Исследования показали, что липосомный сангвина-рин проявил антибактериальную активность в отношении грамположительных бактерий рода Bacillus и штамма E.coli в концентрации 18 мкг препарата/диск, что сопоставимо с активностью препарата амоксиклава (таблица). Фунгистатиче-
ЛИТЕРАТУРА
1. MitscherL.A., Park Y.H., ClarkD, Clark G.W. 3rd, HammesfahrP.D. et al. Antimicrobial agents from higher plants. An investigation of Hunnemannia fumaria efolia pseudoalcoholates of sanguinarine and chelerythrine. Lloydia 1978; 41 (2): 145-150.
2. Mahady G.B., Pendland S.L., Stoia A., Chadwick L.R. In vitro susceptibility of Helicobacter pylori to isoquinoline alkaloids from Sanguinaria canadensis and Hydrastis canadensis. Phytother Res 2003; 17 (3): 217-221.
екая активность в отношении тест-штамма мик-ромицета A.ustus 6К также установлена только для липосомной формы сангвинарина. При этом свободная форма сангвинарина в исследуемой концентрации оказалась неактивной в отношении всех тест-организмов прокариот, дрожжевыгх и мицелиальных грибов.
Липосомный сангвинарин, в отличие от свободной формы, оказывает антибактериальное действие в отношении грамположительных и гра-мотрицательных бактерий и некоторых микро-мицетов, что может свидетельствовать о его эффективности как антимикробного средства.
Заключение
Таким образом, были получены пэгилирован-ные липосомы с сангвинарином, для которых характерна длительная циркуляция в кровотоке, обусловленная способностью таких частиц избегать поглощения макрофагами ретикулоэндоте-лиальной системы. Полученные липосомы характеризуются пролонгированным высвобождением сангвинарина при физиологических значениях рН и температуры, что позволяет рассматривать их в качестве перспективного средства доставки сангвинарина к клеткам-мишеням. Проявляемая препаратом липосомного сангвинарина дозозависимая цитотоксическая активность в отношении ряда линий опухолевых клеток позволяет рассматривать возможность применения данного препарата в области практической онкологии после дополнительных исследований. Ли-посомный сангвинарин также проявляет активность в достаточно низкой дозе в отношении как грамположительных, так и грамотрицательных бактерий, а также фунгистатическую активность, что свидетельствует о плюрипотентности его действия и широких возможностях применения в качестве антимикробного препарата.
3. Giuliana G, Pizzo G., Milici M.E., Musotto G.C., Giangreco R. In vitro antifungal properties of mouthrinses containing antimicrobial agents. J Periodontal 1997; 68 (8): 729-733.
4. Ahmad N, Gupta S, Husain M.M., Heiskanen K.M., Mukhtar H. Differential antiproliferative and apoptotic response of sanguinarine for cancer cells versus normal cells. Clin Cancer Res 2000; 6 (4): 1524—1528.
5. Schmeller T., Latz-Brüning B, Wink M. Biochemical activities of berberine, palmatine and sanguinarine mediating chemical defence against microorganisms and herbivores. Phytochemistry 1997; 44 (2): 257—266.
6. Lopus M, Panda D. The benzophenanthridine alkaloid sanguinarine perturbs microtubule assembly dynamics through tubulin binding. A possible mechanism for its antiproliferative activity. FEBS J 2006; 273 (10): 2139—2150.
7. Eun J.P., Koh G.Y. Suppression of angiogenesis by the plant alkaloid, sanguinarine. BiochemBiophys Res Commun 2004; 317 (2): 618—624.
8. Wang B.H., LuZ.X., Polya G.M.Inhibition ofeukaryote protein kinases by isoquinoline and oxazine alkaloids. Planta Med 1997; 63 (6): 494—498.
9. Lee S.S., Kai M, Lee M.K. Inhibitory effects of sanguinarine on monoamine oxidase activity in mouse brain. Phytother Res 2001; 15 (2): 167—169.
10. Jeng J.H, Wu H.L., Lin B.R., Lan W.H., Chang H.H. et al. Antiplatelet effect of sanguinarine is correlated to calcium mobilization, thrombox-ane and cAMP production. Atherosclerosis 2007; 191 (2): 250—258.
11. Adhami V.M., Aziz M.H., Mukhtar H., Ahmad ^.Activation of prodeath Bcl-2 family proteins and mitochondrial apoptosis pathway by sanguinarine in immortalized human HaCaT keratinocytes. Clin Cancer Res 2003; 9 (8): 3176-3182.
12. Ding Z., Tang S.C., Weerasinghe P., Yang X., Pater A., Liepins A. The alkaloid sanguinarine is effective against multidrug resistance in human cervical cells via bimodal cell death. Biochem Pharmacol 2002; 63 (8): 1415—1421.
13. Weerasinghe P., Hallock S., Tang S.C., Trump B., Liepins A. Sanguinarine overcomes P-glycoprotein-mediated multidrug-resistance via induction of apoptosis and oncosis in CEM-VLB 1000 cells. Exp Toxicol Pathol 2006; 58 (1): 21—30.
14. Dalvi R.R. Sanguinarine: its potential as a liver toxic alkaloid present in the seeds ofArgemonemexicana. Experientia 1985; 41 (1): 77—78.
15. Williams M.K., Dalvi S., Dalvi R.R. Influence of 3-methylcholanthrene pretreatment on sanguinarine toxicity in mice. Vet Hum Toxicol 2000; 42 (4): 196—198.
16. Kosina P., Walterova D., Ulrichova J., Lichnovsky V., Stiborova M. et al. Sanguinarine and chelerythrine: assessment of safety on pigs in ninety days feeding experiment. Food ChemToxicol 2004; 42 (1): 85—91.
СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ:
Луценко Сергей Викторович — д.б.н., профессор, заведующий кафедрой биотехнологии ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И. М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва
Громовых Татьяна Ильинична—д.б.н., профессор кафедры биотехнологии ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И. М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва Каширин Владимир Валентинович — учебный мастер кафедры биотехнологии ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И. М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва Курьяков Владимир Николаевич — научный сотрудник Института проблем нефти и газа РАН, Москва
17. Vrba J., Kosina P., Ulrichova J., Modriansky M. Involvement of cytochrome P450 1A in sanguinarine detoxication. Toxicol Lett 2004; 151 (2): 375-387.
18. Hu C.M., Cheng Y.W., Liao J.W, Cheng H.W., Kang J.J. Induction of contracture and extracellular Ca2+ influx in cardiac muscle by sanguinarine: a study on cardiotoxicity of sanguinarine. J Biomed Sci 2005; 12 (2): 399-407.
19. Singh R., Mackraj I., Naidoo R., Gathiram P. Sanguinarine downregu-lates AT1a gene expression in a hypertensive rat model. J Cardiovasc Pharmacol 2006; 48 (2): 14-21.
20. Brown J.M., Giaccia A.J. The unique physiology of solid tumors: opportunities (and problems) for cancer therapy. Cancer Res 1998; 58 (7): 1408-1416.
21. Gabizon A.A. Liposomal Drug Carriers in Cancer Therapy. In:Torchilin V.P. (ed.).Nanoparticulates as Drug Carriers. London: Imperial College Press 2006: 437-462.
22. Drabu S., Khanna S., Bajaj R., Khurana B. Clinical pharmacokinetic aspects of stealth liposomes: A review. Int J Drug Dev Res 2010; 2 (4): 871-878.
23. Elmowafy M., Viitala T., Ibrahim H.M., Abu-Elyazid S.K., Samy A. et al. Silymarin loaded liposomes for hepatic targeting: in vitro evaluation and HepG2 drug uptake. Eur J Pharm Sci 2013; 50 (2): 161-171.
24. Balabanov S.S., Gavrishchuk E.M., Rostokina E.Y., Plekhovich A.D., Kuryakov V.N. et al. Colloid chemical properties of binary sols as precursors for YAG optical ceramics. Ceramics International 2016; 42 (15): 17571-17580.
25. ZhangX., Lu S., Han J., Sun S., WangL., Li Y. Preparation, characterization and in vivo distribution of solid lipid nanoparticles loaded with syringopicroside. Pharmazie 2011; 66: 404-407.
26. Mosmann T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods 1983; 65 (1-2): 55-63.
27. Balouiri M., Sadiki M., Ibnsouda S.K. Methods for in vitro evaluating antimicrobial activity: a review. J Pharm Anal 2016; 6 (2): 71-79.
Баранова Анна Александровна — аспирант лаборатории химических исследований биологически активных соединений микробного происхождения ФГБНУ НИИНА им. Г. Ф. Гау-зе, Москва
Садыкова Вера Сергеевна — д. б. н., ведущий научный сотрудник лаборатории химических исследований биологически активных соединений микробного происхождения ФГБНУ НИИНА им. Г. Ф. Гаузе, Москва Фельдман Наталия Борисовна — д. б. н., профессор кафедры биотехнологии ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет), Москва
