CC BY
216
УДК 617-089.844
ВОЗМОЖНОСТИ ПРИМЕНЕНИЯ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК ИЗ АУТОЛОГИЧНОЙ ЖИРОВОЙ ТКАНИ В ПЛАСТИЧЕСКОЙ И РЕКОНСТРУКТИВНОЙ ХИРУРГИИ
Н. С. Романенков, К. Н. Мовчан СПб ГБУЗ Медицинский информационно-аналитический центр, Санкт-Петербург, Россия
Проанализированы сведения отечественных и зарубежных исследователей о возможностях применения мезенхимальных стволовых клеток (МСК) из аутологичной жировой ткани в комплексном устранении дефектов тканей человеческого организма. Отражены сведения об основных методиках изоляции МСК из собственной жировой ткани пациентов, проанализированы данные о гистологических критериях, на основании которых возможна идентификация полученного биологического материала — мезенхимальных мультипотентных клеток. Приведены характеристики технических особенностей использования методик трансплантации аутологичных стволовых клеток, полученных из жировой ткани, возможностей и показаний к их применению в практике пластического хирурга. Основываясь на результатах деятельности многих ученых, критически отражено современное состояние проблемы восстановления дефектов тканей тела человека с применением технологий регенеративной медицины, в частности клеточной терапии. Определены возможные перспективные направления дальнейшего научного поиска в этой области медицины.
Ключевые слова: регенеративная медицина, пластическая хирургия, мезенхимальные стволовые клетки, жировая ткань.
Введение
В последние десятилетия ежегодно возрастает количество операций, выполняемых пластическими хирургами по эстетическим показаниям. Вероятно, эта тенденция носит многокомпонентный характер, включающий сочетание старения населения, желание сохранить молодость и внешнюю привлекательность, широкое общественное признание эффективности и безопасности косметических процедур, а также совершенствование технологий минимально инвазивной эстетической хирургии [1].
Возможности использования инновационных технологий в области регенеративной медицины в настоящее время привлекают особое внимание отечественных и зарубежных исследователей [2-9]. Открытие мезенхимальных стволовых клеток (МСК) из собственной жировой ткани (ЖТ) человека позволило несколько по иному рассматривать деятельность по обоснованию трансплантации аутологич-ных стволовых клеток (СК) при комплексной регенеративной терапии [10-13].
Одной из основных задач пластической хирургии является восстановление и совершенствование состояния покровных тканей тела человека, что неразрывно связано с внедрением в практику специалистов инновационных технологий, направленных на реконструкцию
поврежденных структур организма. Последнее активно осуществляется, в том числе и на клеточном уровне. Поэтому актуальность фундаментальных исследований, посвященных оценке возможностей клинического применения МСК в пластической хирургии в формате восстановления и стимуляции регенеративной функции человеческого организма, в последние десятилетия сохраняется [14-23].
Методы получения аутологичной жировой ткани и методики выделения из нее стволовых клеток, применяемые специалистами в области пластической и реконструктивной хирургии Поиск оптимального пути получения жировой ткани для сепарации из нее культуры МСК является одним из значимых направлений в исследовании возможностей применения СК в клинической практике [24-26]. Одни исследователи сообщают о позитивных результатах сбора ЖТ посредством ее вакуумной аспирации из донорских участков тела человека [27]. Другие авторы наиболее совершенной методикой получения жировой ткани для выделения культуры МСК считают липоэктомию [28]. Ряд специалистов приводят данные о том, что методика забора жировой ткани не влияет на количество получаемых из нее СК [29].
Gnanasegaran et а1., 2014 [26] показали, что уровни экспрессии генов и потенция к определенной дифференциации СК из ЖТ зависят от технологии забора жировой ткани (осуществление его методами липосакции или липоэктомии).
Установлено, что на свойства выделяемых СК оказывают влияние возраст пациентов, характер сопутствующих соматических заболеваний, анатомо-физиологические особенности донорской зоны, используемой для получения жировой ткани [16, 30]. В частности, показано, что, в отличие от здоровых людей, в жировой ткани больных сахарным диабетом содержится меньше СК, которые к тому же характеризуются пониженным профилем фенотипической экспрессии и способностью к пролиферации [17].
Ферментативное расщепление липоа-спирата на клетки стромальной сосудистой фракции (ССФ), содержащей стволовые, стромальные и эндотелиальные клеточные элементы, перициты, лейкоциты, эритроциты и ряд побочных (неклеточных) продуктов, является наиболее распространенным способом выделения СК из ЖТ [31]. Для фермен-тирования жировой ткани применяются дис-паза, трипсин, но чаще всего — коллагеназа. На начальном этапе процесса липоаспират промывается стерильным раствором фосфатного буфера до золотистого цвета. Впоследствии жировая ткань обрабатывается раствором коллагеназы в фосфатном буфере. Полученная смесь инкубируется в термостате при температуре 37°С, после чего ее нижний слой, перемещенный в пробирки, центрифугируется. Осадок составляют клетки ССФ, которые ресуспендируются в контрольных средах, подсчитываются и помещаются в отдельные колбы при концентрации 1х106 клеток. В целом, из 20 мг липоаспирата получается более 1х107 клеток ССФ [25].
Выделение СКЖТ из липоаспирата неферментативными методами осуществляется с учетом того обстоятельства, что после липо-сакции стволовые клетки находятся в нижнем слое аспирационной емкости. Несмотря на то, что клетки, выделенные неферментативным способом, фенотипически и по способности к дифференцировке не отличаются от аналогичных СКЖТ, полученных при ферментиро-вании липоаспирата, приходится констатиро-
вать, что их количество в итоге оказывается в 19 раз ниже, чем при выделении СК с применением ферментирования [2, 25, 32, 33].
В 2006 году Международным обществом клеточной терапии (МОКТ) определен набор критериев для идентификации СКЖТ [34]. Он включает: пластическую адгезивность в стандартных условиях культивирования СК; экспрессию CD73, CD90 и CD105; отсутствие экспрессии CD45, CD34, CD14 или CD11b, CD19 или CD79a и HLA-DR поверхностных молекул [34]. В 2013 году МОКТ обозначены дополнительные положительные маркеры (CD13, CD29 и CD44), выявляемые на поверхности СКЖТ более, чем в 80% случаев, а маркеры CD31, CD45, и CD235а расценены, как основные отрицательные, т. к. обнаруживаются на поверхности СКЖТ менее чем в 2% наблюдений [31]. Для фенотипирования клеток в качестве мезенхимальных мультипотент-ных на поверхности СК необходимо наличие, по меньшей мере, двух положительных и двух отрицательных маркеров, а их жизнеспособность должна превышать 70%. Кроме того, полученные СК должны обладать способностью дифференцироваться в остеобласты, адипоци-ты и хондробласты [35].
Результаты применения мезенхимальных стволовых клеток из аутологичной жировой ткани в пластической и реконструктивной хирургии, их обсуждение в публикациях специалистов Выявление уникальной способности СК из ЖТ к регенерации, секреции трофических факторов и дифференцировке в различные типы клеток оказалась научным базисом для разработки новых методов лечения с использованием возможностей различных вариантов клеточной терапии. О положительных результатах трансплантации аутологичных МСК для коррекции дефектов покровных тканей тела человека сообщают многие ученые [20, 36-38].
Особенностями СК, выделяемых из жировой ткани (СКЖТ) человека, являются относительная простота их получения, минимальная травматизация организма пациентов в зоне донорского локуса и возможность дифференцировки, аналогичная другим видам МСК [10, 15]. По данным некоторых исследо-
вателей важно, что СКЖТ характеризуются более выраженными возможностями пролиферации и культивирования по сравнению со стромальными клетками костного мозга [39-41]. Способность СКЖТ дифференцироваться не только в адипоциты, но и в остеобласты, хондроциты, миоциты, эпителиальные клетки и нейроны, позволяет полагать возможным применение СКЖТ для восстановления многих тканей тела человека [10].
Регенеративный потенциал СКЖТ наглядно демонстрируется при трансплантации жировой ткани с целью восполнения дефектов мягких тканей. Аутологичная ткань, применяемая при пересадке жира, содержит множество клеток, в том числе СК, обеспечивающих регенерацию и формирование кровеносных сосудов за счет секреции ангиогенных факторов роста [7, 15, 42].
Коррекция формы и объема молочных желез по причине врожденных деформаций, последствий использования хирургических методов лечения у больных раком данной локализации, а также по эстетическим показаниям — одна из наиболее частых пластических операций. В этих случаях, наряду с эндопротезированием молочных желез, широко применяется свободная аутоадипо-трансплантация (липофилинг) данной анатомической области [43].
Первоначально введение жировых ауто-трансплантатов в ткань молочных желез нередко сопровождалось частичным некрозом адипотрансплантата, формированием каль-цинатов, жировых кист, что существенно затрудняло интерпретацию результатов лучевых методов исследования при скрининге рака молочной железы [23, 44]. Предлагались разные пути повышения выживаемости аутоади-потрансплантатов. Наиболее эффективным способом решения данной проблемы признан клеточно-связанный липотрансфер (КСЛ), впервые выполненный в эксперименте на животных D. Matsumoto et а1. в 2006 году [19]. Этими авторами предложено вводить в мягкие ткани для увеличения объема аутоадипотран-сплантат, насыщенный СК. При подобном подходе значительно повышается выживаемость пересаженных адипоцитов, уменьшается степень разрушения трансплантата, снижается частота развития фиброза окружающих тканей и формирования жировых кист [19].
K. Yoshimura et al., 2008 [22] сообщают о применении КСЛ для увеличения объема молочных желез по эстетическим показаниям в 40 клинических наблюдениях. В группе пациенток, включенных в исследование, не отмечено осложнений операций. В одном случае при МРТ констатировано парастернальное формирование фиброзной ткани. Период послеоперационного наблюдения составил 24 месяца, по данным МРТ и маммографии отмечено увеличение объема молочных желез от 100 до 200 мл при отсутствии патологических изменений со стороны железистой ткани [22].
T. Kamakura, K. Ito, 2011 [5] применили КСЛ для увеличения объема молочных желез по эстетическим показаниям 20 пациенткам, у которых не отмечено какой-либо соматической патологии. При сепарации компонентов ССФ авторы использовали автоматизированный способ ее изоляции из липоаспирата, полученного при ЛС, с помощью аппарата Celution 800 System, США. Частота положительной оценки результатов операции пациентками, включенными в исследование, составила 69%. При выполнении МРТ в послеоперационном периоде в 2 (10%) случаях выявлено формирование жировых микрокист с последующей их кальцифика-цией, других негативных последствий применения методики не констатировано [5]. Данная технология использована и другими авторами при аугментационной маммопла-стике, для коррекции контуров лица, в том числе, при липоатрофии [8, 45-48].
В частности, K. Yoshimura et al., 2008 [47], Y. Castro-Govea et al., 2012 [45] сообщают о положительных клинических результатах и снижении уровня резорбции аутоадипо-трансплантата (по сравнению с традиционным липофилингом) в случаях применения КСЛ для лечения людей с липоатрофией лица по причине системной красной волчанки и гемфациальной атрофии (синдром Parry-Romberg).
В настоящее время исследуются возможности вариантов клеточной терапии, при которых для восполнения дефектов мягких тканей пациентам осуществляется классический липофилинг, с последующим отдельным введением в корректируемое место СК из ЖТ, данная методика определена, как этапный кле-точно-связанный липотрансфер (ЭКСЛ) [38].
Т. ТкуаЫ et а1., 2011 [38] сообщают о применении ЭКСЛ в 29 случаях для коррекции дефектов мягких тканей человеческого организма различной природы. При реализации ЭКСЛ в клинической практике осложнений хирургического вмешательства в послеоперационном периоде не выявлено. Констатировано значительное уменьшение степени резорбции аутоадипотрансплантата по сравнению с традиционным липофилингом.
Данные М. Zhu et а1., 2010 [49] позволяют считать, что применение СКЖТ способствует улучшению реконструктивных свойств трансплантируемой жировой ткани, значительно снижая уровень ее резорбции в отдаленном периоде наблюдения.
Для изучения клинической эффективности клеточно-связанного липотрансфера S. F. Ко11е et а1., 2013 [36] предприняли тройное слепое, рандомизированное, контролируемое исследование, в процессе которого 13 участникам в специально определенные участки тела под кожу вводились аутоадипотрансплантаты одинакового объема (обогащенные и необога-щенные СК из ЖТ). При оценке результатов констатировано значительное снижение резорбции жировых клеток в случаях выполнения КСЛ по сравнению с традиционными методиками трансплантации жировой ткани [36].
Особые надежды исследователей в области клеточной терапии связываются с возможностью применения клеточно-связанного ли-потрансфера для восполнения объема тканей молочных желез пациенток, перенесших ма-стэктомию по поводу злокачественных новообразований. Одни исследователи констатируют, что МСК могут потенцировать метастазирова-ние опухолевых клеток при раке молочной железы, после выполнения клеточно-ассоцииро-ванного липотрансфера [50, 51].
Не исключается, что инъекции СК из ЖТ для реконструкции тканей молочных желез пациенткам, перенесшим мастэктомию по поводу рака, могут повышать риск развития локального рецидива рака молочных желез, создавая в локусе их введения в мягкие ткани специфическую воспалительную среду, стимулирующую рост опухоли и ангиогенез [4, 52].
Другие авторы приходят к выводу, что КСЛ оказывается эффективным и безопасным хирургическим вмешательством оптимальным в случаях восполнения объема тканей молоч-
ных желез у пациенток, перенесших секторальную резекцию glandulae mammae по поводу рака, не увеличивая степень вероятности рецидива рака молочных желез в послеоперационном периоде [53].
В настоящее время считается возможным для реконструкции тканей молочной железы пациенткам, перенесшим мастэктомию по поводу рака glandulae mammae, при отсутствии признаков рецидива опухоли в отдаленном периоде наблюдения после хирургического вмешательства, осуществлять липофилинг [54].
Одним из перспективных направлений применения СКЖТ оказывается их использование в случаях длительно незаживающих ран [11, 55-57]. Стволовые клетки синтезируют многочисленные факторы роста и цито-кины, способствуют увеличению количества макрофагов, стимуляции образования грануляционной ткани, а также улучшают локальную васкуляризацию тканей в поврежденной области [11, 55-57]. В частности, при ультразвуковом мониторинге за состоянием мягких тканей после трансплантаций аутологичной жировой ткани в зоны радиационных повреждений кожи больных, подвергшихся курсам лучевой терапии по поводу онкологических заболеваний, констатируется повышение выраженности гидратации кожи и улучшение состояния подкожных тканей в месте инъекции с образованием кровеносных сосудов на фоне существенного клинического улучшения [13].
H. C. Lee et al. [17] сообщают, что при множественных инъекциях СК из ЖТ в мышцы голени и стопы в группе пациентов, страдающих облитерирующим тромбангиитом, атеросклерозом и сахарным диабетом, за счет ускорения формирования коллатеральных сосудов происходит ускорение заживления трофических язв, снижается интенсивность болевого синдрома, увеличивается дистанция безболевой ходьбы.
Вероятно, использование СКЖТ может оказаться эффективным в комплексе терапии в случаях формирования патологических рубцов. В эксперименте на животных при инъекциях СКЖТ в деформирующие рубцы отмечается снижение площади деформации, восстановление естественного цвета и эластичности кожного покрова, что может быть связано с противовоспалительным и иммуно-супрессивным эффектом воздействия стволовых клеток в зоне их введения [9].
Стволовые клетки, полученные из жировой ткани, обладают способностью дифференцироваться в остеобласты и хондробласты, поэтому изучение возможностей их применения для восстановления дефектов кости и хряща представляет собой перспективное направление медицинских научных исследований [18, 20, 58-60]. Применение СКЖТ с целью повышения процессов регенерации костной ткани в случаях закрытия дефектов черепно-лицевого скелета оказывается эффективным. Использование СКЖТ изолированно или в сочетании с устранением дефектов скелета аутогенной костью способствует стимуляции остеогенеза, что позволяет надеяться на позитивные результаты устранения дефектов свода черепа и челюстей [18, 20, 60, 61]. В целом, исследования ряда авторов демонстрируют, что внедрение технологий регенеративной медицины в клиническую практику позволяет повысить восстановительный потенциал костной ткани в областях ее дефицита, исключая операционную травму и осложнения, связанные с забором и подготовкой костного трансплантата в пластической хирургии [62].
Из-за ограниченных способностей клеток хрящевой ткани к регенерации восполнение ее дефектов остается проблемой реконструктивной хирургии. Однако, согласно данным исследований ряда авторов, посвященных использованию СКЖТ для замещения дефектов хрящевой ткани, применение клеточных технологий себя оправдывает [58]. В частности, H. Bahrani et al. [63], H. N. Zhang et al. [64] в эксперименте на животных показали, что, используя СКЖТ оказывается возможным успешно восстанавливать дефекты гиалинового хряща ушных раковин и крупных суставов.
Pak J. et al., 2013 [65] изучили возможности применения СК из ЖТ при дегенеративных заболеваниях суставов. В ходе исследования проанализированы данные о 91 пациенте, которым в полость суставов нижних конечностей (коленных, тазобедренных, голеностопных) вводилась взвесь, содержащая компоненты ССФ и аутологичную плазму, обогащенную тромбоцитами. Осложнений процедуры выявлено не было. Через 30 месяцев после проведения манипуляций большинство пациентов отмечали позитивный результат, выражающийся в значительном снижении интенсивности болевого синдрома. Авторы считают, что данный
вариант клеточной терапии по показаниям может применяться для улучшения качества жизни пациентов с дегенеративными заболеваниями суставов при противопоказаниях к их эндопротезированию [65].
Трансплантация аутологичных тканей человека для пластического замещения дефектов тканей его тела — хирургическая технология, юридически разрешенная к применению в специализированных медицинских организациях РФ. От пациентов требуется информированное согласие, необходимое для выполнения любой инвазивной медицинской процедуры.
Перспективными направлениями дальнейших исследований специалистов в пластической и реконструктивной хирургии может быть поиск путей совершенствования способов выделения культуры минимально модифицированных клеток, которую можно было бы использовать, как интраоперационно (по мере завершения их изоляции), так и отсроченно, подобрав СК из банка. Не вызывает сомнений, что применение клеточных технологий в регенеративной медицине должно быть индивидуально ориентировано с учетом структуры клеточных популяций и синтезируемых ими трофических факторов.
Заключение
Анализ данных многих авторов позволяет констатировать, что, несмотря на проведение целенаправленных исследований, многие вопросы, касающиеся применения в клинической практике мультипотентных СКЖТ, остаются без ответа. Единого мнения о технологиях изучения фенотипической характеристики СКЖТ, так же, как и об универсальном методе их изоляции из жировой ткани человека пока нет. Без ответа пока остаются вопросы об оценке отдаленных результатов клеточно-связанного липотранс-фера в зонах иссечения злокачественных новообразований. Механизмы воздействия стволовых клеток на организм (паракринный или вследствие дифференцировки в клетки окружающих тканей) пока изучены не в полной мере. Понимание современного состояния спорных проблем лечения пациентов с применением клеточных технологий позволит четче формулировать задачи предстоящих исследований по оценке результатов их использования в хирургической практике,
в том числе в ракурсе ее пластического и реконструктивного компонента деятельности.
С преодолением проблем становления клеточной терапии, вероятно, окажется возможным достижение новых горизонтов в регенеративной медицине. Несомненно, что исчерпывающие ответы на поставленные вопросы возможно получить только при эффективном междисциплинарном взаимодействии представителей фундаментальной науки, клинической практики и специалистов в области биомедицинской инженерии.
Литература
1. Paik A. M. An analysis of leading, lagging, and coincident economic indicators in the United States and its relationship to the volume of plastic surgery procedures performed: an update for 2012/A. M. Paik, I. C. Hoppe, C.J. Pastor // Annals of plastic surgery. —
2013. - V. 71. - No. 3. - Р. 316-319.
2. Айзенштадт А.А. Исследование им-муномодулирующих свойств мезенхи-мальных стволовых клеток человека in vitro/А. А. Айзенштадт, В. В. Багаева, О. В. Супильникова и др. // Здоровье — основа человеческого потенциала: проблемы и пути их решения. — 2013. — Т. 8. — № 2. — С. 659-660.
3. Doi K. Enrichment isolation of adipose-derived stem/stromal cells from the liquid portion of liposuction aspirates with the use of an adherent column/K. Doi, S. Kuno, A. Kobayashi [et al.] // Cytotherapy. —
2014. — V. 16. — No. 3. — Р. 381-391
4. Eterno V. Adipose-derived Mesenchymal Stem Cells (ASCs) may favour breast cancer recurrence via HGF/c-Met signaling/Eter-no V., Zambelli A., Pavesi L. [et al.] // Onco-target. — 2014. — V. 5. — No. 3. — Р. 613-633.
5. Kamakura T. Autologous cell-enriched fat grafting for breast augmentation/T. Kamakura, K. Ito // Aesthetic Plastic Surgery. — 2011. — V. 35. — No. 6. — P. 1022-1030. "
6. Lin Y. Molecular and cellular characterization during chondrogenic differentiation of adipose tissue-derived stromal cells in vitro and cartilage formation in vivo/Y. Lin, E. Luo, X. Chen [et al.] // Journal of Cellular and Molecular Medicine. — 2005. — V. 9. — No. 4. — Р. 929-939.
7. Salgado A.J. Adipose tissue derived stem cells secretome: soluble factors and their roles in regenerative medicine/A. J. Salgado, R. L. Reis, N. J. Sousa [et al.] // Current Stem Cell Research & Therapy. — 2010. — V. 5. — No. 2. — Р. 103-110.
8. Wang L. Cell-assisted lipotransfer for breast augmentation: a report of 18 pa-tients/L. Wang, Y. Lu, X. Luo [et al.] // Zhonghua zheng xing wai ke za zhi. — 2012. — V. 28. — No. 1. — Р. 1-6.
9. Yun I. S. Effect of human adipose derived stem cells on scar formation and remodeling in a pig model: a pilot study/I. S. Yun, Y. R. Jeon, W.J. Lee [et al.] // Dermatologic surgery. — 2012. — V. 38. — No. 10. — Р. 1678-1688.
10. Brayfield C. Adipose stem cells for soft tissue regeneration/C. Brayfield, K. Marra, J. P. Rubin // Handchirurgie Mikrochirurgie Plastische Chirurgie. — 2010. — V. 42. — No. 2. — Р. 124-128.
11. Ebrahimian T. G. Cell therapy based on adipose tissue-derived stromal cells promotes physiological and pathological wound heal-ing/T. G. Ebrahimian, F. Pouzoulet, C. Squib-an [et al.] // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. — 2009. — V. 29. — No. 4. — Р. 503-510.
12. Koh K. S. Clinical application of human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells in progressive hemifacial atrophy (Parry-Romb-erg disease) with microfat grafting techniques using 3-dimensional computed tomography and 3-dimensional camera/K. S. Koh, T. S. Oh, H. Kim [et al.] // Annals of plastic surgery. — 2012. — V. 69. — No. 3. — Р. 331-337.
13. Rigotti G. Clinical treatment of radiotherapy tissue damage by lipoaspirate transplant: a healing process mediated by adipose-derived adult stem cells/G. Rigotti, A. Marchi, M. Galie [et al.] // Plastic and reconstructive surgery. — 2007. — V. 119. — No. 5. — Р. 14091422.
14. Иволгин Д. А. Выделение фракции ядросо-держащих клеток из пуповинной крови — выбор метода/Д. А. Иволгин, А. Б. Смо-лянинов // Вестник Северо-Западного государственного медицинского университета им. И. И. Мечникова. — 2014. — Т. 6. — № 2. — С. 13-18.
15. Brown S.A. Basic science review on adipose tissue for clinicians/S. A. Brown, B. Levi,
C. Lequeux [et al.] // Plastic and reconstructive surgery. — 2010. — V. 126. -No. 6. -Р. 1936-1946.
16. Jürgens W.J. Effect of tissue-harvesting site on yield of stem cells derived from adipose tissue: implications for cell-based thera-pies/W. J. Jurgens, M. J. Oedayrajsingh-Var-ma, M. N. Helder [et al.] // Cell and tissue research. — 2008. — V. 332-No. 3. — Р. 415-426.
17. LeeH. C. Safety and effect of adipose tissue-derived stem cell implantation in patients with critical limb ischemia: a pilot study/H. C. Lee, S. G. An, H. W. Lee [et al.] // Circulation journal. — 2012. — V. 76. — Р. 1750-1760.
18. Lendeckel S. Autologous stem cells (adipose) and fibrin glue used to treat widespread traumatic calvarial defects: case report/S. Lendeckel, A. Jodicke, P. Christophis [et al.] // Journal of Cranio-Maxillo-Facial Surgery. — 2004. — V. 32. — Р. 370-373.
19. Matsumoto D. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection/D. Matsumoto, K. Sato, K. Gonda [et al.] // Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. — 2006. — V. 12. — Р. 3375-3382.
20. Thesleff T. Cranioplasty with adipose-derived stem cells and biomaterial: a novel method for cranial reconstruction/T. Thesleff, K. Le-htimaki, T. Niskakangas [et al.] // Neurosurgery. — 2011. — V. 68. — No. 6. — Р. 15351540.
21. Walia B. Induced pluripotent stem cells: fundamentals and applications of the reprogramming process and its ramifications on regenerative medicine/B. Walia, N. Satija, R. P. Tripathi [et al.] // Stem Cell Reviews and Reports. — 2012. — V. 8. — Р. 100-115.
22. Yoshimura K. Cell-assisted lipotransfer for cosmetic breast augmentation: supportive use of adipose-derived stem/stromal cells/K. Yoshimura, K. Sato, N. Aoi [et al.] // Aesthetic Plastic Surgery. — 2008. — V. 32. — No. 1. — P. 48-55.
23. Zheng D. N. Autologous fat grafting to the breast for cosmetic enhancement: experience in 66 patients with long-term follow up/D. N. Zheng, Q. F. Li, H. Lei [et al.] // Journal of plastic, reconstructive & aesthetic surgery. — 2008. — V. 61. — No. 7. — Р. 792-798.
24. Buschmann J. Yield and proliferation rate of adipose-derived stromal cells as a function of age, body mass index and harvest site-increas-
ing the yield by use of adherent and supernatant fractions?/Buschmann J., Gao S., Harter L. [et al.] // Cytotherapy. — 2013. -V. 15. - Р. 1098-1105.
25. Francis M. P. Isolating adipose-derived mes-enchymal stem cells from lipoaspirate, blood and saline fraction/M. P. Francis, P. C. Sachs, L. W. Elmore [et al.] // Organogenesis. -2010. - V. 6. - Р. 11-14.
26. Gnanasegaran N. Different isolation methods alter the gene expression profiling of adipose derived stem cells/N. Gnanasegaran, V. Govindasamy, S. Musa [et al.] // International Journal of Medical Sciences. — 2014. — V. 11. - No. 4. - Р. 391-403.
27. Torio-Padron N. Comparison of Pre-Adipo-cyte Yield, Growth and Differentiation Characteristics from Excised versus Aspirated Adipose Tissue/N. Torio-Padron, A. M. Huotari, S. U. Eisenhardt [et al.] // Cells Tissues Organs. - 2010. - V. 191. - No. 5. - Р. 365-371.
28. Oedayrajsingh-Varma M.J. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cell yield and growth characteristics are affected by the tissue-harvesting procedure/M.J. Oedayrajsingh-Varma, S. M. van Ham, M. Knippenberg [et al.] // Cytotherapy. - 2006. - V. 8. - No. 2. - Р. 166-177.
29. Schreml S. Harvesting human adipose tissue-derived adult stem cells: resection versus liposuction/S. Schreml, P. Babilas, S. Fruth [et al.] // Cytotherapy. - 2009. - V. 11. -No. 7. - Р. 947-957.
30. Schipper B.M. Regional anatomic and age effects on cell function of human adipose-derived stem cells/B. M. Schipper, K. G. Marra, W. Zhang [et al.] // Annals of plastic surgery. - 2008. - V. 60. - No. 5. - Р. 538-544.
31. Bourin P. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stro-mal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT)/P. Bourin, B. A. Bunnell, L. Casteilla [et al.] // Cytotherapy. - 2013. - V. 15. - Р. 641-648.
32. Yoshimura K. Characterization of freshly isolated and cultured cells derived from the fatty and fluid portions of liposuction aspi-rates/K. Yoshimura, T. Shigeura, D. Matsumoto [et al.] // Journal of Cellular Physiology. - 2006. - V. 208. - No. 1. - Р. 64-76.
33. Zeng G. A rapid and efficient method for primary culture of human adipose-derived stem cells/G. Zeng, K. Lai, J. Li [et al.] // Organogenesis. — 2013. — V. 9. — P. 287-295.
34. Dominici M. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement/M. Dominici, K. Le Blanc, I. Mueller [et al.] // Cytotherapy. — 2006. -V. 8. — P. 315-317.
35. Sensebe L. Good manufacturing practices production of mesenchymal stem/stromal cells/L. Sensebe, P. Bourin, K. Tarte // Human Gene Therapy. — 2011. — V. 22. — P. 19-26.
36. Kolle S. F. Enrichment of autologous fat grafts with ex-vivo expanded adipose tissue-derived stem cells for graft survival: a randomised placebo-controlled trial/Kolle S. F., Fischer-Nielsen A., Mathiasen A. B. [et al.] // Lancet. — 2013. — V. 382. — No. 98. — P. 1113-1120.
37. Pinheiro C.H. Local injections of adipose-derived mesenchymal stem cells modulate inflammation and increase angiogenesis ameliorating the dystrophic phenotype in dys-trophin-deficient skeletal muscle/C. H. Pinheiro, J. C. de Queiroz, L. Guimaraes-Ferreira [et al.] // Stem Cell Reviews and Reports. — 2012. — V. 8. — P. 363 -374.
38. Tiryaki T. Staged stem cell-enriched tissue (SET) injections for soft tissue augmentation in hostile recipient areas: a preliminary report/T. Tiryaki, N. Findikli, D. Tiryaki // Aesthetic Plastic Surgery. — 2011. — V. 35. — No. 6. — P. 965-971.
39. Gimble J. M. Clinical and preclinical translation of cell-based therapies using adipose tissue-derived cells/J. M. Gimble, F. Guilak, B. A. Bunnell // Stem Cell Reviews and Reports. — 2010. — V. 1. — P. 19.
40. Higuchi A. Differentiation ability of adipose-derived stem cells separated from adipose tissue by a membrane filtration method/A. Higuchi, C. W. Chuang, Q. D. Ling [et al.] // Journal of Membrane Science. — 2011. — V. 366. — No. 2. — P. 286-294.
41. Strem B. M. Multipotential differentiation of adipose tissue-derived stem cells/B. M. Strem, K. C. Hicok, M. Zhu [et al.] // The Keio Journal of Medicine. — 2005. — V. 54. — No. 3. — P. 132-141.
42. Sheng L. Transplantation of adipose stromal cells promotes neovascularization of random skin flaps/L. Sheng, M. Yang, H. Li [et al.] // The Tohoku Journal of Experimental Medicine. — 2011. — V. 224. — No. 3. — P. 229-234.
43. Kasem A. Breast Lipofilling: A Review of Current Practice/A. Kasem, U. Wazir, H. Hea-don [et al.] // Archives of Plastic Surgery. -2015. — V. 42. — No. 2. — P. 126-130.
44. Coleman S. R. Fat grafting to the breast revisited: safety and efficacy/S. R. Coleman, A. P. Saboeiro // Plastic and reconstructive surgery. — 2007. — V. 119. — No. 3. — P. 775- 785.
45. Castro-Govea Y. Cell-assisted lipotrans-fer for the treatment of Parry-Romberg syndrome/Y. Castro-Govea, O. De La Garza-Pineda, J. Lara-Arias [et al.] // Archives of Plastic Surgery. — 2012. — V. 39. — No. 6. — P. 659-662.
46. Lee S. K. Facial soft tissue augmentation using autologous fat mixed with stromal vascular fraction/S. K. Lee, D. W. Kim, E. S. Dhong [et al.] // Archives of Plastic Surgery. — 2012. — V. 39. — No. 5. — P. 534-539.
47. Yoshimura K. Cell-assisted lipotransfer for facial lipoatrophy: efficacy of clinical use of adipose-derived stem cells/K. Yoshimura, K. Sato, N. Aoi [et al.] // Dermatologic Surgery. — 2008. — V. 34. — No. 9. — P. 1178- 1185.
48. Yoshimura K. Progenitor-enriched adipose tissue transplantation as rescue for breast implant complications/K. Yoshimura, Y. As-ano, N. Aoi [et al.] // The Breast Journal. — 2010. — V. 16. — P. 169-175.
49. Zhu M. Supplementation of fat grafts with adipose-derived regenerative cells improves long-term graft retention/M. Zhu, Z. Zhou, Y. Chen [et al.] // Annals of plastic surgery. — 2010. — V. 64. — No. 2. — P. 222-228.
50. Karnoub A. E. Mesenchymal stem cells within tumour stroma promote breast cancer metastasis/A. E. Karnoub, A. B. Dash, A. P. Vo [et al.] // Nature. — 2007. — V. 449. — No. 7162. — P. 557-563.
51. Rowan B. G. Human adipose tissue-derived stromal/stem cells promote migration and early metastasis of triple negative breast cancer xenografts/B. G. Rowan, J. M. Gimble, M. Sheng [et al.] // PLoS ONE. — 2014. — V. 9. — No. 2. — P. 89-95.
52. Zimmerlin L. Regenerative therapy and cancer: in vitro and in vivo studies of the interaction between adipose-derived stem cells and breast cancer cells from clinical isolates/L. Zimmerlin, A. D. Donnenberg, J. P. Rubin [et al.] // Tissue engineering. Part A. — 2011. — V. 17. — P. 93-106.
53. Pérez-Cano R. Prospective trial of Adipose-Derived Regenerative Cell (ADRC) -enriched fat grafting for partial mastectomy defects: The RESTORE-2 trial/R. Pérez-Cano, J.J. Vranckx, J. M. Lasso [et al.] // European Journal of Surgical Oncology. — 2012. -V. 38. — No. 5. — P. 382-389.
54. Hamza A. Lipofilling in breast cancer surgery/A. Hamza, V. Lohsiriwat, M. Rietjens // Gland surgery. — 2013. — V. 2. — No. 1. — P. 7-14.
55. Hong S.J. Topically delivered adipose derived stem cells show an activated-fibroblast phe-notype and enhance granulation tissue formation in skin wounds/S. J. Hong, S. X. Jia, P. Xie [et al.] // PLoS ONE. — 2013. — V. 8. — No. 1. — P. 556-561.
56. Rehman J. Secretion of angiogenic and antia-poptotic factors by human adipose stromal cells/J. Rehman, D. Traktuev, J. Li [et al.] // Circulation. — 2004. — V. 109. — No. 10. — P. 1292-1298.
57. Wang M. Human progenitor cells from bone marrow or adipose tissue produce VEGF, HGF, and IGF-I in response to TNF by a p38 MAPK-dependent mechanism/M. Wang, P. R. Crisostomo, C. Herring [et al.] // American Journal of Physiology: Regulatory, Integra-tive And Comparative Physiology. — 2006. — Vol. 291. — V. 60. — No. 4. — P. 880-884.
58. Estes B. T. Isolation of adipose-derived stem cells and their induction to a chondrogen-ic phenotype/B. T. Estes, B. O. Diekman, J. M. Gimble [et al.] // Nature Protocols. — 2010. — V. 5. — P. 1294-1311.
59. Hennig T. Reduced chondrogenic potential of adipose tissue derived stromal cells correlates
with an altered TGFbeta receptor and BMP profile and is overcome by BMP-6/T. Hennig,
H. Lorenz, A. Thiel [et al.] // Journal of Cellular Physiology. — 2007. — V. 211. — No. 3. — P. 682-691.
60. Mesimaki K. Novel maxillary reconstruction with ectopic bone formation by GMP adipose stem cells/K. Mesimaki, B. Lindroos, J. Torn-wall [et al.] // International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. — 2009. — V. 38. — No. 3. — P. 201-209.
61. Sandor G.K. Adipose stem cell tissue-engineered construct used to treat large anterior mandibular defect: a case report and review of the clinical application of good manufacturing practice-level adipose stem cells for bone regeneration/G. K. Sandor, V.J. Tuovi-nen, J. Wolff [et al.] // International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. — 2013. -V. 71. — No. 5. — P. 938-950.
62. Sandor G. K. Comparison of conventional surgery with motorized trephine in bone harvest from the anterior iliac crest/G. K. Sandor,
I. A. Nish, R. P. Carmichael // Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology, and Endodontics. — 2003. — V. 95. — No. 2. — P. 150-155.
63. Bahrani H. Differentiation of adipose-derived stem cells into ear auricle cartilage in rabbits/H. Bahrani, M. Razmkhah, M. J. Ashraf [et al.] // The Journal of Laryngology and Otology. — 2012. — V. 126. — No. 8. — P. 770-774.
64. Zhang H.N. Uninduced adipose-derived stem cells repair the defect of full-thickness hyaline cartilage/H. N. Zhang, L. Li, P. Leng [et al.] // Chinese Journal of Traumatology. — 2009. — V. 12. — P. 92-97.
65. Pak J. Safety reporting on implantation of autologous adipose tissue-derived stem cells with platelet-rich plasma into human articular joints/J. Pak, J. J. Chang, J. H. Lee [et al.] // BMC Musculoskeletal Disorders. — 2013. — V. 14. — No. 337. — P. 1-8.
Н. С. Романенков
Тел.: +7 (905) — 253-44-03
E-mail: nickrom@inbox.ru
Романенков Н. С., Мовчан К. Н. Возможности применения мезенхимальных стволовых клеток из аутоло-гичной жировой ткани в пластической и реконструктивной хирургии (обзор литературы) // Вестник СевероЗападного государственного медицинского университета им. И. И. Мечникова. — 2016. — Том 8. — № 2. — С.
ADIPOSE DERIVED STEM CELLS APPLICATIONS IN PLASTIC AND
RECONSTRUCTIVE SURGERY
N. S. Romanenkov, K. N. Movchan Medical Information and Analytical Center, Saint-Petersburg, Russia
This review contains data analysis of different researchers about the use of mesenchymal stem cells (MSCs) derived from autologous adipose tissue in complex human tissue defect reconstruction. Authors listed basic techniques of isolation of MSCs from the patient's own fat, stated histo-logical criteria, which allow identifying obtained biological material as multipotent mesenchymal cells. Shown the technical features of the stem cells derived from adipose tissue transplantation, possibilities and indications for MSCs use in the practice of plastic surgeon. The current state of the problem of reconstructing human body soft tissue defects using technologies of regenerative medicine critically reflected based on the many scientists survey. Denoted the possible long-term directions for further scientific research in this field of medicine.
Key words: regenerative medicine, plastic surgery, mesenchymal stem cells, adipose tissue.
Author
N. S. Romanenkov
Phone: +7 (905) 253-44-03 E-mail: nickrom@inbox.ru
Romanenkov N. S., Movchan K. N. Adipose derived stem cells applications in plastic and reconstructive surgery (review) // Herald of the Northwestern State Medical University named after I. I. Mechnikov. — 2016. — V. 8. — No. 2. — P.
