CC BY
16
УДК 574.24+615.916
А.В. Егорова, А.Ф. Гатиятуллина, Т.Б. Калинникова
Институт проблем экологии и недропользования АН РТ, tbkalinnikova@gmail.com
ВОЗМОЖНАЯ РОЛЬ РЕЦЕПТОРОВ ДОФАМИНА DOP-1, DOP-2 И DOP-3 В МОДУЛЯЦИИ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ ПОЧВЕННОЙ НЕМАТОДЫ Caenorhabditis elegans К ТОКСИЧЕСКОМУ ДЕЙСТВИЮ
ИОНОВ СВИНЦА
Проведено изучение возможной роли рецепторов дофамина DOP-1, DOP-2 и DOP-3 в модуляции чувствительности почвенной нематоды Caenorhabditis elegans к токсическому действию нитрата свинца. Эксперименты проводили с нематодами четырех линий: линия дикого типа N2 и мутантные линии LX636 (dop-1 (vs101)X), LX702 (dop-2(vs105)V), LX703 (dop-3 (vs106)X) с нуль-мутациями одного из генов рецепторов дофамина (dop-1, dop-2 и dop-3 соответственно). Нуль-мутации генов рецепторов дофамина DOP-2 и DOP-3 не вызывали достоверных изменений устойчивости поведения C. elegans к действию Pb(NO3)2 в концентрации 0.25-1.0 мМ. Нуль-мутация гена рецептора DOP-1 повышала чувствительность поведения C. elegans к ионам Pb2+ в течение 30-120-минутной экспозиции к токсиканту. Введение в среду инкубации дофамина в концентрации 8 мМ не оказывало существенного влияния на поведение C. elegans, но снижало чувствительность нематод линий с мутациями генов dop-1 и dop-3 к Pb(NO3)2. Дофамин в концентрации 4 мМ не оказывал достоверного влияния на локомоцию C. elegans всех четырех линий как сам по себе, так и при добавлении в среду с нитратом свинца. Нарушения моторной программы плавания у dop-1 мутантов могут быть следствием пониженного содержания эндогенного ацетилхолина в моторных нейронах в результате недостаточной DOP-1 дофаминергиче-ской трансмиссии. Снижение чувствительности dop-1 и dop-3 мутантов к Pb(NO3)2 при введении в среду инкубации 8мМ дофамина свидетельствует о том, что у C. elegans этих линий чувствительность к дофамину сохраняется.
Ключевые слова: Caenorhabditis elegans; ионы свинца; рецепторы дофамина.
DOI: https://doi.Org/10.24852/2411-7374.2023.1.69.75
Введение
Свинец является загрязнителем окружающей среды, оказывающим негативное влияние на организмы человека и животных. В отличие от других тяжелых металлов, свинец не принимает участия в биологических процессах. Негативное действие свинца на организм определяется его способностью замещать двухвалентные катионы, в первую очередь Ca2+ и Zn2+, в биологических молекулах (Akinyemi et al., 2019; Lidsky Schneider, 2003; Jaishankar et al., 2014). Одним из механизмов токсического действия свинца на организмы животных является нарушение функций нервной системы. Действие свинца на нервную систему приводит к повреждению и гибели нейронов, изменению секреции нейромедиаторов и чувствительности рецепторов. Свинец подавляет Ca^-зависимое высвобождение ацетилхолина и дофамина (Sabbar et al., 2018; Sanders et al., 2009; Valko et al., 2005). Известно негативное действие свинца на дофаминергическую систему, которое проявляется в гибели дофаминергических нейро-
нов и изменении чувствительности рецепторов дофамина (Lidsky, Schneider, 2003; Sabbar et al., 2018). Хронические инъекции свинца снижают уровень эндогенного дофамина в головном мозге крыс. При этом у крыс наблюдались нарушения локомоции и координации движений (Sanders et al., 2009). В культуре дофаминергических нейронов свинец вызывал некроз клеток и, в меньшей степени, апоптоз. У крысят, питавшихся молоком матерей, которых поили водой, содержащей ацетат свинца, нарушались функции рецепторов дофамина (Lidsky, Schneider, 2003).
Сложность организации нервной системы человека и животных затрудняет интерпретацию результатов токсикологических исследований. Удобным модельным организмом для изучения действия токсикантов на организмы Metazoa является свободноживущая почвенная нематода Caenorhabditis elegans. У этой нематоды отсутствуют орган внешнего дыхания и циркуляторная система, что позволяет изучать действие токсических веществ и лекарственных препаратов не-
посредственно на нервную систему, состоящую всего из 302 нейронов. В эксперименте можно использовать большое количество нематод одного возраста благодаря простоте выращивания C. elegans в лаборатории, высокой плодовитости и короткому жизненному циклу (Brenner, 1974; Chen et al., 2013). Проводившиеся ранее исследования действия ионов Pb2+ на организм C. elegans выявили высокую чувствительность нематод к этому токсиканту. Ацетат свинца вызывал снижение уровня эндогенного дофамина у C. elegans линии дикого типа N2 и гибель дофаминергиче-ских нейронов (Akinyemi et al., 2019; Wang, Xing, 2008). Действие ионов Pb2+ на C. elegans проявляется в нарушении функции AFD сенсорных нейронов, контролирующих термотаксис (Chen et al., 2013). Нитрат свинца оказывает негативное влияние на локомоцию нематод и их способность к ассоциативному обучению (Akinyemi et al., 2019; Wang, Xing, 2008; Zhang et al., 2010). У нематод линии CB1112 (cat-2(e1112 )II), у которых нарушен синтез дофамина (Akinyemi et al., 2019), понижена, по сравнению с нематодами линии дикого типа N2, чувствительность к действию Pb(NO3)2 (Егорова и др., 2022). В организме C. elegans выявлено четыре типа рецепторов дофамина (Chase et al., 2004; Pandey, Harbinder, 2012; Pandey et al., 2012; Vidal-Gadea, Pierce-Shimomura, 2012).
Целью настоящей работы явилось изучение участия рецепторов DOP-1, DOP-2 и DOP-3 в регуляции чувствительности локомоции C. elegans к действию нитрата свинца.
Объекты и методы исследования
Эксперименты проводили с молодыми половозрелыми нематодами. В работе использовали четыре линии Caenorhabditis elegans: линия дикого типа N2 и мутантные линии LX636 (dop-1(vs101)X), LX702 (dop-2(vs105)V), LX703 (dop-3(vs106)X) с нуль-мутациями одного из генов рецепторов дофамина (dop-1, dop-2 и dop-3 соответственно). Все линии были получены из Caenorhabditis Genetics Center.
C. elegans выращивали при 22°C в чашках Петри со стандартной средой выращивания нематод, содержащей 3 г/л NaCl, 17 г/л бактоагар, 2.5 г/л бактопептон, 5 мг/л холестерин, 1 мМ CaCl2, 1 мМ MgSO4, 25 мМ калийфосфатный буфер (pH 6.0) (Brenner, 1974). На среду выращивания высевали E. coli 0P50 для питания нематод (Brenner, 1974). Эксперименты проводили в NG буфере (3 г/л NaCl, 1 мМ CaCl2, 1 мМ MgSO4, 25 мМ калий-фосфатный буфер (pH 7.0)) (Brenner, 1974). Для каждого эксперимента нематод смывали с поверхности агара, переносили в стеклянную цен-
трифужную пробирку объемом 10 мл и отмывали от среды выращивания, бактерий и экзометаболи-тов. Для этого в пробирку добавляли 10 мл NG буфера. После оседания нематод на дно пробирки супернатант удаляли и вновь добавляли 10 мл NG буфера. В третий раз нематод отмывали 85 мМ
^а.
Эксперименты проводили при 22°С. Нематод, подготовленных для эксперимента, рассаживали по одной особи в стеклянные стаканчики с нитратом свинца, дофамином и NG буфером. Конечный объем среды инкубации - 1 мл. В экспериментах фиксировали нарушения моторной программы плавания С. elegans, индуцированного механическим стимулом. Эти нарушения проявлялись в отсутствии способности поддерживать плавание в течение 10 секунд после стимула. Нарушения ло-комоции фиксировали через 30, 60, 90 и 120 минут при помощи стереоскопического микроскопа SMZ-05. Эксперименты проводили в четырех по-вторностях, для каждой концентрации свинца и в контрольном варианте использовали 30 нематод.
Статистическую обработку проводили с использованием углового преобразования Фишера ф*.
Результаты и их обсуждение
Для проверки предположения о возможности регуляции устойчивости организма С. elegans к негативному действию ионов РЬ2+ активацией рецепторов дофамина DOP-1, DOP-2 и DOP-3 были проведены эксперименты с нематодами линии дикого типа N2 и мутантных линий LX636 (dop-1^101)Х), LX702 (сОр-2^Ю5)У) и LX703 (сОр-3(vs106)X) с нуль-мутациями генов рецепторов дофамина DOP-1, DOP-2 и DOP-3 соответственно. В этих экспериментах сравнивалась устойчивость поведения к токсическому действию нитрата свинца у нематод линии N2 и мутантных линий в контрольных экспериментах и при введении в среду экзогенного дофамина.
Двухчасовая инкубация нематод в NG буфере без нитрата свинца и/или дофамина при 22°С не вызывала нарушений моторной программы плавания. В таблице приведены результаты экспериментов, в которых сравнивалась устойчивость поведения к токсическому действию нитрата свинца нематод линии дикого типа N2 и трех мутантных линий. Эти результаты показывают, что нуль-мутации генов рецепторов дофамина DOP-2 и DOP-3 не вызывают достоверных изменений устойчивости поведения С. elegans к действию РЬ(КОэ)2 в концентрации 0.25-1.0 мМ. В то же время следствием нуль-мутации гена рецептора DOP-1 является значительное повышение чув-
70
российский журннл прним экологии
Таблица. Чувствительность линий C. elegans N2, dop-1, dop-2 и dop-вк Pb(NO)2 Table. The sensitivity of C. elegans strains N2, dop-1, dop-2 and dop-3 to Pb(NOJ2
Условия эксперимента Experimental conditions Доля нематод с нормальным поведением The percentage of nematodes with coordinated swimming, %%
30 мин 30 min 60 мин 60 min 90 мин 90 min 120 мин 120 min
Линия N2 / N2 strain
0.25 мМ Pb(NO3)2 100 100 96.9±3.1 90.6±3.1
0.5 мМ Pb(NO3)2 100 96.9±3.1 84.4±3.1 81.3±3.6
1 мМ Pb(NO3)2 96.9±3.1 78.1±3.1 75.0±5.1 68.7±3.6
дофамин 8 мМ / dopamine 8 mM 96.9±3.1 96.9±3.1 93.8±3.6 81.3±3.6
0.25 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 0.25 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 100 100 87.5±5.8
0.5 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 0.5 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 100 93.8±3.6 81.3±3.6
1 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 1 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 100 78.1±3.1 65.6±3.1
Линия dop-1 / dop-1 strain
0.25 мМ Pb(NO3)2 78.1±6.0 68.8±8.9 65.6±8.4 59.4±8.9
0.5 мМ Pb(NO3)2 62.5±8.5 59.4±8.7 50.0±8.8 46.9±8.8
1 мМ Pb(NO3)2 59.4±8.7 63.1±8.5 43.8±8.7 40.6±8.7
дофамин 8 мМ / dopamine 8 mM 100 96.9±3.1 90.6±6.0 90.6±6.0
0.25 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 0.25 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 96.9±3.1 93.8±3.6 81.3±3.6 81.3±3.6
0.5 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 0.5 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 90.6±3.1 84.4±6.0 75±5.1 75±5.1
1 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 1 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 84.4±6.0 81.3±6.8 68.8±3.6 68.8±3.6
Линия dop-2 / dop-2 strain
0.25 мМ Pb(NO3)2 100 100 90.6±3.1 87.5±5.1
0.5 мМ Pb(NO3)2 100 96.9±3.1 84.4±3.1 78.1±3.1
1 мМ Pb(NO3)2 100 90.6±6.0 78.1±7.9 71.9±3.1
дофамин 8 мМ / dopamine 8 mM 100 100 96.9±3.1 93.8±3.6
0.25 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 0.25 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 100 93.8±3.6 90.6±3.1
0.5 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 0.5 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 96.9±3.1 84.4±3.1 78.1±3.1
1 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 1 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 96.9±3.1 81.3±3.6 75±5.1
Линия dop-3 / dop-3 strain
0.25 мМ Pb(NO3)2 100 93.8±3.6 93.8±3.6 90.6±3.1
0.5 мМ Pb(NO3)2 100 87.5±5.8 78.1±6.0 75.0±5.1
1 мМ Pb(NO3)2 100 78.1±7.9 62.5±8.8 56.3±6.3
дофамин 8 мМ / dopamine 8 mM 100 100 96.9±3.1 96.9±3.1
0.25 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 0.25 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 100 100 100
0.5 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 0.5 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 100 100 87.5±5.8
1 мМ Pb(NO3)2 + дофамин 8 мМ / 1 мМ Pb(NO3)2 + dopamine 8 mM 100 100 93.8±3.6 75.0±5.1
ствительности поведения C. elegans к ионам РЬ2+. проявляющееся в уменьшении доли особей с нормальным поведением в течение 30-120-минутной экспозиции к токсиканту.
Введение в среду инкубации дофамина в концентрации 8 мМ не оказывало существенного влияния на поведение C. elegans, но снижало чувствительность нематод линий с мутациями генов -1 и dop-3 к РЬ^03)2 (табл.). Дофамин в кон-
центрации 4 мМ не оказывал достоверного влияния на локомоцию C. elegans всех четырех линий как сам по себе, так и при добавлении в среду с нитратом свинца (данные не показаны).
В организме C. elegans дофамин принимает участие в регуляции нейрональных функций и таких форм поведения, как локомоция, восприятие информации о пище, откладка яиц, дефекация, обучение и память (Chase et al., 2004; Pandey, Har-
binder, 2012; Pandey et al., 2012; Sawin et al., 2000; Schafer, Kenyon, 1995; Xu et al., 2021). Действие дофамина на поведение и физиологическое состояние организма C. elegans осуществляется активацией нескольких типов рецепторов, которые являются трансмембранными белками, сопряженными с G-белками. У C. elegans выявлено четыре типа рецепторов дофамина. DOP-1 и DOP-4 относятся к D1 рецепторам, а DOP-2 и DOP-3 являются D2 рецепторами. D1 рецепторы экспрес-сируются не только в нейронах, но и в других клетках (мышцы, клетки глии и др.). D2 рецепторы экспрессируются только в нервных клетках и выполняют роль нейрорегуляторов. У нематод рецептор DOP-2 является ауторецептором, функционирующим в цепи отрицательной обратной связи (Chase et al., 2004; Vidal-Gadea, Pierce-Schi-momura, 2012; Pandey, Harbinder, 2012; Pandey et al., 2012; Xu et al., 2021). Известно, что активация D1 и D2 рецепторов дофамина вызывает антагонистические эффекты на клеточном уровне. Связывание дофамина с D1 рецепторами усиливает активность аденилатциклазы и, как следствие, повышает уровень цАМФ. Активация D2 рецепторов, напротив, приводит к ингибированию аде-нилатциклазы и снижению уровня цАМФ. Таким образом, D1 и D2 рецепторы конкурентно регулируют уровень цАМФ в организме, что позволяет использовать дофамин для эффективного контроля поведения. Это особенно важно для модификации поведения при резком изменении окружающей среды (Chase et al., 2004; Pandey, Harbinder, 2012; Pandey et al., 2012).
Одна из главных функций дофамина у беспозвоночных заключается в регуляции локомоции. Дофамин замедляет скорость движения у улиток; у пиявок и моллюсков дофамин подавляет плавание в воде и индуцирует ползание по твердому субстрату; дофамин снижает локомоторные ритмы у миног, крабов и Danio rerio (Sawin et al., 2000; Vidal-Gadea, Pierce-Shimomura, 2012). D1 рецепторы регулируют частоту и амплитуду изгибов тела при движении C. elegans в средах с разной вязкостью (Vidal-Gadea, Pierce-Shimomura, 2012). Известно участие дофамина в замедлении и полном прекращении движения нематод при их контакте с пищей (так называемый basal slowing response) (Chase et al., 2004; Pandey et al., 2012; Vidal-Gadea, Pierce-Shimomura, 2012). У мутантов dop-3 замедление движения при контакте с пищей отсутствует, в то время как у мутантов dop-1 и dop-2 эта форма поведения не отличалась от поведения нематод линии дикого типа N2. У C. elegans дикого типа, dop-1 и dop-2 мутантов дофамин в концентрации 30 мМ вызывал полный паралич.
При этой же концентрации дофамина 65% мутантов dop-3 сохраняли способность к локомоции (Chase et al., 2004). DOP-1 участвует в подавлении локомоции в период линьки модулируя секрецию нейропептида сна FLP-11 интернейроном RIS (Xu et al., 2021).
Помимо контроля локомоции дофамин участвует в модуляции чувствительности нематод к внешним воздействиям. D1 и D2 рецепторы модулируют избегание аверсивных и аттрактивных химических стимулов в противоположных направлениях (Wang et al., 2014). Рецептор DOP-3 необходим для избегания растворимых репеллентов (Pandey et al., 2012). У мутантов dop-3 снижена скорость избегания 2-нонанона по сравнению с мутантами dop-1 и dop-2 (Kimura et al., 2010). Показано, что нейролептики могут модулировать локомоторный ответ C. elegans на тактильный стимул. У мутантов dop-1, dop-2 и dop-3 этот ответ слабее, чем у нематод линии N2. В присутствии рисперидона ослабление ответа на тактильный стимул отмечалось только у dop-3 мутантов. Арипипразол ослаблял локомоторный ответ у мутантов dop-1 и dop-2, но не у dop-3 (Osuna-Luque et al., 2018). Дофамин в концентрациях 0.5-1.0 мМ повышает теплоустойчивость поведения C. elegans линии дикого типа N2, а в концентрациях 7.5-15.0 мМ, напротив, вызывает ее снижение. У мутантов dop-1 повышена, по сравнению с нематодами линии дикого типа N2 и мутантами dop-3, устойчивость локомоции к действию температуры 36°C (Калинникова и др., 2018).
Приведенные в этой работе результаты показывают, что мутация гена dop-1 повышает чувствительность плавания нематод, индуцированного механическим стимулом, к действию Pb(NO3)2 в концентрации 0.25-1.0 мМ. Коэкспрес-сия генов dop-1 и dop-3 происходит во многих нейронах C. elegans, включая холинергические моторные нейроны (Chase et al., 2004; Vidal-Ga-dea, Pierce-Shimomura, 2012). Рецептор DOP-3 необходим для начальной фазы движения, его действие кратковременно. Рецептор DOP-1 модулирует ритм плавания на протяжении длительного времени (Xu et al., 2021). В организмах нематод линии дикого типа N2 свинец может подавлять активность тирозингидроксилазы - ключевого фермента синтеза дофамина и, как следствие, нарушать синтез дофамина дофаминергическими нейронами (Akinyemi et al., 2019). Известно, что дофамин может модулировать скорость секреции ацетилхолина холинергическими моторными нейронами AVA, AVB, AVD и PVC, входящими в нейронную сеть, осуществляющую локомоцию нематод (Chase et al., 2004; Han et al., 2015; Jospin
72
российский журннл приклнднопэкологии
et al., 2009). Нарушения моторной программы плавания у dop-1 мутантов в наших экспериментах могут быть следствием пониженного содержания эндогенного ацетилхолина в моторных нейронах в результате недостаточной DOP-1 до-фаминергической трансмиссии. Снижение чувствительности dop-1 и dop-3 мутантов к Pb(NO3)2 при введении в среду инкубации 8мМ дофамина свидетельствует о том, что у C. elegans этих линий чувствительность к дофамину сохраняется. В этом случае экзогенный дофамин повышает скорость секреции ацетилхолина моторными нейронами, что приводит к уменьшению ошибок моторной программы плавания. Следует иметь в виду, что дофамин регулирует функции нервной системы C. elegans как сравнительно быстрыми изменениями состояния нейронов, так и экспрессией генов. В последнем случае поведение нематод изменяется в течение нескольких часов после введения дофамина в организм (Suo, Ishiura, 2013). Продолжительность наших экспериментов (до 120 минут) недостаточна для выявления эффектов экзогенного дофамина, связанных с экспрессией генов в нейронах. Для выяснения возможной роли индукции дофамином экспрессии генов в модуляции чувствительности C. elegans к токсическому действию Pb(NO3)2 необходимы дополнительные исследования.
Список литературы
1. Егорова А.В., Гатиятуллина А.Ф., Калинникова Т.Б. Токсическое действие нитрата свинца на дофаминергиче-скую систему Caenorhabditis elegans линий N2 и CB1112 // Тенденции развития науки и образования. 2022. №91, ч. 6. С. 148-154. doi: 10.18411/trnio-11-2022-318.
2. Калинникова Т.Б., Колсанова Р.Р., Белова Е.Б., Хакимо-ва Д.М., Гайнутдинов М.Х., Шагидуллин Р.Р. О возможной роли рецепторов дофамина DOP-1 и DOP-3 в регуляции теплоустойчивости поведения Caenorhabditis elegans Maupas // Самарский научный вестник. 2018. Т. 7, № 2. С. 63-68. doi:10.17816/snv201872112.
3. Akinyemi A J., Miah M.R., Ijomone O.M., Tsatsakisc A., Soares F.A.A., Tinkov A.A., Skalny A.V., Venkataramani V., Aschner M. Lead (Pb) exposure induced neurotoxicity in Caenorhabditis elegans: involvement of the dopamine transporter // Toxicology reports. 2019. Vol. 6. P. 833-840. https://doi. org/10.1016/j.toxrep.2019.08.001.
4. Brenner S. The genetics of Caenorhabditis elegans // Genetics. 1974. Vol. 77. P. 71-94. https://doi.org/10.1093/genet-ics/77.1.71.
5. Chase D.L., Pepper J.S., Koelle M.R. Mechanism of extra-synaptic dopamine signaling in Caenorhabditis elegans // Nature Neuroscience. 2004. Vol. 7. P. 1096-1103. doi: 10.1038/nn1316.
6. Chen P., Martinez-Finley E.J., Bomhorst J., Chakraborty S., Aschner M. Metal-induced neurodegeneration in C. elegans // Frontiers in aging neuroscience. 2013. Vol. 5. P. 1-11. https://doi. org/10.3389/fnagi.2013.00018.
7. Han B., Bellemer A., Koelle M.R. An evolutionary conserved switch in response to GABA affects development and behavior of the locomotor circuit of Caenorhabditis elegans //
Genetics. 2015. V. 199. P. 1159-1172. https://doi.org/10.1534/ genetics.114.173963.
8. Jaishankar M., Tseten T., Anbalagan N., Mathew B.B., Beeregowda K.N. Toxicity, mechanism and health effects of some heavy metals // Interdisciplinary toxicology. 2014. Vol. 7. P. 60-72. doi: 10.2478/intox-2014-0009.
9. Jospin M., Qi Y.B., Stawicki T.M., Boulin T., Schuske K R., Horvitz H.R., Bessereau J.-L., Jorgensen E.M., Jin Y. A neuronal acetylcholine receptor regulates the balance of muscle excitation and inhibition in Caenorhabditis elegans // PLoS Biology. 2009. Vol. 7. P. e1000265. https://doi.org/10.1371/journal. pbio.1000265.
10. Kimura K.D., Fujita K., Katsura I. Enhancement of odor avoidance regulated by dopamine signaling in Caenorhabditis elegans // The Journal of neuroscience. 2010. Vol. 30. P. 1636516375. doi:10.1523/JNEUR0SCI.6023-09.2010.
11. Lidsky T.I., Schneider J.S. Lead neurotoxicity in children: basic mechanisms and clinical correlates // Brain. 2003. Vol. 126. P. 5-19. doi: 10.1093/brain/awg014.
12. Osuna-Luque J., Rodriguez-Ramos A., Gamez-del-Estal M. del Mar, Ruiz-Rubio M. Behavioral mechanisms that depend on dopamine and serotonin in Caenorhabditis elegans interact with the antipsychotics risperidone and aripiprazole // Journal of experimental neuroscience. 2018. Vol. 12. P. 1-11. doi: 10.1177/1179069518798628.
13. Pandey P., Harbinder S. The Caenorhabditis elegans D2-like dopamine receptor DOP-2 physically interacts with GPA-14, a Gai subunit // Journal of molecular signaling. 2012. Vol. 7. P. 1-10i doi: 10.1186/1750-2187-7-3.
14. Pandey P., Mersha M.D., Dhillon H.S. A synergistic approach towards understanding the functional significance of dopamine receptor interactions // Journal of molecular signaling. 2012. V. 7. P. 1-8. doi: 10.1186/1750-2187-8-13.
15. Sabbar M., Delaville C., De Deurwaerdere P., Lakh-dar-Ghazal N., Benazzouz A. Lead-induced atypical Parkin-sonism in rats: behavioral, electrophysiological, and neuro-chemical evidence for a role of noradrenaline depletion // Frontiers in neuroscience. 2018. Vol. 12. Article 173. doi: 10.3389/ fnins.2018.00173.
16. Sanders T., Liu Y., Buchner V., Tchounwou P.B. Neuro-toxic effects and biomarkers of lead exposure: A review // Reviews on environmental health. 2009. Vol. 24. P. 15-45. https:// doi.org/10.1515/reveh.2009.24.1.15.
17. Sawin E.R., Ranganathan, R., Horvitz. H.R. C.elegans locomotory rate is modulated by the environment through a do-paminergic pathway and by experience through a serotonergic pathway // Neuron. 2000. Vol. 26. P. 619-631. doi: 10.1016/ s0896-6273(00)81199-x.
18. Schafer W.R., Kenyon S. A calcium-channel homologue required for adaptation to dopamine and serotonin in Caenorhabditis elegans // Nature. 1995. Vol. 375. P. 73-78. doi: 10.1038/375073a0.
19. Suo S., Ishiura S. Dopamine modulates acetylcholine release via octopamine and CREB signaling in Caenorhabditis elegans // PLoS ONE. 2013. Vol. 8. P. e72578. doi: 10.1371/journal. pone.0072578.
20. Valko M., Morris H., Cronin M.T.D. Metals, toxicity and oxidative stress // Current medicinal chemistry. 2005. Vol. 12. P. 1161-1208. https://doi.org/10.2174/0929867053764635.
21. Vidal-Gadea A.G., Pierce-Shimomura J.T. Conserved role of dopamine in the modulation of behavior // Communicative & integrative biology. 2012. Vol. 5. P. 440-447. doi: 10.4161/cib.20978
22. Wang D., Xing X. Assessment of locomotion behavioral defects induced by acute toxicity from heavy metal exposure in nematode Caenorhabditis elegans // Journal of environmental sciences. 2008. Vol. 20. P. 1132-1137. doi: 10.1016/s1001-
0742(08)62160-9.
23. Wang D., Yu Y., Li Y., Wang Y., Wang D. Dopamine receptors antagonistically regulate behavioral choice between conflicting alternatives in C. elegans // PLoS ONE. 2014. Vol. 9. P. e115985. doi: 10.1371/journal.pone.0115985.
24. Xu Y., Zhang L., Liu Y., Topalidou I., Hassinan C., Ail-ion M., Zhao Z, Wang T., Chen Z., Bai J. Dopamine receptor DOP-1 engages a sleep pathway to modulate swimming in C. elegans // iScience. 2021. Vol. 24. P. 102247. doi: 10.1016/j. isci.2021.102247.
25. Zhang Y., Ye B., Wang D. Effects of metal exposure on associative learning behavior in nematode Caenorhabditis elegans // Archives of environmental contamination and toxicology. 2010. Vol. 59. P. 129-136. https://doi.org/10.1007/s00244-009-9456-y.
References
1. Egorova A.V., Gatiyatullina A.F., Kalinnikova T.B. Toksicheskoe deistvie nitrata svintsa na dophaminergicheskuyu sistemu Caenorhabditis elegans linij N2 i CB1112 [Toxic action of lead nitrate on dopaminergic system of Caenorhabditis elegans strains N2 and CB1112] // Tendentsii Razvitiya nauki i Obrazo-vaniya [Trends in Development of Science and Education]. 2022. No 91, p. 6. P. 148-154. doi: 10.18411/trnio-11-2022-318.
2. Kalinnikova T.B., Kolsanova R.R., Belova E.B., Khaki-mova D.M, Gainutdinov M.Kh., Shagidullin R.R. O vozmozhnoi roli receptorov dophamina DOP-1 i DOP-3 v regulyatsii teplous-toichivosti povedeniya Caenorhabditis elegans Maupas [The possible role of dopamine receptors DOP-1 and DOP-3 in regulation of behavior thermotolerance of Caenorhabditis elegans Maupas] // Samarskij Nauchnyi Vestnik [Samara Scientific Bulletin]. 2018. Vol. 7, No 2. P. 63-68. doi:10.17816/snv201872112
3. Akinyemi A J., Miah M.R., Ijomone O.M., Tsatsakisc A., Soares F.A.A., Tinkov A.A., Skalny A.V., Venkataramani V., Aschner M. Lead (Pb) exposure induced neurotoxicity in Caenorhabditis elegans: involvement of the dopamine transporter // Toxicology reports. 2019. Vol. 6. P. 833-840. https://doi. org/10.1016/j.toxrep.2019.08.001.
4. Brenner S. The genetics of Caenorhabditis elegans // Genetics. 1974. Vol. 77. P. 71-94. https://doi.org/10.1093/genet-ics/77.1.71.
5. Chase D.L., Pepper J.S., Koelle M.R. Mechanism of extrasynaptic dopamine signaling in Caenorhabditis elegans // Nature Neuroscience. 2004. Vol. 7. P. 1096-1103. doi: 10.1038/ nn1316.
6. Chen P., Martinez-Finley E.J., Bomhorst J., Chakraborty S., Aschner M. Metal-induced neurodegeneration in C. elegans // Frontiers in aging neuroscience. 2013. Vol. 5. P. 1-11. https://doi. org/10.3389/fnagi.2013.00018.
7. Han B., Bellemer A., Koelle M.R. An evolutionary conserved switch in response to GABA affects development and behavior of the locomotor circuit of Caenorhabditis elegans // Genetics. 2015. Vol. 199. P. 1159-1172. https://doi.org/10.1534/ genetics.114.173963.
8. Jaishankar M., Tseten T., Anbalagan N., Mathew B.B., Beeregowda K.N. Toxicity, mechanism and health effects of some heavy metals // Interdisciplinary toxicology. 2014. Vol. 7. P. 60-72. doi: 10.2478/intox-2014-0009.
9. Jospin M., Qi Y.B., Stawicki T.M., Boulin T., Schuske K R., Horvitz H.R., Bessereau J.-L., Jorgensen E.M., Jin Y. A neuronal acetylcholine receptor regulates the balance of muscle excitation and inhibition in Caenorhabditis elegans // PLoS Biology. 2009. Vol. 7. P. e1000265. https://doi.org/10.1371/ journal.pbio.1000265.
10. Kimura K.D., Fujita K., Katsura I. Enhancement of odor avoidance regulated by dopamine signaling in Caenorhabditis
elegans // The Journal of neuroscience. 2010. Vol. 30. P. 1636516375. doi:10.1523/JNEUROSCI.6023-09.2010.
11. Lidsky T.I., Schneider J.S. Lead neurotoxicity in children: basic mechanisms and clinical correlates // Brain. 2003. Vol. 126. P. 5-19. doi: 10.1093/brain/awg014.
12. Osuna-Luque J., Rodriguez-Ramos A., Gamez-del-Estal M. del Mar, Ruiz-Rubio M. Behavioral mechanisms that depend on dopamine and serotonin in Caenorhabditis elegans interact with the antipsychotics risperidone and aripiprazole // Journal of experimental neuroscience. 2018. Vol. 12. P. 1-11. doi: 10.1177/1179069518798628.
13. Pandey P., Harbinder S. The Caenorhabditis elegans D2-like dopamine receptor DOP-2 physically interacts with GPA-14, a Gai subunit // Journal of molecular signaling. 2012. Vol. 7. P. 1-10! doi: 10.1186/1750-2187-7-3.
14. Pandey P., Mersha M.D., Dhillon H.S. A synergistic approach towards understanding the functional significance of dopamine receptor interactions // Journal of molecular signaling. 2012. V. 7. P. 1-8. doi: 10.1186/1750-2187-8-13.
15. Sabbar M., Delaville C., De Deurwaerdere P., Lakhdar-Ghazal N., Benazzouz A. Lead-induced atypical Parkinsonism in rats: behavioral, electrophysiological, and neurochemical evidence for a role of noradrenaline depletion // Frontiers in neuroscience. 2018. Vol. 12. Article 173. doi: 10.3389/ fnins.2018.00173.
16. Sanders T., Liu Y., Buchner V., Tchounwou P.B. Neurotoxic effects and biomarkers of lead exposure: A review // Reviews on environmental health. 2009. Vol. 24. P. 15-45. https://doi.org/10.1515/reveh.2009.24.n5.
17. Sawin E.R., Ranganathan, R., Horvitz. H.R. C.elegans locomotory rate is modulated by the environment through a dopaminergic pathway and by experience through a serotonergic pathway // Neuron. 2000. Vol. 26. P. 619-631. doi: 10.1016/ s0896-6273(00)81199-x.
18. Schafer W.R., Kenyon S. A calcium-channel homologue required for adaptation to dopamine and serotonin in Caenorhabditis elegans // Nature. 1995. Vol. 375. P. 73-78. doi: 10.1038/375073a0.
19. Suo S., Ishiura S. Dopamine modulates acetylcholine release via octopamine and CREB signaling in Caenorhabditis elegans // PLoS ONE. 2013. Vol. 8. e72578. doi: 10.1371/ journal.pone.0072578.
20. Valko M., Morris H., Cronin M.T.D. Metals, toxicity and oxidative stress // Current medicinal chemistry. 2005. Vol. 12. P. 1161-1208. https://doi.org/10.2174/0929867053764635.
21. Vidal-Gadea A.G., Pierce-Shimomura J.T. Conserved role of dopamine in the modulation of behavior // Communicative & integrative biology. 2012. Vol. 5. P. 440-447. doi: 10.4161/ cib.20978
22. Wang D., Xing X. Assessment of locomotion behavioral defects induced by acute toxicity from heavy metal exposure in nematode Caenorhabditis elegans // Journal of environmental sciences. 2008. Vol. 20. P. 1132-1137. doi: 10.1016/s1001-0742(08)62160-9.
23. Wang D., Yu Y., Li Y., Wang Y., Wang D. Dopamine receptors antagonistically regulate behavioral choice between conflicting alternatives in C. elegans // PLoS ONE. 2014. Vol. 9. P. e115985. doi: 10.1371/journal.pone.0115985.
24. Xu Y., Zhang L., Liu Y., Topalidou I., Hassinan C., Ailion M., Zhao Z, Wang T., Chen Z., Bai J. Dopamine receptor DOP-1 engages a sleep pathway to modulate swimming in C. elegans // iScience. 2021. Vol. 24. P. 102247. doi: 10.1016/j. isci.2021.102247.
25. Zhang Y., Ye B., Wang D. Effects of metal exposure on associative learning behavior in nematode Caenorhabditis elegans // Archives of environmental contamination and toxicology. 2010. Vol. 59. P. 129-136. https://doi.org/10.1007/
74
российский журнал прикладной экологии
s00244-009-9456-y.
Egorova A.V., Gatiyatullina A.F., Kalinniko-va T.B. The possible role of dopamine receptors DOP-1, DOP-2 and DOP-3 in modulation of soil nematode Caenorhabditis elegans sensitivity to toxic action of lead ions.
The possible role of dopamine receptors DOP-1, DOP-2 and DOP-3 in modulation of sensitivity of soil nematode Caenorhabditis elegans to toxic action of lead nitrate was carried out. Experiments were performed with four nematodes strains, namely N2 wild type strain and mutant strains LX636 (dop-1(vs101)X), LX702 (dop-2(vs105) V), LX703 (dop-3(vs106)X) with null-mutations of single dopamine receptor gene (dop-1, dop-2 and dop-3 respectively). Null-mutations of dopamine receptors DOP-2 and DOP-3 genes did not cause any significant changes in C. elegans behavior tolerance to Pb(NO3)2 action in concentration range 0.25-1.0 mM. Null-mutation
of dopamine DOP-1 receptor gene increased the sensitivity of C. elegans behavior to Pb2+ ions during 30-120-minutes exposition to this toxicant. The addition of dopamine in concentration of 8 mM to incubation medium did not result in significant effects in C. elegans behavior but decreased the sensitivity of nematodes with mutations in dop-1 and dop-3 genes to Pb(NO3)2. Dopamine in concentration of 4 mM had not any significant effects on locomotion of C. elegans of all investigated strains either per se or along with lead nitrate. Disturbances in swimming motor program of dop-1 mutants may be a consequence of reduced endogenous acetylcholine content in motor neurons due to nonsufficient DOP-1 dopaminergic synaptic transmission. The decrease in dop-1 and dop-3 mutants sensitivity to Pb(NO3)2 action in the incubation medium with 8 mM of dopa-mine indicates that C. elegans of these strains retain the sensitivity to dopamine.
Keywords: Caenorhabditis elegans; lead ions; dopamine receptors.
Раскрытие информации о конфликте интересов: Автор заявляет об отсутствии конфликта интересов / Disclosure of conflict of interest information: The author claims no conflict of interest
Информация о статье / Information about the article
Поступила в редакцию / Entered the editorial office: 29.08.2022
Одобрено рецензентами / Approved by reviewers: 12.09.2022
Принята к публикации / Accepted for publication: 26.09.2022
Сведения об авторах
Егорова Анастасия Васильевна, младший научный сотрудник, Институт проблем экологии и недропользования АН РТ, 420087, Россия, г. Казань, ул. Даурская, 28, E-mail: egorovanastassia @gmail.com.
Гатиятуллина Алсу Фоатовна, младший научный сотрудник, Институт проблем экологии и недропользования АН РТ, 420087, Россия, г. Казань, ул. Даурская, 28, E-mail: gaf9212@gmail.com.
Калинникова Татьяна Борисовна, кандидат биологических наук, зав. лабораторией, Институт проблем экологии и недропользования АН РТ, 420087, Россия, г. Казань, ул. Даурская, 28, E-mail: tbkalinnikova@gmail.com.
Information about the authors
Anastasia V. Egorova, Junior Researcher, Research Institute for Problems of Ecology and Mineral Wealth Use of Tatarstan Academy of Sciences, 28, Daurskaya st., Kazan, 420087, Russia, E-mail: egorovanastassia @gmail.com.
Alsu F. Gatiyatullina, Junior Researcher, Research Institute for Problems of Ecology and Mineral Wealth Use of Tatarstan Academy of Sciences, 28, Daurskaya st., Kazan, 420087, Russia, E-mail: gaf9212@gmail.com.
Tatiana B. Kalinnikova, Head of the Laboratory, Research Institute for Problems of Ecology and Mineral Wealth Use of Ta-tarstanAcademy of Sciences, 28, Daurskaya st., Kazan, 420087, Russia, E-mail: tbkalinnikova@gmail.com.
IfäWW
