CC BY
27
УДК 611.018.26: 612.014.2: 617.5-089.844
АНАТОМО-ФИЗИОЛОГИЧЕСКОЕ ОБОСНОВАНИЕ ПЕРСПЕКТИВ ПРИМЕНЕНИЯ АУТОЛОГИЧНОЙ ЖИРОВОЙ ТКАНИ, ОБОГАЩЕННОЙ СТВОЛОВЫМИ КЛЕТКАМИ, ПРИ ПЛАСТИЧЕСКИХ ОПЕРАЦИЯХ НА МОЛОЧНЫХ ЖЕЛЕЗАХ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)
Н.С.Романенков, К.Н.Мовчан, *К.И.Русакевич
ANATOMO-PHYSIOLOGICAL JUSTIFICATION FOR PERSPECTIVES OF AUTOLOGOUS FAT ENRICHED WITH STEM CELLS APPLICATION IN PLASTIC BREAST SURGERY
N.S.Romanenkov, K.N.Movchan, *K.I.Rusakevich
Северо-Западный государственный медицинский университет им. И.И.Мечникова (Санкт-Петербург), *Институт медицинского образования НовГУ, nickrom@inbox.ru
Коррекция деформаций молочных желез с применением клеточных технологий — востребованное направление медицинской деятельности. Однако сведения о результатах трансплантации аутологичной жировой ткани (АЖТ), обогащенной стволовыми клетками (СК) для совершенствования формы и объема молочных желез, рассматриваются исследователями не только как операция, выполняемая по эстетическим показаниям, но и как средство устранения деформаций МЖ в формате реконструктивной хирургии. Необходимость многогранной оценки опыта применения мезенхимальных СК (МСК) из аутологичной жировой ткани в пластической и реконструктивной хирургии молочной железы побуждает к критическому изучению результатов деятельности многих ученых, целенаправленно применяющих технологии регенеративной медицины в случаях проведения хирургических вмешательств на gl.mammae. Проанализированы рекомендации исследователей о методических основах изоляции МСК из АЖТ. Целенаправленно изучены данные о цитологических критериях отнесения биологических субстратов к стволовым клеткам. Критически осмыслен опыт специалистов по трансплантации СК, выделяемых из АЖТ, в случаях необходимости выполнения пластических операций на молочных железах.
Ключевые слова: мезенхимальные стволовые клетки, жировая ткань, регенеративная медицина, пластическая хирургия, молочные железы
Breast deformities correction using cellular technologies is a promising direction of medical science. Nevertheless, information on the improvement of mammary glands shape and volume with autologous fat tissue enriched with stem cells (SC) is ambiguous. Different researchers perform such surgeries both in aesthetic and reconstructive cases. The necessity of versatile assessment of different researcher's experience in cases of adipose derived stem cells (ADSC) application in plastic and reconstructive breast surgery prompts a critical study of scientific papers devoted to the use of regenerative medicine technologies in breast surgery cases. Recommendations of the researchers on the methods of ADSC isolation from autologous fat tissue are examined thoroughly. Cytological criteria of biological substrate being qualified as stem cells are studied as well. The experience of many authors in ADSC transplantation in cases of plastic breast surgery is analysed.
Keywords: mesenchymal stem cells, adipose tissue, regenerative medicine, plastic surgery, mammary gland
Введение. Частота случаев проведения мам-мопластики по косметическим показаниям возрастает. Однако операции на молочных железах (МЖ) нередко осуществляются не только по эстетическим соображениям. Устойчивая тенденция к увеличению показателей заболеваемости женщин раком молочных желез (РМЖ) сохраняется [1-3]. Хирургический метод среди технологий комбинированного лечения больных РМЖ считается основополагающим. Как в случаях выполнения радикальной мастэктомии, так и при секторальных резекциях gl.mammae, после операции, естественно, происходит деформация МЖ, что значительно ухудшает качество жизни женщин, больных РМЖ, снижая возможности их скорейшей социальной адаптации [4].
Аутологичная жировая ткань (АЖТ) — уникальный пластический материал, подходящий для устранения дефектов мягких тканей различных анатомических областей. Сведения о применении АЖТ в качестве пластического субстрата для протезирования приводятся еще в классических трудах G.Neuber [5] и E.Lexer [6]. Однако лишь с открытием мезенхималь-ных стволовых клеток (МСК) из АЖТ человека оказалось возможным рассматривать варианты трансплантации жировой ткани (ЖТ) в совершенно ином ракурсе, применяя на практике принципы регенеративной медицины [7-10]. По цитологическим свойствам СК из АЖТ схожи с подобными клеточными элементами, получаемыми из костного мозга, а их применение в широкой практике становится реальным из-за относительной простоты изоляции. [9, 11].
В печатных источниках научных наблюдений отражены данные о трансплантации АЖТ, обогащенной СК, для пластической коррекции молочных желез как по косметическим, так и по медицинским показаниям, в том числе обусловленным необходимостью устранения послеоперационных деформаций. Результаты, представляемые авторами в научной литературе, порой противоречивы. Данное обстоятельство обусловливает необходимость целенаправленного изучения опыта специалистов, обосновывающих анатомо-физиологические аспекты применения СК из ЖТ в пластической и реконструктивной хирургии МЖ.
Материал и методы. Для сбора научной медицинской информации использованы базы данных https ://www.ncbi.nlm. тк gov/pubmed, http://www.cochranelibrary.com/. Изучены сведения, содержащиеся в 985 источниках литературы, опубликованных в период с 2008 по 2018 гг., среди них сугубо по теме изыскания проанализировано содержание 47 публикаций.
Результаты, их обсуждение. Касаясь данных о способах изоляции МСК из АЖТ, их цитологических особенностях и возможности применения СК в качестве аутологичного материала для устранения деформаций мягких тканей, оптимальным направлением в плане совершенствования результатов аутоади-потрансплантации многие авторы считают использование клеточно-связанного липотрансфера (КСЛ), предложенногоD. Matsumotoetal. в 2006 г. [12].Особенностью этого метода является обогащение трансплантируемой жировой ткани МСК. Поэтому выявление оптимальных технологий получения ЖТ с целью выделения культуры МСК рассматривается исследователями, как одно из перспективных направлений изучения аспектов клинического применения МСК [13-15]. Ряд авторов сообщает об успешности сбора ЖТ посредством вакуумной липосакции так называемых донорских зон тела человека [16]. Другие исследователи предлагают получать ЖТ для изоляции культуры МСК путем липоэктомии [17]. Некоторые специалисты убеждены, что разница в способе забора ЖТ в целом не влияет на количественные параметры СК, выделяемых из нее [18]. Однако в научных публикациях содержится информация о том, что уровни экспрессии генов и способности СК из ЖТ к определенной дифференциации во многом определяются методом получения тканевого материала при липосакции / липоэктомии [15].
После заготовки АЖТ осуществляется изоляция из нее культуры СК. Наиболее распространенным способом выделения СК из ЖТ считается ферментативное расщепление липоаспирата (ЛА) на клетки стромаль-ной сосудистой фракции (ССФ), содержащей стволовые, стромальные и эндотелиальные клеточные элементы, перициты, лейкоциты, эритроциты и ряд неклеточных побочных продуктов [19]. В процессе фермен-тирования ЖТ применяются диспаза, трипсин, но чаще всего — коллагеназа. После промывания ЛА стерильным раствором фосфатного буфера до золотистого цвета, полученный субстрат обрабатывается раствором коллагеназы в фосфатном буфере, затем смесь выдерживается в термостате при температуре 37°С, после чего ее нижний слой, перемещается в пробирки и центрифугируется. Выпадающий осадок составляют клетки ССФ, которые ресуспендируются в контрольных средах, пересчитываются и помещаются в отдельные колбы с концентрацией в пределах 1*106 клеток. В целом, из 20 мг липоаспирата получается более 1х107клеток ССФ [14].
Неферментативные способы изоляции СКЖТ из ЛА базируются на том, что после ЛС стволовые клетки располагаются на дне аспирационной емкости.
Клетки, выделенные неферментативным способом, фенотипически и по способности к дифференцировке не отличаются от аналогичных, получаемых при ферментировании ЛА, но их количество в итоге оказывается в 19—20 раз меньшим [14, 20, 21].
В 2006 году международным обществом клеточной терапии (МОКТ) сформулирован ряд цитологических критериев, необходимых для идентификации СКЖТ [22]. Он включает: пластическую адгезив-ность в стандартных условиях культивирования; экспрессию CD73, CD90 и CD105; отсутствие экспрессии CD45, CD34, CD14 или CD11b, CD19 или CD79a и HLA-DR поверхностных молекул [22]. В 2013 году специалистами МОКТ обозначены дополнительные положительные маркеры (CD13, CD29 и CD44), выявляемые на поверхности СКЖТ более, чем в 80% случаев, а CD31, CD45, и CD235а расценены, как основные отрицательные маркеры, т.к обнаруживаются на поверхности СКЖТ менее чем в 2% наблюдений [19]. Для фенотипирования клеток в качестве мезен-химальных мультипотентных на поверхности СК должно быть, по меньшей мере, два положительных и два отрицательных маркера, а жизнеспособность клеточных элементов должна превышать 70%. К тому же, выделенные СК обязательно должны дифференцироваться в остеобласты, адипоциты и хондробла-сты [23].
Таким образом, по мнению специалистов, основными особенностями СКЖТ, являются относительная простота их получения при минимальной хирургической травматизации донорской области организма пациента и возможность дифференцировки, аналогичная другим видам МСК [7, 11]. Важно, что СКЖТ характеризуются более выраженными возможностями пролиферации и культивирования по сравнению со СК костного мозга [24-26]. Способность СКЖТ дифференцироваться не только в адипо-циты, но и в остеобласты, хондроциты, миоциты, эпителиальные клетки и нейроны позволяет полагать о потенциальной возможности их использования для воссоздания многих тканей человеческого организма
[7].
Накопление научных данных об уникальной способности СК из ЖТ к регенерации, секреции трофических факторов и дифференцировке в различные типы клеток индуцирует разработку новых технологий лечения пациентов с использованием клеточной терапии. В настоящее время в публикациях многих авторов сообщается о положительных результатах трансплантации аутологичных МСК для коррекции дефектов тканей тела человека [27-30]. В частности, регенеративный потенциал СКЖТ наглядно демонстрируется в случаях трансплантации АЖТ для устранения дефектов мягких тканей. Используемая для пластики аутологичная ткань, кроме множества клеток, содержит в том числе и СК, способствующие неоангиогенезу в инъецированной ЖТ посредством секреции ангиогенных факторов роста [11, 31, 32].
Изучение данных авторов о результатах применения МСК из АЖТ в пластической и реконструктивной хирургии молочных желез показывает, что коррекция врожденных деформаций МЖ, последст-
вий хирургического лечения пациенток с РМЖ, а также выполнение маммопластики по эстетическим показаниям — наиболее частые операции, выполняемые пластическими хирургами. В этих случаях наряду с эндопротезированием молочных желез, широко применяется свободная аутоадипотрансплантация — липофилинг (ЛФ) [33].
Введение жировых аутотрансплантатов для устранения деформаций МЖ первоначально нередко сопровождалось парциальным некрозом пересаживаемой ЖТ, формированием кальцинатов и жировых кист, что существенно затрудняло интерпретацию результатов лучевых методов исследования при скрининге РМЖ [34, 35]. Исследователи рассматривали многие способы улучшения выживаемости трансплантированной жировой ткани. Однако в качестве эффективного способа решения данной задачи приоритет отдается клеточно-связанному липотранс-феру (КСЛ), впервые осуществленному в эксперименте на животных D.Matsumoto et al в 2006 году [12]. Эти авторы предложили применять для увеличения объема мягких тканей АЖТ, насыщенную СК. При таком подходе значительно повышается выживаемость пересаженных адипоцитов, уменьшается степень резорбции трансплантата, снижается частота формирования фиброзаокружающих тканей и образования жировых кист [12].
Увеличение объема и коррекцию формы МЖ с применением КСЛ ряд авторов осуществляет сугубо по эстетическим показаниям [36, 37]. В частности, K.Yoshimura et al [37] приводят данные о позитивном опыте применения КСЛ в 40 случаях увеличения объема МЖ. На компликации при этих хирургических вмешательствах авторы указывают лишь в одном клиническом наблюдении, когдапосредством плановой магнитно-резонансной томографии (МРТ) после операции обнаружено эктопическое (парастернальное) формирование фиброзной ткани. Изучение отдаленных результатов операции через 2 года по данным МРТ и маммографии позволило объективно констатировать факт увеличения объема молочных желез от 100 до 200 мл без каких-либо патологических изменений в зоне проведенного хирургического вмешательства [37].
T.Kamakura, K.Ito, 2011 [36] по эстетическим показаниям применяли КСЛ с целью увеличения объема молочных желез у 20 здоровых пациенток. Компоненты ССФ из ЛА авторы получали, используя аппарат Celution 800 System(США). Положительные результаты операции отмечены в 69% наблюдений у пациенток, данные о которых включены в исследование. По данным МРТ, выполненной в послеоперационном периоде, в 2 (10%) случаях сформировались жировые микрокисты, которые в последующем каль-цифицировались. Других негативных последствий применения КСЛ не было [36].
H.H.Peltoniemi et al [38], основываясь на данных проспективного исследования, посвященного оценке эффективности использования КСЛ по сравнению с липофилингом (ЛФ) с целью эстетического увеличения объема молочных желез пришли к заключению о том, что выполнение КСЛ не имеет преиму-
ществ по сравнению с традиционным ЛФ при условии применения водоструйной липосакции для сбора ЖТ. Но отличия, обнаруженные авторами, не могут быть отнесены к статистически значимым. В группе из 18 женщин, сведения о которых включены в исследование, в послеоперационном периоде степень резорбции аутоадипотрансплантата контролировалась авторами по данным МРТ. Она оказалась сравнимой в группах исследования и контроля. Таким образом констатировано, что использование трансплантации аутологичной ЖТ для увеличения объема МЖ по эстетическим показаниям без обогащения аутоади-потрансплантата СК позволяет не только сократить время выполнения операции, но и снизить риск микробной контаминации трансплантируемого субстрата с уменьшением общих финансовых издержек при сравнимых клинических результатах хирургического лечения [38].
Некоторые авторы продолжают исследование возможностей разных вариантов клеточной терапии, при которых пациентам для восстановления дефектов мягких тканей предварительно осуществляется классический липофилинг, а затем в зону пластической коррекции целенаправленно инъецируются СК, выделенные из ЖТ. Подобная методика определяется как этапный клеточно-связанный липотрансфер — ЭКСЛ [30].
T.Tiryaki et al [30], анализируя результаты применения ЭКСЛ в 29 наблюденияхустранения дефектов мягких тканей человека разногогенеза и анатомической локализации, не выявили осложнений хирургического вмешательства в послеоперационном периоде. В то же время авторы обращают внимание на существенное снижение степени резорбции аутоа-дипотрансплантата по сравнению с традиционным липофилингом.
Применение СК, по данным M.Zhu et al [39], способствует улучшению реконструктивных свойств трансплантируемой ЖТ, значительно снижая уровень ее резорбции в отдаленном периоде наблюдения за пациентами.
С целью оценки клинической эффективности клеточно-связанного липотрансфера S.F.Kolle et al [28] предприняли тройное слепое рандомизированное контролируемое исследование. В ходе него 13 участникам в предварительно определенные участки тела под кожу вводились аутоадипотрансплантаты одинакового объема (обогащенные и необогащенные СК из ЖТ). Сравнивая результаты операций, констатировано существенное снижение степени резорбции жировых клеток в случаях выполнения КСЛ по сравнению с традиционными методиками трансплантации ЖТ [28].
Специалисты в области клеточной терапии связывают особые надежды с возможностью применения КСЛ при устранении деформаций МЖ пациенткам, оперированным по поводу РМЖ. Устранение деформаций МЖ у пациенток, перенесших хирургическое лечение по поводу ЗНО gl. mammae — одна из актуальных проблем современной онкологии, поскольку такой подход позволяет ускорить темпы социальной реабилитации и повысить качество жизни
женщин. Однако ряд исследователей констатирует, что использование МСК может повышать риск мета-стазирования опухолевых клеток при РМЖ, после выполнения КСЛ [40, 41]. Не исключается также, что введение СК из ЖТ для устранения дефектов МЖ пациенткам, перенесшим хирургическое лечение РМЖ, может способствовать развитию локального рецидива ЗНО, создавая в зоне их введения в мягкие ткани своеобразную среду, в которой опухолевой процесс может возобновиться в условиях неоангио-генеза [42, 43].
В то же время другие авторы полагают, что КСЛ — эффективное и безопасное хирургическое вмешательство, а его выполнение оптимально в случаях устранения деформаций МЖ, обусловленных квадрантэктомией glandulaemammae по поводу рака, и не увеличивает вероятность рецидива РМЖ после операции [44]. При отсутствии рецидива опухоли в отдаленном периоде наблюдения восполнение дефектов МЖ пациенткам, подвергшимся операциям по поводу РМЖ, можно осуществлять посредством ЛФ переднебоковых отделов грудной стенки [45].
Коррекция деформаций МЖ у пациенток, перенесших хирургическое лечение по поводу ЗНО gl. mammae — одна из непростых задач современной онкологии и пластической хирургии в виду необходимости достижения скорейшей социальной реабилитации и оптимального качества жизни. Онкологи-маммологи в 2012 году осуществили проспективное мультицентровое исследование «Restore-2», в ходе которого оценена эффективность обследования и лечения 71 пациентки, подвергшейся операции по поводу РМЖ. После данных хирургических вмешательств во всех наблюдениях у больных произошла деформация МЖ [44]. Авторы проанализировали реконструктивные и эстетические возможности КСЛ в случаях коррекции послеоперационных деформаций МЖ через 12 и более месяцев после первичной онкологической операции. В большинстве (63,4%) клинических наблюдений пациентки оценивали результаты проведенной хирургической коррекции объема молочных желез по 6-балльной шкале с удовлетворенностью в интервале от 4 до 6 баллов. Сроки наблюдения за женщинами, перенесшими операции по коррекции формы МЖ с применением КСЛ, превышали 12 месяцев. Авторы констатировали, что КСЛ — эффективное и безопасное хирургическое вмешательство в случаях необходимости устранения дефектов МЖ, образовавшихся после их резекции по поводу рака [46].
Y.Zhou et al [47] сообщают, что использование КСЛ в случаях реконструкции тканей в зонах МЖ после хирургического лечения по поводу ЗНО в плане приживляемости адипотрансплантатов оказывается эффективным не более чем на 9%, что не может считаться клинически значимым. В то же время эти авторы полагают, что выполнение данного вмешательства сопряжено с повышенным риском развития осложнений, по сравнению с другими операциями.
Очевидно, что применение клеточных технологий в клинической практике должно быть индивидуально ориентировано с учетом структуры цитоло-
гических популяций и синтезируемых ими трофических факторов. В регенеративной медицине перспективным направлением исследований для пластических хирургов оказывается модернизация способов выделения культуры МСК, которую можно было бы использовать при КСЛ как интраоперационно (по мере завершения их изоляции), так и отсроченно, подобрав СК из банка.
Заключение. Изучение результатов исследований многих исследователей позволяет считать, что, несмотря на проведение целенаправленных научных работ, получить аргументированные ответы на все вопросы, касающиеся применения в клинической практике мультипотентных СК из ЖТ, пока не представляется возможным. Единого мнения о технологиях изучения фенотипической характеристики СК из ЖТ также, как и об универсальном методе их изоляции из организма человека, пока нет. Без ответа также остаются вопросы оценки отдаленных результатов проведения клеточно-связанного липотрансфера в зонах иссечения злокачественных новообразований МЖ. Механизмы воздействия стволовых клеток на организм (паракринный или вследствие дифференци-ровки в клетки окружающих тканей)изучены не в полной мере. Только отчетливое понимание глубины спорных проблем современного лечения больных РМЖ с применением клеточных технологий позволит четче формулировать задачи предстоящих научных изысканий в плане оценки результатов использования данных методик в хирургической (онкологической) практике, в том числе в ракурсе пластического и реконструктивного компонента деятельности специалистов. С преодолением проблем становления клеточной терапии, вероятно, окажется возможным достижение новых горизонтов в регенеративной медицине.
1. Ginsburg O. et al. The global burden of women's cancers: a grand challenge in global health. Lancet, 2017, vol. 389, no. 10071, pp. 847-860. doi:10.1016/s0140-6736(16)31392-7.
2. Icaza G., Niinez L., Bugueno H. Epidemiological analysis of breast cancer mortality in women in Chile. RevMedChil, 2017, vol. 145, no. 1, pp. 106-114. doi:10.4067/s0034-98872017000100014.
3. Хижа Вал.Вас., Мовчан К.Н., Попов С.В., Скрябин О.Н., Гриненко О.А., Русакевич К.И., Хижа Вит.Вал. Статистические данные о случаях злокачественных новообразований в Санкт-Петербурге в 2011—2015 годах // Вестник СПбГУ. Медицина, 2017. Т. 12. № 1. С.60-82. doi: 10.21638/11701/spbu11.2017.106 (Khizha Val.Vas., Movchan K.N., Popov S.V., Skryabin O.N., Grinеnko O.A., Rusakevich K.I., Khizha Vit.Val. Statisticheskie dannye o sluchayakh zlokachestvennykh novoobrazovanij v Sankt-Peterburge v 2011—2015 godakh [The statistical datа of cancer cases in Saint Petersburg within 2011—2015]. Vestnik SPbSU, Medicine, 2017, vol. 12, no. 1, pp. 60-81. (In Russ.)).
4. Lee J.W., Kim M.C., Park H.Y., Yang J.D. Oncoplastic volume replacement techniques according to the excised volume and tumor location in small- to moderate-sized breasts. Gland Surg, 2014, vol. 3, no 1, pp. 14-21. doi:10.3978/j.issn.2227-684X.2014.02.02.
5. Neuber G. Fettransplantation. Verhandlungen der deutschen Gesellschaft für Chirurgie. Zentralbl. Chir., 1893, vol. 22, p. 66.
6. Lexer E. Freie Fetttransplantation. Deutsch Med. Wochenschr., 1910, vol. 36, p. 640.
7. Brayfield C., Marra K., Rubin J.P. Adipose stem cells for soft
tissue regeneration. Handchir. Mikrochir. Plast. Chir., 2010, vol. 42, no. 2, pp. 124-128. doi:10.1055/s-0030-1248269.
8. Ebrahimian T.G. et al. Cell therapy based on adipose tissue-derived stromal cells promotes physiological and pathological wound healing. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2009, vol. 29, no. 4, pp. 503-510. doi:10.1161/atvbaha.108.178962.
9. Koh K.S. et al. Clinical application of human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells in progressive hemifacial atrophy (Parry-Romberg disease) with microfat grafting techniques using 3-dimensional computed tomography and 3-dimensional camera. Ann. Plast. Surg., 2012, vol. 69, no. 3, pp. 331-337. doi:10.1097/sap.0b013e31826239f0.
10. Rigotti G. et al. Clinical treatment of radiotherapy tissue damage by lipoaspirate transplant: a healing process mediated by adipose-derived adult stem cells. Plast. Reconstr. Surg., 2007, vol. 119, no. 5, pp. 1409-1422; discussion 1423-4. doi:10.1097/01.prs.0000256047.47909.71.
11. Brown S.A. et al. Basic science review on adipose tissue for clinicians. Plast. Reconstr. Surg., 2010, vol. 126, no. 6, pp. 1936-1946. doi:10.1097/PRS.0b013e3181f44790.
12. Matsumoto D. et al. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection. Tissue Eng., 2006, vol. 12, no. 12, pp. 3375-3382. doi:10.1089/ten.2006.12.3375.
13. Buschmann J. et al. Yield and proliferation rate of adipose-derived stromal cells as a function of age, body mass index and harvest site-increasing the yield by use of adherent and supernatant fractions? Cytotherapy, 2013, vol. 15, no. 9, pp. 1098-1105. doi:10.1016/j.jcyt.2013.04.009.
14. Francis M.P., Sachs P.C., Elmore L.W., Holt S.E. Isolating adipose-derived mesenchymal stem cells from lipoaspirate, blood and saline fraction. Organogenesis, 2010, vol. 6, no 1, pp. 11-14. doi:10.4161/org.6.1.10019.
15. Gnanasegaran N., Govindasamy V., Musa S., Kasim N.H. Different isolation methods alter the gene expression profiling of adipose derived stem cells. Int. J. Med. Sci, 2014, vol. 11, no. 4, pp. 391-403. doi:10.7150/ijms.7697.
16. Torio-Padron N., Huotari A.M., Eisenhardt S.U., Borges J., Stark G.B. Comparison of Pre-Adipocyte Yield, Growth and Differentiation Characteristics from Excised versus Aspirated Adipose Tissue. Cells Tissues Organs, 2010, vol. 191, no 5, pp. 365-371. doi:10.1159/000276594.
17. Oedayrajsingh-Varma M.J. et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cell yield and growth characteristics are affected by the tissue-harvesting procedure. Cytotherapy, 2006, vol. 8, no. 2, pp. 166-177. doi:10.1080/14653240600621125.
18. Schreml S. et al. Harvesting human adipose tissue-derived adult stem cells: resection versus liposuction. Cytotherapy, 2009, vol. 11, no. 7, pp. 947-957. doi:10.3109/14653240903204322.
19. Bourin P. et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT). Cytotherapy, 2013, vol. 15, no. 6, pp. 641648. doi:10.1016/j.jcyt.2013.02.006.
20. Yoshimura K. et al. Characterization of freshly isolated and cultured cells derived from the fatty and fluid portions of liposuction aspirates. J. Cell Physiol., 2006, vol. 208, no. 1, pp. 64-76. doi:10.1002/jcp.20636.
21. Zeng G. et al. A rapid and efficient method for primary culture of human adipose-derived stem cells. Organogenesis, 2013, vol. 9, no. 4, pp. 287-295. doi:10.4161/org.27153.
22. Dominici M. et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy, 2006, vol. 8, no. 4, pp. 315-317. doi:10.1080/14653240600855905.
23. Sensebe L., Bourin P., Tarte K. Good manufacturing practices production of mesenchymal stem/stromal cells. Hum. Gene. Ther., 2011, vol. 22, no. 1, pp. 19-26. doi:10.1089/hum.2010.197.
24. Gimble J.M., Guilak F., Bunnell B.A. Clinical and preclinical translation of cell-based therapies using adipose tissue-derived cells. Stem Cell Res. Ther., 2010, vol. 1, no. 2, p. 19. doi:10.1186/scrt19.
25. Higuchi A. et al. Differentiation ability of adipose-derived stem cells separated from adipose tissue by a membrane filtration method. J. Membr. Sci, 2011, vol. 366, no. 2, pp. 286-294. doi:10.1016/j.memsci.2010.10.009.
26. Strem B.M. et al. Multipotential differentiation of adipose tissue-derived stem cells. Keio J Med., 2005, vol. 54, no. 3, pp. 132-141. doi:10.2302/kjm.54.132.
27. Thesleff T. et al. Cranioplasty with adipose-derived stem cells and biomaterial: a novel method for cranial reconstruction. Neurosurgery, 2011, vol. 68, no. 6, pp. 15351540. doi:10.1227/neu.0b013e31820ee24e.
28. Kolle S.F et al. Enrichment of autologous fat grafts with exvivo expanded adipose tissue-derived stem cells for graft survival: a randomised placebo-controlled trial. Lancet, 2013, vol. 382, no. 9898, pp. 1113-1120. doi:10.1016/s0140-6736(13)61410-5.
29. Pinheiro C.H. et al. Local injections of adipose-derived mesenchymal stem cells modulate inflammation and increase angiogenesis ameliorating the dystrophic phenotype in dystrophin-deficient skeletal muscle. Stem Cell Rev., 2012, vol. 8, no. 2, pp. 363-374. doi:10.1007/s12015-011-9304-0.
30. Tiryaki T., Findikli N., Tiryaki D. Staged stem cell-enriched tissue (SET) injections for soft tissue augmentation in hostile recipient areas: a preliminary report. Aesthetic Plast. Surg, 2011, vol. 35, no. 6, pp. 965-971. doi:10.1007/s00266-011-9716-x.
31. Salgado A.J., Reis R.L., Sousa N.J., Gimble J.M. Adipose tissue derived stem cells secretome: soluble factors and their roles in regenerative medicine. Curr. Stem Cell Res. Ther., 2010, vol. 5, no. 2, pp. 103-110. doi:10.2174/157488810791268564.
32. Sheng L., Yang M., Li H., Du Z., Yang Y., Li Q. Transplantation of adipose stromal cells promotes neovascularization of random skin flaps. Tohoku J. Exp. Med, 2011, vol. 224, no. 3, pp. 229-234. doi:10.1620/tjem.224.229.
33. Kasem A., Wazir U., Headon H., Mokbel K. Breast Lipofilling: A Review of Current Practice. Arch Plast Surg, 2015, vol. 42, no. 2, pp. 126-130. doi:10.5999/aps.2015.42.2.126.
34. Zheng D.N. et al. Autologous fat grafting to the breast for cosmetic enhancement: experience in 66 patients with long-term follow up. J. Plast. Reconstr. Aesthet. Surg, 2008, vol. 61, no. 7, pp. 792-798. doi:10.1016/j.bjps.2007.08.036.
35. Coleman S.R., Saboeiro A.P. Fat grafting to the breast revisited: safety and efficacy. Plast. Reconstr. Surg., 2007, vol. 119, no. 3, pp. 775-785; discussion 786-7. doi:10.1097/01.prs.0000252001.59162.c9.
36. Kamakura T., Ito K. Autologous cell-enriched fat grafting for breast augmentation. Aesthetic Plast Surg, 2011, vol. 35, no.
6, pp. 1022-1030. doi:10.1007/s00266-011-9727-7.
37. Yoshimura K. et al. Cell-assisted lipotransfer for cosmetic breast augmentation: supportive use of adipose-derived stem/stromal cells. Aesthetic Plast Surg, 2008, vol. 32, no. 1, pp. 48-55; discussion 56-57. doi:10.1007/s00266-007-9019-4.
38. Peltoniemi H.H. et al. Stem cell enrichment does not warrant a higher graft survival in lipofilling of the breast: A prospective comparative study. J. Plast. Reconstr. Aesthet. Surg., 2013, vol. 66, no. 11, pp. 1494-1503. doi:10.1016/j.bjps.2013.06.002.
39. Zhu M. et al. Supplementation of fat grafts with adipose-derived regenerative cells improves long-term graft retention. Ann Plast Surg., 2010, vol. 64, no. 2, pp. 222-228. doi:10.1097/sap.0b013e31819ae0 5 c.
40. Karnoub A.E. et al. Mesenchymal stem cells within tumour stroma promote breast cancer metastasis. Nature, 2007, vol. 449, no. 7162, pp. 557-563. doi:10.1038/nature06188.
41. Rowan B.G. et al. Human adipose tissue-derived stromal/stem cells promote migration and early metastasis of triple negative breast cancer xenografts. PLoS One, 2014, vol. 9, no. 2, pp. 89595. doi:10.1371/journal.pone.0089595.
42. Eterno V. et al. Adipose-derived Mesenchymal Stem Cells (ASCs) may favour breast cancer recurrence via HGF/c-Met signaling. Oncotarget, 2014, vol. 5, no. 3, pp. 613-633. doi:10.18632/oncotarget. 1359.
43. Zimmerlin L. et al. Regenerative therapy and cancer: in vitro and in vivo studies of the interaction between adipose-derived stem cells and breast cancer cells from clinical isolates. Tissue Eng. Part A, 2011, vol. 17, no. 1-2, pp. 93106. doi:10.1089/ten.tea.2010.0248.
44. Pérez-Cano R. et al. Prospective trial of Adipose-Derived Regenerative Cell (ADRC)-enriched fatgrafting for partial mastectomy defects: The RESTORE-2 trial. Eur. J. Surg. Oncol, 2012, vol. 38, no. 5, pp. 382-389. doi:10.1016/j.ejso.2012.02.178.
45. Hamza A., Lohsiriwat V., Rietjens M. Lipofilling in breast cancer surgery. Gland Surg, 2013, vol. 2, no. 1, pp. 7-14. doi:10.3978/j.issn.2227-684X.2013.02.03.
46. Lampert F.M., Grabin S., Bjorn Stark G. The RESTORE-2 trial: proof of safety and efficacy of "regenerative-cell enriched"; fat-grafting? Eur. J. Surg. Oncol, 2012, vol. 38, no. 12, pp. 1231-1232; author reply 1233-4. doi:10.1016/j.ejso.2012.08.014.
47. Zhou Y., Wang J., Li H., Liang X., Bae J., Huang X., Li Q. Efficacy and Safety of Cell-Assisted Lipotransfer: A Systematic Review and Meta-Analysis. Plast Reconstr. Surg, 2016, vol. 137, no. 1, pp. 44-57. doi:10.1097/prs.0000000000001981.
