CC BY
35
УДК 577.112.854:547.382.3::577.344.2+577.352(2+332)
Вестник СПбГУ. Сер. 3. 2012. Вып. 4
Л. В. Хитрина
4-КЕТОБАКТЕРИОРОДОПСИН И ОСОБЕННОСТИ ЕГО ФОТОЦИКЛА
Бактериородопсин (БР)1 — протонная помпа, использующая энергию света [1, 2]. Структурно — это липохромопротеид, образующий специфические жидкокристаллические участки цитоплазматической мембраны бактерии На1оЬас1егшт $аНпагит (НаЬЬшт) — ПМ [1, 2]. В углах такой решетки находятся белковые тримеры, молекулярная масса мономера — 26 кД. Хромофор образован взаимодействием е-аминогруппы Ьуз216 и ретиналя, подобные структуры называют основаниями Шиффа или альди-минами [1-4]. Один из подходов к исследованию механизма данного молекулярного переносчика состоит в модификации хромофора, т. е. замене остатка ретиналя аналогами (см. [4-7]). 4-Кеторетиналь образует с апобелком пигмент, интересный крайне замедленными компонентами фотоцикла при большом квантовом выходе [5, 6, 8]. Поэтому с исследованием 4-кетоБР связывают научные задачи и поиски вариантов создания фотохромных материалов для практического использования. Однако в конце XX в. группой исследователей была опубликована схема функционирования 4-кетоБР, основанная на косвенных данных [9], которую до сих пор противопоставляют современным работам. Назрела необходимость обсуждения выводов этих работ. Цель данного обзора — сконцентрировать внимание на действительно важных особенностях 4-кетоаналога БР и показать, что мнение об исчерпывающей изученности главных особенностей фотоцикла аналога неверно и что потенциал исследований этого пигмента далеко не исчерпан и является ценным инструментом в дальнейшем изучении БР.
Краткая история исследования фотоцикла БР
Схема функционирования БР с главными интермедиатами появилась в 1975 г. [10]. Предполагали, что переходу одного интермедиата в другой соответствует одна экспонента, как реакции первого порядка. Однако при попытке сделать кинетическое описание цикла оказалось, что констант нужно значительно больше, чем переходов [11-13], поэтому требовался дополнительный путь: обратная реакция или разветвление. Эти результаты положили начало многочисленным гипотезам как о разветвлениях цикла, так и о неоднородности исходного пула молекул в невозбужденном состоянии, вступающих в параллельные циклы (см., например, [2, 12-20]). Последнему предположению способствовала легкость превращения почти однофазной релаксации М-интермедиата в заметно двух-трехфазную под действием самых разнообразных факторов (детергентов, повышения рН, высушивания, повышения давления [14, 21-23]). Когда показали, что все (или почти все) интермедиаты находятся в равновесии друг с другом [24], потребовались константы прямой и обратной реакций, мест экспериментальным параметрам хватило с избытком, а поиски параллельных превращений прекратились, и схема
1 Условные сокращения: БР — бактериородопсин, ПМ — пурпурные мембраны, 13Z--13-цис-,
а11-Е--полностью-транс-.
© Л. В. Хитрина, 2012
с последовательным расположением интермедиатов стала общепринятой (одну из современных схем см. на рис. 1).
Изложенное относилось к пигменту с яй-Е-конфигурацией хромофора. В эту форму с максимумом поглощения 568-570 нм нативный БР переходит полностью при освещении ПМ [2]. В темноте устанавливается равновесие и около половины пигмента возвращается в 13Z-состояние (форма с максимумом поглощения 558-560 нм) [2, 26]. Получить БР с максимумом поглощения 548 нм, у которого весь хромофор находится в 13Z-конфигурации, можно только добавлением 13Z-ретиналя к апоБР [2, 26, 27].
Впервые прямо изучили фотоцикл индивидуального 13Z-БР (БР548) немецкие ученые [26, 27]. В таком цикле нет коротковолновых интермедиатов (Ь и М), а лишь К-подобные. В отсутствие М нет протонного транспорта [2], а в быстрой кинетике электрического ответа отсутствуют характерные фазы [28]. 13Z-Цикл оказался частично разомкнутым, так как часть молекул переходила в яй-Е-конфигурацию [26, 27].
Однако изучение рН-зависимости быстрой кинетики оптических ответов трито-новых препаратов БР выявило странное несоответствие соотношения М-подобных и длинноволновых интермедиатов. Единственный непротиворечивый вывод: по мере роста рН происходит переход солюбилизированных молекул с 13Z-хромофором в состояние, генерирующее в фотоцикле М-интермедиат [29]. Сравнение быстрых кине-тик электрогенеза светоадаптированных и темноадаптированных БР протеолипосом и ПМ подтвердило как это предположение, так и участие интермедиата М из 13Z-цикла в протонном транспорте [29-34]. Чем сильнее было изменено микроокружение молекулы БР, тем ниже оказывалось значение рК интермедиата М в 13Z-цикле. Для натив-ных ПМ рК в зависимости от ионной силы находится в интервале 8,5-9,5, для липосом рК = 7,6, для мономерного БР, солюбилизированного в тритоне Х-100, рК< 5 [31, 34].
Рис. 1. Схема фотоцикла яИ-Е-БР [25]
4-Кетоаналог БР
4-Кеторетиналь — один из первых аналогов ретиналя, восстановивший в апоБР основную полосу поглощения хромофора и функциональную активность [35, 36]. Этот полиеналь также образует окрашенный пигмент с обесцвеченным мономерным препаратом белка, солюбилизированным в тритоне Х-100 [37]. Позже был определен максимум поглощения 4-кето-аналога БР — 506 нм [38, 39]. А в спектре его кругового дихроизма в области 400-600 нм выявлены характерные отрицательная и положительная полосы [38]. Считают, что сходство с характером аналогичных полос в спектре нативных ПМ свидетельствует об экситонном взаимодействии хромофоров в три-мере 4-кетоаналога [40]. При регенерации 4-кеторетиналем белых2 мембран штамма
получили пигмент без «бабочки» в хромофорной полосе спектра кругового дихроизма с единственным положительным максимумом без отрицательного [41].
Впоследствии оказалось, что максимумы поглощения индивидуальных 13Z-и яй-Е-4-кетоБР достигаются, соответственно, при 504 и 527 нм [42]. Как тепловой, так и светоиндуцированный переход между этими конфигурациями хромофора затруднены и изменены в сравнении с нативным БР. Обычного для БР перевода всего хромофора в яй-Е-форму при освещении у 4-кетоаналога не происходит. Свет способствует частичным переходам в обе стороны: 13Z-4-кетоБР о- яй-Е-4-кетоБР [42]. Направление термоизомеризации совпадает с фотоизомеризацией. Эти переходы, даже в «правильном» направлении сильно замедлены, хотя и не до такой степени, как у 11,12-диде-гидроБР или у фенильного и фторфенильного аналогов [42-44]. Подобное нарушение скорости и направления изомеризации не является редкостью для аналогов БР.
Тепловое равновесие форм 4-кетоБР сильно сдвинуто в сторону 13Z-конфигурации (506 нм в равновесном варианте в сравнении с 504 нм у 13Z-пигмента и 527 нм для яй-Е-формы) [38, 39, 42]. Однако в присутствии 50 мМ азида в водной суспензии мембран освещение позволяет перевести 4-кетоБР в форму с максимумом 522нм (влияние азида на сдвиг максимума поглощения исчезает с рК ~8) [45].
В водной суспензии аналогов ПМ при рН 6 у 13Z-4-кетоБР наблюдают батоинтер-медиаты, обычные для 13Z-цикла аналогов, при полном отсутствии М-подобных [42]. Цикл яй-Е-4-кетоБР в этих условиях сильно замедлен, полный его оборот при комнатной температуре занимает несколько минут [5, 8, 9, 42]. По данным быстрой кинетики максимум М-интермедиата в водной суспензии мембран, рН 6, при 21-25 °С — 410 нм [46]. Скорость образования М обычная, а релаксация резко двухфазна: начальная скорость распада близка к контролю, а «хвост» содержит сильно замедленные компоненты [5, 8]. Кинетика релаксации фотоиндуцированных изменений вблизи максимума основной полосы поглощения также сильно замедлена, но без резкого деления на быструю и медленную компоненты [42]. Это указывает на особенности второй половины фотоцикла: возврата из позднего (или открытого) М в исходное состояние — БР527 [8, 47, 48]. Отмечены изменения соотношения компонент М с разной скоростью релаксации в зависимости от длины волны измерения [9].
Фотоцикл яй-Е-4-кетоБР протонпереносящий, и в быстрой кинетике генерации разности электрических потенциалов на плоской искусственной мембране тестируются сильно замедленные компоненты. При этом микросекундная часть нарастания
2 Штамм ^5 не синтезирует ретиналь; если не добавлять последний в процессе роста культуры, то вместо ПМ формируются так называемые белые мембраны, содержащие бактериоопсин.
фотопотенциала, соответствующая образованию М-интермедиата в фотоцикле, и часть миллисекундной электрической фазы близки к контролю [5].
Эффективность выцветания основной полосы поглощения ай-£-4-кетоБР в ходе фотоцикла ~0,7 ± 0,1 от контроля (в сравнении со светоадаптированными ПМ, полученными из ретиналя и апомембран в аналогичных условиях) [5, 49]; эффективность определяли как (АА4-КетоВР/А4-кетоВР)/(ААк0нтроля/Аконтроля), где А и ДА — оптическая плотность в хромофорном максимуме поглощения пигмента и ее дифференциальное изменение в ходе фотоцикла после короткой насыщающей вспышки света.
Важным параметром взаимодействия аналогов полиеналей с белковой частью молекулы считают белковый или опсиновый сдвиг (OS), определяемый (согласно К. На-каниши) разностью обратных величин максимума поглощения протонированного основания Шиффа соответствующего полиеналя ^В+) и пигмента на основе этого же полиеналя: OS = 1/Хшах(5В+) — 1/А.тах(пигмента) [6]. Для ай-£-4-кетоБР SB+ = 445 нм [5, 6, 49], максимум пигмента — 527 нм [42], соответственно OS = 1/445-1/ 527 = 0,000350. Для контроля (также с остатком ретиналя в ай-£-конфигурации [6]) OS = 1/4401/568 = 0,000512. Таким образом, белковый сдвиг 4-кетоаналога составляет 0,68% от контроля, что прекрасно согласуется со снижением эффективности фотоцикла. Следует отметить, что в наших ранних работах [5] изомерное состояние 4-кетоБР не отслеживали достаточно строго. Однако апомембраны регенерировали ай-£-4-кеторетиналем, хранили препарат в темноте при 5-8 °С, а для лучшей воспроизводимости оптических результатов в количественных измерениях использовали свежеполученные препараты, причем каждая аликвота препарата участвовала в ограниченном количестве измерений. Однако в таблицах из публикаций [5, 49] оказался максимум поглощения, ранее опубликованный участниками этой серии работ [38, 39]. При электрических измерениях быстрой кинетики [5, 49] имелись значительные различия в подготовительной засветке образцов. Вероятно, поэтому амплитуды генерации разности потенциалов, индуцированных короткой лазерной вспышкой света, у 4-кетоБР варьировали в широких пределах и составили ~0,25-0,7 от контроля (принятого за единицу) [49]. В эти данные попали как препараты 4-кетоБР с большой долей ай-£-формы, так и сильно изомеризованные светом в 13Z- (статистику набирали по большому количеству образцов, ассоциированных с плоской искусственной мембраной, так как сам процесс ассоциации трудно стандартизовать количественно). Однако и в случае с электрическими измерениями верхняя оценка эффективности совпадает с эффективностью фотоцикла, полученной по оптическим измерениям.
БР давно является объектом нанотехнологических исследований [50-52], причем аналоги БР с разными максимумами основной полосы поглощения вызывают интерес с точки зрения получения фотохромных материалов [53]. Значительное замедление фотоцикла 4-кетоБР при достаточно большой его эффективности привлекло внимание разработчиков подходов к практическому применению в рамках биотехнологических исследований [8, 46, 54-59]. Использование полимерной матрицы позволило дополнительно замедлить фотоцикл 4-кетоаналога в несколько раз [54]. Исследовали замену хромофора 4-кетоаналогом у ряда других точечных мутантов БР [8, 58-62]. Наиболее сильным оказалось совместное замедление фотоцикла в результате мутации D96N и замены остатка ретиналя на его 4-кетоаналог [8, 59-61].
Критический анализ схемы фукнционирования 4-кетоБР с тремя параллельными циклами
В серии работ Л. С. Броуна, А. В. Дружко, Е. П. Лукашева, С. К. Чаморовского и др. предложена схема фотоцикла 4-кетоБР (рис. 2) [9, 45, 63].
Главное здесь — наличие трех циклов (один для пигмента с 13Z-хро-мофором и два для формы с яй-Е-кон-фигурацией), причем во всех циклах фигурирует как батоинтермедиат К с максимумом поглощения 570 нм, так и М-интермедиаты. Основной аргумент авторов [9] — обнаруженные при низкотемпературной спектро-фотометрии три четко выраженных максимума в спектре поглощения М-интермедиата (395, 420 и 440 нм). Однако практически те же максимумы (и даже большее количество) есть в аналогичном спектре немодифици-рованного БР. По данным С. П. Балашова, Ф. Ф. Литвина и Н. В. Карнеевой [64-66] М-интермедиат природного светоадаптированного БР (т. е. пигмента в яй-Е-кон-фигурации) при низких температурах обладает выраженной вибронной структурой: максимум поглощения М412 при снижении температуры до -180 °С сдвинут к 419 нм и интермедиат имеет отчетливые пики при 375, 398, 419 и 442 нм. Учитывая весьма небольшую разницу основных максимумов М при комнатной температуре у БР (412 нм), и у 4-кетоБР (410 нм) по данным исследования быстрой кинетики фотоцикла [46], различия низкотемпературных спектров интермедиатов БР и 4-кетоБР также не должны быть велики, что и наблюдается при сравнении данных двух разных авторских групп. Три пика низкотемпературного спектра М-интермедиата 4-кетоБР из работы [9] весьма похожи на выявленные в аналогичном спектре контрольного яП-Е-БР [64-66], значит, ни о каких «особенностях» 4-кетоБР подобный трехгорбый спектр М не свидетельствует (ни о параллельных циклах с различными М, ни о наличии М в 13Z-цикле в экспериментальных условиях).
Следующий аргумент — появление максимумов коротковолновых форм 4-кетоБР после длительного освещения препарата постоянным светом. Однако в контроле все интермедиаты цикла БР фоточувствительны: освещая М, можно получить как «синее ингибирование», т. е. быстрое закорачивание цикла с возвратом в исходное состояние [67, 68], так и появление многочисленных М-подобных форм [64, 69]. Под действием постоянного света будут избирательно накапливаться долго-живущие интермедиаты типа М, которых могло и не быть при однократном обороте цикла. Другой источник замедления — кооперативность в триаде [70]. С появлением импульсной спектрофотометрии серьезным указанием на интермедиат цикла можно считать форму, найденную при контролируемых переходах, а не накопленную в фотостационаре. Например, при освещении БР или одного из аналогов можно получить
Рис. 2. Схема фотоцикла 4-кетоБР согласно публикации [9] (времена авторов при перерисовке схемы опущены, а максимумы поглощения показаны в индексах как более общепринятый вариант)
розовую форму с 9Z-хромофором, которая явно к нормальному циклу отношения не имеет [71, 72].
Образование в 13Z-цикле М-интермедиата — не правило, а скорее, исключение, он появляется только при весьма высоких значениях рН (см. публикации группы Ка-улена [30-34, 73] и их обсуждение в разд. «Краткая история...»), в циклах ПМ и их аналогов его нет при рН 5-7. Даже в мономерном тритоновом препарате БР доля М-генерирующих молекул рН-зависима (в области от 5 и выше). Однако в публикации [45] отмечено про М-интермедиат: «.в Z-цикле, по нашим данным, он [М] фактически не зависит от рН в диапазоне 5-9». В работе [9] в методике приготовления препарата для низкотемпературных измерений авторы вовсе не указали рН среды, смешиваемой с глицерином. А в работе [63] появляется уточнение, что М395 появляется только, когда фотоцикл замедлен добавлением глицерина, высоким рН (> 9,5) или низкой температурой. При этом в работах [9] и [63] схема цикла дана для комнатной температуры и рН 7,5, т. е. для условий, где, по мнению самих же авторов, М395 они не видели [63]. А информация о наблюдениях М395 (М-интермедиата в 13Z-цикле 4-кетоБР, см. рис. 2) в публикациях [45] и [63] взаимоисключающая. По нашим данным, прямых измерений на индивидуальном 13Z-4-кетоБР при рН 6 в водной суспензии мембран как при комнатной, так и при более низкой температуре М отсутствовал (условия работы [42]). Если авторы [9, 45, 63] видят в 13Z-цикле при рН 7,5 (и даже при рН 5) М-интермедиат, то это и есть самый интересный и неожиданный результат. Только его необходимо не постулировать, а прямо проверять с индивидуальным 13Z-4-кетоаналогом БР (аналогично БР, 4-кетоБР, требуемой структуры, получают взаимодействием хроматографи-чески чистых изомеров 13Z- и ай-£-4-кеторетиналя с апомембранами в темноте или при слабом неактиничном свете [42] и работают непродолжительное время до изомеризации). При этом нужны четкие указания условий эксперимента и схема цикла будет относиться только к этим условиям.
К тому же, как видно из исследования других аналогов БР [73], по мере перехода 13Z-препарата в состояние, генерирующее М-интермедиат, кинетика К-подобного батоинтермедиата сильно изменяется, так что в любом случае необходимо рассматривать 2 отдельных цикла для этих форм, как, например, в работе [31]. Долгоживущие К-подобные батоинтермедиаты в 13Z-циклах существуют именно в условиях, препятствующих образованию М, а появление М при движении вверх по шкале рН их убирает [31, 73], это альтернативные пути.
У БР с немодифицированным остатком ретиналя различаются максимумы поглощения К-интермедиатов (первых устойчивых при -180 °С [64, 69]) в циклах пигментов с 13Z- и ай-£-конфигурациями. Это соответственно 610С и 630Т (по [26, 27] при низкотемпературной спектрофотометрии) или Р580 и Р590 (по [65, 66, 69]), последний в более общепринятом обозначении — К590. Поэтому постулирование авторами [9] К570 во всех трех циклах настораживает. При однократном обороте фотоцикла индивидуального ай-£-4-кетоБР в длинноволновой области нами не обнаружено прироста оптической плотности во временной шкале 0,001-200с [42]. При этом в миллисекундной шкале у 13Z-4-кетоБР наблюдаются обычные для 13Z-цикла батоинтермедиаты. Это неудивительно, так как в цикле немодифицированного а11-£-БР (см. рис. 1) К-интермедиат весьма быстро переходит в коротковолновые интермедиаты (в отличие от цикла 13Z-пигментов, где после К регистрируют другие К-подобные батоинтермедиаты [2, 26, 27]). Поэтому логичнее относить К570 только к 13Z-циклу, тем более, что
прецеденты наблюдений долгоживущего К в all-E-циклах отсутствуют. К тому же обычный короткоживущий К-интермедиат яй-Е-цикла в смешанном препарате трудно различить на фоне более высокоамплитудного К из 1 BZ-цикла, поэтому наличие К570 во всех циклах необходимо доказывать экспериментами с индивидуальным all-E-4-кетоБР.
Тоже самое касается и предположения авторов [9] об отсутствии L-подобного интермедиата при фотореакциях 4-кетоБР. Согласно быстрой кинетике в фотоцикле именно lBZ-4-кетоБР имеются долгоживущие батоинтермедиаты [42], вполне способные экранировать L. А у индивидуального all-E-4-кетоБР отсутствует медленная релаксация К-интермедиата, соизмеримая по времени с переходом в М-форму [42]. Однако именно так (медленной К — М релаксацией в all-E-цикле, исключающей L) интерпретируют наблюдаемую кинетику в работе [9] на препарате со смесью изомеров. Аналогичную ситуацию с интермедиатами можно было наблюдать в 1BZ- и all-E-циклах похожих аналогов (фенил-, фторфенил- и 11, 12-дидегидроБР [4B, 44, 73]). Для фенилБР тоже выдвигалось предположение об отсутствии L-интермедиата [74], которое автор данной статьи специально проверял на all-E-пигменте и показал идентичность кинетик L-интермедиата в контроле и у аналога [43].
Таким образом, в обсуждаемой серии работ [9, 45, 63] не доказано ни наличия трех постулируемых циклов, ни присутствия К570, релаксирующего в М, в каждом из них при рассматриваемых рН. А сам факт поисков гипотез работы аналога в области множественности параллельных циклов — дань времени, когда это делалось по историческим причинам весьма широко (см. разд.: «Краткая история...»).
Литература
1. Oesterhelt D., Stoeckenius W. Rhodopsin-like protein from the purple membrane of Halobacte-rium halobium // Nature New Biol. 1971. Vol. 233, N 39. P. 149-152.
2. Stoeckenius W., Lozier R. H., Bogomolni R. A. Bacteriorhodopsin and the purple membrane of halobacteria // Biochim. Biophys. Acta. 1979. Vol. 505, iss. 3-4. P. 215-278.
3. Lanyi J. K. Proton transfers in the bacteriorhodopsin photocycle // Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol. 1757, iss. 8. P. 1012-1018.
4. Crouch R. K. Studies of rhodopsin and bacteriorhodopsin using modified retinals // Photochem. Photobiol. 1986. Vol. 44, iss. 6. P. 803-807.
5. Электрогенные стадии фотоцикла аналогов бактериородопсина, содержащих остатки производных ретиналя / Драчев А. Л., Драчев Л. А., Евстигнеева Р. П., Каулен А. Д., Лазарова Ц. Р., Лайхтер А. Л., Мицнер Б. И., Скулачев В. П., Хитрина Л. В., Чекулаева Л. Н. // Биол. мембраны. 1984. Т. 1, № 11. С. 1125-1142.
6. Аналоги ретиналя и их роль в исследовании бактериородопсина / Ходонов А. А., Еремин С. В., Локшин Дж. Л., Швец В. И., Демина О. В., Хитрина Л. В., Каулен А. Д. // Биоорг. химия. 1996. Т. 22, № 10-11. С. 745-776.
7. Ring oxidized retinals form unusual bacteriorhodopsin analogue pigments / Beischel C. J ., Mani V., Govindjee R., Ebrey T. G., Knapp D. R., Crouch R. K. // Photochem. Photobiol. 1991. Vol. 54, iss. 6. P. 977-983.
8. Хитрина Л. В., Миронова Е. В., Ходонов А. А. Исследование бактериородопсинов Halobacte-rium salinarum дикого типа и мутанта D96N с модифицированными хромофорами // Биол. мембраны. 2009. Т. 26, № 3. С. 194-200.
9. Броун Л. С., Дружко А. Б., Лукашев Е. П., Чаморовский С. К. Изучение фотохимического цикла аналога бактериородопсина, содержащего остаток 4-кето-ретиналя // Биол. мембраны. 1991. Т. 8, № 5. С. 460-467.
10. Lozier R. H., Bogomolni R. A., Stoeckenius W. Bacteriorhodopsin: a light-driven proton pump in Halobacterium Halobium // Biophys. J. 1975. Vol. 15, iss. 9. P. 955-962.
11. Stoeckenius W., Lozier R. H., Niederberger W. Photoreactions of Bacteriorhodopsin // Biophys. Struct. Mechanism. 1977. Vol. 3, N 1. P. 65-68.
12. Lozier R. H., Niederberger W. The photochemical cycle of bacteriorhodopsin // Fed. Proc. 1977. Vol. 36, iss. 6. P. 1805-1809.
13. Nagle J. F., Parodi L. A., Lozier R. H. Procedure for testing kinetic models of the photocycle of bacteriorhodopsin // Biophys. J. 1982. Vol. 38, iss. 2. P. 161-174.
14. Шкроб А. М., Родионов А. В. Множественность релаксирующих молекул бактериородоп-сина // Биоорг. химия. 1978. Т. 4, № 4. С. 500-513.
15. Драчев Л. А., Каулен А. Д., Комраков А. Ю. Природа многокомпонентности образования интермедиата М при фотоцикле бактериородопсина. 1. Анализ образования интермедиатов М у бактериородопсина дикого типа // Биохимия. 1994. Т. 59, вып. 1. С. 126-136.
16. Korenstein R., Hess B., Kuschmitz D. Branching reactions in the photocycle of bacteriorhodopsin // FEBS Lett. 1978. Vol. 93, iss. 2. P. 266-270.
17. Sherman W. V., Eicke R. R., Stafford S. R., Wasacz F. M. Branching in the bacteriorhodopsin photochemical cycle // Photochem. Photobiol. 1979. Vol. 30, iss. 6. P. 727-729.
18. Kalisky O., Ottolenghi M., HonigB., Korenstein R. Environmental effects on formation and pho-toreaction of the M412 photoproduct of bacteriorhodopsin: implications for the mechanism of proton pumping // Biochemistry. 1981. Vol. 20, iss. 3. P. 649-655.
19. Lanyi J. K. Proton translocation mechanism and energetics in the light-driven pump bacteriorhodopsin // Biochim. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1183, iss. 2. P. 241-261.
20. Drachev L. A., Kaulen A. D., Komrakov A. Yu. On the two pathways of the M-intermediate formation in the photocycle of bacteriorhodopsin // Biochem. Mol. Biol. Int. 1993. Vol. 30, N 3. P. 461-469.
21. Korenstein R., Hess B. Hydration effects on the photocycle of bacteriorhodopsin in thin layers of purple membrane // Nature. 1977. Vol. 270, N 5633. P. 184-186.
22. Varo G. Dried oriented purple membrane samples // Acta Biol. Acad. Sci. Hung. 1982. Vol. 32, N 3-4. P. 301-310.
23. Crespi H. L., Ferraro J. R. Active site structure of bacteriorhodopsin and mechanism of action // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1979. Vol. 91, iss. 2. P. 575-582.
24. Kinetic model of bacteriorhodopsin photocycle: pathway from M state to bR / Chernavskii D. S., Chizhov I. V., Lozier R. H., Murina T. M., Prokhorov A. M., Zubov B. V. // Photochem. Photobiol. 1989. Vol. 49, iss. 5. P. 649-653.
25. Калайдзидис И. В., Каулен А. Д., Радионов А. Н., Хитрина Л. В. Электрофотохимический цикл бактериородопсина // Биохимия. 2001. Т. 66, вып. 11. С. 1511-1526.
26. Dencher N. A., Rafferty Ch. N., Sperling W. Ber. Kernforsch. Jülich. 1976. N 1374. P. 1-42.
27. Sperling W., Carl P., Rafferty Ch. N., Dencher N. A. Photochemistry and dark equilibrium of retinal isomers and bacteriorhodopsin isomers // Biophys. Struct. Mech. 1977. Vol. 3, N 2. P. 79-94.
28. Фазы фотоэлектрического ответа 13-цис-бактериородопсина / Драчев А. Л., Драчев Л. А., Каулен А. Д., Скулачев В. П., Хитрина Л. В. // Биохимия. 1988. Т. 53, вып. 5. С. 707-713.
29. Зорина В. В., Каулен А. Д. Образование интермедиата М в фотоцикле адаптированного к темноте 13-цис-бактериородопсина. I. Солюбилизированный бактериородопсин // Биол. мембраны. 1988. Т. 5, № 9. С. 910-919.
30. Зорина В. В., Каулен А. Д. Образование интермедиата типа М в фотоцикле адаптированного к темноте 13-цис-бактериородопсина. II. Бактериородопсиновые протеолипосомы и пурпурные мембраны // Биол. мембраны. 1988. Т. 5, № 11. С. 1135-1144.
31. Kaulen A. D., Drachev L. A., Zorina V. V. Proton transport and M-type intermediate formation by 13-cis-bacteriorhodopsin // Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1018, iss. 1. P. 103-113.
32. Kaulen A. D. Light-dark adaptation of bacteriorhodopsin and pH-dependence of 13-cis-bR photocycle // EBEC Short Reports. Helsinki, Findland, 1992. Vol. 7. P. 3.
33. Drachev L. A., Dracheva S. V., Kaulen A. D. pH dependence of the formation of an M-type intermediate in the photocycle of 13-cis-bacteriorhodopsin // FEBS Lett. 1993. Vol. 332, iss. 1-2. P. 67-70.
34. Kaulen A. D., Drachev L. A., Dracheva S. V. M-type intermediate formation during 13-cis-bacte-riorhodopsin photocycle and light-dark adaptation // Proc. Vth Intern. Conf.: Structures and Functions of Retinal Proteins / ed by J. L. Rigaud. Dourdan, France: Collogue INSERM/John Libbey Eurotext Ltd., 1992. Vol. 221. P. 163-166.
35. Oesterhelt D., Christoffel V. Reconstitution of a proton pump // Biochem. Soc. Trans. 1976. Vol. 4, iss. 4. P. 556-559.
36. Sumper M., Herrmann G. Biogenesis of purple membrane: regulation of bacterio-opsin synthesis // FEBS Lett. 1976. Vol. 69, iss. 1. P. 149-152.
37. Шкроб А. М., Родионов А. В., Овчинников Ю. А. Обратимый фотоиндуцированный гидролиз альдимина ретиналя в солюбилизированном бактериородопсине // Биоорг. химия. 1978. Т. 4, № 3. С. 354-359.
38. Соколова Н. А., Мицнер Б. И., Закис В. И. Синтез 4-кето- и 4-оксипроизводных all-E-и 132-ретиналя и их взаимодействие с бактериоопсином // Биоорг. химия. 1979. Т. 5, № 7. С. 1053-1058.
39. Серебряный В. А., Мицнер Б. И., Закис В. И., Цетлин В. И. Аналоги бактериородопсина на основе 4-замещенных ретиналей // Биоорг. химия. 1981. Т. 7, № 11. С. 1731-1733.
40. Exciton interactions and chromophore orientation in the purple membrane / Ebrey T. G., Becher B., Mao B., Kilbride P., Honig B. // J. Mol. Biol. 1977. Vol. 112, iss. 3. P. 377-397.
41. Спектральные свойства аналога бактериородопсина, полученного встраиванием 4-ке-торетиналя в бактериоопсин in vivo / Броун Л. С., Дружко А. Б., Кононенко С. К., Чаморов-ский С. К., Шахбазян В. Ю. // Биол. мембраны. 1993. Т. 10, № 2. С. 140-144.
42. Хитрина Л. В., Лазарова Ц. Р. Исследование 13-цис- и полностью-транс-изомеров 4-кето-бактериородопсина // Биохимия. 1989. Т. 54, вып. 1. С. 136-139.
43. Фотоцикл и электрогенез 13-цис- и полностью-транс-ароматических аналогов бактериородопсина / Драчев А. Л., Зорина В. В., Мицнер Б. И., Хитрина Л. В., Ходонов А. А., Чекулае-ва Л. Н. // Биохимия. 1987. Т. 52, вып. 9. С. 1559-1569.
44. 13-Цис- и полностью-транс-изомеры 11,12-дидегидробактериородопсина / Данши-на С. В., Драчев А. Л., Драчев Л. А., Каулен А. Д., Мицнер В. И., Хитрина Л. В., Ходонов А. А. // Биоорг. химия. 1989. Т. 15, № 3. С. 307-312.
45. Броун Л. С., Дружко А. Б., Лукашев Е. П., Чаморовский С. К. Световая адаптация аналога бактериородопсина с 4-кеторетиналем // Биофизика. 1992. Т. 37, вып. 1. С. 79-85.
46. Modified bacteriorhodopsins as a basis for new optical devices / Khodonov A. A., Demina O. V., Khitrina L. V., Kaulen A. D., Silfsten P., Parkkinen S., Parkkinen J., Jaaskelainen T. // Sensors and Actuators B: Chemical. 1997. Vol. 39, iss. 1-3. P. 218-221.
47. Proton transport and electrogenous phases in the bacteriorhodopsin photocycle / Skulachev V. P., Drachev L. A., Kaulen A. D., Khitrina L. V., Zorina V. V., Danshina S. V. // Intern. Conf.: Retinal Proteins / ed. by Yu.A. Ovchinnikov. Utrecht, The Netherlands: VNU Science Press, 1987. P. 531-552.
48. Kaulen A. D. Electrogenic processes and protein conformational changes accompanying the bacteriorhodopsin photocycle // Biochim. Biophys. Acta. 2000. Vol. 1460, iss. 1. P. 204-219.
49. An investigation of the electrochemical cycle of bacteriorhodopsin analogs with the modified ring / Drachev L. A., Drachev A. L., Chekulaeva L. N., Evstigneeva R. P., Kaulen A. D., Khitrina L. V., Khodonov A. A., Lazarova Z. R., Mitsner B. I. // Arch. Biochem. Biophys. 1989. Vol. 270, iss. 1. P. 184197.
50. Singh A. K., Hota P. K. Development of bacteriorhodopsin analogues and studies of charge separated excited states in the photoprocesses of linear polyenes // Photochem. Photobiol. 2007. Vol. 83, iss. 1. P. 50-62.
51. Bacteriorhodopsin as an electronic conduction medium for biomolecular electronics / Jin Y., Honig T., Ron I., Friedman N., Sheves M., Cahen D. // Chem. Soc. Rev. 2008. Vol. 37, iss. 11. P. 24222432.
52. HaupertL. M., Simpson G. J. Chirality in nonlinear optics // Annu. Rev. Phy. Chem. 2009. Vol. 60. P. 345-365.
53. Druzhko A. B. Optical Characteristics of Polymer Films Based on Bacteriorhodopsin for Irreversible Recording of Optical Information // Photochem. Photobiol. 2009. Vol. 85, iss. 2. P. 614-616.
54. Дружко А. Б., Жармухамедов С. К., Всеволодов Н. Н. Фотоиндуцированные превращения 4-кето-бактериородопсина в полимерных матрицах // Биофизика. 1986. Т. 31, вып. 2. С. 227-230.
55. 4-Keto-bacteriorhodopsin films as a promising photochromic and electro chromic biological material / Druzhko A. B., Chamorovsky S. K., Lukashev E. P., Kononenko A. A., Vsevolodov N. N. // Biosystems. 1995. Vol. 35, iss. 2-3. P. 129-132.
56. The photochromic properties of 4-keto bacteriorhodopsin / Jaaskelainen T., Leppanen V. P., Parkkinen S., Parkkinen J. P. S., Khodonov A. // Optical Materials. 1996. Vol. 6, iss. 4. P. 339-345.
57. Nonlinear transmittance of the 4-keto bacteriorhodopsin / Vanhanen J., Leppanen V. P., Jaaskelainen T., Parkkinen J. P. S., Parkkinen S. // Optical Materials. 1999. Vol. 12, iss. 4. P. 473-480.
58. Photoelectric properties of bacteriorhodopsin analogs for color-sensitive optoelectronic devices / Lensu L., Frydrych M., Parkkinen J., Parkkinen S., Jaaskelainen T. // Optical Materials. 2004. Vol. 27, iss. 1. P. 57-62.
59. Measurement of proton release and uptake by analogs of bacteriorhodopsin / Weetall H. H., Druzhko A. B., de Lera A. R., Alvarez R., Robertson B. // Bioelectrochemistry. 2000. Vol. 51, iss. 1. P. 27-33.
60. Druzhko A. B. Photoinduced transformation of wild-type and D96N-mutant 4-keto-bacterio-rhodopsin gelatin films // Thin Solid Films. 1997. Vol. 293, iss. 1-2. P. 281-284.
61. Optical and electrical properties of bacteriorhodopsin Langmuir-Blodgett films: II. D96N mutant and its 4-keto and 9-demethyl retinal analogs / Weetall H. H., Druzhko A. B., Samuelson L. A., de Lera A. R., Alvarez R. // Bioelectrochemistry and Bioenergetics. 1997. Vol. 44, iss. 1. P. 37-43.
62. Kolodner P., Lukashev E. P., Ching Y.-C., Druzhko A. B. Electric-field and photochemical effects in D85N mutant bacteriorhodopsin substituted with 4-keto-retinal // Thin Solid Films. 1997. Vol. 302, iss. 1-2. P. 231-234.
63. Druzhko A. B., Chamorovsky S. K. The cycle of photochromic reactions of a bacteriorhodopsin analog with 4-keto-retinal // Biosystems. 1995. Vol. 35, iss. 2-3. P. 133-136.
64. Балашов С. П., Литвин Ф. Ф. Фотохимические превращения бактериородопсина. М.: Изд-во МГУ, 1985. 163 с.
65. Балашов С. П., Литвин Ф. Ф. Фотохимические превращения бактериородопсина // Биофизика. 1981. Т. 26, вып. 3. С. 557-570.
66. Карнеева Н. В., Балашов С. П., Литвин Ф. Ф. Обнаружение сложной структуры спектра поглощения бактериородопсина // ДАН СССР. 1982. Т. 263, № 3. С. 725-729.
67. Karvaly B., Dancshazy Z. Bacteriorhodopsin: a molecular photoelectric regulator. Quenching of photovoltaic effect of bimolecular lipid membranes containing bacteriorhodopsin by blue light // FEBS Lett. 1977. Vol. 76, iss. 1. P. 36-40.
68. Kinetics of the blue light-induced inhibition of photoelectric activity of bacteriorhodopsin / Dancshazy Z., Drachev L. A., Ormos P., Nagy K., Skulachev V. P. // FEBS Lett. 1978. Vol. 96, iss. 1. P. 59-63.
69. Балашов С. П. Фотохромные превращения бактериородопсина при низких температурах // Светочувствительные биологические комплексы и оптическая регистрация информации / под ред. Г. Р. Иваницкого. Пущино: Научный центр биологических исследований в Пущине, 1985. С. 49-67.
70. Komrakov A. Y., Kaulen A. D. M-decay in the bacteriorhodopsin photocycle: effect of cooperati-vity and pH // Biophys. Chem. 1995. Vol. 56, iss. 1-2. P. 113-119.
71. Fischer U. Ch., Towner P., Oesterhelt D. Light induced isomerisation, at acidic pH, initiates hydrolysis of bacteriorhodopsin to bacterio-opsin and 9-cis-retinal // Photochem. Photobiol. 1981. Vol. 33, iss. 4. P. 529-537.
72. Characterization and photochemistry of 13-desmethyl bacteriorhodopsin / Gillespie N. B., Ren L., Ramos L., Daniell H., Dews D., Utzat K. A., Stuart J. A., Buck C. H., Birge R. R. // J. Phys. Chem. B. 2005. Vol. 109, iss. 33. P. 16142-16152.
73. Образование М-подобного интермедиата в фотоцикле 13-цис-аналогов бактериородоп-сина / Драчев Л. А., Каулен А. Д., Хитрина Л. В., Еремин С. В., Ходонов А. А., Швец В. И., Чекулае-ва Л. Н. // Биохимия. 1993. Т. 58, вып. 6. С. 819-826.
74. Umadevi P., Sheves M., Rosenbach V., Ottolenghi M. Photochemical studies of artificial bacterio-rhodopsins // Photochem. Photobiol. 1983. Vol. 38, iss. 2. P. 197-203.
Статья поступила в редакцию 7 июня 2012 г.
