CC BY
20
Химия растительного сырья. 2023. №2. С. 97-105. DOI: 10.14258/jcprm.20230212366
УДК 581.192.2
ВЫДЕЛЕНИЕ, ХИМИЧЕСКАЯ И ПРОСТРАНСТВЕННАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА КИСЛЫХ ПОЛИСАХАРИДОВ НЕКОТОРЫХ РАСТЕНИЙ ФЛОРЫ СИБИРИ, ОБЛАДАЮЩИХ ИММУНОТРОПНОЙ АКТИВНОСТЬЮ
© Е.И. Гулина", С.В. Кривощеков, Д.А. Исаков, М.В. Белоусов
Сибирский государственный медицинский университет, Московский тракт, 2, Томск, 634050 (Россия), e-mail: e.gulina1@gmail.com
Растительные полисахариды обладают широким спектром биологической активности, в том числе проявляют иммунотропный эффект, степень и величина которого зависит как от состава, так и от пространственной структуры макромолекулы. Из корневищ аира болотного (Acorus calamus L.), надземной части василька ложнопятнистого (Centaurea pseudomaculosa Dobrocz.), травы болиголова пятнистого (Conium maculatum L.) и листьев березы повислой (Betulapéndula Roth.) выделены экстракцией подкисленным водным раствором (рН=3) и охарактеризованы кислые полисахариды (КПС). Для всех образцов определено содержание общих углеводов (>90%), уроновых кислот (24.5653.70%) и незначительное количество примесных веществ (белок и нуклеиновые кислоты 0.81-1.02 и 0.016-0.035% соответственно); молекулярно-массовое распределение (Mn, Mw). Структурные особенности исследованы с помощью физико-химических и инструментальных методов, таких как УФ- и ИК-спектроскопия, реакция с конго красным и сканирующая электронная микроскопия. Полисахариды аира болотного, болиголова пятнистого и березы повислой обладают структурой тройной спирали и объемной ультраструктурой, полисахариды василька ложнопятнистого характеризуется отсутствием тройной спирали и аморфной ультраструктурой.
Ключевые слова: кислые полисахариды, иммунотропная активность, структурная характеристика.
Введение
В настоящее время возрастает интерес к изучению группы растительных полисахаридов (РПС) и проявляемой ими иммунотропной активности [1]. Это обусловлено тем, что подавляющее большинство РПС являются биосовместимыми, биоразлагаемыми и относительно нетоксичными соединениями, они не вызывают значимых побочных эффектов, что является существенным преимуществом для применения их в качестве иммуномодуляторов по сравнению с полисахаридами микробного и синтетического происхождения [25]. В ходе многочисленных исследований установлено, что РПС способны влиять на работу иммунной системы, не только активируя иммунные клетки (Т, В-лимфоциты, макрофаги и натуральные киллеры), но и воздействуя с системой комплемента. Молекулы РПС способны инициировать иммунный ответ посредством связывания с рецепторами на поверхности макрофагов (Toll-like receptor 4 (TLR4), CD14, complement receptor 3 (CR3), scavenger receptor (SR), mannose receptor (MR), Dectin-1) [3].
Ввиду сложности и гетерогенности химической структуры полисахаридов для ее определения используется комплекс физико-химических методов, позволяющих установить состав и соотношение моносахарид--- ных остатков, степень полимеризации, точки ветв-
Гулина Екатерина Игоревна - ассистент кафедры
фармацевтического анализа, e-mail: e.gulina1@gmail.com ления и пр°с1ранственную структуру [2, 5, 6]. Кривощеков Сергей Владимирович - доцент кафедры Установлено, что каждая из характеристик вносит
фармацевтического анализа, e-mail: ksv_tsu@maü.ra значительный вклад в формирование активности
Исаков Денис Александрович - аспирант, e-mail: den.isakov.1998@mail.ru
полисахаридов, в том числе в их иммуномодули-
Белоусов Михаил Валерьевич - заведующий кафедрой рующте стойства [7-9]. Известю, что ВЬК0К0М0-
фармацевтического анализа, e-mail: mvb63@mail.ru лекулярные полисахариды (>100 кДа) обладают
* Автор, с которым следует вести переписку.
более выраженной иммуномодулирующей активностью [10]. Наличие моносахаридных остатков глюкозы, галактозы, арабинозы и маннозы также может быть тесно связано с иммуномодулирующей активностью [7, 10]. Также известно о вкладе остатков уроновых кислот в формирование иммунотропной активности [11]. Кроме этого, известно, что иммуностимулирующая активность глюканов тесно связана со структурой трой -ной спирали [8], главный вклад в формирование которой вносят гликозидные, меж- и внутримолекулярные водородные связи [8, 12]. Для характеристики пространственной структуры применяются различные методы: спектрофотометрия продуктов реакции с конго красным, метод классической молекулярной динамики, атомно-силовая микроскопия, сканирующая электронная микроскопия, спектроскопия кругового дихроизма, рентгеноструктурный анализ и дифференциальная сканирующая калориметрия, среди которых наиболее информативными являются спектрофотометрия с конго красным и сканирующая электронная микроскопия [2, 8].
В ранее проведенных исследованиях [13-16] установлено наличие иммунотропной активности различной степени для полисахаридов ряда растений флоры России, таких как аир болотный (Acorus calamus L.), василек ложнопятнистый (Centaurea pseudomaculosa Dobrocz.), болиголов пятнистый (Conium maculatum L.) и береза повислая (Betula péndula Roth.). Показано, что полисахариды, выделенные из этих растений, способны оказывать NO-стимулирующее действие на перитонеальные макрофаги сравнимое, а для некоторых образцов значительно превышающее, NO-стимулирующую активность эталонного липопо-лисахарида. Однако на данный момент взаимосвязь между третичной структурой и функциональной активности полисахаридов до конца не изучена.
Цель исследования - сравнительное изучение химического состава и пространственной структуры кислых полисахаридов (КПС), выделенных из корневищ с корнями аира болотного (Acorus calamus L.), надземной части василька ложнопятнистого (Centaurea pseudomaculosa Dobrocz.), болиголова пятнистого (Conium maculatum L.) и листьев березы повислой (Betula pendula Roth.), проявивших иммунотропную активность различной степени в эксперименте in vitro.
Экспериментальная часть
Растительный материал. Корневища аира болотного (Acorus calamus L.) заготовлены в окрестностях Томска в сентябре-октябре 2021 г., надземные части василька ложнопятнистого (Centaurea pseudomaculosa Dobrocz.), трава болиголова пятнистого (Conium maculatum L.) и листья березы повислой (Betula pendula Roth.) заготовлены в окрестностях Томска в 2021 г. в фазу цветения.
Методика выделения кислых полисахаридов из сырья. КПС выделяли из измельченного сырья с помощью экстракции при нагревании на кипящей водяной бане, экстрагент - вода очищенная, подкисленная хлористоводородной кислотой до рН=3, из сконцентрированных под вакуумом экстрактов КПС осаждали спиртом этиловым 96% (1 : 3) и очищали методом диализа и лиофильно высушивали (рис. 1). Выход определяли гравиметрическим методом [17].
Общие аналитические методы. Суммарное содержание углеводов и уроновых кислот определяли фенол-серным методом и его модификацией в пересчете на глюкозу и галактуроновую кислоту соответственно [18, 19]. Для определения примеси белка использовали метод Лоури В (с предварительным осаждением белка) [17]. Примесь нуклеиновых кислот определяли методом Спирина [17]. Спектрофотометрические исследования проводили в кварцевых кюветах 10 мм на спектрофотометре СФ-2000 (ОКБ-Спектр, Россия). ИК-спектры записывали в дисках с KBr на приборе ИК-Фурье спектрометр ФСМ-2201 («Инфраспек», Россия) в интервале 4000-400 см-1. Для характеристики молекулярно-массового распределения использовали метод эксклюзионной хроматографии (хроматограф Ultímate 3000 с рефрактометрическим детектором RI-101 (Dionex, Thermo, Германия), подвижная фаза - 0.01 М раствор натрия нитрата; 0.1% натрия азид в воде, колонка - Ultrahydrogel 250 7.8*300 мм, 250 Á, (Waters, США), объем пробы - 10 мкл, скорость потока -0.5 мл/мин, температура термостата колонки - 30 °С). Для расчета значений среднемассовой (Mw) и средне-численной (Mn) молекулярных масс использовали стандартные образцы пуллуланов (lot. Pulkitsa-10 Mp 342708000 Da, PSS GmbH) и декстранов (1000-670000 Da, Fluka). Пространственную (тройную) структуру определяли с помощью спектрофотометрического метода по реакции с конго красным (КК) [8]. Конго красный способен специфически связываться с полисахаридами, обладающими структурой тройной спирали, образование комплекса вызывает батохромный сдвиг максимума поглощения в сравнении с максимумом поглощения чистого конго красного. С увеличением концентрации раствора щелочи происходит разрушение меж-
и внутримолекулярных водородных связей, обусловленное превращением спирали в линейную молекулу, сопровождающееся снижением максимума поглощения. Для этого смешивали 1 мл образца полисахарида (1 мг/мл) с 1 мл КК (80 мкмоль/л) и добавляли раствор NaOH (2 моль/л) до достижения концентрации от 0.0 до 0.5 моль/л (шаг 0.05 моль/л). Строили график зависимости максимума поглощения комплекса ПС+КК от концентрации NaOH.
Ультраструктуру молекул определяли методом сканирующей электронной микроскопии. Исследование выполнено в МИНОЦ «Урановая геология» при отделении геологии Инженерной школы природных ресурсов НИ ТПУ. Изучение образцов выполняли на сканирующем электронном микроскопе Hitachi S-3400N («Hitachi», Япония) с энергодисперсионным спектрометром Bruker XFlash® 5010 для проведения рентгеноспектрального анализа. Образец полисахарида наносили на углеродную ленту, закрепленную на алюминиевом предметном столике, после чего производили напыление проводящим покрытием (Au-Pt). Изучение проводили в режиме высокого вакуума при ускоряющем напряжении 5 кВ, для получения изображений использован детектор вторичных электронов. Снимки делались при увеличениях 3000х и 10000х крат. Обработку спектров проводили в программном пакете «OriginPro 2019b».
Результаты и обсуждение
Полученные кислые полисахариды представляли собой порошки от белого до светло-коричневого цвета. Выход КПС можно охарактеризовать следующей зависимостью: КПС АБ > КПС БерП > КПС БолП > КПС ВЛ. Все образцы характеризуются высоким значением общих углеводов (>90 %), содержанием уроновых кислот от 24.56 до 53.70% с небольшими примесями белка (около 1%) и нуклеиновых кислот (0.016-0.035%).
Подробная характеристика полученных кислых полисахаридов представлена в таблице и рисунке 2.
На рисунке 3 представлен спектр поглощения исследуемых полисахаридов в ультрафиолетовой и видимой областях. В области от 260 до 280 нм для всех образцов наблюдается значительное поглощение, что свидетельствует о наличии примеси белка и нуклеиновых кислот [20]. Полученные данные соответствуют проведенному химическому анализу.
Согласно данным ИК-спектроскопии (рис. 4), во всех образцах наблюдается широкая интенсивная полоса поглощения в области 3600-3200 см-1, обусловленная валентным колебания О-Н группы, и полосы поглощения около 2936-2916 см-1, характерные для валентных и деформационных колебаний С-H в углеводных кольцах [21].
Рис. 1. Схема выделения кислых полисахаридов
Характеристика кислых полисахаридов, полученных из аира болотного, василька ложнопятнистого, болиголова пятнистого и березы повислой (± - стандартное отклонение, п=3)
Образцы КПС
Показатель Аир болотный Василек лож- Болиголов пятни- Береза повислая
(АБ) нопятнистый (ВЛ) стый (БолП) (БерП)
Выход, % 3.40±0.12 0.97±0.50 1.54±0.23 2.52±0.66
Общие углеводы, % 99.83±3.07 91.25±1.21 93.25±2.47 98.60±4.09
Уроновые кислоты, % 53.70±0.25 42.75±1.23 24.56±0.35 36.76±0.65
Белок, % 1.02±0.03 0.81±0.01 0.95±0.06 0.89±0.04
Нуклеиновые кислоты, % 0.016±0.001 0.035±0.002 0.027±0.003 0.030±0.006
Молекулярно-массовые характеристики
М*т, Да по пуллуланам 107700 172200 113800 654600
по декстранам 95350 155520 101950 610200
Мп, Да по пуллуланам 14850 22120 12570 90200
по декстранам 12090 18370 10220 79960
Рис. 2. Хроматограммы изучаемых полисахаридов (а) и градуировочная зависимость, построенная: Ь - по пуллуланам, с - по декстранам
КПС АБ КПС ВЛ КПС БолП КПС БерП
400 500 600 700
Длина волны (нм)
200
300
800
Рис. 3. Ультрафиолетовый спектр
Рис. 4. Инфракрасный спектр
Полосы поглощения при 1740 см-1 подтверждают наличие С-О валентных колебаний [10]. Полосы поглощения в области от 1645-1607 см-1 соответствуют симметричным и ассиметричным валентным колебаниям С-О в СООН группе, что указывает на наличие уроновых кислот [22]. Область 1431-1364 и 12711246 см-1 можно отнести к валентным колебаниям С-Н и деформационным колебаниям С-О связей в остатках галактуроновой кислоты [23]. Область поглощения 1082-1020 см-1 соответствует С-О-Н и С-О-С валентным колебаниям [24], а полосы при 887 и 846 см-1 свидетельствуют о наличие р-гликозидной связи между моносахаридами. Малоинтенсивный сигнал при 819 см-1 может быть связан с наличием в молекуле небольшого числа остатков, связанных а-гликозидной связью [25]. Таким образом, ИК-спектроскопия образцов изучаемых КПС позволяет предполагать в структуре значительного числа остатков моносахаридов, связанных р-гликозидной связью.
На рисунке 5 представлены графики зависимости положения максимума поглощения комплекса КПС+КК от концентрации гидроксида натрия в растворе. Наблюдается сдвиг максимума поглощения в длинноволновую область при прибавлении раствора №ОН для образцов кислых полисахаридов КПС АБ, КПС БолП и КПС БерП, что может свидетельствовать о наличии тройной спирали [26-28].
В качестве раствора сравнения использовали крахмал, который является линейной молекулой и не вызывает сдвиг максимума поглощения, что показывает отсутствие тройной спирали. Для образца КПС ВЛ, аналогично крахмалу, не наблюдается сдвига максимума поглощения, следовательно, он не обладает структурой тройной спирали [28].
Фотографии сканирующей электронной микроскопии КПС, изображенные на рисунке 6, отображают пространственную морфологию образцов. На рисунке 6а поверхность КПС АБ представлена агломератами, состоящими из более мелких округлых частиц, кроме этого еще присутствуют большие округлые гранулы похожие на включения а-гликанов [29]. КПС ВЛ (рис. 6Ь) представляют собой аморфные агрегаты с шероховатой поверхностью [30], КПС БолП (рис. 6с) - агрегаты с неровной поверхностью, состоящие из нескольких единиц [30]. КПС БерП (рис. 6ф - волокна и полосы многократно наложенные друг на друга. Полисахариды с высокой молекулярной массой обладают способностью образовывать межмолекулярные водородные связи, в то время как низкомолекулярные более склонны к образованию водородных связей с молекулами воды [29].
Л 495 -
£
К
8 490 -
■ Конго красный КК+КПС АБ КК+КПС В Л КК+КПС БолП КК+КПС БерП КК+Крахмал
Концентрация ЫаОН (моль/л)
Рис. 5. Зависимость максимума поглощения от концентрации №ОН
Рис. 6. Сканирующая электронная микроскопия
Результаты микроскопии показывают, что полученные кислые полисахариды различны по ультраструктуре. Образцы, полученные из аира, болиголова и березы, представляют собой объемные структуры, пространственное строение которых может быть обусловлено внутримолекулярными связями и структурой тройной спирали молекулы, а образец василька, обладающий аморфной структурой, не обладает конфигурацией тройной спирали, что подтверждают результаты анализа с конго красным.
Заключение
В результате получены образцы кислых полисахаридов, охарактеризован их химический состав: общие углеводы содержатся в большом количестве во всех образцах (>90%), содержание уроновых кислот составило от 24.56 до 53.07%, установлено присутствие незначительного количества примеси белка (около 1%) и нуклеиновых кислот (от 0.016 до 0.035%). Оценка молекулярно-массовых характеристик изучаемых кислых полисахаридов с использованием калибровочных зависимостей, построенных по стандартным образцам пуллуланов и декстранов, показала высокую полидисперсность всех образцов. По результатам ИК-спектроскопии установлено наличие в структуре моносахаридных остатков, связанных а- и р-гликозидными связями. По результатам спектрофотометрии продуктов комплексообразования КПС с конго красным и сканирующей электронной микроскопии установлено наличие структуры тройной спирали и объемной ультраструктуры для полисахаридов, полученных из аира, болиголова и березы, а КПС василька характеризуются аморфной поверхностью и отсутствием структуры тройной спирали.
Список литературы
1. Wainwright C.L., Teixeira M.M., Adelson D.L., Buenz E.J., David B., Glaser K.B., Harata-Lee Y., Howes M.R., Izzo A.A., Maffia P., Mayer A.M., Mazars C., Newman D.J., Nic Lughadha E., Pimenta A.M., Parra J.A., Qu Z., Shen H., Spedding M., Wolfender J.L. Future directions for the discovery of natural product-derived immunomodulat-ing drugs: an IUPHAR positional review // Pharmacological research. 2022. Vol. 177. Article 106076. DOI: 10.1016/j.phrs.2022.106076.
2. Meng Y., Lyu F., Xu X., Zhang L. Recent Advances in Chain Conformation and Bioactivities of Triple-Helix Polysaccharides // Biomacromolecules. 2020. Vol. 21. N5. Pp. 1653-1677. DOI: 10.1021/acs.biomac.9b01644.
3. Yin M., Zhang Y., Li H. Advances in Research on Immunoregulation of Macrophages by Plant Polysaccharides // Frontiers in immunology. 2019. Vol. 10. Article 145. DOI: 10.3389/fimmu.2019.00145.
4. Singh D., Rajput A., Bhatia A., Kumar A., Kaur H., Sharma P., Kaur P., Singh S., Attri S., Buttar H.S., Singh B., Arora S. Plant-based polysaccharides and their health functions // Functional Foods in Health and Disease. 2021. Vol. 11. N4. Pp. 179-200. DOI: 10.31989/ffhd.v11i5.773.
5. Barbosa J.R., de Carvalho Junior R.N. Polysaccharides obtained from natural edible sources and their role in modulating the immune system: Biologically active potential that can be exploited against COVID-19 // Trends in food science & technology. 2021. Vol. 108. Pp. 223-235. DOI: 10.1016/j.tifs.2020.12.026.
6. Asker M.S., Kady E.M., Mahmoud M.G. New trends of the polysaccharides as a drug // World Journal of Agriculture and Soil Science. 2019. Vol. 3. 000572. DOI: 10.33552/WJASS.2019.03.000572.
7. Shen C.Y., Jiang J.G., Li M.Q., Zheng C.-Y., Zhu W. Structural characterization and immunomodulatory activity of novel polysaccharides from Citrus aurantium Linn. variant amara Engl // Journal of Functional Foods. 2017. Vol. 35. Pp. 352-362. DOI: 10.1016/j.jff.2017.05.055.
8. Guo X., Kang J., Xu Z., Guo Q., Zhang L., Ning H., Cui S. W. Triple-helix polysaccharides: Formation mechanisms and analytical methods // Carbohydrate polymers. 2021. Vol. 262. Article 117962. DOI: 10.1016/j.car-bpol.2021.117962.
9. Ferreira S.S., Passos C.P., Madureira P., Vilanova M., Coimbra M.A. Structure-function relationships of immunostim-ulatory polysaccharides: A review // Carbohydrate polymers. 2015. Vol. 132. Pp. 378-396. DOI: 10.1016/j.car-bpol.2015.05.079.
10. Li C., Dong Z., Zhang B., Huang Q., Liu G., Fu X. Structural characterization and immune enhancement activity of a novel polysaccharide from Moringa oleifera leaves // Carbohydrate polymers. 2015. Vol. 234. Article 115897. DOI: 10.1016/j.carbpol.2020.115897.
11. Корж А.П., Гурьев А.М., Белоусов М.В., Юсубов М.С. Определение содержания уроновых кислот в полисахаридах мать-и-мачехи, клевера, девясила // Химия растительного сырья. 2011. №4. С. 259-264.
12. Wang Q., Sheng X., Shi A., Hu H., Yang Y., Liu L., Fei L., Liu H. P-Glucans: Relationships between Modification, Conformation and Functional Activities // Molecules. 2017. Vol. 22. N2. P. 257. DOI: 10.3390/molecules22020257.
13. Lopatina K.A., Safonova E.A., Nevskaya K.V., Stakheeva M.N., Gur'ev A.M., Zueva E.P., Razina T.G., Amosova E.N., Krylov S.G., Belousov M.V. Effect of Acorus calamus L. Polysaccharide on CD274 and CD326 Expression by Lewis Lung Carcinoma Cells in Mice // Bulletin of experimental biology and medicine. 2017. Vol. 164. N1. Pp. 102-105. DOI: 10.1007/s10517-017-3934-4.
14. Ligacheva A.A., Sherstoboev E.Y., Danilets M.G., Trofimova E.S., Krivoshchekov S.V., Gur'ev A.M., Bulgakov T.V., Kudashkina N.V., Miroshnichenko A.G., Belousov M.V. Study of Immunotropic Properties of Water-Soluble Polysaccharides Isolated from Conium maculatum Grass. // Bulletin of experimental biology and medicine. 2020. Vol. 170. N2. Pp. 203-206. DOI: 10.1007/s10517-020-05033-y.
15. Ligacheva A.A., Danilets M.G., Trofimova E.S., Belsky Y.P., Belska N.V., Zyuz'kov G.N., Zhdanov V.V., Ivanova A.N., Guriev A.M., Belousov M.V., Yusubov M.S., Dygai A.M. Signaling events during macrophage activation with Betula pendula roth pectic polysaccharides // Bulletin of experimental biology and medicine. 2014. Vol. 156. N4. Pp. 465-469. DOI: 10.1007/s10517-014-2375-6.
16. Ligacheva A.A., Danilets M.G., Trofimova E.S., Sherstoboev E.Y., Zhdanov V.V., Guriev A.M., Belousov M.V., Yusubov M.S., Korzh A.P., Krivoshchekov S.V., Dygai A.M. Effects of Water-Soluble Polysaccharides with Different Chemical Structure, Isolated from Acorus calamus L. and Trifolium pratense L., on Nitric Oxide Production: A Screening Study // Bulletin of experimental biology and medicine. 2016. Vol. 160. N3. Pp. 330-335. DOI: 10.1007/s10517-016-3163-2.
17. Государственная фармакопея Российской Федерации, XIV издания. М., 2018. URL: https://femb.ru/record/phar-macopea14.
18. Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F.A. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Analytical Chemistry. 1956. Vol. 28. N3. Pp. 350-356. DOI: 10.1021/ac60111a017.
19. Scott R.L. Colorimetric determination of Hexuronic acids in plant materials // Analytical Chemistry. 1979. Vol. 51. Pp. 936-941. DOI: 10.1021/ac50043a036.
20. Song Y., Wen P., Hao H., Zhu M., Sun Y., Zou Y., Requena T., Huang R., Wang H. Structural Features of Three Hetero-Galacturonans from Passiflora foetida Fruits and Their in Vitro Immunomodulatory Effects // Polymers. 2020. Vol. 12. N3. P. 615. DOI: 10.3390/polym12030615.
21. Song Y., Zhu M., Hao H., Deng J., Li M., Sun Y., Yang R., Wang H., Huang R. Structure characterization of a novel polysaccharide from Chinese wild fruits (Passiflora foetida) and its immune-enhancing activity // International journal of biological macromolecules. 2019. Vol. 136. Pp. 324-331. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2019.06.090.
22. Zhang J., Chen M., Wen C., Zhou J., Gu J., Duan Y., Zhang H., Ren X., Ma H. Structural characterization and im-munostimulatory activity of a novel polysaccharide isolated with subcritical water from Sagittaria sagittifolia L. // International Journal of Biological Macromolecules. 2019. Vol. 133. Pp. 11-20. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2019.04.077.
23. Ровкина К.И., Кривощеков С.В., Гурьев А.М., Юсубов М.С., Белоусов М.В. Водорастворимые полисахариды травы люцерны посевной Medicago sativa (Fabaceae) флоры Красноярского края // Химия растительного сырья. 2017. №2. С. 57-64. DOI: 10.14258/jcprm.2017021231.
24. Wu M., Feng H., Song J., Chen L., Xu Z., Xia W., Zhang W. Structural elucidation and immunomodulatory activity of a neutral polysaccharide from the Kushui Rose (Rosa setate x Rosa rugosa) waste // Carbohydrate polymers. 2020. Vol. 232. Article 115804. DOI: 10.1016/j.carbpol.2019.115804.
25. Zhu Z.Y., Pan L.C., Han D., Sun H.Q., Chen L.J. Structural properties and antioxidant activities of polysaccharide from fruit bodies of Pholiota nameko // Natural product research. 2019. Vol. 33. N11. Pp. 1563-1569. DOI: 10.1080/14786419.2017.1423308.
26. Khatua S., Acharya K. Influence of extraction parameters on physico-chemical characters and antioxidant activity of water soluble polysaccharides from Macrocybe gigantea (Massee) Pegler & Lodge // Journal of food science and technology. 2016. Vol. 53. N4. Pp. 1878-1888. DOI: 10.1007/s13197-015-2145-0.
27. Nurmamat E., Xiao H., Zhang Y., Jiao Z. Effects of Different Temperatures on the Chemical Structure and Antitumor Activities of Polysaccharides from Cordyceps militaris // Polymers. 2018. Vol. 10. N4. P. 430. DOI: 10.3390/polym10040430.
28. Cao C., Huang Q., Zhang B., Li C., Fu X. Physicochemical characterization and in vitro hypoglycemic activities of polysaccharides from Sargassum pallidum by microwave-assisted aqueous two-phase extraction // International Journal of Biological Macromolecules. 2018. Vol. 109. Pp. 357-368. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2017.12.096.
29. Tan M., Chang S., Liu J., Li H., Xu P., Wang P., Wang X., Zhao M., Zhao B., Wang L., Zhao Q. Physicochemical Properties, Antioxidant and Antidiabetic Activities of Polysaccharides from Quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) Seeds // Molecules. 2020. Vol. 25. N17. Article 3840. DOI: 10.3390/molecules25173840.
30. Fimbres-Olivarría D., López-Elías J.A., Carvajal-Millán E., Márquez-Escalante J.A., Martínez-Córdova L.R., Miranda-Baeza A., Enríquez-Ocaña F., Valdéz-Holguín J.E., Brown-Bojórquez F. Navicula sp. Sulfated Polysaccharide Gels Induced by Fe(III): Rheology and Micro structure // International journal of molecular sciences. 2016. Vol. 17. N8. Article 1238. DOI: 10.3390/ijms17081238.
Поступила в редакцию 24 декабря 2022 г.
После переработки 15 февраля 2023 г.
Принята к публикации 1 марта 2023 г.
Для цитирования: Гулина Е.И., Кривощеков С.В., Исаков Д.А., Белоусов М.В. Выделение, химическая и пространственная характеристика кислых полисахаридов некоторых растений флоры Сибири, обладающих иммуно-тропной активностью // Химия растительного сырья. 2023. №2. С. 97-105. DOI: 10.14258/jcprm.20230212366.
104
E.H. ry^HHA, C.B. Kphbo^ekob, ^,.Ä. Hcäkob, M.B. BE.noycoB
Gulina Ye.I.*, Krivoshchekov S.V., Isakov D.A., Belousov M.V. ISOLATION, CHEMICAL AND SPATIAL CHARACTERIZATION OF ACIDIC POLYSACCHARIDES FROM SOME PLANTS OF SIBERIAN FLORA WITH IMMUNOTROPIC ACTIVITY
Siberian State Medical University, Moskovskiy trakt, 2, Tomsk, 634050 (Russia), e-mail: e.gulina1@gmail.com
Plant polysaccharides have a wide range of biological activity, including an immunotropic effect, the degree and magnitude of which depends on the composition and tertiary structure of the macromolecule. Acidic polysaccharides (APS) were isolated by extraction with an acidic aqueous solution (pH=3) and characterized From the rhizomes of Acorus calamus L., the aerial part of Centaurea pseudomaculosa Dobrocz., the herb Conium maculatum L., and the leaves ofBetulapendula Roth. The content of total carbohydrates was determined for all samples (>90%), uronic acids (24.56-53.70%) and a small amount of impurity substances (protein and nucleic acids 0.81-1.02% and 0.016-0.035%, respectively); molecular weight distribution (Mn, Mw). Structural features were studied using physicochemical and instrumental methods, such as UV and IR spectroscopy, reaction with Congo red, and scanning electron microscopy. The polysaccharides of Acorus calamus, Conium maculatum, and Betula pendula have a triple-helical conformation and bulky ultrastructure; the polysaccharides of Centaurea pseudomaculosa are characterized by the absence of a triple-helical conformation and an amorphous ultrastructure.
Keywords: acid polysaccharides, immunotropic activity, structural characteristics.
References
1. Wainwright C.L., Teixeira M.M., Adelson D.L., Buenz E.J., David B., Glaser K.B., Harata-Lee Y., Howes M.R., Izzo A.A., Maffia P., Mayer A.M., Mazars C., Newman D.J., Nic Lughadha E., Pimenta A.M., Parra J.A., Qu Z., Shen H., Spedding M., Wolfender J.L. Pharmacological research, 2022, vol. 177, article 106076. DOI: 10.1016/j .phrs.2022.106076.
2. Meng Y., Lyu F., Xu X., Zhang L. Biomacromolecules, 2020, vol. 21, no. 5, pp. 1653-1677. DOI: 10.1021/acs.bi-omac.9b01644.
3. Yin M., Zhang Y., Li H. Frontiers in immunology, 2019, vol. 10, article 145. DOI: 10.3389/fimmu.2019.00145.
4. Singh D., Rajput A., Bhatia A., Kumar A., Kaur H., Sharma P., Kaur P., Singh S., Attri S., Buttar H.S., Singh B., Arora S. Functional Foods in Health and Disease, 2021, vol. 11, no. 4, pp. 179-200. DOI: 10.31989/ffhd.v11i5.773.
5. Barbosa J.R., de Carvalho Junior R.N. Trends in food science & technology, 2021, vol. 108, pp. 223-235. DOI: 10. 1016/j .tifs.2020. 12.026.
6. Asker M.S., Kady E.M., Mahmoud M.G. World Journal of Agriculture and Soil Science, 2019, vol. 3, 000572. DOI: 10.33552/WJASS.2019.03.000572.
7. Shen C. Y., Jiang J.G., Li M.Q., Zheng C.-Y., Zhu W. Journal of Functional Foods, 2017, vol. 35, pp. 352-362. DOI: 10.1016/j.jff.2017.05.055.
8. Guo X., Kang J., Xu Z., Guo Q., Zhang L., Ning H., Cui S.W. Carbohydrate polymers, 2021, vol. 262, article 117962. DOI: 10.1016/j.carbpol.2021.117962.
9. Ferreira S.S., Passos C.P., Madureira P., Vilanova M., Coimbra M.A. Carbohydrate polymers, 2015, vol. 132, pp. 378396. DOI: 10.1016/j.carbpol.2015.05.079.
10. Li C., Dong Z., Zhang B., Huang Q., Liu G., Fu X. Carbohydrate polymers, 2015, vol. 234, article 115897. DOI: 10.1016/j.carbpol.2020.115897.
11. Korzh A.P., Gur'yev A.M., Belousov M.V., Yusubov M.S. Khimiya Rastitel'nogoSyr'ya, 2011, no. 4, pp. 259-264. (in Russ.).
12. Wang Q., Sheng X., Shi A., Hu H., Yang Y., Liu L., Fei L., Liu H. Molecules, 2017, vol. 22, no. 2, p. 257. DOI: 10.3390/molecules22020257.
13. Lopatina K.A., Safonova E.A., Nevskaya K.V., Stakheeva M.N., Gur'ev A.M., Zueva E.P., Razina T.G., Amosova E.N., Krylov S.G., Belousov M.V. Bulletin of experimental biology and medicine, 2017, vol. 164, no. 1, pp. 102-105. DOI: 10.1007/s10517-017-3934-4.
14. Ligacheva A.A., Sherstoboev E.Y., Danilets M.G., Trofimova E.S., Krivoshchekov S.V., Gur'ev A.M., Bulgakov T.V., Kudashkina N.V., Miroshnichenko A.G., Belousov M.V. Bulletin of experimental biology and medicine, 2020, vol. 170, no. 2, pp. 203-206. DOI: 10.1007/s10517-020-05033-y.
15. Ligacheva A.A., Danilets M.G., Trofimova E.S., Belsky Y.P., Belska N.V., Zyuz'kov G.N., Zhdanov V.V., Ivanova A.N., Guriev A.M., Belousov M.V., Yusubov M.S., Dygai A.M. Bulletin of experimental biology and medicine, 2014, vol. 156, no. 4, pp. 465-469. DOI: 10.1007/s10517-014-2375-6.
16. Ligacheva A.A., Danilets M.G., Trofimova E.S., Sherstoboev E.Y., Zhdanov V.V., Guriev A.M., Belousov M.V., Yusubov M.S., Korzh A.P., Krivoshchekov S.V., Dygai A.M. Bulletin of experimental biology and medicine, 2016, vol. 160, no. 3, pp. 330-335. DOI: 10.1007/s10517-016-3163-2.
17. Gosudarstvennaya farmakopeya Rossiyskoy Federatsii, XIV izdaniya. [State Pharmacopoeia of the Russian Federation, XIV edition]. Moscow, 2018. URL: https://femb.ru/record/pharmacopea14. (in Russ.).
18. Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F.A. Analytical Chemistry, 1956, vol. 28, no. 3, pp. 350356. DOI: 10.1021/ac60111a017.
19. Scott R.L. Analytical Chemistry, 1979, vol. 51, pp. 936-941. DOI: 10.1021/ac50043a036.
20. Song Y., Wen P., Hao H., Zhu M., Sun Y., Zou Y., Requena T., Huang R., Wang H. Polymers, 2020, vol. 12, no. 3, p. 615. DOI: 10.3390/polym12030615.
* Corresponding author.
bblflkhehhe, xhmhheckafl h npoctpahctbehhafl xapaktephcthka
105
21. Song Y., Zhu M., Hao H., Deng J., Li M., Sun Y., Yang R., Wang H., Huang R. International journal of biological macromolecules, 2019, vol. 136, pp. 324-331. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2019.06.090.
22. Zhang J., Chen M., Wen C., Zhou J., Gu J., Duan Y., Zhang H., Ren X., Ma H. International Journal of Biological Macromolecules, 2019, vol. 133, pp. 11-20. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2019.04.077.
23. Rovkina K.I., Krivoshchekov S.V., Gur'yev A.M., Yusubov M.S., Belousov M.V. KhimiyaRastitel'nogo Syr'ya, 2017, no. 2, pp. 57-64. DOI: 10.14258/jcprm.2017021231. (in Russ.).
24. Wu M., Feng H., Song J., Chen L., Xu Z., Xia W., Zhang W. Carbohydrate polymers, 2020, vol. 232, article 115804. DOI: 10.1016/j.carbpol.2019.115804.
25. Zhu Z.Y., Pan L.C., Han D., Sun H.Q., Chen L.J. Natural product research, 2019, vol. 33, no. 11, pp. 1563-1569. DOI: 10.1080/14786419.2017.1423308.
26. Khatua S., Acharya K. Journal of food science and technology, 2016, vol. 53, no. 4, pp. 1878-1888. DOI: 10.1007/s13197-015-2145-0.
27. Nurmamat E., Xiao H., Zhang Y., Jiao Z. Polymers, 2018, vol. 10, no. 4, p. 430. DOI: 10.3390/polym10040430.
28. Cao C., Huang Q., Zhang B., Li C., Fu X. International Journal ofBiological Macromolecules, 2018, vol. 109, pp. 357368. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2017.12.096.
29. Tan M., Chang S., Liu J., Li H., Xu P., Wang P., Wang X., Zhao M., Zhao B., Wang L., Zhao Q. Molecules, 2020, vol. 25, no. 17, article 3840. DOI: 10.3390/molecules25173840.
30. Fimbres-Olivarría D., López-Elías J.A., Carvajal-Millán E., Márquez-Escalante J.A., Martínez-Córdova L.R., Miranda-Baeza A., Enríquez-Ocaña F., Valdéz-Holguín J.E., Brown-Bojórquez F. International journal of molecular sciences, 2016, vol. 17, no. 8, article 1238. DOI: 10.3390/ijms17081238.
Received December 24, 2022 Revised February 15, 2023 Accepted March 1, 2023
For citing: Gulina Ye.I., Krivoshchekov S.V., Isakov D.A., Belousov M.V. Khimiya Rastitel'nogo Syr'ya, 2023, no. 2, pp. 97-105. (in Russ.). DOI: 10.14258/jcprm.20230212366.
