CC BY
7МРНТИ: 34.27.19, 34.27.23, 68.35.71, 62.09.37
Ж.Н. ЕРМЕКБАЙ1, Е.А. ОЛЕЙНИКОВА1*, С Т. ДАУГАЛИЕВА1, Д.Д. БОКЕНОВ1, М.Г. САУБЕНОВА1, А.Б. АЛТЕКЕЙ2, А.А. АЙТЖАНОВА1
Научно-производственный центр микробиологии и вирусологии, Алматы, Казахстан 2 Южно-Казахстанский университет им. М. Ауэзова, Шымкент, Казахстан *e-mail: elena.olejnikova@mail.ru
ВЫДЕЛЕНИЕ МИКРОМИЦЕТОВ - ЗАСОРИТЕЛЕЙ ЛИГНОЦЕЛЛЮЛОЗНЫХ
ОТХОДОВ ЗЛАКОВЫХ КУЛЬТУР
doi: 10.53729/MV-AS.2022.04.04
Аннотация
Вторичное лигноцеллюлозное сырье является самым крупномасштабным возобновляемым ресурсом на планете. Пожнивные остатки, в частности солома злаковых культур, повсеместно сжигаются, создавая угрозу экологии. Одним из способов использования вторичного лигноцеллюлозного сырья является культивирование высших грибов. Однако энергоемкость термической предобработки субстрата для выращивания грибов ограничивает их производство. В данной работе выделено 23 изолята плесневых грибов, засоряющих пшеничную, ячменную и овсяную солому. Выделено 2 штамма гриба Trichoderma longibrahiatum, являющегося патогеном высших целлюлозоразрушающих грибов. Изолировано два штамма Pleurotus ostreatus для дальнейшей работы по защите субстрата для культивирования с помощью микроорганизмов антагонистов.
Ключевые слова: возобновляемое лигноцеллюлозное сырье, культивирование съедобных грибов, плесневые грибы, вешенка обыкновенная, триходерма.
Лигноцеллюлозные отходы культивирования различных сельскохозяйственных культур являются самым распространенным возобновляемым целлюлозосодержащим сырьем на планете [1, 2]. Массовое сжигание пожнивных остатков на полях приводит к ухудшению экологической ситуации и потере ценных ресурсов. В мировой практике существуют различные направления использования лигноцеллюлозных отходов сельскохозяйственных культур, включая получение биотоплива [3-6], компостирование [79], применение в качестве биоудобрения для стимуляции роста растений и улучшения структуры почвы [10, 11], продукцию ценных соединений [12-14]. Постоянно продолжается поиск новых способов и работа над повышением экономической эффективности использования лигноцеллюлозных отходов для получения продуктов с высокой добавленной стоимостью.
Одним из путей утилизации целлюлозосодержащих отходов является производство высших целлюлозоразлагающих грибов, отличающееся быстрыми темпами отдачи урожая и большой популярностью продукции [15-18]. Высшие грибы не только являются высокопитательным и деликатесным продуктом питания, но также служат источником биологически активных веществ, используемых в медицине для лечения ряда заболеваний, в первую очередь в качестве противоопухолевых и иммуномодулирующих средств [ 19-21]. В последние годы доказано влияние грибных полисахаридов и на кишечную микробиоту, продуцирующую короткоцепочечные жирные кислоты [22, 23].
Производство высших грибов осуществляется методом твердофазной ферментации целлюлозосодержащего сырья [24]. Отработанный субстрат, представляющий собой биомассу, обогащенную белками, витаминами, гидролитическими ферментами и другими биологически активными веществами, может быть использован в качестве кормовых добавок [25-27].
Однако производство грибов ограничивает энергоемкость термической подготовки субстрата для их выращивания [28]. При несоблюдении правил асептики происходит бурное развитие конкурирующих микроорганизмов, преимущественно плесневых грибов, накапливающих микотоксины и подавляющих развитие высшего гриба вплоть до полной потери урожая. Поскольку экономические показатели производства высших грибов в значительной степени определяются энергетическими затратами на стерилизацию субстрата, для его биологической защиты могут быть использованы антагонистически активные штаммы микроорганизмов. Использование биопротекции не только уменьшает до минимума риск заражения субстрата конкурентными микроорганизмами, исключая необходимость соблюдения стерильных условий, но и позволяет получить качественную питательную селективную среду для грибов и повысить урожайность гриба [29, 30].
Для подбора антагонистов микромицетов-засорителей субстрата для культивирования гриба вешенка на первом этапе было произведено выделение плесневых грибов.
Объекты и методы исследования
Поскольку солома, преимущественно пшеничная, является основным субстратом, применяемым для культивирования высших грибов, для выделения микромицетов-засорителей использовали главным образом солому: 3 образца пшеничной соломы (2015 и 2020 годов сбора, а также старая солома со следами порчи), ячменную (2020 г.) и овсяную солому (2019 г.). Отобраны также два образца плодовых тел гриба вешенка обыкновенная и мицелий целлюлозоразрушающих грибов (2 образца) из полуразрушенной древесины.
Мицелий вешенки получали на сусло-агаре (Wort agar, TM Media, India). Плесневые грибы выделяли на среде Чапека (г/л): сахароза 30,0; NaNO3 2,0; KH2PO4 1,0; MgSO4 0,5; KCl 0,5; агар-агар 20,0; вода водопроводная. Стерилизация при 1 атм. (121 °С) - 20 мин.
Для изоляции грибов образцы соломы и части плодовых тел вешенки раскладывали на поверхности агаризованной среды в чашках Петри. Поверхность плодовых тел вешенки предварительно обрабатывали этиловым спиртом, стерильно разрезали и использовали внутренние части гриба для высева. Грибы культивировали при 28-30 °С до 7 суток. Затем грибы рассевали для получения чистых культур. Выделенные культуры хранили на скошенном агаре в холодильнике при 5 °С.
Видовую принадлежность грибов вешенка и триходерма определяли секвенированием ITS (Internai transcribed spacer) региона по методу Сенгера.
Для построения филогенетического древа проводили сравнение ITS региона исследуемого образца с последовательностями референтных штаммов, размещенных в Международной базе данных Blast Национального центра биотехнологической информациии (NCBI). Построение древа производили в программе Мега 11, последовательности выравнивали по ClustalW.
Результаты и обсуждение
При помещении различных образцов соломы на поверхность питательной среды было выявлено значительное разнообразие плесневых грибов. Для выделения были отобраны микромицеты четко различающейся морфологии с каждого исходного субстрата. Грибы были пересеяны неоднократно до получения чистой культуры. В целом, из образцов соломы выделено 23 изолята плесневых грибов: 14 - из пшеничной соломы, 5 - из ячменной и 4 - из овсяной (таблица 1, рисунок 1).
Особенности морфологии выделенных изолятов при росте на среде Чапека представлены в таблице 1. Наиболее частыми изолятами с различных образцов пшеничной соломы были микромицеты родов Fusarium, Aspergillus и Pénicillium. Ранее было показано, что грибы родов Aspergillus и Pénicillium являются основными засорителями различных растительных субстратов [31]. Присутствие плесневых грибов рода Fusarium по-видимому
Источник выделения Номер изолята Субстратный мицелий Воздушный мицелий Продукция пигмента в среду Примечание
1 2 3 4 5 6
Пшеничная солома 1 (урожай 2020 г) Пш 1-1 Белый Черный Отсутствует По морфологии роста и плодоношения соответствует Aspergillus niger
Пш 1-2 Белый Синевато-зеленый Отсутствует По морфологии роста и плодоношения соответствует Penicillium sp.
Пш 1-3 Серовато-белый Желтовато-белый Еле заметный серовато-желтоватый Предположительно Fusarium sp.
Пш 1-4 Темно-бурый Бурый Отсутствует -
Пш 1-5 Темно-бурый или серый Серо-бежевый равномерный с зеленовато-серыми хохлами Черный -
Пш 1-6 Сероватый или темнее Сероватый Буровато-коричневый Колонии мелкие, 5-7 мм диаметром, иногда с серыми или буроватыми кольцами и конденсатом.
Пшеничная солома 2 (порченая) Пш 2-1 Сероватый, вид снизу буроватый Зеленовато-серый Бледно-бурый -
Пш 2-2 Белый Серо-зеленый Очень слабый желтоватый По морфологии роста и плодоношения соответствует Penicillium sp.
Пш 2-3 Кремовато-серовато-белый Кремовато-серовато-белый Отсутствует Мицелий равномерный невысокий
Пш 2-4 Серо-бурый, снизу бурый Буровато-серый Слабый серовато-бурый -
Продолжение таблицы 1
1 2 3 4 5 6
Пшеничная Пш 3-1 Белый Черный Отсутствует По морфологии роста и плодоношения
солома 3 соответствует A. niger
(урожай Пш 3-2 Белый Белый с темно-серыми Отсутствует Мицелий высокий, равномерный,
2015 г.) конидиями предположительно Mucor sp.
Пш 3-3 Белый Серо-зеленый Отсутствует По морфологии роста и плодоношения соответствует Pénicillium sp.
Пш 3-4 Бежевато-белый Бежевато-белый Очень слабый желтоватый Мицелий невысокий, равномерный
Ячменная Яч-1 Белый, местами с Белый Слабый коричневато-желтый Воздушный мицелий равномерный,
солома розоватым оттенком предположительно Fusarium sp.
Яч-2 Белый Серовато-бурый Отсутствует По морфологии роста и плодоношения соответствует Aspergillus sp.
Яч-3 Черно-бурый Серый Отсутствует -
Яч-4 Молочно-белый Белый Очень слабый желтый Воздушный мицелий равномерный, предположительно Fusarium sp.
Яч-5 Черновато-оливковый Серый с желтовато-зеленоватыми хохлами Бурый -
Овсяная Ов-1 Белый Белый Отсутствует Воздушный мицелий высокий, плотный,
солома похож на комки ваты, предположительно Fusarium sp.
Ов-2 Белый Розовато-бежеватый Отсутствует Предположительно Fusarium sp.
Ов-3 Сероватый Сероватый Светло-бурый Мицелий не высокий
Ов-4 Черноватый Серый Розовато-бурый -
Рисунок 1 - Микромицеты-засорители различных образцов пшеничной, ячменной и овсяной соломы
объясняется их широким распространением в качестве фитопатогенов зерновых культур [32, 33]. Свежая солома характеризовалась более широким набором мицелиальных грибов различной родовой принадлежности. В ней встречались также грибы с серой, бурой и оливковой окраской мицелия. Однако при хранении количество плесневых грибов с такой пигментацией мицелия на поверхности соломы сокращалось, начинали доминировать роды Penicillium, Aspergillus и Mucor. Интересно, что грибы рода Penicillium не были выделены из ячменной и овсяной соломы, а Fusarium был представлен практически во всех образцах.
Из плодовых тел гриба вешенка и целлюлозоразрушающего гриба, изолированного из полуразрушенного пня, выделены изоляты мицелиальных грибов зеленой окраски, предположительно относящиеся к роду Trichoderma. Известно, что плесневые грибы рода Trichoderma вызывают потери урожая высших базидиальных грибов, в частности вешенки, во всем мире на протяжении последних 25 лет [34-37]. В нашем исследовании виды рода Trichoderma не были выявлены на поверхности пшеничной, ячменной или овсяной соломы, однако были выделены из плодовых тел и мицелия целлюлозоразрушающих грибов, в том числе из коммерчески доступных образцов вешенки обыкновенной.
На рисунке 2 показан рост изолятов Trichoderma из плодовых тел вешенки и мицелия целлюлозоразрушающего гриба.
Примечание - 1, 2 изоляты из плодового тела вешенки обыкновенной; 3 из мицелия
целлюлозоразрушающего гриба. Рисунок 2 - Изоляты гриба Trichoderma из целлюлозоразрушающих грибов
Проведен молекулярно-генетический анализ двух вариантов гриба вешенка обыкновенная (VI и V2) и полученных из них изолятов Тпекойетта sp. V и Тпекойетта sp. VG.
ч
NR 163515.1:191-621 Pleurotus ostreatus TENN 53662 - V1
NR 163515.1:200-630 Pleurotus ostreatus ТЕММ 53662 V2
NR 158885.1:172-584 Pleurotus ferulaginis АСАМ 2010-0125 NR 1 £8885.1:182-595 Pleurotuis ferulaginis АСАМ 2010-0125
_I NR 103594.1:217-559 Pleurotus cystidiosus var. formosensis CBS 100129
0.C7771 ' NR 103594.1:217-641 Pleurotus cystidiosus var. formosensis CBS 100129 3 i NR 154762.1:196-436 Coprinopsis calospora CBS 612.91
- 0.0929B
1-NR 138022.1:256-654 Cystodermella lactea LUG 9395
.07255
-NR 152918.1:182-488 Entoloma luteodiscum CAL 1312
o.omís I NR 172768.1:181-595 Clitopilus amygd aliform i s H KAS 81125
0.05137
NR 172768.1:181-606 Clitopilus amygd aliform I s H KAS 81125 NR 137816.1:199-509 Singerocybe umbilicata HKAS 77290 NR 159050.1:222-649 Triicholoma boreosulphurescens O F-187683
NR 119796.1:251-567 Phlegmacium carbonellum PDD 70502 — NR 119948.1:256-566AgaricuserythrosancMURU 6080
NR 134357.1:49-591 Trichoderma tomentosum DAOM 178713a NR 137297.1:76-622 Trichoderma simmonsii CBS 130431 NR 138430.1:61-502 Trichoderma tawa BPI 745837 I— NR 138454.1:68-518 Trichoderma britdaniaeWU 31610
0.05279
- NR 134338.1:82-553 Trichoderma patella BPI GJS 91-141
|- NR 120299.1:82-532 Trichoderma ghanenseATCC 208858 NR 103704.1:82-528 Trichoderma saturnisporum NR 103704.1:82-641 Trichoderma saturnisporum NR 077178.1:87-646 Trichoderma citrinoviride DAOM 172792 I NR 138453.1:70-629 Trichoderma parareesei ATCC MYA-4777 ' NR 120297.1:82-641 Trichoderma reesei V
NR 120298.1:82-645 Trichoderma longlbrachiatum VG
NR 120298.1:82-531 Trichoderma longibrachiatum , NR 111317.1:1-555 Trichoderma orientate CBS 130428 ' NR 111317.1:1^40 Trichoderma orientate CBS 130428
Рисунок 3 - Филогенетическое древо изолятов гриба вешенка обыкновенная (VI и V2) и грибов рода триходерма (V и VG) из плодовых тел вешенки
Грибы рода Тпекойетта отнесены к виду Тпекойетта ¡оп^ЪтаЫаШт. Из литературных данных известно, что Т. ¡оп^ЪтаЫаШт наряду с видом Тпекойетта каг21апит является причиной зеленой плесени при производстве различных высших грибов [35, 38].
Заключение
Таким образов, в целом было выделено 23 изолята плесневых грибов с поверхности различных образцов соломы: 14 изолятов - из пшеничной соломы, 5 - с ячменной, 4 - с овсяной соломы. Получено 2 штамма гриба Р. ostreatus (вешенка обыкновенная) и 2 штамма гриба Т. ¡оп^ЪтаЫаШт, являющегося патогеном Р. ostreatus.
Отобранные культуры микромицетов-засорителей и штаммы Т. ¡оп^ЪгаЫаЫт будут использованы для выделения бактерий антагонистов при разработке комплексного метода утилизации соломы с применением высшего гриба Р. о&^еаЫ5.
Финансирование
Работа выполнена при поддержке КН МНВО РК (грант № AP09258654).
Литература:
1 Adhikari S., Nam H., Chakraborty J. P. Conversion of solid wastes to fuels and chemicals through pyrolysis // Waste Biorefmery. Eds: Bhaskar T., Pandey A., Mohan S.V., Lee D.J., Khanal S.K. -Amsterdam, Oxford, Cambridge: Elsevier, 2018. - P. 239-263. https://doi.org/10.1016/B978-0-444-63992-9.00008-2
2 Ali N., Zhang Q., Liu Z., Li F., Lu M., Fang X. Emerging technologies for the pretreatment of lignocellulosic materials for bio-based products // Appl Microbiol Biotechnol. - 2020. - Vol. 104(2). - P. 455-473. https://doi.org/10.1007/s00253-019-10158-w
3 Zhang J., Rentizelas A., Zhang X., Li J. Sustainable production of lignocellulosic bioethanol towards zero waste biorefinery // Sustainable Energy Technologies and Assessments. - 2022. - Vol. 53, Part C. - Art. ID 102627. https://doi.org/10.1016/j.seta.2022.102627
4 Bhujbal S.K., Ghosh P., Vijay V.K., Rathour R., Kumar M., Singh L., Kapley A. Biotechnological potential of rumen microbiota for sustainable bioconversion of lignocellulosic waste to biofuels and value-added products // Science of the Total Environment. - 2022. - Vol. 814. - Art. ID 152773. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2021.152773
5 Naik G.P., Poonia A.K., Chaudhari P.K. Pretreatment of lignocellulosic agricultural waste for delignification, rapid hydrolysis, and enhanced biogas production: A review // Journal of the Indian Chemical Society. - 2021. - Vol. 98, Issue 10. - Art. ID 100147. https://doi.org/10.1016/jjics.2021.100147
6 Nahak B.K., Preetam S., Sharma D., Shukla S.K., Syvajarvi M., Toncu D.C., Tiwari A. Advancements in net-zero pertinency of lignocellulosic biomass for climate neutral energy production // Renewable and Sustainable Energy Reviews. - 2022. - Vol. 161. - Art. ID 112393. https://doi.org/10.1016/j.rser.2022.112393
7 Greff B., Szigeti J., Nagy A., Lakatos E., Varga L. Influence of microbial inoculants on co-composting of lignocellulosic crop residues with farm animal manure: A review // Journal of Environmental Management. - 2022. - Vol. 302, Part B. - Art. ID 114088. https://doi.org/10.1016/jjenvman.2021.114088
8 Harindintwali J.D., Zhou J., Yu X. Lignocellulosic crop residue composting by cellulolytic nitrogen-fixing bacteria: A novel tool for environmental sustainability // Science of the Total Environment. - 2020. - Vol. 715. - Art. ID 136912. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.136912
9 Jin X., Ai W., Zhang Y., Dong W. Application of functional microbial agent in aerobic composting of wheat straw for waste recycling // Life Sciences in Space Research. - 2022. - Vol. 33. - P. 13-20. https://doi.org/10.1016/j.lssr.2022.02.002
10 Shinde R., Shahi D.K., Mahapatra P., Naik S.K., Thombare N., Singh A.K. Potential of lignocellulose degrading microorganisms for agricultural residue decomposition in soil: A review // Journal of Environmental Management. - 2022. - Vol. 320. - Art. ID 115843. https://doi.org/ 10.1016/j.j envman.2022.115843
11 Lin L., Zheng Z., Hua T., Ashraf U., Hamoud Y.A., Alaa Al Aasmi, Xiangru T., Meiyang D., Wang Zaiman, Shenggang P. Nitrogen deep placement combined with straw mulch cultivation enhances physiological traits, grain yield and nitrogen use efficiency in mechanical pot-seedling transplanting rice // Rice Science. - 2022. - Vol. 29, Issue 1. - P. 89-100. https://doi.org/10.1016/j.rsci.2021.12.008
12 Wang J., Liu S., Huang J., Qu Z. A review on polyhydroxyalkanoate production from agricultural waste Biomass: Development, Advances, circular Approach, and challenges // Bioresource Technology. -2021. - Vol. 342. - Art. ID 126008. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2021.126008
13 Son J., Joo J.C., Baritugo K.A., Jeong S., Lee J.Y., Lim H.J., Lim S.H., Yoo J.I., Park S.J. Consolidated microbial production of four-, five-, and six-carbon organic acids from crop residues: Current status and perspectives // Bioresour Technol. - 2022. - Vol. 351. - Art. ID 127001. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2022.127001
14 Safian M.T., Sekeri S.H., Yaqoob A.A., Serra A., Jamudin M.D., Mohamad Ibrahim M.N. Utilization of lignocellulosic biomass: A practical journey towards the development of emulsifying agent // Talanta. - 2022. - Vol. 239. - Art. ID 123109. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2021.123109
15 Zhang H.L., Wei J.K., Wang Q.H., Yang R., Gao X.J., Sang Y.X., Cai P.P., Zhang G.Q., Chen Q.J. Lignocellulose utilization and bacterial communities of millet straw based mushroom (Agaricus bisporus) production // Sci Rep. - 2019. - Vol. 9. - P. 1-13. https://doi.org/10.1038/s41598-018-37681-6
16 Melanouri E.M., Dedousi M., Diamantopoulou P. Cultivating Pleurotus ostreatus and Pleurotus eryngii mushroom strains on agro-industrial residues in solid-state fermentation. Part I: Screening for growth, endoglucanase, laccase and biomass production in the colonization phase // Carbon Resour Convers. - 2022. - Vol. 5, Issue 1. - P. 61-70. https://doi.org/10.1016/j.crcon.2021.12.004
17 Raman J., Jang K., Oh Y., Oh M., Im J., Lakshmanan H., Sabaratnam V. Cultivation and nutritional value of prominent Pleurotus spp.: An overview // Mycobiology. - 2021. - Vol. 49, Issue 1. -P. 1-14. https://doi.org/10.1080/12298093.2020.1835142
18 Ritota M., Manzi P. Pleurotus spp. cultivation on different agri-food by-products: Example of biotechnological application // Sustainability. - 2019. - Vol. 11, Issue 18. - Art. ID 5049. https://doi.org/10.3390/su11185049
19 Yadav D., Negi P.S. Bioactive components of mushrooms: Processing effects and health benefits // Food Research International. - 2021. - Vol. 148. - Art. ID 110599. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2021.110599
20 Motta F., Gershwin M.E., Selmi C. Mushrooms and immunity // Journal of Autoimmunity. -2021. - Vol. 117. - Art. ID 102576. https://doi.org/10.1016/jjaut.2020.102576
21 Rizzo G., Goggi S., Giampieri F., Baroni L. A review of mushrooms in human nutrition and health // Trends in Food Science and Technology. - 2021. - Vol. 117. - P. 60-73. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2020.12.025
22 Li M., Yu L., Zhao J., Zhang H., Chen W., Zhai Q., Tian F. Role of dietary edible mushrooms in the modulation of gut microbiota // J Funct Foods. - 2021. - Vol. 83. - Art. ID 104538. https://doi.org/10.1016/jjff.2021.104538
23 Yin C., Noratto G.D., Fan X., Chen Z., Yao F., Shi D., Gao H. The impact of mushroom polysaccharides on gut microbiota and its beneficial Effects to Host: A Review // Carbohydrate Polymers.
- 2020. - Vol. 250. - Art. ID 116942. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2020.116942
24 Yafetto L. Application of solid-state fermentation by microbial biotechnology for bioprocessing of agro-industrial wastes from 1970 to 2020: A review and bibliometric analysis // Heliyon. - 2022. - Vol. 8(3). - Art. ID e09173. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2022.e09173
25 van Kuijk S.J.A., Sonnenberg A.S.M., Baars J.J.P., Hendriks W.H., Cone J.W. Fungal treated lignocellulosic biomass as ruminant feed ingredient: A review // Biotechnol Adv. - 2015. - 33(1). - P. 191202. https://doi.org/ 10.1016/j .biotechadv.2014.10.014
26 Ivarsson E., Grudén M., Sodergren J., Hultberg M. Use of faba bean (Vicia faba L.) hulls as substrate for Pleurotus ostreatus - Potential for combined mushroom and feed production // J Clean Prod.
- 2021. - Vol. 313. - Art. ID 127969. https://doi.org/10.1016/jjclepro.2021.127969
27 Leong Y.K., Ma T.W., Chang J.S., Yang F.C. Recent advances and future directions on the valorization of spent mushroom substrate (SMS): A review // Biores Technol. - 2022. - Vol. 344(A). - Art. ID 126157. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2021.126157
28 Hernández D., Sánchez J.E., Yamasaki K. A simple procedure for preparing substrate for Pleurotus ostreatus cultivation // Bioresource Technology. - 2003. - Vol. 90(2). - P. 145-150. https://doi.org/10.1016/S0960-8524(03)00118-4
29 Saubenova M.G., Kuznetsova T.V., Oleinikova Y.A. The use of bacteria-producers of cellulose and organic acids for stimulation of growth of the mycelium of the oyster mushroom // Int J Appl Fundam Res. - 2017. - Vol. 10, Part 1. - P. 102-105. https://applied-research.ru/en/article/view?id=11870
30 Пат. 030400 ЕАПО, A01G 1/04 (2006.01). Способ подготовки субстрата для выращивания мицелия гриба вешенка / Саданов А.К., Саубенова М.Г., Кузнецова Т.В., Сулейменова Ж.Б.; заявитель и патентообладатель РГП на ПХВ "Институт микробиологии и вирусологии" КН МОН РК (KZ). - № 201500005; заявл. 2014.09.25; опубл. 2018.07.31, Бюл. №07. - 5 с.
31 Kosel J., Ropret P. Overview of fungal isolates on heritage collections of photographic materials and their biological potency // Journal of Cultural Heritage. - 2021. - Vol. 48. - P. 277-291. https://doi.org/10.1016/j.culher.2021.01.004
32 Patel R., Mehta K., Prajapati J., Shukla A., Parmar P., Goswami D., Saraf M. An anecdote of mechanics for Fusarium biocontrol by plant growth promoting microbes // Biological Control. - 2022. -Vol. 174. - Art. ID 105012. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2022.105012
33 Martínez M., Biganzoli F., Arata A., Dinolfo M.I., Rojas D., Cristos D., Stenglein S. Warm nights increase Fusarium Head Blight negative impact on barley and wheat grains // Agricultural and Forest Meteorology. - 2022. - Vol. 318. - Art. ID 108909. https://doi.org/10.1016/j.agrformet.2022.108909
34 Jayalal R.G.U., Adikaram N.K.B. Influence of Trichoderma harzianum metabolites on the development of green mould disease in the oyster mushroom // Cey. J. Sci. (Bio. Sci.). - 2007. - Vol. 36. -P. 53-60.
35 Kredics L., Kocsube S., Nagy L., Komon-Zelazowska M., Manczinger L., Sajben E., Nagy A., Vagvolgyi C., Kubicek C.P., Druzhinina I.S., Hatvani L. Molecular identification of Trichoderma species associated with Pleurotus ostreatus and natural substrates of the oyster mushroom // FEMS Microbiol. Lett. - 2009. - Vol. 300. - P. 58-67. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.2009.01765.x.
36 Blaszczyk L., Siwulski M., Sobieralski K., Fruzynska-Jozwiak D. Diversity of Trichoderma spp. causing Pleurotus green mould diseases in Central Europe // Folia Microbiol. (Praha). - 2013. - Vol. 58. -P. 325-333. https://doi.org/10.1007/s12223-012-0214-6
37 Innocenti G., Montanari M., Righini H., Roberti R. Trichoderma species associated with green mould disease of Pleurotus ostreatus and their sensitivity to prochloraz // Plant Pathology. - 2019. - Vol. 68, Issue2. - P. 392-398.
38 Al-Ani B.M., Owaid M.N., Al-Saeedi S.S.S. Fungal interaction between Trichoderma spp. and Pleurotus ostreatus on the enriched solid media with licorice Glycyrrhiza glabra root extract // Acta Ecologica Sinica. - 2018. - Vol. 38, Issue 3. - P. 268-273. https://doi.org/10.1016/j.chnaes.2017.08.001
Ж.Н. ЕРМЕКБАЙ1, Е.А. ОЛЕЙНИКОВА1*, С Т. ДАУГАЛИЕВА1, Д.Д. БОКЕНОВ1, М.Г. САУБЕНОВА1, А.Б. АЛТЕКЕЙ2, А.А. АЙТЖАНОВА1 1Микробиология жэне вирусология Fыльши-eндiрiстiк орталыгы,
Алматы, ^азакстан
2 М. Эуезов атындаFы ОнтYCтiк К^азакстан университетi, Шымкент, ^азакстан
*e-mail: elena.olejnikova@mail.ru
ДЭНД1 ДАЦЫЛДАРДЬЩ ЛИГНОЦЕЛЛЮЛОЗА ЦАЛДЬЩТАРЫНАН ЛАСТУШЫ-МИКРОМИЦЕТТЕР1Н Б0Л1П АЛУ
ТYЙiн
Екiншiлiк лигноцеллюлоза шикiзаты планетадаFы ец аукымды жацартылатын ресурс болып табылады. всiмдiк калдыктары, атап айтканда дэндi дакылдардыц сабаны эрдайым жаFылып отыратындыктан экологияFа кауш тeндiредi. Екiншiлiк лигноцеллюлоза шикiзатын пайдаланудыц бiр жолы-жоFарFы сатыдаFы сацыраукулактарды еару. Дегенмен, сацыраукулактарды eсiру Yшiн колданылатын субстраттыц термиялык eцдеудегi энергия сыйымдылыFы олардыц eндiрiсiн шектейдi. Бул жумыста бидай, арпа жэне сулы сабанын ластайтын 23 зец сацыраукулактарыныц изоляты окшауланFан. Целлюлозаны бузатын жоFарFы сатыдаFы сацыраукулактардыц патогенi болып табылатын Trichoderma longibrachiatum сацыраукулактарыныц 2 штаммы окшаулаетан. Антагонистiк микроорганизмдердiц кeмегiмен eсiрiлетiн субстратты корFау Yшiн Pleurotus ostreatus ею штаммы окшауланFан..
Кiлттi сездер: жацартылатын лигноцеллюлоза шикiзаты, жеуге жарамды сацыраукулактарды eсiру, зец сацыраукулактары, кэдiмгi устрица сацыраукулаFы, триходерма.
IRSTI: 34.27.19, 34.27.23, 68.35.71, 62.09.37
Zh.N. YERMEKBAY1, Ye.A. OLEINIKOVA1*, S T. DAUGALIYEVA1, D.D. BOKENOV1, M.G. SAUBENOVA1, A.B. ALTEKEY2, A.A. AITZHANOVA1
1Research and Production Center for Microbiology and Virology, Almaty, Kazakhstan 2 M. Auezov South Kazakhstan University, Shymkent, Kazakhstan *e-mail: elena.olejnikova@mail.ru
ISOLATION OF SPOILING MICROMYCETES IN LIGNOCELLULOSIC RESIDUES
OF CEREAL CROPS
doi: 10.53729/MV-AS.2022.04.04
Abstract
Lignocellulosic secondary raw materials are the largest renewable resource on the planet. Crop residues, in particular cereals straws, are burned everywhere, creating a threat to the environment. One of the ways to use secondary lignocellulosic crop waste is the cultivation of higher fungi. However, the energy intensity of the thermal pretreatment of the substrate for growing mushrooms limits their production. This work identified 23 isolates of mold fungi that spoil wheat, barley, and oat straws. Two strains of the fungus Trichoderma longibrahiatum, a cellulose-destroying edible mushroom pathogen, have been isolated. Two strains of Pleurotus ostreatus were selected for further work on protecting the substrate for cultivation with antagonistic microorganisms.
Key words: renewable lignocellulosic raw materials, cultivation of edible mushrooms, molds, oyster mushroom, Trichoderma.
Lignocellulosic waste from the cultivation of various crops is the most common renewable cellulose-containing raw material on the planet [1, 2]. Mass burning of crop residues in the fields leads to environmental degradation and the loss of valuable resources. In world practice, there are various directions for the use of lignocellulosic agricultural wastes, including biofuel production [3-6], composting [7-9], use as a biofertilizer for promoting plant growth, and improving soil structure [10, 11], and the production of valuable compounds [ 12-14]. The search for new ways and work to improve the economic efficiency of using lignocellulosic waste to produce high-value-added products is constantly ongoing.
One of the ways to utilize cellulose-containing waste is the production of cellulose-decomposing higher fungi, which is characterized by a fast yield rate and high popularity of products [15-18]. Mushrooms are not only a highly nutritious and delicacy food product but also serve as a source of biologically active substances used in medicine for the treatment of several diseases, primarily as antitumor and immunomodulatory agents [19-21]. In recent years, the effect of fungal polysaccharides on the intestinal microbiota, which produces short-chain fatty acids, has also been proven [22, 23].
The production of mushrooms is carried out by the method of solid-phase fermentation of cellulose-containing raw materials [24]. The spent mushroom substrate, which is biomass enriched with proteins, vitamins, hydrolytic enzymes, and other biologically active substances, can be used as feed additives [25-27].
However, the energy intensity of the thermal preparation of the substrate for mushroom cultivation limits their production [28]. If the rules of asepsis are not observed, there is a rapid development of competing microorganisms, mainly mold fungi, accumulating mycotoxins and suppressing the development of a higher fungus, up to a complete loss of the crop. Since the economic indicators of the production of mushrooms are largely determined by the energy costs for the sterilization of the substrate, antagonistically active strains of microorganisms can be used for biological protection. The use of bioprotection not only minimizes the risk of substrate contamination with competitive microorganisms eliminating the need to comply with sterile
conditions but also makes it possible to obtain a high-quality selective medium and increase the yield of the mushroom [29, 30].
For the selection of antagonists of substrate spoiling micromycetes during cultivation of the oyster mushroom, mold fungi were isolated at the first stage.
Materials and methods
Since straw, mainly from wheat, is the main substrate used for the cultivation of mushrooms, it was mainly used to isolate spoiling micromycetes: three samples of wheat straw (collected in 2015 and 2020, as well as old straw with traces of spoilage), barley (2020) and oat straw (2019). Two samples of fruiting bodies of oyster mushrooms and mycelium of cellulose-destroying fungi (2 samples) from semi-decomposed wood were also selected.
Oyster mushroom mycelium was obtained on Wort agar (TM Media, India). Molds were isolated on Czapek's medium (g/l): sucrose 30.0; NaNOs 2.0; KH2PO4 1.0; MgSO4 0.5; KCl 0.5; agar-agar 20.0; tap water, sterilization at 1 atm. (121 °C) for 20 min.
To isolate fungi, samples of straw and parts of oyster mushroom fruiting bodies were laid out on the surface of an agar medium in Petri dishes. The surface of oyster mushroom fruit bodies was preliminarily treated with ethyl alcohol, and sterilely cut, and then the internal parts of the fungus were used for seeding. The cups were cultivated at 28-30 °C for up to 7 days. The fungi were then plated until pure cultures were obtained. The isolated cultures were stored on agar slants in a refrigerator at 5°C.
The species affiliation of oyster mushrooms and Trichoderma was determined by sequencing the ITS (Internal transcribed spacer) region according to the Sanger method.
To build a phylogenetic tree, the ITS of the region of the studied sample was compared with the sequences of reference strains located in the International Blast Database of the National Center for Biotechnology Information (NCBI). The tree was built using the Mega 11 program; the sequences were aligned according to ClustalW.
Results and discussion
When straw samples were placed on the surface of the nutrient medium, a significant variety of mold fungi was revealed. For isolation, micromycetes of clearly different morphology were selected from each initial substrate. Mushrooms were reseeded several times until a pure culture was obtained. In total, 23 mold isolates were selected from various straw samples: 14 from wheat straw, 5 from barley straw, and 4 from oat straw (table 1, figure 1).
Figure 1 - Spoiling micromycetes of various samples of wheat, barley, and oat straw
Features of the morphology of selected isolates during growth on Czapek's medium are presented in Table 1. The most common isolates from various samples of wheat straw were micromycetes of the genera Fusarium, Aspergillus, and Penicillium. It was previously shown that fungi of the genera Aspergillus and Penicillium are the main spoilers of various plant substrates [31]. The presence of mold fungi of the genus Fusarium is apparently due to their wide distribution as phytopathogens of grain crops [32, 33]. Fresh straw was characterized by a wider range of filamentous fungi of various genera. It also contained fungi with gray, brown, and olive colors of mycelium. However, during storage, the number of mold fungi with such pigmentation of the mycelium on the straw surface decreased, and the genera Penicillium, Aspergillus, and Mucor began to dominate. Interestingly, molds of the genus Penicillium were not isolated from barley and oat straw, while Fusarium was present in almost all samples.
Isolates of green mold presumably belonging to the genus Trichoderma, were selected from the fruiting bodies of the oyster mushroom and the cellulose-destroying fungus from a dilapidated stump. Molds of the genus Trichoderma have been known to cause crop losses of basidiomycetes, in particular oyster mushrooms, over the past 25 years throughout the world [34-37]. In our study, species of the genus Trichoderma were not found on the surface of wheat, barley, or oat straw but were isolated from the fruit bodies and mycelium of cellulose-decomposing fungi, including from commercially available samples of oyster mushrooms.
Figure 2 shows the growth of Trichoderma isolates from oyster mushroom fruiting bodies and mycelium of a cellulose-decomposing fungus.
Selection source Isolate number Substrate mycelium Aerial mycelium Pigment production into a medium Note
1 2 3 4 5 6
Wheat straw 1 (harvest 2020) Wh 1-1 White Black No According to the morphology of growth and fruiting corresponds to Aspergillus niger
Wh 1-2 White Bluish green No According to the morphology of growth and fruiting corresponds to Penicillium sp.
Wh 1-3 Grayish white Yellowish white Barely noticeable grayish yellowish Presumably Fusarium sp.
Wh 1-4 Dark brown Brown No -
Wh 1-5 Dark brown or gray Even gray-beige with greenish-gray fluffy parts Black -
Wh 1-6 Grayish or darker Grayish Brown Small colonies, 5-7 mm in diameter, sometimes with gray or brownish rings and condensate.
Wheat straw 2 (spoiled) Wh 2-1 Greyish, brownish ventral view Greenish gray Pale brown -
Wh 2-2 White Grey-green Very faint yellowish According to the morphology of growth and fruiting corresponds to Penicillium sp.
Wh 2-3 Creamy grayish white Creamy grayish white No Mycelium uniform and low
Wh 2-4 Grey-brown, brown on the underside Brownish gray Weak grayish brown -
Table 1 continued
1 2 3 4 5 6
Wheat straw 3 (harvest 2015) Wh 3-1 White Black No According to the morphology of growth and fruiting corresponds to A. niger
Wh 3-2 White White with dark gray conidia No Mycelium is high, uniform, presumably Mucor sp.
Wh 3-3 White Grey-green No According to the morphology of growth and fruiting corresponds to Penicillium sp.
Wh 3-4 Beige white Beige white Very faint yellowish Mycelium is low and uniform
Barley straw Bl-1 White, sometimes with a pinkish tint White Weak brownish yellow Aerial mycelium is uniform, presumably Fusarium sp.
Bl-2 White Grayish brown No According to the morphology of growth and fruiting corresponds to Aspergillus sp.
Bl-3 Black brown Gray No -
Bl-4 Milky white White Very weak yellow Aerial mycelium uniform, presumably Fusarium sp.
Bl-5 Blackish olive Gray with yellowish-greenish tufts Brown -
Oat straw О-1 White White No The aerial mycelium is high, dense, similar to cotton balls, presumably Fusarium sp.
О-2 White Pinkish beige No Presumably Fusarium sp
О-3 Grayish Grayish Light brown Mycelium is not tall
О-4 Blackish Gray Pinkish brown -
Note - 1, 2 isolates from the fruiting body of oyster mushroom; 3 from the mycelium of a cellulose-
decomposing fungus.
Figure 2 - Trichoderma fungus isolates from cellulose-decomposing fungi
Molecular genetic analysis of two variants of the oyster mushroom (V1 and V2) and isolates of Trichoderma sp. V and Trichoderma sp. VG.
The oyster mushroom has been confirmed to belong to Pleurotus ostreatus (figure 3).
MR 163515.1:191 621 Pleurotus ostreatus TEN N 53662 V1
MR 163515.1:200-630 Pleurotus ostreatus TEN N 53662 V2
NR 158885.1:172-584 Pleurotus ferulaginis АСАМ 2010-0125 NR 15BBB5.1:182-595 Pleurotus ferulaginis АСАМ 2010-0125
_I NR 103594.1:217-559 Pleurotus cystidiosus var. formosersis CBS 100129
7771 NR 1Q3594 1:217-641 Pleurotus cystidiosus var formosensis CBS 100129 I NR 154762.1:196-436 Coprinopsis calospora CBS 612.91 '—— NR 138022.1:256-654 Cystodermella lactea LUG 9395
4
NR 152918.1:102-400 Entoloma luteodiscum CAL 1312 Ц55 I NR 172768.1:181-595 Clitopilus amygdaliformis HKAS 81125 ' NR 172768.1:101-606 Clitopilus amygdaliformis HKAS 01125
.05137
-NR 137816.1:199-509 Singerocybe umbilicata HKAS 77290
L—- NR 159050.1:222-649 Tricholoma boreosulphurescens О F-187683
NR 119796.1:251-567 Phlegmacium carbonellum PDD 70502 — NR 119940.1:256-566 Agaricus erythrosarx MURU 6000
NR 134357.1:49-591 Trichoderma tomentosum DAOM 170713a NR 137297 1:76-622 Trichoderma simmonsii CBS 130431 NR 130430.1:61-502 Trichoderma tawaBPI 745037 I— NR 138454.1:68-518 Trichoderma britdaniaeWU 31610
0.0527Э
1-NR 134338.1:82-553 Trichoderma patella BPI GJS 91-141
NR 120299.1:82-532 Trichoderma ghanense ATCC 208858 NR 103704.1:82-528 Trichoderma saturnisporum NR 103704.1:82-641 Trichoderma saturnisporum NR 077178.1:87-646 Trichoderma citrinoviride DAOM 172792 I NR 138453.1:70-629 Trichoderma parareesei ATCC MYA-4777 ' NR 120297.1:82-641 Trichoderma reesei V
NR 120290.1:02-645 Trichoderma longibrachiatum VG
NR 120290 1:82-531 Trichoderma longibrachiatum , NR 111317.1:1-555 Trichoderma orientate CBS 130420 1 NR 111317.1:1^140 Trichoderma orientate CBS 130428
Figure 3 - Phylogenetic tree of oyster mushroom isolates (V1 and V2) and fungi of the genus Trichoderma (V and VG) from oyster mushroom fruiting bodies
Fungi of the genus Trichoderma were assigned to the species Trichoderma longibrahiatum. From the literature data, it is known that T. longibrahiatum, along with the species Trichoderma harzianum, is the cause of green mold disease in the production of various mushrooms [35, 38].
Conclusion
Thus, in total, 23 mold isolates were isolated from the surface of various straw samples: 14 isolates from wheat straw, 5 from barley straw, and 4 from oat straw. Two strains of P. ostreatus fungus (oyster mushroom) and two strains of T. longibrahiatum fungus, which is a pathogen of P. ostreatus, were obtained.
Selected cultures of spoiling micromycetes and strains of T. longibrahiatum will be used to isolate antagonistic bacteria for the development of an integrated method for straw utilization using the P. ostreatus mushroom.
Funding
This research is funded by the Science Committee of the Ministry of Science and Higher Education of the Republic of Kazakhstan (Grant No. AP092586540).
References:
1 Adhikari S., Nam H., Chakraborty J. P. Conversion of solid wastes to fuels and chemicals through pyrolysis. Waste Biorefinery. Eds: Bhaskar T., Pandey A., Mohan S.V., Lee D.J., Khanal S.K. -Amsterdam, Oxford, Cambridge: Elsevier, 2018. P. 239-263. https://doi.org/10.1016/B978-0-444-63992-9.00008-2
2 Ali N., Zhang Q., Liu Z., Li F., Lu M., Fang X. Emerging technologies for the pretreatment of lignocellulosic materials for bio-based products. Appl Microbiol Biotechnol. 2020. Vol. 104(2). P. 455473. https://doi.org/10.1007/s00253-019-10158-w
3 Zhang J., Rentizelas A., Zhang X., Li J. Sustainable production of lignocellulosic bioethanol towards zero waste biorefinery. Sustainable Energy Technologies and Assessments. 2022. Vol. 53, Part C. Art. ID 102627. https://doi.org/10.1016/j.seta.2022.102627
4 Bhujbal S.K., Ghosh P., Vijay V.K., Rathour R., Kumar M., Singh L., Kapley A. Biotechnological potential of rumen microbiota for sustainable bioconversion of lignocellulosic waste to biofuels and value-added products. Science of the Total Environment. 2022. Vol. 814. Art. ID 152773. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2021.152773
5 Naik G.P., Poonia A.K., Chaudhari P.K. Pretreatment of lignocellulosic agricultural waste for delignification, rapid hydrolysis, and enhanced biogas production: A review. Journal of the Indian Chemical Society. 2021. Vol. 98, Issue 10. Art. ID 100147. https://doi.org/10.1016/jjics.2021.100147
6 Nahak B.K., Preetam S., Sharma D., Shukla S.K., Syvajarvi M., Toncu D.C., Tiwari A. Advancements in net-zero pertinency of lignocellulosic biomass for climate neutral energy production. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 2022. Vol. 161. Art. ID 112393. https://doi.org/10.1016Zj.rser.2022.112393
7 Greff B., Szigeti J., Nagy A., Lakatos E., Varga L. Influence of microbial inoculants on co-composting of lignocellulosic crop residues with farm animal manure: A review. Journal of Environmental Management. 2022. Vol. 302, Part B. Art. ID 114088. https://doi.org/10.1016/j.jenvman.2021.114088
8 Harindintwali J.D., Zhou J., Yu X. Lignocellulosic crop residue composting by cellulolytic nitrogen-fixing bacteria: A novel tool for environmental sustainability. Science of the Total Environment. 2020. Vol. 715. Art. ID 136912. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.136912
9 Jin X., Ai W., Zhang Y., Dong W. Application of functional microbial agent in aerobic composting of wheat straw for waste recycling. Life Sciences in Space Research. 2022. Vol. 33. P. 13-20. https://doi.org/10.1016/jlssr.2022.02.002
10 Shinde R., Shahi D.K., Mahapatra P., Naik S.K., Thombare N., Singh A.K. Potential of lignocellulose degrading microorganisms for agricultural residue decomposition in soil: A review. Journal of Environmental Management. 2022. Vol. 320. Art. ID 115843. https://doi.org/ 10.1016/j.j envman.2022.115843
11 Lin L., Zheng Z., Hua T., Ashraf U., Hamoud Y.A., Alaa Al Aasmi, Xiangru T., Meiyang D., Wang Zaiman, Shenggang P. Nitrogen deep placement combined with straw mulch cultivation enhances
physiological traits, grain yield and nitrogen use efficiency in mechanical pot-seedling transplanting rice. Rice Science. 2022. Vol. 29, Issue 1. P. 89-100. https://doi.org/10.1016/j.rsci.2021.12.008
12 Wang J., Liu S., Huang J., Qu Z. A review on polyhydroxyalkanoate production from agricultural waste Biomass: Development, Advances, circular Approach, and challenges. Bioresource Technology.
2021. Vol. 342. Art. ID 126008. https://doi.org/10.1016lj.biortech.2021.126008
13 Son J., Joo J.C., Baritugo K.A., Jeong S., Lee J.Y., Lim H.J., Lim S.H., Yoo J.I., Park S.J. Consolidated microbial production of four-, five-, and six-carbon organic acids from crop residues: Current status and perspectives. Bioresour Technol. 2022. Vol. 351. Art. ID 127001. https://doi.org/10.1016Zj.biortech.2022.127001
14 Safian M.T., Sekeri S.H., Yaqoob A.A., Serra A., Jamudin M.D., Mohamad Ibrahim M.N. Utilization of lignocellulosic biomass: A practical journey towards the development of emulsifying agent. Talanta. 2022. Vol. 239. Art. ID 123109. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2021.123109
15 Zhang H.L., Wei J.K., Wang Q.H., Yang R., Gao X.J., Sang Y.X., Cai P.P., Zhang G.Q., Chen Q.J. Lignocellulose utilization and bacterial communities of millet straw based mushroom (Agaricus bisporus) production. Sci Rep. 2019. Vol. 9. P. 1-13. https://doi.org/10.1038/s41598-018-37681-6
16 Melanouri E.M., Dedousi M., Diamantopoulou P. Cultivating Pleurotus ostreatus and Pleurotus eryngii mushroom strains on agro-industrial residues in solid-state fermentation. Part I: Screening for growth, endoglucanase, laccase and biomass production in the colonization phase. Carbon Resour Convers.
2022. Vol. 5, Issue 1. P. 61-70. https://doi.org/10.1016/j.crcon.2021.12.004
17 Raman J., Jang K., Oh Y., Oh M., Im J., Lakshmanan H., Sabaratnam V. Cultivation and nutritional value of prominent Pleurotus spp.: An overview. Mycobiology. 2021. Vol. 49, Issue 1. P. 1-14. https://doi.org/10.1080/12298093.2020.1835142
18 Ritota M., Manzi P. Pleurotus spp. cultivation on different agri-food by-products: Example of biotechnological application. Sustain. 2019. Vol. 11, Issue 18. Art ID 5049. https://doi.org/10.3390/su11185049
19 Yadav D., Negi P.S. Bioactive components of mushrooms: Processing effects and health benefits. Food Research International. 2021. Vol. 148. Art. ID 110599. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2021.110599
20 Motta F., Gershwin M.E., Selmi C. Mushrooms and immunity. Journal of Autoimmunity. 2021. Vol. 117. Art. ID 102576. https://doi.org/10.1016/jjaut.2020.102576
21 Rizzo G., Goggi S., Giampieri F., Baroni L. A review of mushrooms in human nutrition and health. Trends in Food Science and Technology. 2021. Vol. 117. P. 60-73. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2020.12.025
22 Li M., Yu L., Zhao J., Zhang H., Chen W., Zhai Q., Tian F. Role of dietary edible mushrooms in the modulation of gut microbiota. J Funct Foods. 2021. Vol. 83. Art. ID 104538. https://doi.org/10.1016/jjff.2021.104538
23 Yin C., Noratto G.D., Fan X., Chen Z., Yao F., Shi D., Gao H. The impact of mushroom polysaccharides on gut microbiota and its beneficial Effects to Host: A Review. Carbohydrate Polymers.
2020. Vol. 250. Art. ID 116942. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2020.116942
24 Yafetto L. Application of solid-state fermentation by microbial biotechnology for bioprocessing of agro-industrial wastes from 1970 to 2020: A review and bibliometric analysis. Heliyon. 2022. Vol. 8(3). Art. ID e09173. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2022.e09173
25 van Kuijk S.J.A., Sonnenberg A.S.M., Baars J.J.P., Hendriks W.H., Cone J.W. Fungal treated lignocellulosic biomass as ruminant feed ingredient: A review. Biotechnol Adv. 2015. 33(1). P. 191-202. https://doi.org/ 10.1016/j .biotechadv.2014.10.014
26 Ivarsson E., Grudén M., Sodergren J., Hultberg M. Use of faba bean (Vicia faba L.) hulls as substrate for Pleurotus ostreatus - Potential for combined mushroom and feed production. J Clean Prod.
2021. Vol. 313. Art. ID 127969. https://doi.org/10.1016/jjclepro.2021.127969
27 Leong Y.K., Ma T.W., Chang J.S., Yang F.C. Recent advances and future directions on the valorization of spent mushroom substrate (SMS): A review. Biores Technol. 2022. Vol. 344(A). Art. ID 126157. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2021.126157
28 Hernández D., Sánchez J.E., Yamasaki K. A simple procedure for preparing substrate for Pleurotus ostreatus cultivation. Bioresource Technology. 2003. Vol. 90(2). P. 145-150. https://doi.org/10.1016/S0960-8524(03)00118-4
29 Saubenova M.G., Kuznetsova T.V., Oleinikova Y.A. The use of bacteria-producers of cellulose and organic acids for stimulation of growth of the mycelium of the oyster mushroom. Int J Appl Fundam Res. 2017. Vol. 10, Part 1. P. 102-105. https://applied-research.ru/en/article/view?id=11870
30 Pat. 030400 EAPO, A01G 1/04 (2006.01). Sposob podgotovki substrata dlja vyrashhivanija micelija griba veshenka. Sadanov A.K., Saubenova M.G., Kuznecova T.V., Sulejmenova Zh.B.; zajavitel' i patentoobladatel' RGP na PHV "Institut mikrobiologii i virusologii" KN MON RK (KZ). № 201500005; zajavl. 2014.09.25; opubl. 2018.07.31, Bjul. №07. - 5 s.
31 Kosel J., Ropret P. Overview of fungal isolates on heritage collections of photographic materials and their biological potency. Journal of Cultural Heritage. 2021. Vol. 48. P. 277-291. https://doi.org/10.1016/j.culher.2021.01.004
32 Patel R., Mehta K., Prajapati J., Shukla A., Parmar P., Goswami D., Saraf M. An anecdote of mechanics for Fusarium biocontrol by plant growth promoting microbes. Biological Control. 2022. Vol. 174. Art. ID 105012. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2022.105012
33 Martinez M., Biganzoli F., Arata A., Dinolfo M.I., Rojas D., Cristos D., Stenglein S. Warm nights increase Fusarium Head Blight negative impact on barley and wheat grains. Agricultural and Forest Meteorology. 2022. Vol. 318. Art. ID 108909. https://doi.org/10.1016/j.agrformet.2022.108909
34 Jayalal R.G.U., Adikaram N.K.B. Influence of Trichoderma harzianum metabolites on the development of green mould disease in the oyster mushroom. Cey. J. Sci. (Bio. Sci.). 2007. Vol. 36. P. 5360.
35 Kredics L., Kocsube S., Nagy L., Komon-Zelazowska M., Manczinger L., Sajben E., Nagy A., Vagvolgyi C., Kubicek C.P., Druzhinina I.S., Hatvani L. Molecular identification of Trichoderma species associated with Pleurotus ostreatus and natural substrates of the oyster mushroom. FEMS Microbiol. Lett. 2009. Vol. 300. P. 58-67. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.2009.01765.x.
36 Biaszczyk L., Siwulski M., Sobieralski K., Fruzynska-Jozwiak D. Diversity of Trichoderma spp. causing Pleurotus green mould diseases in Central Europe. Folia Microbiol. (Praha). 2013. Vol. 58. P. 325333. https://doi.org/10.1007/s12223-012-0214-6
37 Innocenti G., Montanari M., Righini H., Roberti R. Trichoderma species associated with green mould disease of Pleurotus ostreatus and their sensitivity to prochloraz. Plant Pathology. 2019. Vol. 68, Issue2. P. 392-398.
38 Al-Ani B.M., Owaid M.N., Al-Saeedi S.S.S. Fungal interaction between Trichoderma spp. and Pleurotus ostreatus on the enriched solid media with licorice Glycyrrhiza glabra root extract. Acta Ecologica Sinica. 2018. Vol. 38, Issue 3. P. 268-273. https://doi.org/10.1016/j.chnaes.2017.08.001
