Биоинженерные конструкции на основе фиброина шелка и спидроина для регенеративной медицины и тканевой инженерии (обзор) Текст научной статьи по специальности «Биотехнологии в медицине»

i сотрудник лаборатории бионанотехнологий

_______.кучный центр трансплантологии и искусственных органов им. академика В.И. Шумакова

а Рос ;сии, Москва, 123182, ул. Щукинская, 1

тавлены данные о современных разработках биоинженерных конструкций из двух уникальных биополимеров: основного зелка шелка шелкопрядов (фиброина) и каркасного шелка паутины (спидроина) — и их использовании в регенеративной медицине и тканевой инженерии. Оба биополимера обладают такими важными свойствами, как биосовместимость, биодеградируемость, высокая прочность и эластичность. Доступность коконов шелкопряда в природе и отлаженные методы очистки фиброина делают этот белок весьма перспективным для применения в составе биоинженерных конструкций. Белок паутины менее распространен в природе, однако разработка альтернативных методов его получения позволяет считать спидроин многообещающим биополимером.

Рассмотрены структура и свойства фиброина шелка и спидроина, их преимущества по сравнению с другими полимерами как природного, так и синтетического происхождения, технологии изготовления биополимерных конструкций. Показано, что фиброин шелка и спидроин применяют для создания трехмерных матриксов, способствующих восстановлению поврежденных органов и тканей, биодеградируемых носителей клеток и лекарственных препаратов.

Ключевые слова: фиброин шелка; спидроин; биоинженерные конструкции; регенеративная медицина.

Как цитировать: Agapova O.I. Silk fibroin and spidroin bioengineering constructions for regenerative medicine and tissue engineering (review). Sovremennye tehnologii v medicine 2017; 9(2): 190-206, https://doi.org/10.17691/stm2017.9.2.24

Silk Fibroin and Spidroin Bioengineering Constructions for Regenerative Medicine and Tissue Engineering (Review)

O.I. Agapova, Researcher, Bionanotechnology Laboratory

Academician V.I. Shumakov Federal Research Center of Transplantology and Artificial Organs, Ministry of Health of the Russian Federation, 1 Stchukinskaya St., Moscow, 123182, Russian Federation

The review is about the developments of modern bioengineering constructs from two unique biopolymers: the main protein of silkworm silk, fibroin, and frame silk of spider web, spidroin, and their applications in regenerative medicine and tissue engineering. Both types of polymers possess such important properties as biocompatibility, biodegradability, high strength and elasticity. Availability of silkworm cocoons in nature, debugged methods of fibroin purification make this protein very perspective in bioengineering constructs. A spider web protein, spidroin, is less common in nature, but the development of alternative methods for its production makes it a promising biopolymer.

The structure and properties of silk fibroin and spidroin, their advantages over other natural and synthetic polymers, technologies of biopolymer construct fabrication are considered in this review. Silk fibroin and spidroin are shown to be applied for creation of 3D matrices promoting regeneration of damaged organs and tissues, biodegradable cell carriers and pharmaceutical preparations.

Key words: silk fibroin; spidroin; bioengineering constructs; regenerative medicine.

Для контактов: Агапова Ольга Игоревна, e-mail: [email protected]

Выбор материала для регенеративной медицины, а также технология изготовления из него биоконструкций зависят от области применения: костная ткань, кровеносные сосуды, кожа, мышечная ткань, нервные волокна. Для успешного использования биоматериал должен обладать определенными химическими, биологическими и механическими свойствами [1, 2]. К требуемым химическим свойствам относят отсутствие вредных химических реакций с тканями и межтканевыми жидкостями, резорбцию с контролируемой скоростью внутри организма [3]. Необходимыми механическими свойствами являются прочность конструкции и возможность осуществлять хирургические манипуляции. Главной биологической характеристикой материала служит его биосовместимость с организмом. Всеми этими достоинствами обладают основной белок шелка шелкопрядов (фиброин) и каркасный белок шелка паутины (спидроин).

Структура и свойства биополимеров

Фиброин шелка. Фиброин является основным белком шелка, который получают из коконов шелкопряда Bombyx morí и родственных видов. Он представляет собой гетеродимер, состоящий из двух ковалентно связанных через дисульфидные мостики цепей [4, 5]. Гликозилированный белок P25 с массой 30 кДа объединен с Fib-L и Fib-H гидрофобными связями [6]. Предполагается, что этот комплекс может формироваться из 6 тяжелых и 6 легких цепей на одну молекулу гликозилированного белка P25 [7]. Легкая и тяжелая цепи фиброина, а также белок Р25 кодируются в геноме отдельно [4]. Первичную последовательность фиброина составляют глицин (43%), аланин (30%), серин (12%) [8]. В меньшем количестве в него входят тирозин (5%), валин (2%), аспартат, глутамат и цисте-ин, который выполняет главную интегрирующую роль в объединении разных субъединиц в одну молекулу. Глицин, аланин и серин составляют основную структурную последовательность Gly-Ala-Gly-Ala-Gly-Ser тяжелой цепи Fib-H — 70% всей белковой последовательности [9]. Встречаются похожие последовательности: Gly-Ala-Gly-Ala-Gly-Tyr (20%), Gly-Ala-Gly-Tyr-Gly-Ala (6%), Gly-Ala-Gly-Ala-Gly-Ala (4%), которые образуют основу 12 регулярных гидрофобных кристаллических блоков, длина каждого из них 413 аминокислотных остатка. Эти 12 блоков — 94% общей белковой последовательности, и разделяются они 11 нерегулярными аморфными промежуточными участками длиной в 42-43 аминокислотных остатка с отрицательным зарядом [8].

Натуральный шелк не растворяется в воде, а также в разбавленных растворах многих кислот и щелочей, но растворим в концентрированных растворах хлорида лития, тиоцианата лития и кальция, хлорида кальция. Благодаря тому, что фиброин способен формировать a-спирали и р-складки, он существует в нескольких структурных формах: 1-я — рыхлая, гло-

булярная, нестабильная и механически непрочная; 2-я — обогащенная a-спиралями аморфной формы (silk I), устойчивая и упругая; 3-я — кристаллическая p-форма (silk II) — обладает самой высокой прочностью на разрыв, устойчива к сильным механическим воздействиям, однако менее упругая, чем a-форма [8]. Фиброин способен длительно сохранять кристаллическую структуру [10]. Насыщенная p-структурами форма белка задает и поддерживает конструкцию имплан-тата, создаваемого из фиброина шелка, обеспечивает ее целостность и стабильность в близких физиологической среде организма водных растворах [11]. В связи с этим конструкции из фиброина перед применением необходимо подвергать p-кристаллизации в среде культивирования или в условиях in vivo. Доля фиброина в шелковой нити составляет 70-80% массы белка, остальная часть — это серицин, который выполняет роль клея, скрепляя фибриллы фиброина в коконе, а также несколько процентов жиро- и воскоподобных веществ и неорганических анионов и катионов (менее 1%) [12, 13].

Фиброин является термостабильным белком, температура его денатурации выше 127°С. Модуль упругости фиброина равен 15-17 ГПа, белок обладает высокой прочностью на разрыв (610-690 МПа). Фиброин характеризуется высокой прозрачностью, его способность пропускания видимого спектра излучения составляет 90-95%, а коэффициент преломления фиброиновых пленок равен 1,55 при толщине 30-50 мкм [14].

Фиброин применяется в регенеративной медицине в качестве материала для изготовления мат-риксов [15, 16], пленок [17], а также входит в состав конструкций для доставки лекарственных и биологически активных веществ в организм [18, 19]. Кроме того, он обладает антимикробной активностью, поэтому может быть рекомендован к использованию в качестве нового природного антибактериального биоматериала [20].

Спидроин. Каркасный шелк паутины синтезируется пауками [21]. Наиболее изучены свойства паутины пауков рода Nephila, представителем которого является Nephila clavipes, синтезирующий паутину нескольких видов [21, 22]. Основными ампулярными железами он вырабатывает каркасный шелк паутины, чьи нити очень эластичны, характеризуются высокой прочностью на разрыв, сопоставимой с кевларом и превышающей сталь, что делает его уникальным среди других природных, а также большей части искусственных материалов [23]. Шелк паутины устойчив к условиям внешней среды, обладает высокой биосовместимостью и способностью к биодеградации. Такие свойства объясняются структурой материала. В состав каркасной нити входят два ковалентно связанных белка: спидроин 1, который кодируется геном MASP1 (образует кристаллические р-складчатые структуры), и спидроин 2, кодирующийся геном MASP2 (образует аморфный матрикс).

Спидроины — высокомолекулярные белки: молекулярная масса выделенных спидроинов — 300-350 кДа, димерных форм — 550-650 кДа [24]. Спидроины имеют периодическое строение с большим числом прямых повторов [25]. Первичная последовательность, обогащенная полиаланиновыми и насыщенными глицином последовательностями, формирует неоднородную вторичную структуру, а сегменты кристаллического строения, состоящие из антипараллельных р-складчатых структур, чередуются с менее структурированными участками так называемого аморфного матрикса [26]. Этот матрикс, богатый глицином, представляет собой спиральные участки и случайные петли, но при этом не является бесструктурным, так как его макромолекулы ориентированы преимущественно параллельно вертикальной оси спидроиновых фибрилл [27].

Существует два типа кристаллических доменов: плотно упакованные и строго ориентированные р-складчатые, а также свободно расположенные складчатости. В формировании кристаллических доменов участвует 90% аланиновых остатков, а р-складчатые структуры расположены параллельно оси волокна. В высокоупорядоченных областях метильные группы аланиновых остатков ориентированы относительно осей цепей строго под углом 90°. В менее упорядоченных — метильные группы аланиновых остатков не имеют строгой ориентации относительно оси волокна и обладают большей возможностью для пространственной переориентации [27]. Кристаллические части макромолекулы отвечают за высокую прочность на разрыв, а аморфный матрикс — за эластичность. У кристаллических доменов и аморфного матрикса нет четких структурных границ. Макромолекула спидроина способна к структурным переходам, уменьшая или увеличивая кристалличность. Изменяя условия прядения, можно влиять на эти переходы [28]. Каркасные нити паутины обладают высокой термостабильностью (до 230°С). При 210°С начинается плавление основных кристаллических доменов, их предел прочности на разрыв равен 22 ГПа, а на растяжение — 1,1 ГПа, относительное удлинение — 9% [29]. В связи с наличием дефектов и колебаниями толщины получаемой нити механическая прочность натуральных белков может изменяться. Структура паутинной нити изменяется при хранении: в течение года после получения улучшаются показатели механической прочности и эластичности, однако она подвержена старению из-за распада аминных групп, поэтому при увеличении времени хранения падает прочность и эластичность [30]. Кроме того, к старению приводит ультрафиолетовое излучение [31]. Влажность среды влияет на степень гидратации нитей, что также сказывается на механических свойствах белков за счет изменения характера водородных связей между белковыми цепями [32]. При максимальной степени гидратации 2/3 массы нити составляет вода, которая связывается в основном аморфным

матриксом [22]. Влажность оказывает положительное влияние на показатели растяжения, а также на модуль упругости.

Существуют рекомбинантные аналоги природных спидроинов, которые получают синтезом в клетках дрожжей Pichia pastoris и Saccharomyces cerevisiae, клетках млекопитающих, а также с использованием трансгенных животных и растений [33-35]. Рекомбинантные аналоги отличаются от натуральных материалов меньшей механической прочностью, которую впоследствии можно увеличить различными химическими и механическими методами — путем вытягивания нитей в метаноле [36] или кристаллизацией [37]. Введение дополнительных полинуклеотидных последовательностей в гены, кодирующие спидроины, также помогает модифицировать свойства материалов из рекомбинантных белков [38, 39]. На основе рекомбинантных аналогов можно создавать сополимеры, свойства которых будут отличаться от свойств нативных белков. Благодаря своим характеристикам каркасные белки паутины применяют для изготовления изделий в области регенеративной медицины [40].

Для полного понимания уникальности двух названных биополимеров и объективной оценки их преимуществ следует рассмотреть другие полимеры и сравнить их с фиброином шелка и спидроином.

Синтетические полимеры

Одними из первых в области тканевой инженерии начали использовать биодеградируемые синтетические биоматериалы на основе полимеров органических кислот.

Полигликолевая кислота — биоразлагаемый, термопластичный полимер, самый простой линейный алифатический полиэфир [41]. Одним из преимуществ этого материала является способность присоединения дополнительных химических цепочек, приводящих к появлению новых свойств, что увеличивает диапазон применения. Благодаря своей кристаллической структуре этот полимер нерастворим в воде, его пластичность возрастает с повышением влажности, что позволяет легко формировать биоконструкции [42]. В настоящее время полигликолевая кислота широко применяется для создания хирургического шовного материала [43, 44]. Хирургические нити из полиглико-левой кислоты не требуют удаления после операции. Они полностью рассасываются внутри организма в течение нескольких месяцев, растворяясь до углекислоты и воды.

Полилактид представляет собой алифатический полиэфир, мономером которого выступает молочная кислота. Он обладает термопластичностью, является биоразлагаемым и биосовместимым [45]. Из полилак-тидов изготавливают биоразлагаемые упаковки, средства личной гигиены, конструируют винты, пластины и штифты, фиксирующие переломы, хирургические нити [46], также их применяют при создании лекарст-

венных препаратов. Инкапсулированные в полилактид противомикробные вещества в различных концентрациях медленно и постепенно высвобождаются, предотвращая рост микроорганизмов [47]. Полилактид выступает в качестве исходного материала для печати в 3D-принтерах [48].

Поликапролактон — биоразлагаемый полиэфир, полимер £-капролактона. Поликапролактон устойчив к воде, растворителям и различным маслам, а также характеризуется низкой вязкостью и легко поддается обработке. При смешивании с крахмалом снижается его стоимость и повышается биоразлагаемость [21]. В медицине поликапролактон используют как шовный материал [49], а также в качестве носителя для доставки лекарств в организм [50], в косметологии — для изготовления филлеров [51, 52].

Полиэтилентерефталат (ПЭТФ) — биоинертный термопластик, в аморфном состоянии — твердое, бесцветное и прозрачное вещество, в кристаллическом — непрозрачное и белое [53]. При нагревании до температуры стеклования происходит его переход в прозрачное состояние, в котором материал и остается при резком охлаждении. Длина молекулы полимера влияет на вязкость ПЭТФ, — чем больше вязкость, тем ниже скорость кристаллизации [45, 54]. ПЭТФ практически нерастворим в воде и органических растворителях, устойчив к кислотам и слабым растворам щелочей, довольно прочен, износостоек и является диэлектриком. Изменяя химический состав боковых групп молекул полимера, можно производить материалы с разной скоростью деградации [54]. В медицине ПЭТФ используют для изготовления протезов костных сосудов [55], сухожилий, связок, клапанов сердца [56].

Полиамиды представляют собой пластмассу, в основе которой находятся линейные синтетические высокомолекулярные соединения. Алифатические полиамиды в расплавленном состоянии имеют низкую вязкость в небольшом температурном интервале [57], обладают высокой температурой плавления. Полиамиды характеризуются гидрофильностью [58], и их водопоглощение оказывает существенное влияние на ударную вязкость и прочность [59]. Из полиамидных волокон изготавливают хирургические нити, протезы кровеносных сосудов [60, 61].

Полиуретаны — гетероцепные полимеры, которые являются синтетическими эластомерами и содержат незамещенные или замещенные уретановые группы [62]. Полиуретаны устойчивы к воздействию кислот, минеральных масел и окислителей, они гидролитически более стойкие, чем полиамиды. В медицине полиуретаны применяют для изготовления имплан-татов [63, 64], катетеров и трубок общего назначения [65], хирургических простыней и салфеток.

Силиконы — высокомолекулярные кислородсодержащие кремнийорганические соединения, включающие в себя полиорганосилоксаны (силиконовые масла, гидрофобизаторы, низкомолекулярные каучу-ки) и кремнийорганические мономеры (силаны) [66,

67]. На основе молекулярного веса, степени сшивки, вида и количества органических групп у атомов кремния силиконы можно разделить на три группы: силиконовые жидкости, у которых менее 3000 си-локсановых звеньев; силиконовые эластомеры, содержащие от 3000 до 10 000 звеньев; силиконовые смолы с более чем 10 000 силоксановых звеньев, обладающие довольно высокой степенью сшивки [68, 69]. Силиконы имеют большое количество уникальных свойств. Они увеличивают или уменьшают адгезию белков и клеток, могут придавать материалам гидрофобность, сохраняют свойства при экстремальных температурах, а также их быстрых перепадах, обладают диэлектрическими качествами, химически и биологически инертны, эластичны, экологичны и нетоксичны [70, 71]. Изделия из силиконов резистентны к воздействию радиации, ультрафиолетового излучения, электрических полей.

Природные полимеры

При изготовлении биоконструкций полимеры природного происхождения имеют значительные преимущества перед синтетическими полимерами. Продуктами распада таких материалов в организме являются естественные метаболиты, участвующие в биохимических процессах внутри клеток, поэтому биосовместимость природных полимеров значительно выше. Их механические характеристики не уступают свойствам изделий из синтетических полимеров.

Коллаген представляет собой фибриллярный структурный белок межклеточного матрикса, который является самым распространенным в организме млекопитающих (25-35% от общего количества белка в организме) и служит основой соединительной ткани, придавая ей эластичность и прочность. Молекула коллагена — это правозакрученная спираль из трех а-цепей, один виток которой включает три аминокислотных остатка. Благодаря содержанию аргинин-глицин-аспартат-последовательностей (RGD-последовательностей) в первичной структуре коллаген является биоматериалом, обеспечивающим адгезию клеток [72, 73]. Он обладает низкими аллергенными свойствами, нетоксичен, но нерегулируемое и быстрое время биодеградации существенно сокращает срок функционирования коллагеновых изделий до 1 мес. При введении в организм коллаген стимулирует репаративные процессы [74], способствуя образованию собственного коллагена, однако не обеспечивает полной регенерации органа, поскольку рано рассасывается и образует рубцовую ткань. Формирование гетерогенной надмолекулярной структуры коллаген-содержащего геля [75, 76] позволяет замедлить биодеградацию. Коллаген обладает гемостатическими свойствами, поэтому его применяют при изготовлении искусственных клапанов и сосудов [77, 78].

Желатин — продукт гидролиза коллагена. Пористые желатиновые трубки [79] используют как

субстрат для зрелых мезенхимных стволовых клеток и гепатоцитов у крыс [80]. Установлено, что благодаря имплантации микросфер из желатина может поддерживаться рост церебральных нейронов, скелетных миобластов и кардиомиоцитов [81].

Хитин (поли-^ацетил^-глюкозамин) — азотсодержащий полисахарид, полимер из остатков ^ацетилглюкозамина, между которыми расположены бета-[1,4]-гликозидные связи. Хитин — самый распространенный природный полисахарид. Он является основным компонентом экзоскелета некоторых беспозвоночных [82], содержится в клеточных стенках грибов и бактерий, выполняет защитную и опорную функции [83]. Хитин — жесткий полупрозрачный полимер, он нерастворим в воде, устойчив к воздействию разбавленных кислот, щелочей, спирта и к другим органическим растворителям.

Хитозан — аминополисахарид 2-амино-2-дезокси-Ь^-глюкана, образующийся при деацетилировании хитина. Хитозан может связывать большое количество органических водорастворимых веществ, например бактериальные токсины, поскольку способен создавать водородные связи. В растворенном виде он обладает большим сорбирующим действием [84]. Жиры, жирорастворимые соединения, предельные углеводороды связываются хитозаном благодаря эффекту молекулярного сита, а также гидрофобным взаимодействиям. С помощью таких микробных ферментов, как хитиназа и хитобиаза, хитин и хитозан расщепляются до ^ацетил^-глюкозамина и D-глюкозамина, поэтому они являются экологически чистыми материалами. Хитин и хитозан используют для создания искусственных кровеносных сосудов, катетеров, шовных материалов. Из них изготавливают раневые, ожоговые, заживляющие покрытия и адгезивы [85], они входят в составы конструкций для доставки лекарств [86, 87]. Из хитозана формируют устойчивые и прочные изделия (пленки, губки, мембраны) [88], однако они термически нестабильны, что усложняет их стерилизацию. В связи с этим изделия добавляют как дополнительные компоненты в композитные матриксы, а хрупкость уменьшают за счет пластификаторов: глицерола, ла-уриновой кислоты, молочной кислоты, полиэтиленгли-коля [89].

Бактериальные полиоксиалканоаты — по-лиоксибутираты (полимеры р-оксимасляной кислоты) — класс полиэфиров, которые представляют собой внутриклеточные резервные соединения в ге-тероцистах у цианобактерий [90]. Полиоксиалканоаты различного химического состава имеют разнообразную структуру и отличаются физико-химическими свойствами. Наиболее часто исследуют гомогенный полиоксибутират и двухкомпонентные сополимеры оксибутирата и оксивалерата, оксибутирата и оксиок-таноата. Их физико-химические свойства сходны с полиэтиленом и полипропиленом, при этом они биосовместимы и биодеградируемы. Продукты разложения этих полиэфиров (углекислый газ и вода) нетоксичны.

Они обладают устойчивостью к ультрафиолетовому излучению, высокими газобарьерными качествами, хорошей водостойкостью, теплоустойчивостью. В зависимости от состава сополимеров полиоксиал-каноатов меняются их механические свойства [91]. В области тканевой инженерии полиоксибутираты используют, например, для изготовления пористых био-резорбируемых матриксов [92].

Альгиновая кислота представляет собой полисахарид, который получают из красных водорослей (Laminaria japonica Aresch). Альгиновая кислота — это вязкое вещество, не растворимое в большинстве органических растворителей; одна ее часть способна адсорбировать 300 массовых частей воды, поэтому она является хорошим загустителем [93]. Альгинат натрия, альгинат калия, альгинат кальция используют как пищевые добавки. В стоматологии альгинаты применяют в качестве эластичного слепочного материала. Неорганические наполнители (оксид цинка, тальк) составляют основную массу альгинатного порошка и влияют на вязкость материала и его прочность после затвердевания [87, 94]. Альгинаты используют в системах доставки биологически активных веществ [95], а также как инъекционные средства для доставки клеток и различных факторов, поскольку они позволяют формировать гидрогели при взаимодействии с двухвалентными и трехвалентными катионами (Mg2+, Ca2+, Ba2+, Sr2+, Al3+, Fe3+) [96, 97]. Альгинаты не содержат RGD-последовательность, поэтому адгезия клеток на их поверхность довольно низкая. Тем не менее пористые губки из альгината способствуют восстановлению нервной проводимости у крыс [96], а альгинатные матриксы — регенерации хрящевой ткани [98].

Каждый из полимеров далеко не универсален в применении. Например, полилактиды, полиамиды и полиуретаны хорошо подходят для изготовления протезов, медицинских принадлежностей; хитозан и коллаген наиболее пригодны в качестве дополнительных компонентов при формировании тканеин-женерных конструкций; поликапролактон и полигликолевая кислота — для изготовления качественных шовных нитей.

Ценность фиброина шелка и спидроина заключается в том, что они обладают свойствами, позволяющими им быть практически универсальными материалами для использования в тканевой инженерии, фармации, медицине независимо от вида конструкций (матриксы [99], пленки [100], шовные нити, микросферы, микроносители лекарственных препаратов). В отличие от большинства полимеров синтетического и природного происхождения изделия из фиброина шелка и спидроина имеют высокую нанопористость, столь важную для биологических свойств конечного изделия [101]. Они одновременно и биосовместимы, и биодеградируемы, обладают прочностью, оставаясь при этом относительно легкими в работе, не требуют добавления большого количества дополнительных материалов, чтобы создать изделие нужного формата.

обзоры

В отличие от полиоксибутирата и полигликолевой кислоты, которые в организме распадаются до углекислого газа и воды, продуктами распада фиброина шелка и спидроина являются аминокислоты, выступающие в качестве дополнительного строительного материала при регенерации ткани. Оба биополимера способствуют адгезии и пролиферации клеток на своей поверхности, чего не могут многие полимеры (например, альгинат). Модификация фиброина шелка и спидроина дополнительными химическими структурами усиливает эффективность их использования [102].

Технологии изготовления биополимерных конструкций

Существуют разные технологии изготовления трехмерных матриксов, каждая из которых имеет как достоинства, так и недостатки. Методика выбирается в зависимости от свойств материала, желаемых итоговых характеристик готовой конструкции и области ее применения.

Метод выщелачивания. В его основе лежит принцип выщелачивания, при котором из системы происходит вымывание одной из составляющих — поро-образователя, за счет чего и формируется пористая трехмерная структура матрикса. В качестве поро-образователя могут быть использованы как жидкие частицы, так и порошкообразные материалы: воск, соли (например, хлорид натрия, карбонат аммония) [103], сахар [8]; размер частиц порообразователя влияет на итоговый размер пор конструкции. К основным преимуществам метода можно отнести простоту, универсальность и удобство в контролировании размера и формы пор. Недостатком является ограниченность толщины конечной конструкции (до 3 мм), а также трудность формирования матриксов с гарантированной взаимосвязанностью пор [104].

Метод сублимации. Он заключается в том, что полимер растворяют в растворителе до образования требуемой концентрации, после чего раствор замораживают и удаляют растворитель путем лиофили-зации под высоким вакуумом. При этом формируется высокопористый матрикс, обладающий внутренней взаимосвязанностью пор [105]. Размер пор можно регулировать скоростью замораживания и уровня pH; более быстрая скорость замораживания позволяет получать поры меньшего размера [106]. Одним из основных преимуществ метода является то, что он не требует ни высокой температуры, ни отдельного этапа выщелачивания. К его недостаткам следует отнести длительность процесса, а также получение пор только небольшого размера. Эта техника применима к различного рода полимерам, включая фиброин шелка, полигликолевую кислоту, полилактид [107].

Метод электроспиннинга. В его основе лежит процесс электроспиннинга, при котором происходит подача раствора полимера с одинаковой скоростью через иглу малого диаметра в пространство с

электростатическим полем высокого напряжения, в результате чего на металлическом коллекторе формируются нити диаметром менее 1 мкм. К основным достоинствам метода относят возможность изготавливать матриксы с высоким соотношением поверхности и объема, ориентировать нити полимера, регулировать пористость матриксов и толщину волокон. Для данного метода подходит более двухсот полимеров, включая фиброин шелка [108], коллаген [109], хитозан [110], желатин [111].

Метод биопринтирования. В его основе лежит технология струйной печати, которая позволяет формировать 3D-структуры с заранее указанной морфологией. «Биочернилами» выступают живые клетки, белки, а в качестве «биобумаги» используют полимерную подложку, обеспечивающую существование сформированных структур и их стабилизацию [112]. В конце процесса применяется инкубатор, где при наличии определенных условий матрица фиксируется или происходит прорастание и пролиферация клеток, если было проведено биопринтирование клеточных структур. Метод биопринтирования не имеет недостатков в отличие от традиционных методов формирования матриксов, поскольку способен непосредственно задавать итоговую структуру изделия. Точность метода и его высокая воспроизводимость позволяют осуществлять послойную печать, а также наносить на получаемую конструкцию факторы роста и цитокины, которые нужны для адгезии клеток и их дифференци-ровки [113]. Таким образом, биопринтирование — наиболее современный, бесконтактный, недеструктивный метод, используемый для принтирования двухмерных и трехмерных структур послойно [114, 115].

Использование фиброина шелка и спидроина в тканевой инженерии и регенеративной медицине

Из регенерированного фиброина шелка Bombyx morí создают прочные и эластичные пленки, трехмерные матриксы и трубки. Исследования in vitro показали, что такие конструкции поддерживают адгезию и пролиферацию эукариотических клеток и их структура благоприятствует равномерному распределению пролиферирующих клеток как на поверхности, так и в толще матрикса. Эксперименты in vivo с подкожной имплантацией матриксов мышам продемонстрировали хорошую биодеградируемость конструкций из фиброина шелка и их способность подвергаться нео-васкуляризации [116]. Матриксы из рекомбинантно-го спидроина также показали свою совместимость с культурой клеток, обеспечили их адгезию и пролиферацию в течение долгого времени и обладали низкой иммуногенной активностью [117].

Регенерация костной ткани. Для устранения дефектов костной ткани A. Varkey с соавт. [118] изготовили три вида матриксов из фиброина шелка: с помощью электроспиннинга — нановолоконные матриксы,

методом лиофилизации — губки и пористые пленки, которые изучались в качестве подложки для адгезии и пролиферации клеток остеокарциномы MG-63. Результаты исследований показали, что все три вида биоконструкций биосовместимы и способствуют прикреплению клеток.

S. Sangkert с соавт. [119] создали матриксы, модифицированные коллагеном и фрагментами децеллю-ляризованной ткани, методом замораживания-оттаивания. В ходе экспериментов выявлено, что такие матриксы являются перспективными для инженерии костной ткани и лечения расщелины неба («волчьей пасти»).

Матриксы из фиброина шелка с гидроксиапатитом применяли для адгезии и пролиферации остеокарциномы MG-63. W. Shao с соавт. [120] показали, что эти наноструктурированные конструкции обладают превосходными биомиметическими и механическими свойствами, поддерживают адгезию и пролиферацию клеток, функционально способствуют биоминерализации. Фиброиновые биомиметические матриксы с добавлением гидроксиапатита, состоящие из трех слоев: первого — хрящевого с продольно ориентированной структурой микротрубочек, второго — костного слоя с 3D-пористой структурой, промежуточного — с плотной структурой, могут эффективно поддерживать регенерацию хрящевой и костной ткани in vivo [121]. Эксперименты in vitro с композитными матриксами из фиброина шелка (40%) и хитозана (60%) с внутренней трехмерной пористостью более 90% показали, что такие конструкции поддерживают быструю адгезию, рост и пролиферацию клеток MG-63, обладают хорошей биосовместимостью и замедленной биодеградацией, помогают клеткам выделять цитокины для построения внеклеточного матрикса [122]. При in vitro добавлении желатина и гидроксиапатита к матриксам из фиброина шелка увеличивается адгезия мышиных эмбриональных фибробластов и их пролиферация в 3D-культуре, поэтому многокомпонентные конструкции представляются перспективными в области регенеративной медицины, особенно при восстановлении костной ткани [123]. Матриксы из фиброина шелка и хитозана с добавлением сосудистого эндотелиаль-ного фактора роста способствуют пролиферации и активности эмбриональных человеческих остеобластов [124]. Волокнистые гидрогели из фиброина шелка и альгината натрия позволяют получить кристаллы гидроксиапатита нужной морфологии для восстановления костной ткани [125].

Мембраны из биологически активного стекла и фиброина шелка способны поддерживать пролиферацию клеток и влиять на одонтобластическую дифференциацию зубных стволовых клеток пульпы человека. Такие мембраны могут использоваться в качестве тка-неинженерного пленочного материала для регенерации пульпа-дентин комплекса [126].

Матриксы из стронций-легированного полифосфата кальция с добавлением допамина и фиброина шел-

ка, имплантированные in vivo, эффективно ускоряют процесс минерализации и регенерации новой костной ткани у кроликов. Иммуногистохимическое исследование показало, что матриксы также усиливают секрецию фактора роста эндотелия сосудов (VEGF) и главного фактора роста фибробластов (bFGF) [127].

Пористые матриксы из фиброина шелка формируют подходящую нишу, необходимую для поддержания длительного выживания и функционирования имплантированных стволовых клеток костного мозга крыс для регенерации костной ткани in vitro и in vivo [128].

Минерализованный фиброин шелка напоминает естественную костную структуру, клеточные и минеральные слои фиброина являются критически важными для регенерации костной ткани. В исследованиях отмечается, что способность содействовать спонди-лодезу усиливается, когда минерализованный фиброин шелка засевают стромальными клетками костного мозга [129].

Восстановление хрящевой ткани. Матриксы из фиброина шелка, содержащие механический фактор роста, трансформирующий фактор роста и стволовые клетки, способствуют регенерации суставного хряща in situ [130].

В исследовании V. Vishwanath с соавт. [131] показано, что наиболее подходящими для восстановления ткани являются матриксы из фиброина шелка с добавлением хитозана в сочетании 4:1. Матриксы с таким соотношением компонентов в наибольшей степени способствуют адгезии, выживаемости и пролиферации клеточных культур (на примере мезенхимальных стволовых клеток, полученных из пуповинной крови), а оценка секреции гликозаминогликанов на матриксах свидетельствует об их способности ускорять регенерацию хрящевой ткани. Композитные матриксы из коллагена и фиброина шелка в соотношении 7:3 с добавлением микросфер из полилактида-ко-гликолида способствуют восстановлению суставного хряща и интеграции регенерирующей и окружающей ее хрящевой ткани. Эффективность этих конструкций подтверждена в экспериментах in vitro и in vivo при имплантации матриксов в искусственно созданный дефект суставного хряща у кроликов [132].

Ранозаживление. В экспериментах in vitro и in vivo с крысами продемонстрировано, что матриксы из фиброина шелка с добавлением желатиновых микросфер с инкапсулированным антибиотиком ген-тамицином обладают антимикробным действием, подавляют золотистый стафилококк, кишечную и синегнойную палочки. Такие конструкции способствуют постепенному высвобождению лекарственного вещества, хорошему ранозаживлению и потому эффективны для лечения глубоких инфицированных и тяжелых ожогов [133]. В экспериментах in vivo на крысах показано, что наноматриксы из фиброина шелка способствуют ускоренному заживлению ожоговой раны и быстрой эпителизации. Это подтверждено

гистологическими исследованиями образцов ткани [134]. Патчи из фиброина шелка, полученные методом электроспиннинга и витализированные мезен-химальными стромальными клетками, взятыми из жировой ткани человека, использовали для регенерации кожи у мышей, больных диабетом. В in vivo исследованиях установлено, что невитализированные патчи не менее эффективны для лечения диабетических ран, чем патчи с мезенхимальными клетками. Действие обоих патчей одинаково и включает главным образом стимулирование ангиогенеза и синтез коллагена. В то же время отмечается, что отсутствие клеток на фиброиновых патчах имеет значительные преимущества, так как снижает риск передачи мутантных клеток и стимуляцию иммунной системы. Кроме того, невитализированные патчи могут быть подготовлены заранее и длительно храниться. Это — важный шаг на пути успешного лечения язв у больных сахарным диабетом [135].

Мезенхимальные стволовые клетки человека, культивированные на гидрогеле из фиброина шелка с переменной жесткостью и фактором роста с целью их дифференциации в зрелые гладкомышечные клетки, доказали эффективность применения фиброина шелка для изготовления тканеспецифичных матриксов для клеток [136].

Высокопористые пленки из фиброина шелка, сформированные методом электроспиннинга, обеспечивают доставку кислорода к ране, поэтому их используют в качестве перевязочного материала. Средний диаметр нановолокон влияет на механические и биологические свойства изделий, что позволяет получать конструкции с необходимыми характеристиками [137].

Реконструкция связок. Матриксы из волокон регенерированного шелка с иерархической структурой, включающей нанофибриллы, микроволокна и пучки волокон, обладают механическими характеристиками, совпадающими со свойствами передней крестообразной связки. Тесты на биодеградацию показали, что матриксы теряют 8% массы после погружения в натрий-фосфатный буфер через 60 дней и 62% массы — при погружении в раствор протеазы актиномицетов на 48 ч. Авторы [138] сделали вывод, что благодаря иерархической структуре, механическим свойствам, высокой биосовместимости и биодеградируемости, матриксы из регенерированного шелка могут применяться для тканевой инженерии связок.

При покрытии искусственных связок из ПЭТФ фиброином шелка уменьшается их гидрофобность и повышается биосовместимость. Эксперименты in vitro показали, что на поверхности этих конструкций улучшается адгезия и пролиферация мышиных фибробла-стов по сравнению со связками, не модифицированными биополимером [139].

Матриксы, изготовленные из коллагеновых губок и фиброиновой вязаной сетки, способны имитировать компоненты связок. Эксперименты in vivo на кроликах показали, что данные матриксы подходят для рекон-

струкции передней крестообразной связки у животных, в связи с чем обладают потенциалом для клинического применения [140].

Биодеградируемые гибридные нано- и микрома-триксы, состоящие из скрученных нитей фиброина шелка, покрытых нановолокнами поли-3-гидрокси-бутирата или поликапролактона, способствуют адгезии и пролиферации мышиных фибробластов in vitro. Механические свойства гибридной структуры могут быть оптимизированы для регенерации различных естественных связок и сухожилий путем изменения количества крученых нитей фиброина [141].

Регенерация кровеносных сосудов. В экспериментах [142] показано, что фиброиновые матриксы с добавлением гепарина ингибируют пролиферацию гладкомышечных клеток человека, улучшают гемосов-местимость, высвобождая гепарин в течение 7 дней, а также способствуют образованию новых сосудов при подкожной имплантации у крыс. Эти матриксы могут быть использованы в качестве потенциальных сосудистых имплантатов, поскольку обладают высокой степенью пористости (92%), хорошей совместимостью с кровью и легкостью изготовления.

Трубчатые матрицы из фиброина шелка, сформированные методом электроспиннинга, могут применяться для регенерации кровеносных сосудов малого диаметра. Эксперименты in vitro и in vivo на крысах показали, что эти матрицы имеют подходящие морфологические и механические свойства, они биодегради-руемы и биосовместимы [143].

Сочетание пористых шелковых матриксов, содержащих в структуре каналы диаметром 254 мкм, и ви-тализации эндотелиальными клетками пупочной вены человека (HUVECs) способствует быстрой васкуляри-зации и интеграции в условиях in vivo. Полые каналы в матриксах улучшают пролиферацию эндотелиаль-ных клеток пупочной вены человека и формирование капилляроподобных трубок во время предварительной инкубации in vitro [144].

Мультифункциональный биоматериал из фиброина шелка с добавлением гепарина приводит к контролируемому высвобождению фактора роста эндотелия сосудов in vitro. Высвобожденный фактор функционально активен и способствует росту эндотелиальных клеток человека. Добавление низкомолекулярного гепарина к шелку повышает его гемосовместимость [145].

Двухслойные сосудистые матриксы малого диаметра из рекомбинантного паучьего шелка, полика-пролактона, желатина и хитозана биосовместимы и биодеградируемы. Они имеют подходящую гидро-фильность и гемосовместимость, способствуют адгезии и пролиферации мезенхимальных стволовых клеток в условиях in vitro, а также при подкожной имплантации in vivo [146].

Искусственные протезы сосудов из фиброина шелка изучали в условиях in vitro и in vivo на крысах для оценки их острой и подострой гемосовместимости и сравнивали с коммерчески доступными транспланта-

тами из ПЭТФ. Результаты экспериментов подтвердили возможность использования фиброина шелка для регенерации сосудов [147].

Пленки и матриксы из фиброина шелка с добавлением N^'-метиленбисакриламида нерастворимы в воде и кислотах, обладают пористостью, обеспечивающей хорошие условия для культивирования клеток. Такие конструкции более совместимы с кровью по сравнению с пленками и матриксами из чистого фиброина. Они препятствуют свертыванию крови и адгезии тромбоцитов, поэтому являются идеальными кандидатами для применения в сосудистой хирургии [148].

Восстановление желудочно-кишечного и мо-чевыделительного трактов. Двухслойные матриксы из фиброина шелка поддерживают адгезию и пролиферацию эпителиальных клеток желудочно-кишечного тракта и гладкомышечных клеток человека, что подтверждено в экспериментах in vitro. Кроме того, матриксы способствуют дифференцировке первичных эпителиальных клеток пищевода человека в направлении супрабазального и поверхностного фенотипов. Планируется проведение экспериментов in vivo с применением этих матриксов для восстановления органов желудочно-кишечного тракта [149]. Покрытые фиброином шелка матриксы из полиэфир-уретана с наличием микроканалов в структуре и добавлением фактора роста эндотелия сосудов в значительной степени способствуют регенерации мышц пищевода, формируя нормальную гистологическую структуру [150].

Матриксы из фиброина шелка протестированы на экспериментальных моделях животных как средства для восстановления мочевого пузыря и уретры. Результаты показали высокую биосовместимость, биоразлагаемость и хорошую регенерацию гладких мышц и уротелия. Эти матриксы обладают необходимыми биомеханическими свойствами — прочностью и эластичностью [151].

Сетки из шелка паутины, полученные от Nephila edulis, поддерживают адгезию, выживаемость и рост первичных уротелиальных клеток человека без существенного изменения их свойств, что делает этот материал подходящим к испытанию его в доклинических исследованиях для реконструкции мочевого пузыря [152].

Пленки из фиброина шелка и кератина проявляют улучшенные механические свойства при добавлении к ним желатина. После смешивания с пероксидом кальция пленки создают высокий уровень кислорода на протяжении двух недель и способствуют усиленному клеточному росту. Такой биоматериал обладает антибактериальными свойствами. Эксперименты на животных показали целесообразность его применения для восстановления дефектов мочевыделительного тракта [153].

Регенерация нервной ткани. Волокна из регенерированного фиброина шелка с добавлением оксида графена являются биосовместимыми и обладают ме-

ханическими свойствами, которые позволяют использовать их при изготовлении биоинженерных матриксов для восстановления костей, роста и регенерации нервной ткани. Такие матриксы могут служить электродным материалом для хранения энергии и быть биосовместимым субстратом для «электронной кожи» [154].

На основе матрикса из фиброина шелка и коллагена создан тканеинженерный нервный канал, на котором в качестве посевного клеточного материала совместно культивировали шванновские клетки и стволовые клетки жировой ткани. В экспериментах in vivo на крысах установлено, что такие конструкции улучшают регенеративную микросреду и ускоряют регенерацию периферических нервов [155].

Биоинженерная ткань из фиброина шелка и коллагена, представляющая собой пористую фиброиновую губку с предварительно посеянными на нее нейронами головного мозга крысы, погруженными в мягкую коллагеновую матрицу, способна имитировать натив-ную нервную ткань [156].

Биоинженерные нервные каналы из фиброина шелка и полилактида-ко-гликолида, полученные методом электроспиннинга, обладают высокой пористостью, гидрофильностью, жесткостью на растяжение и биосовместимостью. При in vitro и in vivo подкожной имплантации у кроликов происходит восстановление периферического нерва, что позволяет применять каналы в клинике [157].

Волокнистые мембраны из полилактида-ко-глико-лида и фиброина шелка обладают высокой гидро-фильностью. Натяжение нитей в таких конструкциях можно регулировать путем изменения процентного содержания белка. Лабораторные тесты показали, что при добавлении фиброина в изделие из полилакти-да-ко-гликолида повышается пролиферация нервных клеток. Мембраны, сформированные в нервный канал и имплантированные в дефект седалищного нерва мыши, способствовали более организованной и зрелой регенерации нерва [157].

Биодеградируемые носители клеточных культур и лекарственных веществ

Клеточные микроносители. Микроносители из рекомбинантного спидроина со сложной топографией поверхности обеспечивают эффективное культивирование первичных иммортализованных фибробластов. Эксперименты in vivo показали, что подкожные инъекции суспензии микрогеля в область кожной раны не приводят к развитию острого воспаления, при этом ускоряют регенерацию тканей у мышей, стимулируют нейрогенез и ангиогенез [158]. В целях повышения адгезии микроносители из водного раствора фиброина соединяют с желатином, гидрофильным биополимером с интегрин-распознающей RGD-последовательностью. Полученные биорезорбируе-мые микроносители поддерживают адгезию и пролиферацию 3Т3-фибробластов мыши [159].

обзоры

Композитные мембраны из фиброина шелка с добавлением ацетамида обладают хорошей совместимостью с клетками, необходимыми механическими свойствами, стабильной долговременной оптической прозрачностью и способствуют пролиферации рого-вичных стромальных клеток in vitro [160].

В условиях in vitro волокнистые сетки из рекомби-нантного спидроина подходят для адгезии и роста кар-диомиоцитов без дополнительного покрытия адгезивными факторами (например, фибронектином) [161].

Носители лекарственных веществ. Губки из фиброина шелка с добавлением желатина являются потенциальными носителями куркумина и докозагек-саеновой кислоты, которые, высвобождаясь в организме, обеспечивают противоопухолевый эффект [162]. Биосовместимые и биодеградируемые микрокапсулы из фиброина шелка с добавлением поликапролактона, благодаря легко регулируемым размерам и проницаемости, представляют собой перспективные конструкции для использования в качестве интеллектуальных систем доставки лекарственных средств [163].

Микросферы из фиброина шелка — потенциальные объекты для доставки и высвобождения препаратов в организме [164]. Их морфология, размер и полидисперсность регулируются путем изменения молекулярной массы и концентрации фиброина шелка, а также ионной силы и pH буферного раствора. Многофункциональные микросферы из фиброина шелка с добавлением оксида железа эффективны в качестве носителей доксорубицина гидрохлорида (традиционного противоракового препарата) [165].

Монослойные и многослойные пленки из спидро-ина используют в фармацевтических и медицинских целях как матрицы для доставки лекарственных веществ с низкой и с высокой молекулярной массой, особенно в тех случаях, когда механическая прочность элюирующей матрицы имеет большое значение [166]. Биодеградируемые стержни из фиброина шелка являются перспективными биосовместимыми конструкциями для хранения и доставки анастрозола при лечении рака молочной железы. Эксперименты in vitro и in vivo показали, что они способствуют равномерному замедленному высвобождению препарата, при этом скорость зависит от размеров конструкции [167]. Наночастицы из фиброина шелка, в которые инкапсулирован антибактериальный препарат гентамицин, нанесенные на поверхность титана с целью достичь непрерывного высвобождения лекарственного препарата в условиях in vitro, повышают адгезию остеобластов, их пролиферацию и дифференцировку по сравнению с титановой поверхностью без покрытия. Такая технология обеспечивает более эффективный подход к лечению в области ортопедии и стоматологии [168]. Пористые матриксы из фиброина шелка и поливинилового спирта можно использовать в качестве раневого перевязочного материала благодаря низкой цитотоксичности и подходящему высвобождению загруженного в них потенциального лекарственного средства куркумина [169].

Микрочастицы фиброина шелка, сформированные распылением-высушиванием или распылением-лиофилизацией, подходят для направленной доставки противоракового препарата Цисплатина путем ингаляции в легкие. Сшивание фиброина с генипином модифицирует высвобождение лекарственного средства, делая его более эффективным. Способность частиц образовывать аэрозоли позволяет проводить адекватную дисперсию и доставку вещества вплоть до нижних дыхательных путей [170].

Сферы из биоинженерного паучьего шелка используют в качестве средства для направленной противораковой терапии [171]. Они обеспечивают pH-зависимое высвобождение доксорубицина, не проявляют цитотоксического действия до загрузки лекарственного препарата.

В условиях in vivo при введении непосредственно в мембрану круглого окна уха морских свинок гидрогель из фиброина шелка и полиэтиленгликоля с загруженным в него дексаметазоном проявил себя как эффективное и безопасное средство для доставки и пролонгированного высвобождения глюкокортикоида во внутреннем ухе [172].

Раствор фиброина шелка с добавлением рибофлавина (в качестве фотоинициатора для ковалент-ного сшивания) образует прозрачный эластичный гидрогель, который может использоваться для изменения формы роговицы с целью восстановления остроты зрения [173].

Наносферы, состоящие из фиброина шелка и наноалмазов, применяют в качестве носителей лекарственных препаратов (например, доксорубицина). Высвобождение вещества контролируется с помощью измерения флюоресценции наноалмазов внутри сфер. Такие наносферы являются хорошими наноком-позитными платформами для диагностических и терапевтических целей [174].

Заключение

Фиброин шелка и спидроин применяют в области биоинженерии и регенеративной медицины в качестве материалов для изготовления трехмерных матриксов, способствующих восстановлению поврежденных органов и тканей, для создания биодеградируемых носителей клеток и лекарственных препаратов. Они обладают уникальными свойствами, поэтому конструкции из этих двух биополимеров продолжают активно разрабатываться и изучаться.

Финансирование исследования. Работа выполнена за счет гранта Российского научного фонда (проект №15-15-00173).

Конфликт интересов. У авторов нет конфликта интересов.

Литература/References

1. Jeffries E.M., Allen R.A., Gao J., Pesce M., Wang Y. Highly elastic and suturable electrospun poly(glycerol

sebacate) fibrous scaffolds. Acta Biomater 2015; 18: 30-39, https://doi.Org/10.1016/j.actbio.2015.02.005.

2. Lace R., Murray-Dunning C., Williams R. Biomaterials for ocular reconstruction. J Mater Sci 2015; 50(4): 1523-1534, https://doi.org/10.1007/s10853-014-8707-0.

3. Song Z., Shi B., Ding J., Zhuang X., Zhang X., Fu C., Chen X. Prevention of postoperative tendon adhesion by biodegradable electrospun membrane of poly(lactide-co-glycolide). Chinese Journal of Polymer Science 2015; 33(4): 587-596, https://doi.org/10.1007/s10118-015-1611-5.

4. Wadbua P., Promdonkoy B., Maensiri S., Siri S. Different properties of electrospun fibrous scaffolds of separated heavy-chain and light-chain fibroins of Bombyx mori. Int J Biol Macromol 2010; 46(5): 493-501, https://doi. org/10.1016/j.ijbiomac.2010.03.007.

5. Ho W. Single-molecule chemistry. J Chem Phys 2002; 117(24): 11033-11061, https://doi.org/10.1063Z1.1521153.

6. Tanaka K., Inoue S., Mizuno S. Hydrophobic interaction of P25, containing Asn-linked oligosaccharide chains, with the H-L complex of silk fibroin produced by Bombyx mori. Insect Biochem Mol Biol 1999; 29(3): 269-276, https://doi. org/10.1016/s0965-1748(98)00135-0.

7. Inoue S., Tanaka K., Arisaka F., Kimura S., Ohtomo K., Mizuno S. Silk fibroin of Bombyx mori is secreted, assembling a high molecular mass elementary unit consisting of H-chain, L-chain, and P25, with a 6:6:1 molar ratio. J Biol Chem 2000; 275(51): 40517-40528, https://doi.org/10.1074/jbc. m006897200.

8. Vepari C., Kaplan D.L. Silk as a biomaterial. Prog Polym Sci 2007; 32(8-9): 991-1007, https://doi.org/10.1016/j. progpolymsci.2007.05.013.

9. Lucas F., Shaw J.T., Smith S.G. The amino acid sequence in a fraction of the fibroin of Bombyx mori. Biochem J 1957; 66(3): 468-479, https://doi.org/10.1042/bj0660468.

10. Gholami A., Tavanai H., Moradi A.R. Production of fibroin nanopowder through electrospraying. J Nanopart Res 2011; 13(5): 2089-2098, https://doi.org/10.1007/s11051-010-9965-7.

11. Scherer M.P., Frank G., Gummer A.W. Experimental determination of the mechanical impedance of atomic force microscopy cantilevers in fluids up to 70 kHz. J Appl Phys 2000; 88(5): 2912-2920, https://doi.org/10.1063/1.1287522.

12. Dong Y., Dai F., Ren Y., Liu H., Chen L., Yang P., Liu Y., Li X., Wang W., Xiang H. Comparative transcriptome analyses on silk glands of six silkmoths imply the genetic basis of silk structure and coloration. BMC Genomics 2015; 16(1), https:// doi.org/10.1186/s12864-015-1420-9.

13. Kim E.Y., Tripathy N., Park J.Y., Lee S.E., Joo C.-K., Khang G. Silk fibroin film as an efficient carrier for corneal endothelial cells regeneration. Macromolecular Research 2015; 23(2): 189-195, https://doi.org/10.1007/s13233-015-3027-z.

14. Smith R.K., Lewis P.A., Weiss P.S. Patterning self-assembled monolayers. Progress in Surface Science 2004; 75(1-2): 1-68, https://doi.org/10.1016/j.progsurf.2003.12.001.

15. Sun K., Li H., Li R., Nian Z., Li D., Xu C. Silk fibroin/ collagen and silk fibroin/chitosan blended three-dimensional scaffolds for tissue engineering. Eur J Oithop Surg Traumatol 2015; 25(2): 243-249, https://doi.org/10.1007/s00590-014-1515-z.

16. Nakazawa Y., Sato M., Takahashi R., Aytemiz D., Takabayashi C., Tamura T., Enomoto S., Sata M., Asakura T. Development of small-diameter vascular grafts based on silk

fibroin fibers from Bombyx mori for vascular regeneration. J Biomater Sci Polym Ed 2011; 22(1-3): 195-206, https://doi. org/10.1163/092050609x12586381656530.

17. Lian X.-J., Wang S., Zhu H.-S. Surface properties and cytocompatibillity of silk fibroin films cast from aqueous solutions in different concentrations. Front Mater Sci China 2010; 4(1): 57-63, https://doi.org/10.1007/s11706-010-0013-4.

18. Wang P., Pi B., Wang J.-N., Zhu X.-S., Yang H.-L. Preparation and properties of calcium sulfate bone cement incorporated with silk fibroin and Sema3A-loaded chitosan microspheres. Front Mater Sci 2015; 9(1): 51-65, https://doi. org/10.1007/s11706-015-0278-8.

19. Wenk E., Wandrey A.J., Merkle H.P., Meinel L. Silk fibroin spheres as a platform for controlled drug delivery. J Control Release 2008; 132(1): 26-34, https://doi. org/10.1016/j.jconrel.2008.08.005.

20. Abdel-Fattah W.I., Atwa N., Ali G.W. Influence of the protocol of fibroin extraction on the antibiotic activities of the constructed composites. Prog Biomater 2015; 4(2-4): 77-88, https://doi.org/10.1007/s40204-015-0039-x.

21. Shen Z.Q., Hu J., Wang J.L., Zhou Y.X. Comparison of polycaprolactone and starch/polycaprolactone blends as carbon source for biological denitrification. Int J Environ Sci Technol 2015; 12(4): 1235-1242, https://doi.org/10.1007/ s13762-013-0481-z.

22. Vehoff T., Glisovic A., Schollmeyer H., Zippelius A., Salditt T. Mechanical properties of spider dragline silk: humidity, hysteresis, and relaxation. Biophys J 2007; 93(12): 4425-4432, https://doi.org/10.1529/biophysj.106.099309.

23. Kluge J.A., Rabotyagova O., Leisk G.G., Kaplan D.L. Spider silks and their applications. Trends Biotechnol 2008; 26(5): 244-251, https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2008.02.006.

24. Sponner A., Schlott B., Vollrath F., Unger E., Grosse F., Weisshart K. Characterization of the protein components of Nephila clavipes dragline silk. Biochemistry 2005; 44(12): 4727-4736, https://doi.org/10.1021/bi047671k.

25. van Beek J.D., Hess S., Vollrath F., Meier B.H. The molecular structure of spider dragline silk: folding and orientation of the protein backbone. Proc Natl Acad Sci USA 2002; 99(16): 10266-10271, https://doi.org/10.1073/ pnas.152162299.

26. Rousseau M.-E., Lefevre T., Pezolet M. Conformation and orientation of proteins in various types of silk fibers produced by Nephila clavipes spiders. Biomacromolecules 2009; 10(10): 2945-2953, https://doi.org/10.1021/bm9007919.

27. Simmons A.H., Michal C.A., Jelinski L.W. Molecular orientation and two-component nature of the crystalline fraction of spider dragline silk. Science 1996; 271(5245): 84-87, https:// doi.org/10.1126/science.271.5245.84.

28. Thiel B.L., Guess K.B., Viney C. Non-periodic lattice crystals in the hierarchical microstructure of spider (major ampullate) silk. Biopolymers 1997; 41(7): 703-719, https:// doi.org/10.1002/(sici)1097-0282(199706)41:7<703::aid-bip1>3.0.co;2-t.

29. Cunniff P.M., Fossey S.A., Auerbach M.A., Song J.W., Kaplan D.L., Adams W.W., Eby R.K., Mahoney D., Vezie D.L. Mechanical and thermal properties of dragline silk from the spider Nephila clavipes. Polym Adv Technol 1994; 5(8): 401410, https://doi.org/10.1002/pat.1994.220050801.

30. Agnarsson I., Boutry C., Blackledge T.A. Spider silk aging: initial improvement in a high performance material followed by slow degradation. J Exp Zool A Ecol Genet Physiol 2008; 309(8): 494-504, https://doi.org/10.1002/jez.480.

31. Osaki S., Yamamoto K., Kajiwara A., Murata M. Evaluation of the Resistance of Spider Silk to Ultraviolet Irradiation. Polymer Journal 2004; 36(8): 623-627, https://doi. org/10.1295/polymj.36.623.

32. Sapede D., Seydel T., Forsyth V.T., Koza M.M., Schweins R., Vollrath F., Riekel C. Nanofibrillar structure and molecular mobility in spider dragline silk. Macromolecules 2005; 38(20): 8447-8453, https://doi.org/10.1021/ ma0507995.

33. Yang J., Barr L.A., Fahnestock S.R., Liu Z.-B. High yield recombinant silk-like protein production in transgenic plants through protein targeting. Transgenic Res 2005; 14(3): 313324, https://doi.org/10.1007/s11248-005-0272-5.

34. Scheller J., Henggeler D., Viviani A., Conrad U. Purification of spider silk-elastin from transgenic plants and application for human chondrocyte proliferation. Transgenic Res 2004; 13(1): 51-57, https://doi.org/10.1023/ b:trag.0000017175.78809.7a.

35. Wen H., Lan X., Zhang Y., Zhao T., Wang Y., Kajiura Z., Nakagaki M. Transgenic silkworms (Bombyx mori) produce recombinant spider dragline silk in cocoons. Mol Biol Rep 2010; 37(4): 1815-1821, https://doi.org/10.1007/s11033-009-9615-2.

36. Slotta U., Tammer M., Kremer F., Koelsch P., Scheibel T. Structural analysis of spider silk films. Supramolecular Chemistry 2006; 18(5): 465-471, https://doi. org/10.1080/10610270600832042.

37. Lazaris A., Arcidiacono S., Huang Y., Zhou J.F., Duguay F., Chretien N., Welsh E.A., Soares J.W., Karatzas C.N. Spider silk fibers spun from soluble recombinant silk produced in mammalian cells. Science 2002; 295(5554): 472-476, https://doi.org/10.1126/science.1065780.

38. Grip S., Johansson J., Hedhammar M. Engineered disulfides improve mechanical properties of recombinant spider silk. Protein Sci 2009; 18(5): 1012-1022, https://doi. org/10.1002/pro.111.

39. Rabotyagova O.S., Cebe P., Kaplan D.L. Self-assembly of genetically engineered spider silk block copolymers. Biomacromolecules 2009; 10(2): 229-236, https://doi. org/10.1021/bm800930x.

40. Hauptmann V., Menzel M., Weichert N., Reimers K., Spohn U., Conrad U. In planta production of ELPylated spidroin-based proteins results in non-cytotoxic biopolymers. BMC Biotechnol 2015; 15(1): 9, https://doi.org/10.1186/ s12896-015-0123-2.

41. Zhu G.C., Gu Y.Q., Geng X., Feng Z.G., Zhang S.W., Ye L., Wang Z.G. Experimental study on the construction of small three-dimensional tissue engineered grafts of electrospun poly-epsilon-caprolactone. Journal of materials science. J Mater Sci Mater Med 2015; 26(2): 112, https://doi. org/10.1007/s10856-015-5448-9.

42. Costa M.P., Teixeira N.H., Longo M.V., Gemperli R., Costa H.J. Combined polyglycolic acid tube and autografting versus autografting or polyglycolic acid tube alone. A comparative study of peripheral nerve regeneration in rats. Acta Cir Bras 2015; 30(1): 46-53, https://doi.org/10.1590/ s0102-86502015001000006.

43. Cartmill B.T., Parham D.M., Strike P.W., Griffiths L., Parkin B. How do absorbable sutures absorb? A prospective double-blind randomized clinical study of tissue reaction to polyglactin 910 sutures in human skin. Orbit 2014; 33(6): 437443, https://doi.org/10.3109/01676830.2014.950285.

44. Pihlajamaki H., Tynninen O., Karjalainen P.,

Rokkanen P. The impact of polyglycolide membrane on a tendon after surgical rejoining. A histological and histomorphometric analysis in rabbits. J Biomed Mater Res A 2007; 81(4): 987-993, https://doi.org/10.1002/jbm.a.31144.

45. Zhu Y., Liang C., Bo Y., Xu S. Non-isothermal crystallization behavior of compatibilized polypropylene/ recycled polyethylene terephthalate blends. J Therm Anal Calorim 2015; 119(3): 2005-2013, https://doi.org/10.1007/ s10973-014-4349-3.

46. Makarawo T.P., Reynolds R.A., Cullen M.L. Polylactide bioabsorbable struts for chest wall reconstruction in a pediatric patient. Ann Thorac Surg 2015; 99(2): 689-691, https://doi. org/10.1016/j.athoracsur.2014.03.052.

47. Water J.J., Bohr A., Boetker J., Aho J., Sandler N., Nielsen H.M., Rantanen J. Three-dimensional printing of drug-eluting implants: preparation of an antimicrobial polylactide feedstock material. J Pharm Sci 2015; 104(3): 1099-1107, https://doi.org/10.1002/jps.24305.

48. Guo S.Z., Heuzey M.C., Therriault D. Properties of polylactide inks for solvent-cast printing of three-dimensional freeform microstructures. Langmuir 2014; 30(4): 1142-1150, https://doi.org/10.1021/la4036425.

49. de Mel A., Yap T., Cittadella G., Hale L.R., Maghsoudlou P., de Coppi P., Birchall M.A., Seifalian A.M. A potential platform for developing 3D tubular scaffolds for paediatric organ development. J Mater Sci Mater Med 2015; 26(3): 141, https://doi.org/10.1007/s10856-015-5477-4.

50. Alhusein N., Blagbrough I.S., De Bank P.A. Electrospun matrices for localised controlled drug delivery: release of tetracycline hydrochloride from layers of polycaprolactone and poly(ethylene-co-vinyl acetate). Drug Deliv Transl Res 2012; 2(6): 477-488, https://doi.org/10.1007/s13346-012-0106-y.

51. Osten K.M., Aluthge D.C., Mehrkhodavandi P. The effect of steric changes on the isoselectivity of dinuclear indium catalysts for lactide polymerization. Dalton Trans 2015; 44(13): 6126-6139, https://doi.org/10.1039/c5dt00222b.

52. Kim J.A., Van Abel D. Neocollagenesis in human tissue injected with a polycaprolactone-based dermal filler. J Cosmet Laser Ther 2015; 17(2): 99-101, https://doi.org/10.3109/14764 172.2014.968586.

53. Xu Z., Zhu J., Liao X., Ni H. Thermal behavior of poly (ethylene terephthalate)/SiO2/TiO2 nano composites prepared via in situ polymerization. J Iran Chem Soc 2014; 12(5): 765770, https://doi.org/10.1007/s13738-014-0536-1.

54. Mallick B. Analysis of strain-induced crystallinity in neutron-irradiated amorphous PET fiber. Appl Phys A 2015; 119(2): 653-657, https://doi.org/10.1007/s00339-015-9009-3.

55. Ma Z., Kotaki M., Yong T., He W., Ramakrishna S. Surface engineering of electrospun polyethylene terephthalate (PET) nanofibers towards development of a new material for blood vessel engineering. Biomaterials 2005; 26(15): 25272536, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2004.07.026.

56. Huang Z., Bi L., Zhang Z., Han Y. Effects of dimethylolpropionic acid modification on the characteristics of polyethylene terephthalate fibers. Mol Med Rep 2012; 6(4): 709-715, https://doi.org/10.3892/mmr.2012.1012.

57. Ebadi H., Mehdipour-Ataei S. Heat-resistant, pyridine-based polyamides containing ether and ester units with improved solubility. Chinese Journal of Polymer Science 2010; 28(1): 29-37, https://doi.org/10.1007/s10118-010-8212-0.

58. Surguchenko V.A., Ponomareva A.S., Kirsanova L.A., Skaleckij N.N., Sevastianov V.I. The cell-engineered construct of cartilage on the basis of biopolymer hydrogel matrix and

human adipose tissue-derived mesenchymal stromal cells (in vitro study). J Biomed Mater Res A 2015; 103(2): 463-470, https://doi.Org/10.1002/jbm.a.35197.

59. Sevastianov V.l., Dukhina G.A., Grigoriev A.M., Perova N.V., Kirsanova L.A., Skaletskiy N.N., Akhaladze D.G., Gautier S.V. The functional effectiveness of a cell-engineered construct for the regeneration of articular cartilage. Russian Journal of Transplantology and Artificial Organs 2015; 17(1): 86-96, https://doi.org/10.15825/1995-1191-2015-1-86-96.

60. Srisuwan Y., Srihanam P., Baimark Y. Preparation of silk fibroin microspheres and its application to protein adsorption. Journal of Macromolecular Science, Part A 2009; 46(5): 521525, https://doi.org/10.1080/10601320902797780.

61. Baimark Y., Srihanam P. Effect of methanol treatment on regenerated silk fibroin microparticles prepared by the emulsification-diffusion technique. Journal of Applied Sciences 2009; 9(21): 3876-3881, https://doi.org/10.3923/ jas.2009.3876.3881.

62. Medalia O., Weber I., Frangakis A.S., Nicastro D., Gerisch G., Baumeister W. Macromolecular architecture in eukaryotic cells visualized by cryoelectron tomography. Science 2002; 298(5596): 1209-1213, https://doi.org/10.1126/ science.1076184.

63. Jalilian S., Yeganeh H. Preparation and properties of biodegradable polyurethane networks from carbonated soybean oil. Polym Bull 2015; 72(6): 1379-1392, https://doi. org/10.1007/s00289-015-1342-3.

64. Schüttler K.F., Pöttgen S., Getgood A., Rominger M.B., Fuchs-Winkelmann S., Roessler P.P., Ziring E., Efe T. Improvement in outcomes after implantation of a novel polyurethane meniscal scaffold for the treatment of medial meniscus deficiency. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc 2015; 23(7): 1929-1935, https://doi.org/10.1007/s00167-014-2977-6.

65. Breslauer D.N., Muller S.J., Lee L.P. Generation of monodisperse silk microspheres prepared with microfluidics. Biomacromolecules 2010; 11(3): 643-647, https://doi. org/10.1021/bm901209u.

66. Skorotetcky M.S., Borshchev O.V., Surin N.M., Meshkov I.B., Muzafarov A.M., Ponomarenko S.A. Novel cross-linked luminescent silicone composites based on reactive nanostructured organosilicon luminophores. Silicon 2015; 7(2): 191-200, https://doi.org/10.1007/s12633-014-9256-5.

67. Surovikin Y.V., Likholobov V.A. Synthesis and properties of a new generation of carbon materials from the Sibunit family modified with silicon compounds. Solid Fuel Chem 2014; 48(6): 335-348, https://doi.org/10.3103/s036152191406007x.

68. Bouchet-Marquis C., Hoenger A. Cryo-electron tomography on vitrified sections: a critical analysis of benefits and limitations for structural cell biology. Micron 2011; 42(2): 152-162, https://doi.org/10.1016/j.micron.2010.07.003.

69. Liu Q., Shao L., Fan H., Long Y., Zhao N., Yang S., Zhang X., Xu J. Characterization of maxillofacial silicone elastomer reinforced with different hollow microspheres. J Mater Sci 2015; 50(11): 3976-3983, https://doi.org/10.1007/ s10853-015-8953-9.

70. Zolotareva N., Semenov V. Microchannel thermocured silicone rubber. Silicon 2015; 7(2): 89-93, https://doi. org/10.1007/s12633-014-9240-0.

71. Lonys L., Vanhoestenberghe A., Julemont N., Godet S., Delplancke M.P., Mathys P., Nonclercq A. Silicone rubber encapsulation for an endoscopically implantable

gastrostimulator. Med Biol Eng Comput 2015; 53(4): 319-329, https://doi.org/10.1007/s11517-014-1236-9.

72. Dawson J., Schussler O., Al-Madhoun A., Menard C., Ruel M., Skerjanc I.S. Collagen scaffolds with or without the addition of RGD peptides support cardiomyogenesis after aggregation of mouse embryonic stem cells. In Vitro Cell Dev Biol Anim 2011; 47(9): 653-664, https://doi.org/10.1007/ s11626-011-9453-0.

73. Chaisri P., Chingsungnoen A., Siri S. Repetitive Gly-Leu-Lys-Gly-Glu-Asn-Arg-Gly-Asp peptide derived from collagen and fibronectin for improving cell-scaffold interaction. Appl Biochem Biotechnol 2015; 175(5): 2489-2500, https://doi. org/10.1007/s12010-014-1388-y.

74. Kretzschmar M., Bieri O., Miska M., Wiewiorski M., Hainc N., Valderrabano V., Studler U. Characterization of the collagen component of cartilage repair tissue of the talus with quantitative MRI: comparison of T2 relaxation time measurements with a diffusion-weighted double-echo steady-state sequence (dwDESS). Eur Radiol 2015; 25(4): 980-986, https://doi.org/10.1007/s00330-014-3490-5.

75. Mochalov K.E., Efimov A.E., Bobrovsky A., Agapov I.I., Chistyakov A.A., Oleinikov V., Sukhanova A., Nabiev I. Combined scanning probe nanotomography and optical microspectroscopy: a correlative technique for 3D characterization of nanomaterials.. ACS Nano 2013; 7(10): 8953-8962, https://doi.org/10.1021/nn403448p.

76. Togo S., Sato T., Sugiura H., Wang X., Basma H., Nelson A., Liu X., Bargar T.W., Sharp J.G., Rennard S.I. Differentiation of embryonic stem cells into fibroblast-like cells in three-dimensional type I collagen gel cultures. In Vitro Cell Dev Biol Anim 2011; 47(2): 114-124, https://doi.org/10.1007/ s11626-010-9367-2.

77. Werkmeister J.A., Edwards G.A., Ramshaw J.A.M. Collagen-based vascular prostheses. In: Biomaterials engineering and devices: human applications. Humana Press; 2000; p. 121-136, http://dx.doi.org/10.1385/1-59259-196-5:121.

78. Bhat SV. Cardiovascular implants and extracorporeal devices. In: Biomaterials. Springer Netherland; 2002; p. 130162, https://doi.org/10.1007/978-94-010-0328-5_9.

79. Tran A., Brown S., Rosenberg J., Hovsepian D. Tract embolization with gelatin sponge slurry for prevention of pneumothorax after percutaneous computed tomography-guided lung biopsy. Cardiovasc Intervent Radiol 2014; 37(6): 1546-1553, https://doi.org/10.1007/s00270-013-0823-8.

80. Chiu C.-H., Shih H.-C., Jwo S.-C., Hsieh M.-F. Effect of crosslinkers on physical properties of gelatin hollow tubes for tissue engineering application. In: World Congress on Medical Physics and Biomedical Engineering. September 7-12, 2009, Munich, Germany. Springer Berlin Heidelberg; 2009; p. 293296, https://doi.org/10.1007/978-3-642-03900-3_85.

81. Chou K.F., Chiu H.S., Lin J.H., Huang W.Y., Chen P.Y., Xiao W.L., Chen T.K., Wang L.W. The effect of microwave treatment on the drug release property of gelatin microspheres. In: The 15th International Conference on Biomedical Engineering. Springer International Publishing; 2014; p. 726729, http://dx.doi.org/10.1007/978-3-319-02913-9_185.

82. Tretenichenko E.M., Datsun V.M., Ignatyuk L.N., Nud'ga L.A. Preparation and properties of chitin and chitosan from a hydroid polyp. Russ J Appl Chem 2006; 79(8): 13411346, https://doi.org/10.1134/s1070427206080258.

83. Kaya M., Akata I., Baran T., Mente§ A. Physicochemical properties of chitin and chitosan produced from medicinal

fungus (Fomitopsis pinicola). Food Biophysics 2015; 10(2): 162-168, https://doi.org/10.1007/s11483-014-9378-8.

84. Bashash S., Saeidpourazar R., Jalili N. Development, analysis and control of a high-speed laser-free atomic force microscope. Rev Sci Instrum 2010; 81(2): 023707, https://doi. org/10.1063/1.3302553.

85. Bhattarai N., Gunn J., Zhang M. Chitosan-based hydrogels for controlled, localized drug delivery. Adv Drug Deliv Rev 2010; 62(1): 83-99, https://doi.org/10.1016/j. addr.2009.07.019.

86. Pradines B., Bories C., Vauthier C., Ponchel G., Loiseau P.M., Bouchemal K. Drug-free chitosan coated poly(isobutylcyanoacrylate) nanoparticles are active against trichomonas vaginalis and non-toxic towards pig vaginal mucosa. Pharm Res 2015; 32(4): 1229-1236, https://doi. org/10.1007/s11095-014-1528-7.

87. Abou Taleb M.F., Alkahtani A., Mohamed S.K. Radiation synthesis and characterization of sodium alginate/chitosan/ hydroxyapatite nanocomposite hydrogels: a drug delivery system for liver cancer. Polym Bull 2015; 72(4): 725-742, https://doi.org/10.1007/s00289-015-1301-z.

88. Grigoriadi K., Giannakas A., Ladavos A.K., Barkoula N.-M. Interplay between processing and performance in chitosan-based clay nanocomposite films. Polym Bull 2015; 72(5): 1145-1161, https://doi.org/10.1007/ s00289-015-1329-0.

89. Teterina A.Y., Fedotov A.Y., Egorov A.A., Barinov S.M., Komlev V.S. Microstructure formation in porous calcium phosphate-chitosan bone cements. Inorg Mater 2015; 51(4): 396-399, https://doi.org/10.1134/s0020168515040172.

90. Vioque A. Transformation of cyanobacteria. In: Transgenic microalgae as green cell factories. Springer New York; 2007; p. 12-22, https://doi.org/10.1007/978-0-387-75532-8_2.

91. Beltran F.J.E., Munoz-Saldana J., Torres-Torres D., Torres-Martinez R., Schneider G.A. Atomic force microscopy cantilever simulation by finite element methods for quantitative atomic force acoustic microscopy measurements. Journal of Materials Research 2006; 21(12): 3072-3079, https://doi. org/10.1557/jmr.2006.0379.

92. He Y.X., Zhang N.N., Li W.F., Jia N., Chen B.Y., Zhou K., Zhang J., Chen Y., Zhou C.Z. N-terminal domain of Bombyx mori fibroin mediates the assembly of silk in response to pH decrease. J Mol Biol 2012; 418(3-4): 197-207, https:// doi.org/10.1016/j.jmb.2012.02.040.

93. Al-Zoreky N., Al-Otaibi M. Suitability of camel milk for making yogurt. Food Sci Biotechnol 2015; 24(2): 601-606, https://doi.org/10.1007/s10068-015-0078-z.

94. Shibukawa Y., Sato M., Kimura M., Sobhan U., Shimada M., Nishiyama A., Kawaguchi A., Soya M., Kuroda H., Katakura A., Ichinohe T., Tazaki M. Odontoblasts as sensory receptors: transient receptor potential channels, pannexin-1, and ionotropic ATP receptors mediate intercellular odontoblast-neuron signal transduction. Ffllugers Arch 2015; 467(4): 843863, https://doi.org/10.1007/s00424-014-1551-x.

95. Zhang X.-Z., Tian F.-J., Hou Y.-M., Ou Z.-H. Preparation and in vitro in vivo characterization of polyelectrolyte alginate-chitosan complex based microspheres loaded with verapamil hydrochloride for improved oral drug delivery. J Incl Phenom Macrocycl Chem 2015; 81(3-4): 429-440, https://doi. org/10.1007/s10847-014-0471-x.

96. Perets A., Baruch Y., Weisbuch F., Shoshany G., Neufeld G., Cohen S. Enhancing the vascularization of

three-dimensional porous alginate scaffolds by incorporating controlled release basic fibroblast growth factor microspheres. J Biomed Mater Res A 2003; 65(4): 489-497, https://doi. org/10.1002/jbm.a.10542.

97. Qiao P.-y., Li F.-f., Dong L.-m., Xu T., Xie Q.-f. Delivering MC3T3-E1 cells into injectable calcium phosphate cement through alginate-chitosan microcapsules for bone tissue engineering. J Zhejiang Univ Sci B 2014; 15(4): 382-392, https://doi.org/10.1631/jzus.b1300132.

98. Heywood H.K., Sembi P.K., Lee D.A., Bader D.L. Cellular utilization determines viability and matrix distribution profiles in chondrocyte-seeded alginate constructs. Tissue Eng 2004; 10(9-10): 1467-1479, https://doi.org/10.1089/ ten.2004.10.1467.

99. Agapova O.I., Druzhinina T.V., Trofimov K.V., Sevastianov V.I., Agapov I.I. Biodegradable porous scaffolds for the bone tissue regeneration. Inorg Mater Appl Res 2016; 7(2): 219-225, https://doi.org/10.1134/s2075113316020027.

100. Safonova L.A., Bobrova M.M., Agapova O.I., Kotliarova M.S., Arkhipova A.Yu., Moisenovich M.M., Agapov I.I. Biological properties of regenerated silk fibroin films. Sovremennye tehnologii v medicine 2015; 7(3): 6-13, https://doi.org/10.17691/stm2015.7 3.01.

101. Efimov A.E., Agapova O.I., Mochalov K.E., Agapov I.I. Three-dimensional analysis of nanomaterials by scanning probe nanotomography. Physics Procedia 2015; 73: 173-176, https://doi.org/10.1016/j.phpro.2015.09.149.

102. Agapova O.I., Efimov A.E., Moisenovich M.M., Bogush V.G., Agapov I.I. Comparative analysis of three-dimensional nanostructure of porous biocompatible scaffolds made of recombinant spidroin and silk fibroin for regenerative medicine. Russian Journal of Transplantology and Artificial Organs 2015; 17(2): 37, http://dx.doi.org/10.15825/1995-1191-2015-2-37-44.

103. Hou Q., Grijpma D.W., Feijen J. Porous polymeric structures for tissue engineering prepared by a coagulation, compression moulding and salt leaching technique. Biomaterials 2003; 24(11): 1937-1947, https://doi.org/10.1016/ s0142-9612(02)00562-8.

104. Moore M.J., Jabbari E., Ritman E.L., Lu L., Currier B.L., Windebank A.J., Yaszemski M.J. Quantitative analysis of interconnectivity of porous biodegradable scaffolds with micro-computed tomography. J Biomed Mater Res A 2004; 71(2): 258-267, https://doi.org/10.1002/jbm.a.30138.

105. Mandal B.B., Kundu S.C. Cell proliferation and migration in silk fibroin 3D scaffolds. Biomaterials 2009; 30(15): 2956-2965, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials. 2009.02.006.

106. Haugh M.G., Murphy C.M., O'Brien F.J. Novel freeze-drying methods to produce a range of collagen-glycosaminoglycan scaffolds with tailored mean pore sizes. Tissue Eng Part C Methods 2010; 16(5): 887-894, https://doi. org/10.1089/ten.tec.2009.0422.

107. Altman G.H., Diaz F., Jakuba C., Calabro T., Horan R.L., Chen J., Lu H., Richmond J., Kaplan D.L. Silk-based biomaterials. Biomaterials 2003; 24(3): 401-416, https:// doi.org/10.1016/s0142-9612(02)00353-8.

108. Zarkoob S., Eby R.K., Reneker D.H., Hudson S.D., Ertley D., Adams W.W. Structure and morphology of electrospun silk nanofibers. Polymer 2004; 45(11): 3973-3977, https://doi.org/10.1016/j.polymer.2003.10.102.

109. Matthews J.A., Wnek G.E., Simpson D.G., Bowlin G.L. Electrospinning of collagen nanofibers.

Biomacromolecules 2002; 3(2): 232-238, https://doi. org/10.1021/bm015533u.

110. Ohkawa K., Cha D., Kim H., Nishida A., Yamamoto H. Electrospinning of chitosan. Macromol Rapid Commun 2004; 25(18): 1600-1605, https://doi.org/10.1002/marc.200400253.

111. Ma Z., Kotaki M., Inai R., Ramakrishna S. Potential of nanofiber matrix as tissue-engineering scaffolds. Tissue Eng 2005; 11(1-2): 101-109, https://doi.org/10.1089/ ten.2005.11.101.

112. Jakab K., Norotte C., Damon B., Marga F., Neagu A., Besch-Williford C.L., Kachurin A., Church K.H., Park H., Mironov V., Markwald R., Vunjak-Novakovic G., Forgacs G. Tissue engineering by self-assembly of cells printed into topologically defined structures. Tissue Eng Part A 2008; 14(3): 413-421, https://doi.org/10.1089/tea.2007.0173.

113. Norotte C., Marga F.S., Niklason L.E., Forgacs G. Scaffold-free vascular tissue engineering using bioprinting. Biomaterials 2009; 30(30): 5910-5917, https://doi. org/10.1016/j.biomaterials.2009.06.034.

114. Murphy S.V., Atala A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nat Biotechnol 2014; 32(8): 773-785, https://doi. org/10.1038/nbt.2958.

115. Wang Q., Xia Q., Wu Y., Zhang X., Wen F., Chen X., Zhang S., Heng B.C., He Y., Ouyang H.W. 3D-printed atsttrin-incorporated alginate/hydroxyapatite scaffold promotes bone defect regeneration with TNF/TNFR signaling involvement. Adv Healthc Mater2015; 4(11): 1701-1708. https://doi.org/10.1002/ adhm.201500211.

116. Agapov I.I., Moisenovich M.M., Vasilyeva T.V., Pustovalova O.L., Kon'kov A.S., Arkhipova A.Y., Sokolova O.S., Bogush V.G., Sevastianov V.I., Debabov V.G., Kirpichnikov M.P. Biodegradable matrices from regenerated silk of Bombix mori. Dokl Biochem Biophys 2010; 433: 201204, https://doi.org/10.1134/s1607672910040149.

117. Agapov I.I., Pustovalova O.L., Moisenovich M.M., Bogush V.G., Sokolova O.S., Sevastyanov V.I., Debabov V.G., Kirpichnikov M.P. Three-dimensional scaffold made from recombinant spider silk protein for tissue engineering. Dokl Biochem Biophys 2009; 426(1): 127-130, https://doi. org/10.1134/s1607672909030016.

118. Varkey A., Venugopal E., Sugumaran P., Janarthanan G., Pillai M.M., Rajendran S., Bhattacharyya A. Impact of silk fibroin-based scaffold structures on human osteoblast MG63 cell attachment and proliferation. Int J Nanomedicine 2015; 10(Suppl 1): 43-51, https://doi. org/10.2147/ijn.s82209.

119. Sangkert S., Meesane J., Kamonmattayakul S., Chai W.L. Modified silk fibroin scaffolds with collagen/ decellularized pulp for bone tissue engineering in cleft palate: morphological structures and biofunctionalities. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl 2016; 58: 1138-1149, https://doi. org/10.1016/j.msec.2015.09.031.

120. Shao W., He J., Sang F., Ding B., Chen L., Cui S., Li K., Han Q., Tan W. Coaxial electrospun aligned tussah silk fibroin nanostructured fiber scaffolds embedded with hydroxyapatite-tussah silk fibroin nanoparticles for bone tissue engineering. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl 2016; 58: 342351, https://doi.org/10.1016/j.msec.2015.08.046.

121. Ding X., Zhu M., Xu B., Zhang J., Zhao Y., Ji S., Wang L., Wang L., Li X., Kong D., Ma X., Yang Q. Integrated trilayered silk fibroin scaffold for osteochondral differentiation of adipose-derived stem cells. ACS Appl Mater Interfaces 2014; 6(19): 16696-16705, https://doi.org/10.1021/am5036708.

122. Zeng S., Liu L., Shi Y., Qiu J., Fang W., Rong M., Guo Z., Gao W. Characterization of silk fibroin/chitosan 3D porous scaffold and in vitro cytology. PLoS One 2015; 10(6): e0128658, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0128658.

123. Moisenovich M.M., Arkhipova A.Y., Orlova A.A., Drutskaya M.S., Volkova S.V., Zacharov S.E., Agapov I.I., Kirpichnikov M.P. Composite scaffolds containing silk fibroin, gelatin, and hydroxyapatite for bone tissue regeneration and 3D cell culturing. Acta Naturae 2014; 6(1): 96-101.

124. Tong S., Xu D.P., Liu Z.M., Du Y., Wang X.K. Synthesis of the new-type vascular endothelial growth factor-silk fibroin-chitosan three-dimensional scaffolds for bone tissue engineering and in vitro evaluation. J Craniofac Surg 2016; 27(2): 509-515, https://doi.org/10.1097/ scs.0000000000002296.

125. Ming J., Jiang Z., Wang P., Bie S., Zuo B. Silk fibroin/ sodium alginate fibrous hydrogels regulated hydroxyapatite crystal growth. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl 2015; 51: 287293, https://doi.org/10.1016/j.msec.2015.03.014.

126. Lyu X., Li Z., Wang H., Yang X. Bioactive glass 45S5-silk fibroin membrane supports proliferation and differentiation of human dental pulp stem cells. Zhonghua Kou Qiang Yi Xue Za Zhi 2015; 50(12): 725-730.

127. Wang X., Gu Z., Jiang B., Li L., Yu X. Surface modification of strontium-doped porous bioactive ceramic scaffolds via poly(DOPA) coating and immobilizing silk fibroin for excellent angiogenic and osteogenic properties. Biomater Sci 2016; 4(4): 678-688, https://doi.org/10.1039/c5bm00482a.

128. Zhang W., Zhu C., Ye D., et al. Porous silk scaffolds for delivery of growth factors and stem cells to enhance bone regeneration. PLoS One 2014; 9(7): e102371, https://doi. org/10.1371/journal.pone.0102371.

129. Gu Y., Chen L., Niu H.Y., Shen X.F., Yang H.L. Promoting spinal fusions by biomineralized silk fibroin films seeded with bone marrow stromal cells: an in vivo animal study. J Biomater Appl 2016; 30(8): 1251-1260, https://doi. org/10.1177/0885328215620067.

130. Luo Z., Jiang L., Xu Y., Li H., Xu W., Wu S., Wang Y., Tang Z., Lv Y., Yang L. Mechano growth factor (MGF) and transforming growth factor (TGF)-beta3 functionalized silk scaffolds enhance articular hyaline cartilage regeneration in rabbit model. Biomaterials 2015; 52: 463-375, https://doi. org/10.1016/j.biomaterials.2015.01.001.

131. Vishwanath V., Pramanik K., Biswas A. Optimization and evaluation of silk fibroin-chitosan freeze dried porous scaffolds for cartilage tissue engineering application. J Biomater Sci Polym Ed 2016; 27(7): 657-674, https://doi.org/ 10.1080/09205063.2016.1148303.

132. Wang J., Yang Q., Cheng N., Tao X., Zhang Z., Sun X., Zhang Q. Collagen/silk fibroin composite scaffold incorporated with PLGA microsphere for cartilage repair. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl 2016; 61: 705-511, https://doi. org/10.1016/j.msec.2015.12.097.

133. Lan Y., Li W., Jiao Y., Guo R., Zhang Y., Xue W., Zhang Y. Therapeutic efficacy of antibiotic-loaded gelatin microsphere/silk fibroin scaffolds in infected full-thickness burns. Acta Biomater 2014; 10(7): 3167-3176, https://doi. org/10.1016/j.actbio.2014.03.029.

134. Ju H.W., Lee O.J., Lee J.M., Moon B.M., Park H.J., Park Y.R., Lee M.C., Kim S.H., Chao J.R., Ki C.S., Park C.H. Wound healing effect of electrospun silk fibroin nanomatrix in burn-model. Int J Biol Macromol 2016; 85: 29-39, https://doi. org/10.1016/j.ijbiomac.2015.12.055.

135. Navone S.E., Pascucci L., Dossena M., Ferri A., Invernici G., Acerbi F., Cristini S., Bedini G., Tosetti V., Ceserani V., Bonomi A., Pessina A., Freddi G., Alessandrino A., Ceccarelli P., Campanella R., Marfia G., Alessandri G., Parati E.A. Decellularized silk fibroin scaffold primed with adipose mesenchymal stromal cells improves wound healing in diabetic mice. Stem Cell Res Ther 2014; 5(1): 7, https://doi. org/10.1186/scrt396.

136. Floren M., Bonani W., Dharmarajan A., Motta A., Migliaresi C., Tan W. Human mesenchymal stem cells cultured on silk hydrogels with variable stiffness and growth factor differentiate into mature smooth muscle cell phenotype. Acta Biomater 2016; 31: 156-166, https://doi.org/10.1016/j. actbio.2015.11.051.

137. Chomachayi M.D., Solouk A., Mirzadeh H. Electrospun silk-based nanofibrous scaffolds: fiber diameter and oxygen transfer. Prog Biomater 2016; 5: 71-80, https://doi. org/10.1007/s40204-016-0046-6.

138. Wu H.Y., Zhang F., Yue X.X., Ming J.F., Zuo B.Q. Wet-spun silk fibroin scaffold with hierarchical structure for ligament tissue engineering. Materials Letters 2014; 135: 6366, https://doi.org/10.1016Zj.matlet.2014.07 115.

139. Jiang J., Ai C., Zhan Z., Zhang P., Wan F., Chen J., Hao W., Wang Y., Yao J., Shao Z., Chen T., Zhou L., Chen S. Enhanced fibroblast cellular ligamentization process to polyethylene terepthalate artificial ligament by silk fibroin coating. Artif Organs 2016; 40(4): 385-393, https://doi. org/10.1111/aor.12571.

140. Bi F., Shi Z., Liu A., Guo P., Yan S. Anterior cruciate ligament reconstruction in a rabbit model using silk-collagen scaffold and comparison with autograft. PLoS One 2015; 10(5): e0125900, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0125900.

141. Naghashzargar E., Fare S., Catto V., Bertoldi S., Semnani D., Karbasi S., Tanzi M.C. Nano/micro hybrid scaffold of PCL or P3HB nanofibers combined with silk fibroin for tendon and ligament tissue engineering. J Appl Biomater Funct Mater 2015; 13(2): e156-e168, https://doi.org/10.5301/ jabfm.5000216.

142. Zhu M., Wang K., Mei J., Li C., Zhang J., Zheng W., An D., Xiao N., Zhao Q., Kong D., Wang L. Fabrication of highly interconnected porous silk fibroin scaffolds for potential use as vascular grafts. Acta Biomater 2014; 10(5): 2014-2023, https://doi.org/10.1016/jactbio.2014.01.022.

143. Catto V., Fare S., Cattaneo I., Figliuzzi M., Alessandrino A., Freddi G., Remuzzi A., Tanzi M.C. Small diameter electrospun silk fibroin vascular grafts: Mechanical properties, in vitro biodegradability, and in vivo biocompatibility. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl 2015; 54: 101-111, https://doi. org/10.1016/j.msec.2015.05.003.

144. Zhang W., Wray L.S., Rnjak-Kovacina J., Xu L., Zou D., Wang S., Zhang M., Dong J., Li G., Kaplan D.L., Jiang X. Vascularization of hollow channel-modified porous silk scaffolds with endothelial cells for tissue regeneration. Biomaterials 2015; 56: 68-77, https://doi.org/10.1016/j. biomaterials.2015.03.053.

145. Seib F.P., Herklotz M., Burke K.A., Maitz M.F., Werner C., Kaplan D.L. Multifunctional silk-heparin biomaterials for vascular tissue engineering applications. Biomaterials 2014; 35(1): 83-91, https://doi.org/10.1016/j. biomaterials.2013.09.053.

146. Zhao L., Xu Y., He M., Zhang W., Li M. Preparation of spider silk protein bilayer small-diameter vascular scaffold and its biocompatibility and mechanism research. Composite

Interfaces 2014; 21(9): 869-884, https://doi.org/10.1080/1568 5543.2014.970416.

147. Aytemiz D., Suzuki Y., Shindo T., Saotome T., Tanaka R., Asakura T. In vitro and in vivo evaluation of hemocompatibility of silk fibroin based artificial vascular grafts. Int J Chem 2014; 6(2), https://doi.org/10.5539/ijc.v6n2p1.

148. Adali T., Uncu M. Silk fibroin as a non-thrombogenic biomaterial. Int J Biol Macromol 2016; 90: 11-19, https://doi. org/10.1016/j.ijbiomac.2016.01.088.

149. Franck D., Chung Y.G., Coburn J., Kaplan D.L., Estrada C.R. Jr., Mauney J.R. In vitro evaluation of bi-layer silk fibroin scaffolds for gastrointestinal tissue engineering. J Tissue Eng 2014; 5: 2041731414556849, https://doi.org/10.1177/ 2041731414556849.

150. Hou L., Gong C., Zhu Y. In vitro construction and in vivo regeneration of esophageal bilamellar muscle tissue. J Biomater Appl 2016; 30(9): 1373-1384, https://doi. org/10.1177/0885328215627585.

151. Sack B.S., Mauney J.R., Estrada C.R. Jr. Silk fibroin scaffolds for urologic tissue engineering. Curr Urol Rep 2016; 17(2): 16, https://doi.org/10.1007/s11934-015-0567-x.

152. Steins A., Dik P., Müller W.H., Vervoort S.J., Reimers K., Kuhbier J.W., Vogt P.M., van Apeldoorn A.A., Coffer P.J., Schepers K. In vitro evaluation of spider silk meshes as a potential biomaterial for bladder reconstruction. PLoS One 2015; 10(12): e0145240, https://doi.org/10.1371/ journal.pone.0145240.

153. Lv X., Li Z., Chen S., Xie M., Huang J., Peng X., Yang R., Wang H., Xu Y., Feng C. Structural and functional evaluation of oxygenating keratin/silk fibroin scaffold and initial assessment of their potential for urethral tissue engineering. Biomaterials 2016; 84: 99-110, https://doi.org/10.1016/j. biomaterials.2016.01.032.

154. Zhang C., Zhang Y., Shao H., Hu X. Hybrid silk fibers dry-spun from regenerated silk fibroin/graphene oxide aqueous solutions. ACS Appl Mater Interfaces 2016; 8(5): 3349-3358, https://doi.org/10.1021/acsami.5b11245.

155. Xu Y., Zhang Z., Chen X., Li R., Li D., Feng S. A silk fibroin/collagen nerve scaffold seeded with a co-culture of schwann cells and adipose-derived stem cells for sciatic nerve regeneration. PLoS One 2016; 11(1): e0147184, https://doi. org/10.1371/journal.pone.0147184.

156. Chwalek K., Sood D., Cantley W.L., White J.D., Tang-Schomer M., Kaplan D.L. Engineered 3D silk-collagen-based model of polarized neural tissue. J Vis Exp 2015; 105: e52970, https://doi.org/10.3791/52970.

157. Wang Y.L., Gu X.M., Kong Y., Feng Q.L., Yang Y.M. Electrospun and woven silk fibroin/poly(lactic-co-glycolic acid) nerve guidance conduits for repairing peripheral nerve injury. Neural Regen Res 2015; 10(10): 1635-1642, https://doi. org/10.4103/1673-5374.167763.

158. Moisenovich M.M., Malyuchenko N.V., Arkhipova A.Y., Kotlyarova M.S., Davydova L.I., Goncharenko A.V., Agapova O.I., Drutskaya M.S., Bogush V.G., Agapov I.I., Debabov V.G., Kirpichnikov M.P. Novel 3D-microcarriers from recombinant spidroin for regenerative medicine. Dokl Biochem Biophys 2015; 463: 232-235, https://doi.org/10.1134/ s1607672915040109.

159. Arkhipova A.Y., Kotlyarova M.C., Novichkova S.G., Agapova O.I., Kulikov D.A., Kulikov A.V., Drutskaya M.S., Agapov I.I., Moisenovich M.M. New silk fibroin-based bioresorbable microcarriers. Bull Exp Biol Med 2016; 160(4): 491-494, https://doi.org/10.1007/s10517-016-3204-x.

160. Zhang S.S., Li J.J., Zhang X.F., Lu S.Z. Corneal matrix repair carrier with composite silk protein membrane. Materials Science Forum 2015; 815: 424-428, https://doi. org/10.4028/www.scientific.net/msf.815.424.

161. Teplenin A., Krasheninnikova A., Agladze N., Sidoruk K., Agapova O., Agapov I., Bogush V., Agladze K. Functional analysis of the engineered cardiac tissue grown on recombinant spidroin fiber meshes. PLoS One 2015; 10(3): e0121155, https://doi.org/10.1371/journal. pone.0121155.

162. Lerdchai K., Kitsongsermthon J., Ratanavaraporn J., Kanokpanont S., Damrongsakkul S. Thai silk fibroin/gelatin sponges for the dual controlled release of curcumin and docosahexaenoic acid for anticancer treatment. J Pharm Sci 2016; 105(1): 221-230, https://doi.org/10.1002/jps.24701.

163. Cheng C., Teasdale I., Brüggemann O. Stimuli-responsive capsules prepared from regenerated silk fibroin microspheres. Macromol Biosci 2014; 14(6): 807-816, https:// doi.org/10.1002/mabi.201300497.

164. Zeng D.M., Pan J.J., Wang Q., Liu X.F., Wang H., Zhang K.Q. Controlling silk fibroin microspheres via molecular weight distribution. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl 2015; 50: 226-233, https://doi.org/10.1016/j.msec.2015.02.005.

165. Zhang H., Ma X., Cao C., Wang M., Zhu Y. Multifunctional iron oxide/silk-fibroin (Fe3O4-SF) composite microspheres for the delivery of cancer therapeutics. RSC Adv 2014; 4(78): 41572-41577, https://doi.org/10.1039/ c4ra05919k.

166. Agostini E., Winter G., Engert J. Water-based preparation of spider silk films as drug delivery matrices. J Control Release 2015; 213: 134-141, https://doi.org/10.1016/j. jconrel.2015.06.025.

167. Yucel T., Lovett M.L., Giangregorio R., Coonahan E., Kaplan D.L. Silk fibroin rods for sustained delivery of breast

cancer therapeutics. Biomaterials 2014; 35(30): 8613-8620, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2014.06.030.

168. Sharma S., Bano S., Ghosh A.S., Mandal M., Kim H.W., Dey T., Kundu S.C. Silk fibroin nanoparticles support in vitro sustained antibiotic release and osteogenesis on titanium surface. Nanomedicine 2016; 12(5): 1193-1204, https://doi.org/10.1016/j.nano.2015.12.385.

169. Li X., Qin J., Ma J. Silk fibroin/poly (vinyl alcohol) blend scaffolds for controlled delivery of curcumin. Regen Biomater 2015; 2(2): 97-105, https://doi.org/10.1093/rb/rbv008.

170. Kim S.Y., Naskar D., Kundu S.C., Bishop D.P., Doble P.A., Boddy A.V., Chan H.K., Wall I.B., Chrzanowski W. Formulation of biologically-inspired silk-based drug carriers for pulmonary delivery targeted for lung cancer. Sci Rep 2015; 5: 11878, https://doi.org/10.1038/srep11878.

171. Florczak A., Mackiewicz A., Dams-Kozlowska H. Functionalized spider silk spheres as drug carriers for targeted cancer therapy. Biomacromolecules 2014; 15(8): 2971-2981, https://doi.org/10.1021/bm500591p.

172. Yu D., Sun C., Zheng Z., Wang X., Chen D., Wu H., Wang X., Shi F. Inner ear delivery of dexamethasone using injectable silk-polyethylene glycol (PEG) hydrogel. Int J Pharm 2016; 503(1-2): 229-237, https://doi.org/10.1016/j. ijpharm.2016.02.048.

173. Applegate M.B., Partlow B.P., Coburn J., Marelli B., Pirie C., Pineda R., Kaplan D.L., Omenetto F.G. Photocrosslinking of silk fibroin using riboflavin for ocular prostheses. Adv Mater 2016; 28(12): 2417-2420, https://doi. org/10.1002/adma.201504527.

174. Khalid A., Mitropoulos A.N., Marelli B., Tomljenovic-Hanic S., Omenetto F.G. Doxorubicin loaded nanodiamond-silk spheres for fluorescence tracking and controlled drug release. Biomed Opt Express 2016; 7(1): 132-147, https://doi. org/10.1364/boe.7.000132.

/ту/ттту/тттттту/ттту/тттяттттти*.

206 СТМ J 2017 - том 9, №2