CC BY
77
Химия растительного сырья. 2014. №2. С. 121-127. DOI: 10.14258/jcprm.1402121
УДК 581.1
ЖИРНОКИСЛОТНЫЙ СОСТАВ ЛИПИДОВ КАЛЛУСОВ ДВУХ видов ЛИСТВЕННИЦЫ (LARIX GMELINII И LARIX SIBIRICA)
© С.П. Макаренко , В.Н. Шмаков, Т.А. Коненкина, Л.В. Дударева, Ю.М. Константинов
Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН,
ул. Лермонтова, 132, Иркутск, 664033 (Россия), e-mail: [email protected]
Методом газожидкостной хроматографии изучен жирнокислотный состав липидов каллусов лиственницы Гме-лина (L. gmelinii) и лиственницы сибирской (L. sibirica). Жирнокислотный состав липидов каллусов характеризовался высоким содержанием ненасыщенных жирных кислот, составляющих для L. gmelinii 57,7% и для L. sibirica 59,9%, среди которых линолевая и олеиновая составляла 24,5 и 11,2% для L. gmelinii. и 26,6 и 14,8% для L. sibirica соответственно В составе липидов каллусов L.gmtlinii содержание a5-UPIFA составляло 12,3%, для L. Sibirica - 11,2%. В составе a5-UPIFA липидов каллусов лиственницы обоих видов содержание пиноленовой кислоты (Д5,9,12-18:3) составляло 6%. Содержание длинноцепочных насыщенных С20:0, С22:0, С23:0, С24:0 кислот составляло для каллусов L. gmelinii 11,4%, для L. sibirica - 9,1%.
Ключевые слова: Larix gmelinii, Larix sibirica, каллусы, жирные кислоты, десатуразы, Д5-полиметилен-разделенные кислоты.
Список сокращений: ЖК - жирные кислоты, АПБ - ацилпереносящий белок, ИН - индекс ненасыщенности, ODR - олеоил-десатуразное отношение, LDR - линолеоил-десатуразное отношение, ПНЖК - полиненасыщенные ЖК, A5-UPIFA - ненасыщенные полиметиленразделенные ЖК.
Введение
Изучение жирнокислотного состава липидов клеточных мембран высших растений представляет значительный интерес в связи с той исключительно важной ролью, которую играют длинноцепочечные ЖК как в структурно-функциональной организации клеточных мембран, так и в процессах клеточного метаболизма. Состав и структура насыщенных и ненасыщенных ЖК в мембранных липидах позволяет получать информацию о наличии и активности мембранных десатураз, катализирующих введение двойной связи в углеводородную цепь ЖК [1, 2]. У большинства видов высших растений в биосинтезе ненасыщенных ЖК введение первой двойной связи осуществляется растворимой стеароил-АПБ десатуразой [3, 4]. Введение второй и третьей двойных связей в ненасыщенные ЖК с 18 углеродными атомами в хлоропластных мембранах осуществляется с участием ацил-липидных Д12 (Fad5 и Fad6) и ю3 (Fad7 и Fad8) мембранных десатураз [4-6]. В нефотосинтетических тканях растений (семенах, корнях) образование полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК) происходит с участием микросомальных ацил-липидных Д12 (Fad2) и ю3 (Fad3) мембранныхдесатураз [2, 7-9].
Макаренко СергейПетрович - старший научный В составе липидов семян, почек и листвы
сотрудник, кандидат биологических наук, тел.: (3952) хвойных растений присутствуют ЖК, в биосинтезе
которых участвует Д5-десатураза [10]. Десатурация
42-58-92, e-mail: [email protected]
Шмаков Владимир Николаевич - старший научный
сотрудник, кандидат биологических наук длинноцепочечных Д5-ненасыщенных ЖК в липидах
Коненкина Татьяна Александровна - ведущий технолог растений, животных и грибов связана С цитохромом
Дударева Любовь Виссарионовна -заведующая b5, который в виде домена включается в состав Д5-
лабораторией фи зико-химических методов исследований, кандидат биологических наук Константинов Юрий Михайлович - заведующий
десатуразы либо с М- или с С-концевой части аминокислотной последовательности фермента [11-13].
лабораторией генетической инженерии растений, Цитохром ¿5 является одним из ключевых ферментов
доктор биоргических наук, профессор
* Автор, с которым следует вести переписку.
в синтезе ПНЖК в животных и растительных клетках, а также мхах, грибах и бактериях. Показано, что цитохром b5 в клетках животных и растений, с одной стороны, является универсальным переносчиком электронов в различных окислительно-восстановительнх реакциях, а с другой - участвует в реакциях образования двойных связей в молекулах жирных кислот. Д5-Десатураза катализирует образование двойной связи между 5 и 6 углеводордными атомами в молекулах жирных кислот с длиной цепи 18 и более атомов. Рассмотрение функциональных характеристик front-end десатураз (Д4, Д5, Д6 и Д8), включаемых в биосинтез ненасыщенных ЖК с двумя и более двойными связями, показывает, что Д5-десатураза у мхов, грибов, микроводорослей и в клетках животных принимает участие в образовании арахидоновой (А5,8,11,14-С20:4) и эйкозапентаеновой (Д5,8,11,14,17-С20:5) кислот [11, 12].
Несмотря на большое внимание, уделяемое в настоящее время изучению мембранных липидов растительной клетки, многие вопросы липидного обмена у растений остаются малоизученными. Одним из перспективных подходов в исследовании этих вопросов может быть получение и использование культур клеток in vitro, являющихся важным инструментом в физиолого-биохимических исследованиях [13-15]. Для размножения ценных пород древесных растений in vitro применяют культуры клеток и органов. Для этого используются различные ткани растений, у которых с помощью регуляторов роста на питательных средах вы -зывают дедифференцирование тканей и получение каллусных культур, затем в полученных каллусных культурах стимулируют органогенез, т.е. формирование побегов, соматических зародышей или других форм ре-генерантов [18]. Для хвойных растений, таких как P. sylvestris L., P. patula Schiele et Depper, P. abies, P. Virginea Vill, и других видов древесных родов и видов известны способы получения регенерантов in vitro путем соматического эмбриогенеза и органогенеза. В работе [19] показано, что клональное размножение хвойных через соматический эмбриогенез является одним из перспективных направлений в решении проблем лесовосстановления. Эмбриогенный каллус хвойных, по данным [19], получен у 16 видов рода Pinus, 11 видов родов Picea, 4 видов и 2 гибридов рода Abies, 6 видов и гибридов рода Larix, а также у Pseudotsuga menziesii. В качестве источника соматических клеток для индукции соматического эмбриогенеза у хвойных используются мегагаметофиты, зрелые и незрелые зародыши, семядоли, гипокотили, хвоя, а также сегменты вегетативных побегов зрелых деревьев. В связи с недостаточностью сведений относительно ЖК состава мембранных липидов клеток лиственницы, а также изменчивости этого биохимического параметра в условиях действия тех или иных экологических факторов значительный интерес представляет изучение ЖК состава липидов у деревьев разных популяций этого вида. Каллусные культуры меристематических тканей хвойных для изучения различных аспектов ЖК синтеза в липидах нами рассмотрены в работах по изучению особенностей ЖК состава липидов клеток лиственницы Гмелина (Larix gmelinii (Rupr.) Rupr. под действием фторсо-держащих соединений [20], а также ЖК состав липидов каллусов хвои двух видов сосны: сибирской (Pinus sibirica Du Tour) и сосны обыкновенной (Pinus sylvestris L) [21].
Цель настоящей работы - изучение ЖК состава липидов каллусной культуры меристематических тканей двух близкородственных видов лиственницы сибирской (Larix sibirica Ledeb и лиственницы Гмелина (Larix gmelinii) методами газожидкостной хроматографии.
Экспериментальная часть
В качестве растительного материала использовали долгоживущую каллусную культуру, полученную из меристематических тканей ауксибластов ветвей, находящихся в средней трети кроны пятнадцати 30-35-летних деревьев лиственниц Гмелина (Larix gmelinii (Rupr.) Rupr.) и сибирской (Larix sibirica Ledeb). Каллусные штаммы культивировали на питательной среде следующего состава : минеральные соли по Mu-rashige, Scoog [22] - половинный состав (ICN, USA), тиамин - 2 мг/л (Sigma, USA), инозит - 8,0 мг/л (Sigma, USA), сахароза - 30 г/л (Мосреактив, Россия), НУК (1-нафтилуксусная кислота) - 1 мг/л (Sigma, USA), БАП (6-бензиламинопурин) - 0,2 мг/л (Sigma,USA), агар - 7 г/л (Sigma, USA). Культуру поддерживали при температуре 23 °С в условиях 16-часового светового дня при интенсивности освещения 1500 лк. Продолжительность одного цикла культивирования составляла 28 сут. Длительность поддержания каллусных клеток лиственницы в культуре составляла в среднем 36 месяцев. Образцы каллусов замораживали в жидком азоте и растирали в агатовой ступке до получения однородной массы, переносили в делительную воронку объемом 50 мл и экстрагировали липиды смесью хлороформ - метанол - вода (1 : 2 : 0?8 v/v) [23]. При разделении образуется двухфазная система - нижний слой состоит из хлороформа, верхний - из метанола и воды. Водорастворимые нелипидные примеси переходят в водно-метанольный раствор, а хлороформенный
Жирнокислотный состав липидов каллусов ...
123
слой содержит липиды. Хлороформ из липидного экстракта удаляли иод вакуумом с помощью роторного испарителя RVO-64 (Чехия). Метиловые эфиры ЖК получали по методу [24]. К экстракту липидов после удаления растворителя добавляли 1%-ный метанольный раствор H2SO4 и нагревали на водяной бане при 60 °С в течение 30 мин. После охлаждения к полученной смеси добавляли воду (до '/2 объема смеси) и трижды экстрагировали метиловые эфиры ЖК гексаном (3*5 мл). Дополнительную очистку метиловых эфиров ЖК проводили методом ТСХ на стеклянных пластинках с силикагелем КСК (Россия). Анализ метиловых эфиров ЖК проводили методом газожидкостной хроматографии с использованием хромато-масс -спектрометра 5973N/6890N MSD/DS Agilent Technologies (США). Детектор - масс-спектрометр - квадру-поль, способ ионизации - электронный удар (EI), энергия ионизации 70 эВ, для анализа использовали режим регистрации полного ионного тока. Для разделения использовали капиллярную колонку HP-INNOWAX (30 м х 250 мкм * 0,50 мкм). Неподвижная фаза - полиэтиленгликоль. Подвижная фаза: гелий, скорость потока газа - 1 мл/мин. Температура испарителя 250 °С, источника ионов 230 °C, детектора 150 °С, температура линии, соединяющей хроматограф с масс-спектрометром, 280 °С. Диапазон сканирования 41-450 а.е.м. Объем вводимой пробы - 1 мкл, разделение потоков 5 : 1. Хроматографирование выполняли в изотермическом режиме при 200 °С. Идентификацию метиловых эфиров ЖК проводили с помощью стандартов метиловых эфиров (Sigma, USA) и методом масс-спектрометрии с использованием библиотеки масс-спектров NIST 05 [25, 26]. Относительное содержание ЖК определяли в весовых процентах от общего их содержания в исследуемом образце. Для оценки ненасыщенности ЖК в липидах каллусов лиственницы использовали индекс ненасыщенности: HH=XPj/100, где Pj - содержание (вес. %) ненасыщенных ЖК, умноженное на число двойных связей в каждой кислоте [25, 26]. Активность ацил-липидных ю6- и ю3-мембранных десатураз, участвующих в биосинтезе линолевой и а-линоленовой кислот, определяли из процентного содержания олеиновой, линолевой и а-линоленовой кислот как олеил-десатуразное (ODR) и линолеил-десатуразное (LDR) отношения (урав. 1, 2) [27].
Обсуждениерезультатов
ЖК состав (вес. %) липидов каллусной культуры двух видов лиственницы (Гмелина и сибирской) показан в таблице. В таблице представлены средние данные из 3-4 биологических повторностей и их стандартные отклонения. Достоверность различий сравниваемых средних значений оценивали с помощью t-критерия (P<0,05). В составе ЖК липидов недифференцированных клеток каллусной культуры обеих видов лиственницы содержание насыщенных ЖК составляло 40,1% для L. sibirica и несколько выше - 43,2% - для L gmelinii. В составе насыщенных ЖК каллусов лиственницы преобладала пальмитиновая кислота (16 : 0), относительное содержание которой составляло 19,9% для L. gmelinii и 20,7% для L. sibirica. Содержание стеариновой (С 18:0) кислоты для липидов каллусов L. gmelinii и L. sibirica было близким - 3,2 и 2,6% соответственно. Среди других очень длинноцепочечных насыщенных ЖК свыше С20 (VLCPUFA) в составе липидов каллусов в равных или близких количествах идентифицированы арахиновая (С20:0), бегеновая (С22:0), трикозановая (С23:0) и лигноцериновая (С24:0) кислоты, среди которых относительное содержание С22:0 в обоих видах лиственницы составляло одинаковую величину 5,0%. Содержание С24:0 кислоты для липидов каллусов было 3,3% для L. gmelinii и 2,1% для L. sibirica. Следует отметить, что в значительных количествах VLCPUFA идентифицированы в липидах каллусов хвои Pinus sylvestris и Pinus sibirica [21], а также в липидах хвои других Pinacea [28].
В составе ЖК липидов каллусов лиственницы в небольших количествах 0,2-0,4% определены разветвленные изо-С15:0 (12-метил-тетрадекановая кислота с молекулярной массой М^=256), а также антеизо-С17:0 кислота с молекулярной массой М+=284 (14-метил-гексадекановая), относительное содержание которых в липидах каллусов L. gmelinii и L. sibirica - 5,4 и 4,8%, а также изо-С18:0 с М^=298 (16-метил-гептадекановая кислота). По данным [28, 29], в составе липидов семян Larix leptolepis методами ГЖХ-масс-спектрометрии также идентифицированы две изо-С17:0 (метил-пальмитиновые кислоты) с молеку-
ODR = (%C18:2 + %С18:3) / (%C18:1 + %C18:2 + %C18:3)
(1)
LDR = (%C18:3) / (%C18:2 + %C18:3)
(2)
лярной массой М+=284, относительное содержание которых составляло 0,8 и 6,6% соответственно. По данным [28, 29], присутствие разветвленных изо- и антеизо-метил-С16:0 кислот в составе липидов голосеменных является одним из характерных признаков ЖК хлоропластных липидов хвойных. Присутствие ЖК с нечетным числом С15 и С17-атомов нами было отмечено в составе липидов хвои лиственницы L. Gmelinii -2,2% [20], и L. kaempferi - 2,0% [29], липидах каллусов Pinaceae [21].
Содержание ненасыщенных ЖК липидов каллусов обоих видов лиственницы составляло 57,7% для L. gmelinii и 59,9% для L. sibirica. Относительное содержание моноеновых ЖК 16:1 Д7, 16:1 Д9 (пальмито-леиновые), 18:1Д9 (олеиновая), 18:1А11 (^ис-вакценовая) и 20:1Д11 (гадолеиновая) было в сумме 13,7% для липидов каллусов L. Gmelinii и несколько выше - 16,9% - для L. sibirica, причем в составе моноеновых ЖК липидов каллусов преобладала олеиновая кислота, относительное содержание которой составляло 11,2% для L. gmelinii и 14,8% для L. sibirica.
Относительное содержание ПНЖК в составе липидов каллусов обоих видов лиственницы было 43,0% с небольшим преобладанием линолевой (18:2œ6) в L. sibirica (табл.). Содержание а-линоленовой кислоты для липидов каллусов L. gmelinii и L. sibirica - 5,8 и 3,9% соответственно. Рассчитанные значения десатуразных LDR и ODR соотношений, характеризующих активность ацил-липидных œ6- и œ3-хлоропластных десатураз, показали, что для каллусов L. gmelinii и L. sibirica уровень ODR составил 0,730 и 0,673, тогда как для LDR оно было как 0,197 и 0,127, что показывает большую активность олеатной деса-туразы, которая может быть обусловлена более высоким уровнем экспрессии гена fad2, кодирующего хло-ропластную ш6-десатуразу в каллусах.
Жирнокислотный состав липидов (вес. %) каллусов двух видов лиственницы
Жирные кислоты Larix gmelinii Larix sibirica M+
С12:0 0,1 0,2 214
С14:0 0,2 0,6±0Д 242
anteiso- C15:0 0,2 0,3±0,1 256
C15:0 0,3±0,1 0,3±0,1 256
iso-15 0,4±0,1 0,3±0,1 256
C16:0 19,9±0,7 20,7±0,6 270
С16:1Д7 0,8±0,1 0,5±0,1 268
С16:Д9 0,3±0,1 0,2 268
iso-СП:0 (14-метил) 5,4±0Д 4,8±0,3 284
C17:0 0,4±0,1 0,4±0,1 284
iso С 17:0 0,3±0,1 0,5±0,1 284
iso-C18:0 0,4±0,1 0,3±0,1 298
C18:0 3,2±0,3 2,6±0Д 298
С18:1Д9 11,2±0,4 14,8±0,3 296
С18:1Д11 1,0±0,1 1,1±0Д 286
С18:2Д5.9 0,8±0,1 1,4±0Д 284
С18:2ю6 24,5±0,7 26,6±0,6 294
С18:3Д5.9.12 6,0±0Д 6,1±0,1 292
С18:3ю3 5,8±0Д 3,9±0,1 292
С18:4Д5.9.12.15 0,5±0,1 0,5±0,1 290
C20:0 1,8±0,3 1,0±0,1 326
С20:1Д9 0,4±0,1 0,3±0,1 324
С20:2ю6 1,1±0Д 1,0±0,1 322
С20:3Д5.11.14 3,8±0,3 2,2±0,1 320
С20:3Д7.11.14 1,0±0Д 0,8±0,1 320
С20:3ю3 0,2±0,1 0,3 ±0,1 320
С20:4Д5.11.14.17 0,2 0,2 288
С22:0 5,5±0,3 5,6±0Д 354
С23:0 0,8±0Д 0,4±0,1 368
C24:0 3,3±0Д 2,1±0,2 382
Насыщен. ж. к. 42,2±2,9 40,1±2,5
Ненасыщ. ж. к. 57,7±2,8 59,9±2,3
A5-UPIFA 12,3 11,2
ИН 1,20 1,17
Применения. M^= мол. вес метиловых эфиров жирных кислот, 14 метил- гексадекановая, 16 -метил-гептадекановая).
Ранее при исследовании ЖК каллусов и хвои сосны Pinus sylvestris было показано, что липиды каллусов характеризовались высоким содержание олеиновой кислоты (11,5%), тогда как в липидах хвои содержание этой кислоты было в 3 раза меньше (5,2%), при этом а-линоленовая кислота составляла 4% [21]. В составе липидов каллусов P. sibirica уровень олеиновой кислоты составлял 22,6%, что на 5% выше, чем для P. sylvestris [21]. Высокое содержание олеиновой кислоты (до 22%) ранее нами отмечено в ЖК составе каллусов L.gmelinii двух географических популяций, при этом уровень а-линоленовой кислоты составлял 10% [20].
При изучении культуры клеток оливы отмечалось, что биосинтез ЖК в гетеротропных каллусах Olea europaea сопровождался высоким уровнем олеиновой кислоты (до 42%), тогда как уровень линолевой и а-линоеновой кислот был значительно ниже и составлял 8 и 10% соответственно. Для фотомиксотропных каллусов этой же культуры содержание 18:1Д9 было 36%, а уровень линолевой и а-линоленовй кислот - 16 и 22% соответственно [13]. В работе [18] было показано, что механизм липидного биосинтеза при исследовании каллусных культур оливы и масличной пальмы может иметь различный характер в зависимости от температуры. Так, при 20 0С содержание 18:1 Д9 для каллусов Olea europaea L. составляло 52,5%, но при 30 "С ее содержание увеличивалось до 60,0%. Можно заключить, что высокий уровень олеиновой кислоты в составе липидов каллусов растений, вероятно, обусловлен особенностью биосинтеза липидов in vitro в пластидах и связан с высокой активностью гена Д9-стеароил-АПБ десатуразы и высокое содержание этого продукта в липидах каллусов растений может быть одной из важных характеристик каллусогенеза.
Одним их важных признаков, характеризующих липиды каллусов и хвои хвойных, является также присутствие в них «реликтовых» Д5-метилен разделенных ЖК, концентрация которых в липидах хвои для лиственницы сибирской составляла 5,1% [20, 21, 28], а для липидов каллусов L. gmelinii и L. sibirica - в 22,5 раза выше и составляло 12,3 и 11,3% соответственно (табл.). В липидах семян хвойных содержание Д5-UPIFA может достигать 30% и более [11, 26], что характеризует различные пути биосинтеза ЖК липидов в высших растениях - прокариотический в хвое и эукариотический в семенах хвойных [1, 2, 12]. Физиологическая роль некоторых ненасыщенных ЖК как в хлоропластных, так и микросомальных мембранах деревьев хвойных пород во многом не ясна. Важная роль в этих процессах отводится цитохрому b5, который является в клетках животных и растений одним из ключевых ферментов синтеза ПНЖК [10, 11]. Предполагается, что A5-UPIFA могут играть важную роль в адаптации растений к низким температурам, о чем может свидетельствовать замещение а-линоленовой кислоты пиноленовой в ЖК липидов семян деревьев хвойных пород. Так, предполагается, что пиноленовая кислота может быть эквивалентна у-линоленовой кислоте как промежуточное звено, сохранившееся в ходе эволюции при биосинтезе арахидоновой и эйкозапентаеновой кислот с последующим изменением из Д6,9,12-С18 (в птереофитах) в Д5,9,12-С18 (в хвойных). Арахидоновая и эйкозан-пентановая кислоты в значительных количествах обнаруживаются в микроорганизмах, мхах, лишайниках, грибах, а также в животных организмах [11, 12], но практически не обнаруживаются аналитическими методами в липидах хвойных - семенах, хвое [25, 26, 28]. Эволюционный порядок метаболических путей этих кислот заметно прослеживается от низших к высшим растениям [10, 13]. В низших растениях биосинтез ПНЖК идет по ш6-пути с образованием линолевой - у-линоленовой - арахидоновой - эйкозапентаеновой кислот, тогда как в высших биосинтез ПНЖК идет по ш3-пути с образованием линолевой - а-линоленовой кислот и может заканчиваться получением эйкозапентаеновой кислоты, минуя арахидоновую [11, 26].
Исследован жирнокислотный состав липидов каллусов двух видов лиственницы, характеризующихся высоким содержанием ненасыщенных ЖК (51,1% для L. Gmelinii, и 59,9% для L. sibirica), среди которых преобладали линолевая и олеиновая кислоты. Одной из важных характеристик липидов каллусов двух видов лиственницы, как и каллусов других видов хвойных, может служить высокое содержание олеиновой кислоты, составляющей для L. gmelinii 11,2% и L. sibirica 14,8%, и низкое - а-линоленовой (5,8% для L. gmelinii и 3,9% для L. sibirica). Другой важной характеристикой липидов каллусов лиственницы, как и всех хвойных служит присутствие A5-UPIFA, содержание которых составляло 12,3 и 11,2% для L. gmelinii и L. Sibirica соответственно, среди которых выделялись пиноленовая и скиадоновая. В составе насыщенных ЖК липидов каллусов двух видов лиственниц преобладали пальмитиновая (19,9 и 20,1%) и олеиновая (11,2 и 148%) кислоты.
Список литературы
1. Ohlorogg J., Browse J. Lipid Biosynthesis // Plant Cell. 1995. Vol. 1. Pp. 951-910.
2. Wang Z., Benning C. Chloroplast lipids synthesis and lipid trafficking through ER-plastid membrane contact sites // Biochem. Soc. Trans. 2012. Vol. 40. Pp. 451-463.
3. Schultz D.J., Suh M.C., Ohlrogge J. Stearoyl-acyl carrier protein and unusual acyl-acyl carrier protein desaturase activities are differentially influenced by ferrodoxin // Plant Physiol. 2000. Vol. 124. Pp. 681-692.
4. Kang J., Snapp A.R., Lu C. Identification of three genes encoding microsomal oleate desaturases (FAD2) from the oilseed crop Camelina sativa // Plant Physiology and Biochemistry. 2011. Vol. 49. Pp. 223-229.
5. Theocharis A., Clement C., Barka E.A. Physiological and molecular changes in plants grow at low temperatures // Planta. 2012. Vol. 235. Pp. 1091-1105.
6. Roman A., Andreu V., Hernandez M.L., Lagunas B., Picorel R., Martinez-Rivas J.M., Alfonso M. Contribution of the different omega-3 fatty acid desaturase genes to the cold response in soybean // J. Exp. Bot. 2012. Vol. 63. Pp. 4973-4982.
7. Sayanova O., Ruiz-Lopez N., Haslam R. P., Napier J.A.Role of Дб-desaturase acyl-carrier specificity in the efficient synthesis of long-chain polyunsaturated fatty acids in transgenic plants // Plant Biotechnology J. 2012. Vol. 10. Pp. 195-206.
8. Астахова H.B., Дёмин И.Н., Нарайкина H.B., Трунова Т.И. Влияние гена desA delta12-anrn-nHnHflHOй десату-разы на структуру хлоропластов и устойчивость к гипотермии растений картофеля // Физиология растений.
2011. Т. 58. С. 21-27.
9. Cao S., Zhou X.R., Wood C.C., Green A.G., Singh S.P., Liu L, Liu Q. A large and functionally diverse family of Fad2 genes in safflower (Carthamus tinctorius L.) // BMC Plant Biol. 2013. Vol. 13. Pp. 1-18.
10. Napier J.A., Michaelson L.V., Dunn T.M. A new class of lipid desaturase central to sphingolipid biosynthesis and signaling // Trend Plant Sci. 2002. Vol. 7. Pp. 475-478.
11. Wolff R.L., Lavialle O., Pedrono F., Pasquier E., Destaillats F., Marpeau A., Angers P., Aitzetmuller K. Abietoid seed fatty acid compositions - a review of the genera Abies, Cedrus, Hesperopeuce, Keteleeria, Pseudolarix, Tsuga and preliminary inferences on the taxonomy of Pinaceae // Lipids. 2002. Vol. 37. Pp. 17-26.
12. Meesapyodsuk D., Qiu X. The front-end desaturase: structure, function, evolution and biotechnological use // Lipids.
2012. Vol. 47(3). Pp. 227-237.
13. Williams M., Sanchez J., Hann A.C., Harwood J.L. Lipid Biosynthesis in Olive Cultures Lipid Biosynthesis // J. Exp. Bot. 1993. Vol. 44. Pp. 1717-1723.
14. Salas J., Canchez J., Ramli U.S., Manal A.M., Williams M., Harwood J .L. Biochemistry of Lipid Metabolism in olive and other oil fruits // Prog. Lipid Res. 2000. Vol. 39. Pp. 151-180.
15. Hernandez M.L., Guschina I.A., Martinez-Rivas J.V., Mancha M., Harwood J.L. The utilization and desaturation of oleate and linoleate during glycerolipid biosynthesis in olive (Olea europaea L.) callus culture // J. Exp. Bot. 2008. Vol. 59. Pp. 2425-2435.
16. Ramli U.S., Salas J.J., Quant P.A., Harwood J.L. Use of metabolic control analysis to give guantitative information on control of lipid biosynthesis in the important oil crop, Elaeis guineesis (oilpalm) // New Phytologist. 2009. Vol. 184. Pp. 330-339.
17. Тимофеева O.A., Румянцева Н.И. Культура клеток и тканей растений. Казань, 2012. С. 1-91.
18. Третьякова Н.И., Ижболдина М.В. Индукция соматического эмбриона у кедра сибирского// Лесоведение. 2009. №5. С. 43-49.
19. Саляев Р.К., Рекославская Н.И. Получение каллусной культуры клеток кедра сибирского // Лесоведение. 2009. №5. 57-62.
20. Макаренко С.П., Константинов Ю.М., Шмаков В.Н., Хотимченко С.В. Коненкина Т.А. Жирнокислотный состав липидов лиственницы Гмелина (Larix gmelinii (Rupr). Rupr.) // Биологически мембраны. 2005. Т. 52. С. 343-348.
21. Макаренко C.H, Константинов Ю.М., Шмаков В.Н., Коненкина Т.А. Жирнокислотный состав липидов каллусов двух видов сосны Pinus sibirica и Pinus slvestris // Физиология растений. 2010. Т. 57. С. 790-794.
22. Murashige T., Scoog F. A Revised medium for rapid growth and bioassays with tabacco tissue cultures // Plant Physiol. 1962. Vol. 15. Pp. 473-497.
23. Bligh E.C., Dyer W.J. A Rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. Physiol. 1959. Vol. 37. Pp. 911-917.
24. Christie W.W. Preparation of ester derivatives of fatty acids for chromatographic analysis // Advances in Lipid Methodology. Dundee, 1993. Pp. 69-111.
25. Dobson G., Christie W.W. Mass spectrometry of fatty acid derivatives // Eur. J. Lipid Sci. Technol. 2002. Vol. 104. Pp. 36-43.
26. Wolff R.L., Christie W.W. Structure, practical sources (gymnosperm seeds), gas-chromatographic data (equivalent chain lengths), and mass spectrometric characteristics of all-cis A5-olefinic acids // Eur. J. Lipid Sci.Technol. 2002. Vol. 104. Pp. 234-244.
27. Cartea M.E., Migdal M., Galle A.M., Pelletier G., Guerche P. Comparison of sense and antisense methodologies for modifying the fatty acid composition of arabidopsis oilseed // Plant Sci. 1998. Vol. 136. Pp. 181-194.
28. Mongrad S., Badoc A., Patouille B., Lacomblez C., Chavent M., Cassagne C., Bessoule J.J. Taxonomy of gymno-spermae: multivariate analyses of leaf fatty acid composition // Phytochemistry. 2001. Vol. 58. Pp. 101-115.
29. Plattner R.D., Spencer G.F., Kleiman R. cis- A5-Polyenoic acids in Larix leptolepis seed oil // Lipids. 1975/ Vol. 10. Pp. 413-416.
30. Sato M., Seki K., Kita K., Moriguchi Y., Yunoki K., Kofujita H., Ohnishi M. Prominent differences in leaf fatty acid composition in the F1 hybrid compared with parent trees Larix gmelinii var. japonica and L. kaempferi // Biosci Bio-technol Biochem. 2008. Vol. 72. Pp. 2895-2902.
Поступило в редакцию 16 мая 2013 г.
Makarenko S.P.*, Shmakov V.N., Konenkina T.A., Dudareva L.V., Konstantinov Yu.M. FATTY ACIDS COMPOSITION OF LIPIDS IN THE CALLUSES OF TWO LARIX SPECIES (LARIX GMELINII AND LARIX SIBIRICA)
Sibirian institute ofphysiology and biochemistry ofplants, of the Siberian branch of the Academy of Sciences, Lermon-tova st., 132, Irkutsk, 664033 (Russia), e-mail: [email protected]
The fatty acid (FA) composition of callus lipids in two larix species (Larix gmelinii and Larix sibrica) was studied by gas-liquid chromatography. Callus lipids were characterized by a high content of unsaturated FAs: 57,7% in L. gmelinii and 59,9% L. sibirica. Among them, oleic and linoleic acids predominated (11,2 and 24,5% of total FAs in L. gmelinii and 14,8 and 26,6% in L. sibirica, respectively). Callus lipids also contained A5-UPIFA (unsaturated polymethylene-interrupted FAs (12,3% in L. gmelinii and 11,2% in L. sibirica, respectively), where pinoleic and sciadonic acids predominated. Callus lipids also contained high content of VLCPUFA (C20, C22, C23, C24) 11,4% in callus L. gmelinii and 9,1% L. sibirica.
Keywords: Larix gmelinii, Larix sibirica, каллусы, fatty acid desaturase gene, A5-polimetilenrazdelennye acid.
References
1. Ohlorogg J., Browse J. Plant Cell, 1995, vol. 7, pp. 957-970.
2. Wang Z., Benning C. Biochem. Soc. Trans., 2012, vol. 40, pp. 457-463.
3. Schultz D.J., Suh M.C., Ohlrogge J. Plant Physiol., 2000, vol. 124, pp. 681-692.
4. Kang J., Snapp A.R., Lu C. Plant Physiology and Biochemistry, 2011, vol. 49, pp. 223-229.
5. Theocharis A., Clement C., Barka E.A. Planta, 2012, vol. 235, pp. 1091-1105.
6. Roman A., Andreu V., Hernandez M.L., Lagunas B., Picorel R., Martinez-Rivas J.M., Alfonso M. J. Exp. Bot., 2012, vol. 63, pp. 4973-4982.
7. Sayanova O., Ruiz-Lopez N., Haslam R. P., Napier J.A. Plant Biotechnology J., 2012, vol. 10, pp. 195-206.
8. Astahova N.V., Demyn Y.N., Narajkyna N.V., Trunova T.Y. Fyzyologyja rastenyj, 2011, vol. 58, pp. 21-27. (in Russ.).
9. Cao S., Zhou X.R., Wood C.C., Green A.G., Singh S.P., Liu L, Liu Q. BMC Plant Biol., 2013, vol. 13, pp. 1-18.
10. Napier J.A., Michaelson L. V., Dunn T.M. Trend Plant Sci., 2002, vol. 7, pp. 475-478.
11. Wolff R.L., Lavialle O., Pedrono F., Pasquier E., Destaillats F., Marpeau A., Angers P., Aitzetmuller K. Lipids, 2002, vol. 37, pp. 17-26.
12. Meesapyodsuk D, Qiu X. Lipids, 2012, vol. 47(3), pp. 227-237.
13. Williams M., Sanchez J., Hann A.C., Harwood J.L. J. Exp. Bot, 1993, vol. 44, pp. 1717-1723.
14. Salas J., Canchez J., Ramli U.S., Manal A.M., Williams M., Harwood J.L. Prog. Lipid Res, 2000, vol. 39, pp. 151-180.
15. Hernandez M.L., Guschina I.A., Martinez-Rivas J.V., Mancha M., Harwood J.L. J. Exp. Bot., 2008, vol. 59, pp. 2425-2435.
16. Ramli U.S., Salas J.J., Quant P.A., Harwood J.L. NewPhytologist, 2009, vol. 184, pp. 330-339.
17. Tymofeeva O.A., Rumjanceva N.Y. Kul'tura kletoky tkanej rastenyj. [Culture cells and plant tissues]. Kazan, 2012, pp. 1-91. (in Russ.).
18. Tret'jakova N.Y., Yzhboldyna M.V. Lesovedenye, 2009, no. 5, pp. 43-49. (in Russ.).
19. Saljaev R.K., Rekoslavskaja N.Y. Lesovedenye, 2009, no. 5, pp. 57-62. (in Russ.).
20. Makarenko S.P., Konstantinov Iu.M., Shmakov V.N., Khotimchenko S.V. Konenkina T.A. Biologicheski membrany, 2005, vol. 52, pp. 343-348. (in Russ.).
21. Makarenko C.P., Konstantinov Iu.M., Shmakov V.N, Konenkina T.A. Fiziologiia rastenii, 2010, vol. 57, pp. 790-794. (in Russ.).
22. Murashige T., Scoog F. Plant Physiol., 1962, vol. 15, pp. 473-497.
23. Bligh E.C., Dyer W.J. Can. J. Biochem. Physiol., 1959, vol. 37, pp. 911-917.
24. Christie W.W. Advances in Lipid Methodology, Dundee, 1993, pp. 69-111.
25. Dobson G., Christie W.W. Eur. J. Lipid Sci. Technol., 2002, vol. 104, pp. 36-43.
26. Wolff R.L., Christie W.W. Eur. J. Lipid Sci. Technol, 2002, vol. 104, pp. 234-244.
27. Cartea M.E., Migdal M., Galle A.M., Pelletier G., Guerche P. Plant Sci, 1998, vol. 136, pp. 181-194.
28. Mongrad S., Badoc A., Patouille B., Lacomblez C., Chavent M., Cassagne C., Bessoule J.J. Phytochemistry, 2001, vol. 58, pp. 101-115.
29. Plattner R.D., Spencer G.F., Kleiman R. Lipids, 1975, vol. 10, pp. 413-416.
30. Sato M., Seki K., Kita K., Moriguchi Y., Yunoki K., Kofujita H., Ohnishi M. Biosci Biotechnol Biochem, 2008, vol. 72, pp. 2895-2902.
Received May 16, 2013
* Corresponding author.
