БИОГЕНЕЗ РИБОСОМ ЭУКАРИОТ: 60S СУБЪЕДИНИЦА Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

УДК 577.22

Биогенез рибосом эукариот: 60S субъединица

А. А. Моралева1, А. С. Дерябин1*, Ю. П. Рубцов1, М. П. Рубцова2*, О. А. Донцова1'2'3 1Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, Москва, 117997 Россия

2Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, Москва, 119991 Россия

3Сколковский институт наук и технологий, Москва, 121205 Россия

*E-mail: deryabin95@mail.ru, mprubtsova@gmail.com

Поступила в редакцию 29.07.2021

Принята к печати 11.02.2022

DOI: 10.32607/actanaturae.11541

РЕФЕРАТ Биогенез рибосом - последовательное скоординированное созревание рибосомных предшественников в ядрышке, нуклеоплазме и цитоплазме. В формировании зрелых субъединиц рибосом принимают участие сотни факторов, которые обеспечивают процессинг рибосомных РНК, формирование их третичной структуры, а также взаимодействие с ними рибосомных белков. Основные особенности и стадии биогенеза рибосом одинаковы в разных группах эукариот, однако в клетках человека этот процесс претерпел усложнение из-за увеличения размера рибосом и прерибосом, а также усложнения регуляторных путей, влияющих на их сборку и функцию. С помощью полногеномных скринингов на основе РНК-интерференции выявлено множество факторов, необходимых для биогенеза именно рибосом человека. В первой части обзора суммированы последние результаты изучения процессинга первичного транскрипта рРНК, а также сравниваются процессы созревания малой 40S субъединицы в клетках дрожжей и человека. В представленной второй части обзора основное внимание уделено биогенезу большой 60S субъединицы эукариотических рибосом. КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА ядрышко, биогенез рибосом, рибосомопатии.

ВВЕДЕНИЕ

В первой части нашего обзора подробно описаны механизмы формирования и процессинга общего 90S предшественника, биогенез малой 40S субъединицы, а также ядрышко как специальная внутриядерная структура, необходимая для формирования и раннего созревания предшественников рибосом. Во второй части рассмотрение деталей биогенеза рибосом продолжено на примере формирования большой 60S субъединицы человека и дрожжей.

БИОГЕНЕЗ ПРЕДШЕСТВЕННИКА СУБЪЕДИНИЦЫ 60S

25S рибосомная РНК (рРНК) 60S субъединицы дрожжей состоит из шести консервативных доменов (I-VI), которые более тесно переплетены друг с другом, чем домены 18S рРНК в малой субъединице (SSU) (рис. 1). На внешней поверхности большой субъединицы (LSU) расположены домены I и II 25S и 5.8S рРНК, а домены IV и V входят в состав функциональных центров. Домены III и IV соединяют малую и большую субъединицы. При этом домен III рРНК связывается с другими доменами рРНК в нижней части субъединицы 60S, 5.8S рРНК находится между доменами I и III, а 5S рРНК закреплена поверх доменов II и V (рис. 1). Домен VI связан с доменами I, II и 5.8S рРНК.

В 2017 году тремя группами исследователей были опубликованы крио-ЭМ-структуры высокого разрешения пре-60S из ядер дрожжей. В этих структурах идентифицированы шесть типов пре-60S частиц, различающихся плотностью упаковки РНК и составом рибосомных белков (RP) [1, 6-8] (рис. 1). Вторичная структура рРНК LSU разделена на шесть доменов, однако эти домены невозможно отчетливо выделить в 3D-структуре, в отличие от четырех доменов 18S рРНК в SSU. Домены I и II 25S рРНК в процессе транскрипции связывают 5.8S и ITS2, образуя структурный каркас для дальнейшей сборки (рис. 1) [1, 7, 8]. Домен VI, после того как РНК-полимераза I (Pol I) завершает его транскрипцию, сразу принимает упорядоченную структуру, в то время как центральные домены (III, IV и V) остаются неупорядоченными, взаимодействуя с факторами сборки рибосом (ФСР), которые препятствуют образованию контактов с 5'-концевыми доменами. В составе зрелой LSU домены I-V формируют туннель выхода пептида, II и VI - GTP-азный центр, а домен V - пеп-тидилтрансферазный центр (ПТЦ) с A- и P-сайтами. Скоординированный процесс присоединения и диссоциации различных ФСР обеспечивает последовательное формирование этих ключевых структур.

Л

Ядрышко Ядро

V í г.- \

Состояние А Состояние B Состояние ^Состояние D/E Состояние F

Дрожжи

ITS1

JlSL

Д

Человек

■i ч ■} W rt IÉ i» tó rt | II IIIIV

5.8S рРНК

4

Ж

Расщепление Расщепление ITS2 5'-Конца

по сайту С2 26S пре-рРНК

Присоединение Процессинг РНК-экзосомы 7S пре-рРНК

Пре-60S

Открытая конформация РНК-экзосомы

Пре-60S

NopSJ itf4

РНК-экзосома

Ягр44

Зрелые 25S, 5.8S рРНК

Рис. 1. Структура и созревание пре-рРНК дрожжей. Л — 25S рРНК содержит шесть доменов (I—VI) вторичной структуры. 5.8S рРНК (показана черным) комплементарно взаимодействует с доменом I 25S рРНК (адаптировано из https://crw-site.chemistry.gatech.edu/). Б — последовательность сборки доменов пре-60S пре-рРНК. Цветовая кодировка доменов 25S рРНК соответствует панели (Л). Присоединение рибосомных белков и факторов биогенеза к предшественнику 35S рРНК. Формирование туннеля выхода полипептида (черный кружок) начинается с того, что домен VI связывается с доменами I и II и с участком 5.8S предшественника рРНК. Складывание доменов рРНК осуществляется в следующем порядке: VI, V, III и IV. В состоянии F (конечном), домен V полностью свернут [1]. В — поворот 5S рРНК [2]. Г — схема вторичных структур ITS1 и ITS2 дрожжей и человека. Знаком «V» обозначены сайты расщепления. Предсказанные сайты отмечены знаками вопроса, подчеркнуты сайты связывания экзонуклеазы у человека [3]. Д — модель процессинга ITS2 РНКазой PNK [4]. Е — схема взаимодействия ядерной РНК-экзосомы с пре-60S [5]. Ж — удаление ITS2 из частицы пре-60S ферментами процессинга РНК. Показаны промежуточные соединения, образующиеся во время удаления ITS2 [6]

Например, серия последовательных взаимодействий с ФСР (N^1, Rei1 и Reh1), происходящих сразу после окончания формирования туннеля выхода полипептида, способствует завершению фолдинга [9-13]. Домен VI, который соответствует З'-концу 25S рРНК, стабильно включается в основу частицы, замыкая кольцо рРНК и оставляя свободными домены Ш—У [1, 7, 8] (рис. 2). Они последовательно собираются во-

круг образующегося позднее туннеля выхода растущего полипептида, оставляя ПТЦ в незрелой кон-формации. Последовательность событий отличается от пути биогенеза 40S, где укладка рРНК происходит последовательно от 5'- к З'-концу 18S рРНК. Примечательно, что предварительным условием для образования этих кольцеобразных промежуточных соединений рРНК в 60S субчастице является

Е

f

vi

З'-ETS

• Fpr3 ' 1 «Npal [27SA2J

• Fpr4 * Npaí - - .

• Locl • Rsa3

• NopS !

T

Г

; , Состояние l/Ap™iU

О

Ripl

¡g Rrsl-Rpl2 Rp[S—RpLll

ü i O

RrplS-Ssfl Rlp24 Makll

■■8

Состояние 2/B [27SB]

3 (b

bp2 Spb4 О с n Bud2ü Nop53

í? 1 O » ¿P

Noc3 Spbl í Аг*1 Noa2 __

]

Noplb т Erbl-8 Y,mi

Состояние E

Spb4Cb 0

(f % Heíical Noc3 Spbl repeat t

[27SB]

Maklb-Rpfl

O O

Nsal Rrpl

\ T

YBLÜ24C Nugl 0 <r

K MtW Nsa21

( j \ Ü

¿ RrplS-Ssfl

Rrpl4 q Makll

Ядрышко Ядро

тицы

ЯПК

¿P 2> 0 \

Nog2 Rsa4 Mdnl YBL028C ^"'Р11 /Sdal Mnt4

S^ipij

Rehl О

Lsgl Nmd3

QjEFLl - O SBDS -

Цитоплазма

±

elF6

L

¥ Rei1 ]

Nmd3-частицы + Rei1 [25S+5.8S]

eIF6-SBDS-EFL1-частицы [25S+5.8S]

Зрелые большие субъединицы рибосом [25S+5.8S]

ницы дрожжей. Показаны последовательные стадии созревания боль-)чиная с самых ранних стадий в ядрышке, через стадии в нуклеоплазме и, рДНК, из которых образуются 5.8S рРНК, ITS2, домены I—VI 25S рРНК сборки и комплексы, структура которых известна, схематично изобра-приведены их текстовые аббревиатуры

ÍTS2

5.BS

1

ЕгЫ-8 Ytml

Noplb

Brxl-Ebpí Cicl

■ Pwpl > Nopl2

¿> & Nop7 Hall

м O

NoplS R(p7

t

А1Ы

Makl6-Rpfl O Q

Nsal Ripl

Состояние 1/A

ррНк-..."

>Nop Nipí

¡g Rrsl-Rpl2 Rp[S-RpLll

Комплекс Las1 ■ РНК-экзосомы NopÍ3* L¿o NoplS

¿> V Q>

Nop7 Rlp7 Cicl

^ efe

Brxl-Ebp2 Spb4

Helfcal Q 1 repeat Noc3 Spbl

1

Bud20 NopS3

O ® ¿P

Nog2-частицы [27SB, 25.5S+7S]

Noplb т Erbl-8 Ytml

Состояние E [27SB]

*

0

/

Sdal

к

Rixl-lpil Mdnl ͻlpi3

Поворот 5S

"IT"

к

Rrsl-Rpf2

Rixl-Mdnl-частицы [25S+6S]

ЯПК

&) 0 \ Nog2 Rsa4 Mdnl YBL028C

/Sdal Mnt4

S^ipij

RpL24 jReil

Bud20 О Ж Nugl

Rlp24 Дв ^

_z_

Rehl RpElO Lsgl Nmt _k_2_

Nmd3-частицы + Rei1 [25S+5.8S]

Nmd3-частицы + Rei1 [25S+5.8S]

eI

Рис. 2. Схема сборки большой субъединицы дрожжей. Показаны последов шой рибосомной субъединицы (60Б), начиная с самых ранних стадий в ядры наконец, в цитоплазме. Показаны части рДНК, из которых образуются 5.85 и З'-ЕТБ. Адаптировано из [14]. Факторы сборки и комплексы, структура кс жены; если структуры не установлены, приведены их текстовые аббревиат

удаление внутреннего транскрибируемого спейсера 1 (П^1) и внешнего транскрибируемого спейсера -3'-ETS (рис. 3), поскольку эти последовательности стерически препятствуют ассоциации домена VI рРНК с другими доменами. Кольцевой промежуточный продукт охватывает как 5'-, так и З'-конец рРНК и может защищать рРНК от деградации, но не препятствует модификации гетероциклических оснований. Закрепление 5'- и З'-концов, вероятно, облегчает сборку подвижных соседних доменов, формируя своеобразный каркас. Домен V особенно «выигрывает» от предварительной сборки других до-

менов рРНК, так как его участки должны сформировать контакты с несколькими доменами, включая 5Я рРНК (рис. 1, 2). В ходе этого процесса конформация комплекса меняется трижды (рис. 1, 2).

Некоторые ФСР, такие, как Rrp5, Мак21, Noc2 и Nop4, по-видимому, способствуют уплотнению рРНК на самых ранних котранскрипционных стадиях биогенеза LSU, образуя жесткую опору для согласованного сворачивания РНК [14-19]. Структуры прерибосомных частиц мутантов с дефицитом этих ФСР имеют более рыхлую структуру [14, 18]. Ранние ФСР №а1, ^а2, Rsa3 и Шр8) и РНК-

Л

Saccharomyces cerevisiae

35S пре-рРНК

m ai

5'ETS

35S 33S 32S

D A2 A3 01L 01S E. L' C2 Cl'Cl

Tao

its1

its2

Y HO

3'ETS

20S

20S ■

18Si

27SBs 7Ss м-

У Û0>D2

T DIL

-27sa2

■ 6Ss i

6Si и-

.30,e jE

,5 8Ss

■ 25S

15.8Si

j ao>B2

je, je

«26S 7Slb-

5.8S+30S e- 5.8S+30SB- ICJ>C1*C1

+'MJ--h j " ^ *

6Ss ш —25S 6St m

■26S

125S

i 25S

01 АО 1 47S пре-рРНК -L

5 -ETS

Homo sapiens

3 E С 2 4' 4a 3'

IIMIi.

ITS1 ITS2

28S

47S 46 S

02

45S ■

V L

12

02

-u

3"-ETS

Расщепление посайтам А0_и 1 Путь 1

Расщепление_по_сайту_2

41S

Расщепление по сайту Е

jrt

Расщепление по сайту 2

268

32S

18S

5.SS

2SS

Рис. 3. Схемы созревания транскрипта 35S пре-рРНК дрожжей Saccharomyces cerevisiae (Л) и транскрипта 47S пре-РНК человека (ß). Три из четырех рРНК: 18S, 5.8S и 25S (у дрожжей)/28S (у человека) синтезируются Pol I в виде одного длинного транскрипта. Кодирующие последовательности «зрелых» рРНК окружают 5'-, 3'-ETS, ITS1 и ITS2 - некодирующие спейсеры. На схеме показано взаимное расположение известных и предсказанных сайтов расщепления. Процессинг пре-рРНК у почкующихся дрожжей (Б). Упрощенная схема процессинга пре-рРНК человека (Г). Первичный транскрипт, 47S пре-рРНК, первоначально расщепляется на обоих концах молекулы, по сайтам 01 и 02, образуя предшественник 45S, который процессируется по двум альтернативным путям [51]. «>» (например, С2> C1'> C1) обозначает последовательное укорачивание соответствующих 3'- или 5'-концов пре-рРНК с помощью нуклеаз

Б

ß

Г

хеликаза Dbp6 образуют стабильный комплекс, который может выполнять структурную функцию [19, 20]. Шесть других РНК-хеликаз фЬр2, Dbp3, Dbp7, Dbp9, Мак5 и Ргр43) также необходимы на начальных этапах сборки, требующих ремоделирования структур РНК (для обзора см. [20, 21]). Интересно, что расщепление по А2 и АЗ ITS1 связано с транскрипцией и процессингом последовательностей, удаленных друг от друга в первичной структуре на несколько тысяч нуклеотидов. Котранскрипционное расщепление в сайте А2 происходит, когда синтезированы домены I и II 25S рРНК [22, 23]. Гидролиз по АЗ происходит после окончания транскрипции и процессинга 3'-ETS [24]. Возможно, в результате фолдинга РНК, опосредованного белками, формируются структуры, способные взаимодействовать с ФСР и нуклеазами. Например, связывание Rrp5 как в процессоме SSU (сайт А2), так и в частицах пре-60S (сайт АЗ) [25—27] может регулировать расщепление в этих местах и координировать сборку обеих субчастиц [16, 18, 28, 29].

Ранние ядрышковые частицы пре-60S содержат приблизительно З0 ФСР и З0 рибосомных белков (табл. 1). Большинство из них, по-видимому, стабилизируют структуру, а часть обладает ферментативной активностью, которая может контролировать переход между ключевыми этапами в процессе сборки 60S. Например, факторы ^р2 и Spb1 важны для независимого от мякРНП метилирования РНК. Субстрат и функция хеликазы Has1 не установлены, как и функции GTP-аз Nog1 и Nug1, которые, вероятно, необходимы для высвобождения ^р2 и Spb1 из более поздних пре-60S субчастиц. Интересно, что белки семейства Впх вместе с белками-партнерами [З1—З4], по-видимому, сворачивают рРНК, соединяя вместе разные домены. Например, димер Ssf1—Rrp15 связывает домены III и VI рРНК; комплекс Вгх1—ЕЬр2 — стык доменов I и II. Rpfl — Мак16 контактирует с 5.8S рРНК и доменами I, II и VI. Белки семейства Впх, Rpf2 и Rrs1 взаимодействуют с 5S рРНК и доменом У в частице Nog2 пре-60S [1З], а комплекс !тр4—Мрр10 связывает 5'-ETS и зарождающийся З'-домен внутри частицы 90S.

Выделение пре-60S в комплексе с фактором №а1 позволило установить, что при образовании LSU комплекс Nsa1—Rpf1—Mak16—Rrp1 стабилизирует поверхность, контактирующую с растворителем; комплекс Rlp24—Nog1—Mrt4—Mak16—Tif6—Nsa2 взаимодействует преимущественно с доменами У и VI; а комплекс Nsa3—Nop15—Rlp3—Nop7—Erb1 — Ytm1 организует П^2 при формировании «стопы». Подобно нескольким ФСР 90S субчастицы, ЕгЬ1 имеет длинный вконец, который «извивается» по поверхности пре-60S, контактируя с отдален-

ными факторами, включая димер Brx1-Ebp2, хе-ликазу Hasl, Nop16 и фактор «стопы» Nop7 [1, 7, 8]. Более того, ß-пропеллерный домен Erbl стабильно взаимодействует с фактором Ytml, служащим субстратом АТР-азы Real [35]. На определенном этапе Rea1 создает механохимическую силу для удаления Ytml и расположенного в глубине структуры Erbl. Примечательно, что другие белковые комплексы содержат также белки (Nsal, Rlp24), которые диссоциируют при помощи таких AAA-ATP-аз, как Rix7 и Drgl [35, 36].

Пока неясно, когда и как 5S РНП (5S рРНК, uL18/Rpl5, uL5/Rpl11) включается в самые ранние частицы пре-60S. Взаимодействие происходит с 5S РНП в свернутой конформации и, следовательно, требует конформационного поворота на 180° на более поздних этапах созревания 60S [6, 13, 37]. Эта стадия сочетается с формированием ПТЦ, правильность образования которого проверяется удалением Rsa4 с помощью огромной Real AAA-ATP-азы и GTP-зависимой диссоциации Nug2 [38, 39]. Связывание факторов ядерного экспорта с пре-608 и последующий транспорт происходят после преодоления контрольных точек качества сборки [39]. Несмотря на строгую систему контроля точности сборки в ядре, пре-60S частицы, содержащие ITS2 и связанные с ней факторы, могут попадать в цитоплазму и даже участвовать в трансляции [40-42].

Транспорт пре-60S в цитоплазму и контроль качества предшественников субъединиц

Транспорт из ядрышка в нуклеоплазму сопровождается обменом белковыми факторами, которые способствуют ремоделированию и последующему экспорту предшественников из ядра. В цитоплазме рибосомы пре-60S проходят последние стадии созревания, включая удаление ФСР, присоединение нескольких последних RP и проверку качества функциональных центров.

Адаптерный белок Nmd3 с последовательностью ядерного экспорта контролирует взаимодействие экспортина Crml/Xpol с субъединицей 60S, облегчая ее транспорт в цитоплазму [6, 43-46]. Обнаружено взаимодействие практически готовых 60S субъединиц с неканоническими факторами экспорта [6, 46].

В цитоплазме предшественник пре-40S, связываясь с несколькими ФСР, блокирующими доступ к каналу мРНК и Р-сайту связывания инициаторной тРНК, проходит контроль качества. Впоследствии при участии АТР-азы Fab7 и фактора инициации трансляции эукариот 5B (eIF5B) 40S присоединяется к большой субъединице 60S, при этом GTP-азный центр eIF5B должен находиться в активной

Таблица 1. Факторы сборки большой субъединицы рибосом [20, 30]

Факторы биогенеза рибосом; компоненты LSU ЗассНатотусез ceтevisiae

Номер кластера Ното зар{впз 5. cerevisiae Функция

8 8 4 PDCD11 Rrp5 Структурный

4 RBM28 Nop4 Структурный

1 DDX51 Dbp6 DEAD-box-хеликаза

1 DDX50 Dbp3 «

1 1 DDX31 Dbp7 «

1 4 DDX56 Dbp9 «

1 1 DDX24 Mak5 «

DDX54 Dbp10 «

2 GAR1 Gar1 Кофактор псевдоуридин-синтазы

2 2 N№2 Nhp2 Кофактор псевдоуридин-синтазы

8 ЫОРЮ Nop10 Кофактор псевдоуридин-синтазы

6 6 6 DKC1 Cbf5 Псевдоуридин-синтаза

2 2 2 ЫОР56 Nop56 Основной компонент BoxC/D мякРНП

ЫОР58 ^р58 То же

2 2 2 FBL Nop1 «

2 2 11 №НР2Ь1 Snu13 «

К1АА0020 Puf6 Структурный

1 PWP1 Pwp1 Структурный

RBM34 ^р12 Структурный

4 4 4 DDX27 Drs1 DEAD-box-хеликаза

6 11 11 РАК11Р1 Mak11 Структурный

PPAN Ssf1 «

PPAN Ssf2 «

4 4 4 RRP15 Rrp15 «

9 11 SURF6 Rrp14 «

4 4 4 WDR74 Nsa1 «

4 4 4 RRP1/NOP52 Rrp1 «

4 10 10 RPF1 Rpf1 «

4 4 4 МАК16 Mak16 «

NVL Rix7 AAA-ATP-аза

4 4 4 EBNA1BP2 ЕЬр2 Структурный

4 4 4 BRIX1 Вгх1 «

4 4 4 ВОР1 ЕгЬ1 «

4 WDR12 Ytm1 «

8 8 8 DDX18 Has1 DEAD-box-хеликаза

4 4 11 NOC2L Noc2 Структурный

1 FTSJ3 Spb1 рРНК-метилаза

DDX55 Spb4 DEAD-box-хеликаза

1 ЫОР2 ^р2 рРНК-метилаза

1 ШР7 Nip7 Структурный

NOC3L Noc3 «

4 4 4 PES1 Nop7 «

4 4 4 МК1671Р Nop15 «

Ос1 «

8 eIF6 eIF6 «

11 11 11 GLTSCR2 Nop53 Структурный, связывание РНК. Экзосомы

2 RSL24D1 Rlp24 Структурный

4 4 4 GTPBP4 Nog1 GTP-аза

MRTO4 Mrt4 Структурный

4 1 1 NSA2 Nsa2 Структурный

1 GNL3 N^1 GTP-аза

11 11 RRS1 Rrs1 Структурный

1 RPF2 Rpf2 Структурный

11 11 GNL2 Nog2 GTP-аза

NLE1 Rsa4 Структурный

WDR18 Ipi3 Структурный

MDN1 Mdn1 ААА-АТР-аза

11 11 SDAD1 Sda1 Структурный

Частицы, содержащие Nmd3

2 NMD3 Nmd3 «

2 ZNF622 Rei1 «

ZNF622 Reh1 «

6 LSG1 Lsg1 АТР-аза

конформации. Образование комплекса гарантирует способность зрелой 40S обеспечивать гидролиз GTP. Формирование зрелого 3'-конца l8S рРНК эндону-клеазой Nobl сопровождается диссоциацией оставшихся ФСР от 40S, диссоциацией комплекса 40S и 60S, что сигнализирует о готовности малой субчастицы к финальной стадии процессинга [l2, 47-49].

Биогенез рибосом у человека гораздо сложнее, чем у дрожжей

Основные этапы и молекулярные события биогенеза рибосом консервативны. Долгое время считалось, что большинство стадий образования субъединиц в клетках человека и Saccharomyces cerevisiae одинаковы, но это оказалось сильным упрощением ситуации. Ядрышки человека имеют три отдела, а не два, как у дрожжей, они участвуют в большем числе клеточных процессов [50, 5l] и содержат по меньшей мере в 20 раз больше белков, чем у дрожжей (до 300 у дрожжей; 6000 у человека) [52]. Сложность физиологических процессов у многоклеточных организмов определяет потребность в новых способах регуляции формирования рибосом, о чем свидетельствует, например, зависимость синтеза 40S субъединиц у мышей от циркадных ритмов [53, 54].

Рибосомы человека имеют больший размер, чем рибосомы дрожжей. Они содержат больше рибосом-ных белков, которые нередко крупнее дрожжевых. рРНК человека сравнимы по размеру с дрожжевыми за исключением 28S рРНК, которая в l.5 раза больше. Наиболее значительно различаются размеры ETS и ITS: у человека они содержат много моно- и динуклеотидных повторов, которые, возможно, возникли вследствие ошибок репликации. Усложнение структуры рибосом высших эукариот и, соответственно, рРНК неизбежно влияет на биогенез рибосом [26], что выражается в появлении большего числа предшественников [55]. Биогенез 40S субчастиц человека сопровождается образованием минимум двух дополнительных предшественников, содержащих 30S и 2lS пре-рРНК (рис. 3) [l5, 56]. У дрожжей 70-80% зарождающихся транскриптов пре-рРНК подвергаются котранскрипционному расщеплению в ITSl, в то время как у млекопитающих первичный транскрипт почти всегда расщепляется посттранскрипционно [23, 57]. Показано, что процес-синг ITSl в клетках человека происходит сложнее, чем в клетках дрожжей, и нуждается как в эндо-, так и в экзонуклеолитической активности [57-59].

Отличительной чертой биогенеза эукариотиче-ских рибосом является модульная сборка прерибо-сомных комплексов. Как у дрожжей, так и у человека UTP-A, UTP-B и UTP-C, а также мякРНК U3, гетеродимеры RCLl-BMSl и комплексы IMP3-

ШР4—МРР10 и EMG1 собираются на вновь синтезируемом пре-рРНК-транскрипте и образуют ядро так называемой процессомы SSU. Сходным образом некоторые комплексы, такие, как PeBoW человека (Nop7—Erbl—Ytml у дрожжей) [60] и PELPl-TEXl0—WDRl8 дах1—^З—!ри у дрожжей) [61], действуют во время биогенеза пре-60S субчастиц. Несмотря на эволюционную консервативность, их состав различается у разных видов; у человека выявлено несколько дополнительных РНК-хеликаз, например, DDX2l для иТР-В и DDX27 для PeBoW [62, 6З]. Все это указывает на дополнительные стадии ремоделирования на ранних стадиях сборки прерибосом у человека.

Продукция l8S рРНК в клетках млекопитающих может происходить в условиях подавления синтеза 28S рРНК [64—67]. Дефицит нескольких рибосомных белков LSU человека [57] не препятствует образованию как l8S рРНК, так и ее прямого предшественника — l8S-E пре-рРНК, несмотря на серьезное снижение эффективности синтеза 288 рРНК. Эти данные подтверждают модель, согласно которой ранние этапы сборки каждой рибосом-ной субчастицы контролируют проксимальное расщепление в ГТ81. Примечательно, что этот способ расщепления предшественников 88и и LSU не исключает существования факторов, которые могут участвовать в обоих расщеплениях !Т81. В клетках млекопитающих разделение предшественников 88и и LSU происходит одновременно, что затрудняет анализ стадий процессинга. Дефицит различных факторов сборки 88и и LSU мыши приводит к ингибированию одного из двух расщеплений !Т81 [68]. Существует гипотеза, согласно которой расщепление в двух сайтах П^! пре-рРНК мыши, соответствующих сайтам Е и С у человека, скоординированы с ранними этапами сборки 88и или LSU. В результате этого каждая субчастица остается прикрепленной к !Т81 до тех пор, пока не достигнет стадии созревания, готовой к отщеплению П*81 [68].

В отсутствие ряда факторов сборки LSU ин-гибирует расщепление в сайте А2, что приводит к накоплению аберрантных З58 пре-рРНК [69—71] и остановке процессинга. В отличие от дрожжей, в клетках млекопитающих расщепление транскрипта происходит в любом из двух сайтов, расположенных в П^!, что приводит к генерации основных предшественников, которые созревают до 188 и 5.88/288 рРНК (рис. 3). Дефекты ранних этапов сборки LSU в клетках млекопитающих ингибиру-ют расщепление в З'-области П^! Разделение РНК рибосомных субчастиц у млекопитающих включает расщепление !Т81 в двух сайтах, в отличие от одного у дрожжей.

Информации о структуре прерибосом человека очень мало, потому что не существует надежных методов их выделения и очистки. Идентификация факторов синтеза рибосом человека стала возможной только при проведении высокопроизводительных скринингов на основе малых интерферирующих РНК, которые позволяют выявить дефекты продукции промежуточных звеньев пре-рРНК, накопление рибосом или компонентов прерибосом в ядрышке или нуклеоплазме [30, 72]. Такой скрининг позволил идентифицировать 286 белков, включая ортологи ФСР дрожжей, а также 74 специфичных для человека белка и мякРНК, которые, возможно, являются ФСР [30, 73] (табл. 1). Недавно с помощью скрининга факторов, влияющих на количество или морфологию ядрышек, обнаружили 139 потенциальных ФСР [74]. Однако роль отдельных ФСР человека практически не изучена. Состав, активность и структура промежуточных комплексов также изучены недостаточно, потому что большинство данных получено путем экстраполяции данных анализа прерибосом дрожжей. В ряде случаев функции даже гомологичных факторов синтеза рибосом могут различаться, например, №р7 и Spb1 дрожжей необходимы для созревания 5.8S и 25S рРНК, а их гомологи - ШР7 и FTSJ3 человека - участвуют в синтезе 18S рРНК [75]. Отдельную проблему представляет сложность идентификации ФСР, которые непосредственно участвуют в сборке субчастиц, и их отличия от белков/ сигнальных путей, которые опосредованно влияют на продукцию рибосом.

Проведен высокопроизводительный скрининг функций ядрышковых белков человека путем снижения их уровня с помощью малых интерферирующих РНК. Результаты этого скрининга позволяют разделить белки ядрышка на 12 функциональных кластеров в зависимости от их влияния на определенные стадии процессинга пре-рРНК. В разных типах клеток, включая первичные клеточные линии, наблюдали возникновение сходных дефектов [30]. Например, клетки с дефицитом UTP18 накапливают аберрантную 34S пре-рРНК, что обусловлено ин-гибированием реакций раннего расщепления предшественника рРНК (в сайтах 01, А0 и 1). Клетки, лишенные RPS11, накапливают значительные количества 30S пре-рРНК из-за отсутствия процессинга в сайтах А0 и 1. NOL9 в первую очередь участвует в процессинге ITS2, так как 32S пре-рРНК накапливается в отсутствие этого белка. 43S и 26S пре-рРНК обнаруживают в больших количествах в клетках с дефицитом RPS3, чем в контрольных клетках, указывая на участие этого белка в расщеплении сайтов А0 и 1. В клетках, лишенных RPS3, накапливается укороченная версия 2^ - 2^-С (рис. 3).

Белки MDN1, NVL2 и AFGH2 человека являются гомологами трех дрожжевых ААА-АТР-аз (Rea1/Mdn1, Rix7, Drgl соответственно), участвующих в высвобождении специфических факторов биогенеза пре-60S субчастиц [76]. Присутствие MDN1 в комплексах пре-60S и PELP1-TEX10-WDR18 (комплекс Rixl в дрожжах) позволяет предположить, что этот фермент выполняет сходные функции у разных организмов - от дрожжей до человека [77]. Общие роли играют также некоторые РНК-хеликазы. Например, Dhrl дрожжей и DHX37 человека опосредуют высвобождение мякРНК U3 [78-81]. При этом у нескольких РНК-хеликаз человека выявлены дополнительные функции, связанные с биогенезом рибосом. Например, DDX51 требуется для высвобождения специфичной для многоклеточных мякРНК U8 из комплексов пре-LSU [82], а DDX21 координирует процессинг пре-рРНК с транскрипцией, облегчая доступ «поздних» мякРНК пре-40S к комплексам [63, 78, 83].

В клетках человека идентифицированы несколько новых прерибосомных мини-комплексов [82]. Так, антиапоптотический фактор транскрипции AATF, нейрогидин (NGDN) и NOLIO образуют ядрышко-вый подкомплекс (ANN) [84]. Эти белки взаимодействуют с ранними прерибосомами, а отсутствие любого из компонентов ANN приводит к нарушению расщепления пре-рРНК на ранних стадиях биогенеза. XND, ядрышковый комплекс, состоящий из NF-kB-репрессирующего фактора (NKRF), РНК-хеликазы DHX15 и 5'-3'-экзонуклеазы XRN2, также участвует в ранних стадиях сборки рибосом человека [85]. NKRF рекрутирует XRN2 в прери-босомные комплексы, где он принимает участие в процессинге пре-рРНК и удалении вырезанных фрагментов пре-рРНК. NKRF также стимулирует АТР-азную и хеликазную активность DHX15 [85], т.е., по-видимому, эти белки совместно функционируют на ранней стадии ремоделирования пре-рРНК. Дрожжевой гомолог DHX15, Prp43, участвует в высвобождении мякРНК из частиц пре-60S и способствует расщеплению 3'-конца 18S рРНК [86, 87]. Фактор транскрипции, гетеродимер NF45-NF90, связывает двухцепочечную РНК в составе пре-60S. Отсутствие этих факторов, хотя и не влияет на про-цессинг рРНК, но вызывает изменения морфологии ядрышек и накопление пре-60S-комплексов [88].

Недавно в лаборатории Бекмана определили крио-ЭМ-структуры поздних ядерных и цитоплаз-матических комплексов пре-40S субчастиц человека [89]. Структура одного из промежуточных состояний позволила выявить положение фактора биогенеза RRP12 и двух метилтрансфераз (BUD23 и TRM112) в голове 40S субчастицы. Более поздняя цитоплаз-

матическая npe-40S частица человека очень сходна с пре-40S дрожжей с консервативными ФСР в идентичных положениях. Таким образом, структура пре-40S и последние стадии механизма процессинга 18S рРНК являются эволюционно консервативными [89].

Рибосомные белки и их роль в формировании структуры рРНК и созревающих субчастиц

Основная роль рибосомных белков заключается в поддержании структуры и функции рибосом, а также продукции активных рибосом. Математическое моделирование показало фундаментальное преимущество сборки сложных комплексов, в частности рибосом, из многочисленных некрупных рибосомных белков, а не из небольшого числа более крупных полипептидов [90]. Известно, что большинство человеческих RP представлены в единственном варианте, а многие RP дрожжей имеют две изоформы. Удивительно, но ~50% транскриптов, которые синтезирует РНК-полимераза II человека, - это мРНК RP [91], и концентрация 80 RP в клетке тщательно поддерживается на уровне, оптимальном для сборки рибосом. Большинство генов RP имеют один или несколько общих промоторных элементов (GABP, Sp1, YY1) для синхронизации транскрипции. мРНК всех RP содержат 5'-концевой олигопиримидиновый тракт (5'-TOP), что позволяет также корегулировать их трансляцию [92]. Рибосомные белки, как правило, положительно заряжены, склонны к агрегации и деградации. Шапероны, связываясь (часто котрансля-ционно) с вновь синтезируемыми RP, стабилизируют их, а также облегчают импорт в ядро и присоединение к прерибосомным комплексам [93, 94]. В клетках человека найдены гомологи многих шаперонов RP дрожжей - это белки Bcpl/BCCIP, Syo1/HEATR3, Rrb1/GRWD1, Sqtl/AMMP и Tsr2/TSR2. В то же время другие, например Acl4 и Yarl, у многоклеточных организмов, по-видимому, не сохранились [78, 93, 95-98]. Примечательно, что рибосомные белки RPL5 (uL18) и RPL11 (uL5) связываются с прерибосомами в виде подкомплекса вместе с 5S рРНК [99]. Пре-5Я рРНК синтезируется с помощью РНК-полимеразы III, и для созревания ее 3'-конца необходимы экзо-нуклеазы REX1, REX2 и REX3, а также RPL5 [100102]. Как у дрожжей, так и у человека Rrsl/RRSl и Rpf2/BXDC1 необходимы для интеграции 5S РНП в комплексы пре-60S, а белок-супрессор опухолей PICT1/GLTSCR2 является дополнительным фактором в клетках человека [102, 103]. Взаимодействие многих RP с прерибосомами изначально нестабильно, но правильное сворачивание и образование третичных структур в рРНК постепенно приводит к стабильному включению их в рибосомные комплексы. Фундаментальной особенностью сборки рибосом,

которая сохраняется не только у эукариот, но происходит также в ходе синтеза прокариотических рибосом [104], является иерархическое включение RP, что способствует последовательной организации отдельных доменов субъединиц. Сначала белки 5'-, центрального и З'-минорного доменов 188 рРНК формируют «тело» 88и, а затем происходит сборка «головы» и «клюва» [105]. Точно так же RP, находящиеся на поверхности LSU, которая контактирует с растворителем, включаются в структуру на первых этапах сборки, а белки, которые связываются с межсубъе-диничным интерфейсом и с центральным протуберанцем, встраиваются позже [106]. Универсальный характер иерархического порядка включения RP предполагает, что пошаговая сборка, стабилизация и уплотнение различных доменов рибосомных субчастиц являются важным механизмом, который помогает обеспечить правильность продвижения по пути сборки.

ВЫВОДЫ И ПЕРСПЕКТИВЫ

На протяжении многих лет сложный путь биогенеза эукариотической рибосомы изучали по большей части на клетках дрожжей, где простота генетических манипуляций в сочетании с возможностью выделения большого количества прерибосомных комплексов для композиционного и структурного анализа позволили получить большое количество данных о фундаментальных аспектах сборки рибосом. Недавние исследования подтверждают, что многие этапы сборки рибосом у дрожжей и человека схожи, а возникающие различия дают важную информацию о конкретных стадиях биогенеза, которые адаптировались в ходе эволюции. Хотя обнаружено множество факторов, необходимых для биогенеза рибосом человека, вполне вероятно, что перечень ФСР будет значительно расширен. Основные задачи заключаются в том, чтобы определить, какие из факторов, необходимых для синтеза рибосом, непосредственно связаны с прерибосомными комплексами, и проанализировать отдельные роли таких белков во время сборки субъединиц. Недавно полученные крио-ЭМ-структуры прерибосом дрожжей предоставили огромное количество информации о временном порядке, распределении и молекулярных функциях многих ФСР. Структурный анализ прерибосом должен значительно улучшить наше понимание сборки рибосом человека. •

Работа выполнена при поддержке гранта РФФИ № 20-04-00796 А «Анализ белково-нуклеинового состава интермедиатов сборки рибосомных субчастиц в генетически модифицированных клетках человека».

CTMCOK ^MTEPATyPH

1. Kater L., Thoms M., Barrio-Garcia C., Cheng J., Ismail S., Ahmed Y.L., Bange G., Kressler D., Berninghausen O., Sinning I., et al. // Cell. 2017. V. 171. № 7. P. 1599-1610.

2. Thoms M., Mitterer V., Kater L., Falquet L., Beckmann R., Kressler D., Hurt E. // Nat. Commun. 2018. V. 9. № 1. P. 1-13.

3. Coleman A.W. // Trends Genet. 2015. V. 31. № 3. P. 157-163.

4. Pillon M.C., Hsu A.L., Krahn J.M., Williams J.G., Goslen K.H., Sobhany M., Borgnia M.J., Stanley R.E. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2019. V. 26. № 9. P. 830-839.

5. Pillon M.C., Lo Y.-H., Stanley R.E. // DNA Repair (Amst.). 2019. V. 81. e102653.

6. Baßler J., Hurt E. // Annu. Rev. Biochem. 2019. V. 88. № 1. P. 281-306.

7. Zhou D., Zhu X., Zheng S., Tan D., Dong M.-Q., Ye K. // Protein Cell. 2019. V. 10. № 2. P. 120-130.

8. Sanghai Z.A., Miller L., Molloy K.R., Barandun J., Hunziker M., Chaker-Margot M., Wang J., Chait B.T., Klinge S. // Nature. 2018. V. 556. № 7699. P. 126-129.

9. Greber B.J., Gerhardy S., Leitner A., Leibundgut M., Salem M., Boehringer D., Leulliot N., Aebersold R., Panse V.G., Ban N. // Cell. 2016. V. 164. № 1-2. P. 91-102.

10. Ma C., Wu S., Li N., Chen Y., Yan K., Li Z., Zheng L., Lei J., Woolford J.L., Gao N. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2017. V. 24. № 3. P. 214-220.

11. Greber B.J., Boehringer D., Montellese C., Ban N. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2012. V. 19. № 12. P. 1228-1233.

12. Correll C.C., Bartek J., Dundr M. // Cells. 2019. V. 8. № 8. e869.

13. Wu S., Tutuncuoglu B., Yan K., Brown H., Zhang Y., Tan D., Gamalinda M., Yuan Y., Li Z., Jakovljevic J., et al. // Nature. 2016. V. 534. № 7605. P. 133-137.

14. Klinge S., Woolford J.L. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2019. V. 20. № 2. P. 116-131.

15. Mullineux S.-T., Lafontaine D.L.J. // Biochimie. 2012. V. 94. № 7. P. 1521-1532.

16. Venema J., Tollervey D. // EMBO J. 1996. V. 15. № 20. P. 5701-5714.

17. Young C.L., Karbstein K. // RNA. 2011. V. 17. № 3. P. 512-521.

18. Lebaron S., Segerstolpe A., French S.L., Dudnakova T., de lima Alves F., Granneman S., Rappsilber J., Beyer A.L., Wieslander L., Tollervey D. // Mol. Cell. 2013. V. 52. № 5. P. 707-719.

19. Granneman S., Petfalski E., Tollervey D. // EMBO J. 2011. V. 30. № 19. P. 4006-4019.

20. Sloan K.E., Bohnsack M.T. // Trends Biochem. Sci. 2018. V. 43. № 4. P. 237-250.

21. Rodríguez-Galán O., García-Gómez J.J., De la Cruz J. // Biochim. Biophys. Acta - Gene Regul. Mech. 2013. V. 1829. № 8. P. 775-790.

22. Turowski T.W., Tollervey D. // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2015. V. 6. № 1. P. 129-139.

23. Kos M., Tollervey D. // Mol. Cell. 2010. V. 37. № 6. P. 809-820.

24. Allmang C., Tollervey D. // J. Mol. Biol. 1998. V. 278. № 1. P. 67-78.

25. Chaker-Margot M., Hunziker M., Barandun J., Dill B.D., Klinge S. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2015. V. 22. № 11. P. 920-923.

26. Zhang L., Wu C., Cai G., Chen S., Ye K. // Genes Dev. 2016. V. 30. № 6. P. 718-732.

27. Barandun J., Chaker-margot M., Hunziker M., Molloy K.R., Chait B.T., Klinge S. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2017. V. 24.

№ 11. P. 944-953.

28. Eppens N.A., Rensen S., Granneman S., Raué H.A., Venema J. // RNA. 1999. V. 5. № 6. P. 779-793.

29. Hierlmeier T., Merl J., Sauert M., Perez-Fernandez J., Schultz P., Bruckmann A., Hamperl S., Ohmayer U., Rachel R., Jacob A., et al. // Nucl. Acids Res. 2013. V. 41. № 2.

P. 1191-1210.

30. Tafforeau L., Zorbas C., Langhendries J.-L., Mullineux S.-T., Stamatopoulou V., Mullier R., Wacheul L., Lafontaine D.L.J. // Mol. Cell. 2013. V. 51. № 4. P. 539-551.

31. Madru C., Lebaron S., Blaud M., Delbos L., Pipoli J., Pasmant E., Réty S., Leulliot N. // Genes Dev. 2015. V. 29. № 13. P. 1432-1446.

32. Baßler J., Ahmed Y.L., Kallas M., Kornprobst M., Calviño F.R., Gnädig M., Thoms M., Stier G., Ismail S., Kharde S., et al. // Protein Sci. 2017. V. 26. № 2. P. 327-342.

33. Asano N., Kato K., Nakamura A., Komoda K., Tanaka I., Yao M. // Nucl. Acids Res. 2015. V. 43. № 9. P. 4746-4757.

34. Kharde S., Calviño F.R., Gumiero A., Wild K., Sinning I. // Nucl. Acids Res. 2015. V. 43. № 14. P. 7083-7095.

35. Baßler J., Kallas M., Pertschy B., Ulbrich C., Thoms M., Hurt E. // Mol. Cell. 2010. V. 38. № 5. P. 712-721.

36. Hiraishi N., Ishida Y., Sudo H., Nagahama M. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2018. V. 495. № 1. P. 116-123.

37. Leidig C., Thoms M., Holdermann I., Bradatsch B., Berninghausen O., Bange G., Sinning I., Hurt E., Beckmann R. // Nat. Commun. 2014. V. 5. P. 3491-3499.

38. Baßler J., Paternoga H., Holdermann I., Thoms M., Granneman S., Barrio-Garcia C., Nyarko A., Stier G., Clark S.A., Schraivogel D., et al. // J. Cell Biol. 2014. V. 207. № 4. P. 481-498.

39. Matsuo Y., Granneman S., Thoms M., Manikas R.G., Tollervey D., Hurt E. // Nature. 2014. V. 505. № 7481. P. 112-116.

40. Sarkar A., Thoms M., Barrio-Garcia C., Thomson E., Flemming D., Beckmann R., Hurt E. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2017. V. 24. № 12. P. 1107-1115.

41. Biedka S., Micic J., Wilson D., Brown H., Diorio-Toth L., Woolford J.L. // J. Cell Biol. 2018. V. 217. № 7. P. 2503-2518.

42. Rodríguez-Galán O., García-Gómez J.J., Kressler D., de la Cruz J. // RNA Biol. 2015. V. 12. № 8. P. 838-846.

43. Thomas F., Kutay U. // J. Cell Sci. 2003. V. 116. № 12. P. 2409-2419.

44. Trotta C.R., Lund E., Kahan L., Johnson A.W., Dahlberg J.E. // EMBO J. 2003. V. 22. № 11. P. 2841-2851.

45. Gadal O., Strauß D., Kessl J., Trumpower B., Tollervey D., Hurt E. // Mol. Cell. Biol. 2001. V. 21. № 10. P. 3405-3415.

46. Nerurkar P., Altvater M., Gerhardy S., Schütz S., Fischer U., Weirich C., Panse V.G. // Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2015. V. 319. P. 107-140.

47. Ghalei H., Trepreau J., Collins J.C., Bhaskaran H., Strunk

B.S., Karbstein K. // Mol. Cell. 2017. V. 67. № 6. P. 990-1000.

48. Lebaron S., Schneider C., van Nues R.W., Swiatkowska A., Walsh D., Böttcher B., Granneman S., Watkins N.J., Tollervey D. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2012. V. 19. № 8.

P. 744-753.

49. Strunk B.S., Novak M.N., Young C.L., Karbstein K. // Cell. 2012. V. 150. № 1. P. 111-121.

50. Hernandez-Verdun D., Roussel P., Thiry M., Sirri V., Lafontaine D.L.J. // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2010. V. 1. № 3. P. 415-431.

51. Boisvert F.-M., van Koningsbruggen S., Navascués J., Lamond A.I. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2007. V. 8. № 7. P. 574-585.

52. Andersen J.S., Lam Y.W., Leung A.K.L., Ong S.-E., Lyon

C.E., Lamond A.I., Mann M. // Nature. 2005. V. 433. № 7021.

P. 77-83.

53. Preußner M., Heyd F. // Pflugers Arch. Eur. J. Physiol.

2016. V. 468. № 6. P. 983-991.

54. Sinturel F., Gerber A., Mauvoisin D., Wang J., Gatfield D., Stubblefield J.J., Green C.B., Gachon F., Schibler U. // Cell.

2017. V. 169. № 4. P. 651-663.

55. Fernandez-Pevida A., Kressler D., de la Cruz J. // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2015. V. 6. P. 191-209.

56. St?pinski D. // Histochem. Cell Biol. 2018. V. 150. № 6. P. 607-629.

57. Carron C., O'Donohue M.F., Choesmel V., Faubladier M., Gleizes P.E. // Nucl. Acids Res. 2011. V. 39. № 1. P. 280-291.

58. Preti M., O'Donohue M.F., Montel-Lehry N., Bortolin-Cavaille M.L., Choesmel V., Gleizes P.E. // Nucl. Acids Res. 2013. V. 41. № 8. P. 4709-4723.

59. Sloan K.E., Mattijssen S., Lebaron S., Tollervey D., Pruijn G.J.M., Watkins N.J. // J. Cell Biol. 2013. V. 200. № 5. P. 577-588.

60. Holzel M., Rohrmoser M., Schlee M., Grimm T., Harasim T., Malamoussi A., Gruber-Eber A., Kremmer E., Hiddemann W., Bornkamm G.W., et al. // J. Cell Biol. 2005. V. 170. № 3.

P. 367-378.

61. Finkbeiner E., Haindl M., Muller S. // EMBO J. 2011. V. 30. № 6. P. 1067-1078.

62. Kellner M., Rohrmoser M., Forne I., Voss K., Burger K., Mühl B., Gruber-Eber A., Kremmer E., Imhof A., Eick D. // Exp. Cell Res. 2015. V. 334. № 1. P. 146-159.

63. Sloan K.E., Leisegang M.S., Doebele C., Ramirez A.S., Simm S., Safferthal C., Kretschmer J., Schorge T., Markoutsa S., Haag S., et al. // Nucl. Acids Res. 2015. V. 43. № 1. P. 553-564.

64. Lapik Y.R., Fernandes C.J., Lau L.F., Pestov D.G. // Mol. Cell. 2004. V. 15. № 1. P. 17-29.

65. Strezoska Z., Pestov D.G., Lau L.F. // Mol. Cell. Biol. 2000. V. 20. № 15. P. 5516-5528.

66. Strezoska Z., Pestov D.G., Lau L.F. // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. № 33. P. 29617-29625.

67. Robledo S., Idol R.A., Crimmins D.L., Ladenson J.H., Mason P.J., Bessler M. // RNA. 2008. V. 14. № 9. P. 1918-1929.

68. Wang M., Anikin L., Pestov D.G. // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. № 17. P. 11180-11191.

69. Saveanu C., Namane A., Gleizes P.-E., Lebreton A., Rousselle J.-C., Noaillac-Depeyre J., Gas N., Jacquier A., Fromont-Racine M. // Mol. Cell. Biol. 2003. V. 23. № 13. P. 4449-4460.

70. Talkish J., Campbell I.W., Sahasranaman A., Jakovljevic J., Woolford J.L. // Mol. Cell. Biol. 2014. V. 34. № 10. P. 1863-1877.

71. Kallstrom G., Hedges J., Johnson A. // Mol. Cell. Biol. 2003. V. 23. № 12. P. 4344-4355.

72. Badertscher L., Wild T., Montellese C., Alexander L.T., Bammert L., Sarazova M., Stebler M., Csucs G., Mayer T.U., Zamboni N., et al. // Cell Rep. 2015. V. 13. № 12. P. 2879-2891.

73. Nieto B., Gaspar S.G., Moriggi G., Pestov D.G., Bustelo X.R., Dosil M. // Nat. Commun. 2020. V. 11. P. 156-173.

74. Farley-Barnes K.I., McCann K.L., Ogawa L.M., Merkel J., Surovtseva Y.V., Baserga S.J. // Cell Rep. 2018. V. 22. № 7. P. 1923-1934.

75. Morello L.G., Coltri P.P., Quaresma A.J.C., Simabuco F.M., Silva T.C.L., Singh G., Nickerson J.A., Oliveira C.C., Moore M.J., Zanchin N.I.T. // PLoS One. 2011. V. 6. № 12. e29174.

76. Kressler D., Hurt E., Bergler H., Baßler J. // Biochim. Biophys. Acta - Mol. Cell Res. 2012. V. 1823. № 1. P. 92-100.

77. Raman N., Weir E., Müller S. // Mol. Cell. 2016. V. 64. № 3. P. 607-615.

78. Bohnsack K.E., Bohnsack M.T. // EMBO J. 2019. V. 38. № 13. e100278.

79. Choudhury P., Hackert P., Memet I., Sloan K.E., Bohnsack M.T. // RNA Biol. 2019. V. 16. № 1. P. 54-68.

80. Sardana R., Liu X., Granneman S., Zhu J., Gill M., Papoulas O., Marcotte E.M., Tollervey D., Correll C.C., Johnson A.W. // PLoS Biol. 2015. V. 13. № 2. e1002083.

81. Martin R., Straub A.U., Doebele C., Bohnsack M.T. // RNA Biol. 2013. V. 10. № 1. P. 4-18.

82. Srivastava L., Lapik Y.R., Wang M., Pestov D.G. // Mol. Cell. Biol. 2010. V. 30. № 12. P. 2947-2956.

83. Calo E., Flynn R.A., Martin L., Spitale R.C., Chang H.Y., Wysocka J. // Nature. 2015. V. 518. № 7538. P. 249-253.

84. Bammert L., Jonas S., Ungricht R., Kutay U. // Nucl. Acids Res. 2016. V. 44. № 20. P. 9803-9820.

85. Memet I., Doebele C., Sloan K.E., Bohnsack M.T. // Nucl. Acids Res. 2017. V. 45. № 9. P. 5359-5374.

86. Bohnsack M.T., Martin R., Granneman S., Ruprecht M., Schleiff E., Tollervey D. // Mol. Cell. 2009. V. 36. № 4. P. 583-592.

87. Pertschy B., Schneider C., Gnädig M., Schäfer T., Tollervey D., Hurt E. // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. № 50. P. 35079-35091.

88. Wandrey F., Montellese C., Koos K., Badertscher L., Bammert L., Cook A.G., Zemp I., Horvath P., Kutay U. // Mol. Cell. Biol. 2015. V. 35. № 20. P. 3491-3503.

89. Ameismeier M., Cheng J., Berninghausen O., Beckmann R. // Nature. 2018. V. 558. № 7709. P. 249-253.

90. Reuveni S., Ehrenberg M., Paulsson J. // Nature. 2017. V. 547. № 7663. P. 293-297.

91. Li B., Nierras C.R., Warner J.R. // Mol. Cell Biol. 1999. V. 8. P. 5393-5404.

92. Mayer C., Grummt I. // Oncogene. 2006. V. 25. P. 6384-6391.

93. Pillet B., Mitterer V., Kressler D., Pertschy B. // BioEssays. 2017. V. 39. № 1. P. 1-12.

94. Landry-Voyer A.M., Bergeron D., Yague-Sanz C., Baker B., Bachand F. // Nucl. Acids Res. 2020. V. 48. № 22. P. 1290012916.

95. Pausch P., Singh U., Ahmed Y.L., Pillet B., Murat G., Altegoer F., Stier G., Thoms M., Hurt E., Sinning I., et al. // Nat. Commun. 2015. V. 6. e7494.

96. Pillet B., García-Gómez J.J., Pausch P., Falquet L., Bange G., de la Cruz J., Kressler D. // PLoS Genet. 2015. V. 11. № 10. e1005565.

97. Schütz S., Fischer U., Altvater M., Nerurkar P., Peña C., Gerber M., Chang Y., Caesar S., Schubert O.T., Schlenstedt G., et al. // Elife. 2014. V. 3. e03473.

98. Wyler E., Wandrey F., Badertscher L., Montellese C., Alper D., Kutay U. // FEBS Lett. 2014. V. 588. № 20. P. 3685-3691.

99. Calviño F.R., Kharde S., Ori A., Hendricks A., Wild K., Kressler D., Bange G., Hurt E., Beck M., Sinning I. // Nat. Commun. 2015. V. 6. P. 6510.

100. van Hoof A., Lennertz P., Parker R. // EMBO J. 2000. V. 19. № 6. P. 1357-1365.

101. Ciganda M., Williams N. // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2011. V. 2. № 4. P. 523-533.

102. Sloan K.E., Bohnsack M.T., Watkins N.J. // Cell Rep. 2013. V. 5. № 1. P. 237-247.

103. Zhang J., Harnpicharnchai P., Jakovljevic J., Tang L., Guo Y., Oeffinger M., Rout M.P., Hiley S.L., Hughes T., Woolford J.L. // Genes Dev. 2007. V. 21. № 20. P. 2580-2592.

104. Chen S.S., Williamson J.R. // J. Mol. Biol. 2013. V. 425. № 4. P. 767-779.

105. O'Donohue M.F., Choesmel V., Faubladier M., Fichant G., Gleizes P.E. // J. Cell Biol. 2010. V. 190. № 5. P. 853-866.

106. Nicolas E., Parisot P., Pinto-Monteiro C., De Walque R., De Vleeschouwer C., Lafontaine D.L.J. // Nat. Commun. 2016. V. 7. e11390.