CC BY
16Труды ВНИРО
2020 Г. Том 182
Аквакультура
УДК 597.553.2:597-12
Возбудитель фурункулёза Aeromonas salmonicida у тихоокеанских лососей Камчатки
Е.А. Устименко, Н.В. Сергеенко
Камчатский филиал ФГБНУ «ВНИРО» («КамчатНИРО»), г. Петропавловск-Камчатский E-mail: ustimenko.e.a@kamniro.ru
Обобщены данные многолетних бактериологических исследований по изоляции и идентификации возбудителя фурункулёза Aeromonas salmonicida от тихоокеанских лососей на Камчатке. Патоген изолировали от рыб из всех обследованных водоёмов Камчатки, преимущественно, нагульно-нерестовых озер. Уровень его распространения в популяциях рыб не превышал 17%. Бактерии А. salmonicida чаще выявляли у половозрелых лососей, включая производителей на ЛРЗ. Патоген изолировали от нерки, кеты и кижуча, фиксируя, в основном, бессимптомное носительство. У чавычи возбудителя фурункулёза не регистрировали. Вирулентные свойства слабой или средней степени, по наличию фермента ДНКазы, проявили большинство выделенных бактерий. Вероятно, низкие температуры культивирования камчатских лососей являются основным сдерживающим фактором для вспышки острого фурункулёза у молоди на ЛРЗ. При попадании на завод высоковирулентного патогена у рыб возможно развитие вялотекущего заболевания без клинических признаков и с относительно низким уровнем смертности.
Ключевые слова: фурункулёз лососевых, Aeromonas salmonicida, встречаемость, вирулентность, тихоокеанские лососи.
DOI: 10.36038/2307-3497-2020-182-139-150
ВВЕДЕНИЕ
Фурункулёз — одно из наиболее известных в мире бактериальных заболеваний лососёвых, которое обычно проявляется в виде хронической или острой септицемии в зависимости от состояния здоровья, возраста и вида рыб, а также условий окружающей среды, особенно температуры [БегиоШ, 1997; Тогаиго, 2004]. Возбудителем фурункулёза является Aeromonas salmonicida эиБэр. salmonicida. Болезнь регистрируют как в естественных водоёмах,
так и в рыбоводных хозяйствах, где она может стать причиной массовой гибели рыб.
В настоящее время это заболевание широко распространено в лососёвых хозяйствах Западной Европы, Северной Америки, Японии и других странах, как в пресных, так в солоноватых и морских водах [Post, 1987; Austin, Austin, 2016]. Вспышку фурункулёза в 1967 г. зарегистрировали в форелевом хозяйстве на территории современной Украины [Зозуля и др., 1967].
В природных популяциях тихоокеанских лососей A. salmonicida встречается в Японии, Корее, США и Канаде [Nomura, 1991 a, b; Kim et al., 2011; Kipp et al., 2020], в Дальневосточном регионе России — на Сахалине [И Сун Дя, 1975; Вялова, Шкурина, 2005; Галанина, Ломакина, 2012], в Хабаровском крае [За-плечникова, Малетина, 1987].
На Камчатке бактерии A. salmonicida впервые выявили в 1989 г. у половозрелой кеты из Берингова моря с язвенными поражениями кожи, а в 1990 г. у кижуча из р. Быстрая (западное побережье) с аналогичными признаками [Wiklund et al., 1992; Сазонов и др., 1993]. С 2000 г., когда начали проводить мониторинг микрофлоры тихоокеанских лососей естественного и заводского происхождения, возбудителя фурункулёза регистрировали как у молоди, так и у половозрелых рыб [Сергеенко, 2012; Устименко, 2012].
Цель данной работы — определить уровень распространения патогена в популяциях камчатских лососей по результатам многолетних (2000-2018 гг.) бактериологических исследований и оценить степень возможного влияния возбудителя фурункулёза на объекты аквакультуры.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
С 2000 г. проводили бактериологические исследования молоди и половозрелых тихоокеанских лососей (рода Oncorhynchus): кеты O. keta, нерки O. nerka, чавычи O. tschawytscha и кижуча O. kisutch из рек Паратунка, Ава-ча, Большая и оз. Большой Вилюй. Здесь
расположены 5 камчатских лососёвых рыбоводных заводов (ЛРЗ): Паратунский экспериментальный (ПЭЛРЗ), Кеткино (КЛРЗ), Озерки (ОЛРЗ), Малкинский (МЛРЗ) и Ви-люйский (ВЛРЗ). Тихоокеанские лососи, нерестящиеся в этих водоёмах, как правило, используются и для заводского воспроизводства (далее — производители). Производителей обследовали непосредственно при закладке икры на ЛРЗ, кроме того, исследовали состояние здоровья подращиваемой молоди (табл. 1, 2).
В 2004-2018 гг. исследовали молодь и половозрелых нерку и кижуча из оз. Азабачье (восточное побережье Камчатки), нерку из оз. Начикинское и Курильское (западное побережье Камчатки), в 2006-2012 гг. — половозрелую нерку из оз. Дальнее (восточное побережье Камчатки) (табл. 1, 2).
Всего бактериологическими методами исследовали 13598 экз. тихоокеанских лососей разных возрастных групп, из них половозрелых лососей — 5886 экз., подращиваемой молоди из ЛРЗ — 5672 экз., молоди из естественных водоёмов — 2040 экз.
Молодь рыб из естественных водоёмов отлавливали мальковым неводом, половозрелых — плавной жаберной сетью. На ЛРЗ пробы от производителей брали на рыбоводном стане одновременно с оплодотворением икры для воспроизводства, а молодь — из выростных бассейнов. Отбор проводили методом случайных выборок: от 30 до 60 экз., в отдельных случаях — от 2 до 20 экз.
Таблица 1. Количество половозрелых тихоокеанских лососей, обследованных в 2000-2018 гг. Половозрелые лососи
Водоёмы -
нерка кета кижуч чавыча всего
р. Большая_1160*_431*_30_494*_2115
р. Паратунка_34_321*_153*_-_508
р. Авача_71_363*_86_2_522
оз. Курильское 711 - - - 711
оз. Азабачье 775 - 6 - 781
оз. Начикинское 793 - - - 793
оз. Дальнее 205 - - - 205
оз. Большой Вилюй - 30 221 - 251
Всего 3749 1145 496 496 5886
* В том числе, отобранные на ЛРЗ. 140
Таблица 2. Количество молоди тихоокеанских лососей разного происхождения, обследованных
в 2000-2018 гг.
Молодь рыб дикая/заводская Водоёмы/ЛРЗ -
нерка кета кижуч чавыча всего
р. Большая/ОЛРЗ, МЛРЗ 155/1392 180/616 253/- 83/610 671/2618
р. Паратунка/ПЭЛРЗ 90/- 185/600 106/300 -/- 381/900
р. Авача/КЛРЗ 75/- 117/810 166/- 4/- 362/810
оз. Курильское 210/- -/- -/- -/- 210/-
оз. Азабачье 165/- -/- -/- -/- 165/-
оз. Начикинское 220/- -/- 31/- -/- 251/-
оз. Дальнее -/- -/- -/- -/- -/-
оз. Большой Вилюй/ВЛРЗ -/- -/526 -/818 -/- -/1344
Всего 915/1392 482/2552 556/1118 87/610 2040/5672
Рыб осматривали, отмечали внешние и внутренние признаки патологии. Вскрывали рыб по методам, рекомендованным отечественными и зарубежными исследователями [Лабораторный практикум..., 1983; Methods..., 1989]. Бактериологические посевы проводили из заднего отдела почек, а при наличии патологии — и из других внутренних органов и кожных поражений на универсальные питательные среды триптон-соевый агар (TSA) и триптон-соевый бульон (TSB). Посевы инкубировали при температуре 20-25 °C. Через 24-48 часов бульон TSB инокулировали на дифференциально-диагностическую среду CBBA (TSA с добавлением 0,01% бриллиантового синего) [Cipriano, Bertolini, 1988] c последующей инкубацией при тех же условиях.
На основании культуральных (наличие роста при 23-25 °C и отсутствие при 37 °C) и морфологических признаков, а также результатов тестов на цитохромоксидазу, ката-лазу, подвижность, окисление/ферментацию глюкозы, отбирали культуры, предположительно, относящиеся к виду A. salmonicida. Для дальнейшей идентификации бактерий использовали тест-систему API 20E (Биоме-рье, Франция), согласно инструкциям производителя, изменив только температуру инкубации (23-25 вместо 37 °C).
Степень вирулентности A. salmonicida проверяли косвенным методом — путём измерения зоны деполимеризации на питательной среде, содержащей ДНК, которая
проявляется вокруг бактериальной колонии под воздействием 1N раствора HCL, при продуцировании микроорганизмами фермента дезоксирибонуклеазы [Сборник инструкций..., 1998].
РЕЗУЛЬТАТЫ
Клинические признаки у рыб, инфицированных A. salmonicida
Язвенные поражения кожи различной степени — от поверхностных до проникающих в подлежащие ткани, выявили у 5 экз. лососей (4 экз. половозрелых и одного двухлетка), что составило 2,5% от всех особей, инфицированных A. salmonicida. У некоторых рыб отмечали шрамы на коже, асцит-ную жидкость в полости тела и отёчность заднего отдела почек. За весь период исследований фурункулоподобных образований и признаков геморрагической септицемии (кровоизлияний на внутренних органах и брюшных стенках) у камчатских лососей не регистрировали.
Характеристика бактерий A. salmonicida, выделенных от лососей
На универсальной среде TSA рост A. salmonicida проявлялся в виде точечных, гладких колоний кремового цвета, а на CBBA — тёмно-синих и фиолетовых. У 54% штаммов на 3-4 (иногда на 2-12) сутки регистрировали появление коричневого, диффундирующего в среду пигмента (рис. 1).
Микроорганизмы представляли собой грамотрицательные коккобациллы, размером 0,5-0,7x0,8-1,2 мкм, расположенные одиночно и парами. Они были оксидазополо-жительные, каталазоположительные, окисляли/ферментировали глюкозу с образованием кислоты, были неподвижны и не росли при 37 °C. Результаты биохимического тестирования показали отличие камчатских изолятов от эталонных штаммов [Brenner et al., 2005] по способности ферментировать сахарозу.
Вирулентные свойства, по наличию фермента дезоксирибонуклеазы, проявили большинство выделенных бактерий — зона деполимеризации составляла от 1 до 4 мм, что соответствует слабой или средней степени. Только один штамм — от производителя кеты, отобранного на ОЛРЗ в 2015 г., проявил высокую вирулентность — зона деполимеризации достигала 11 мм [Карелина, Усти-менко, 2016].
Распространение бактерий A. salmonicida у лососей Камчатки
Рыб, инфицированных возбудителем фурункулёза, регистрировали во всех обследованных водоёмах Камчатки. Чаще заражённых лососей отмечали в на-гульно-нерестовых озёрах. В реках рыб-бактерионосителей, в том числе среди заводских производителей, находили редко (табл. 3).
Патоген выявляли у половозрелой нерки, реже у кеты и в единичных случаях у кижуча — 3,8, 1,3 и 0,8%, соответственно. У чавычи Л. salmonicida не изолировали ни разу (табл. 3).
У молоди лососей бактерий Л. salmonicida за все время регистрировали трижды — у подращиваемой кеты на ОЛРЗ (1,5%), КЛРЗ (2,5%) и двухлетка кижуча из р. Авача (1,2%).
Всего за период исследований патоген изолировали от 199 рыб, что составило 1,5% от всех обследованных.
Таблица 3. Встречаемость (%) Л. salmonicida у половозрелых тихоокеанских лососей из водоёмов Камчатки, включая производителей ЛРЗ, в 2000-2018 гг.
Половозрелые лососи
нерка кета кижуч чавыча
р. Большая 0,69* 2,1* 0 0*
р. Паратунка 0 1,56* 0 -
р. Авача 0 0,28* 0 0
оз. Курильское 2,67 - - -
оз. Азабачье 11,74 - 16,67 -
оз. Начикинское 1,51 - - -
оз. Дальнее 6,34 - - -
оз. Большой Вилюй - 0 1,4* -
* Включая производителей ЛРЗ.
Бактерий A. salmonicida чаще выявляли у половозрелых рыб, чем у молоди, а встречаемость патогена среди самцов и самок существенно не отличалась (рис. 2).
Рис. 2. Соотношение лососей, инфицированных Л. salmonicida•. А — по стадии развития, Б — по полу (половозрелые)
Патогенов регистрировали у производителей на всех камчатских ЛРЗ (рис. 3). Так как в 2005-2010 гг. обследовали половозрелых нерку и чавычу только на двух ЛРЗ и не изолировали от них возбудителя фурункулёза, то этот период на рис. 3 исключили.
% 20
15
10
| ПЛРЗ | ВЛРЗ | МЛРЗ ОЛРЗ
1 1
1 II 1
1 l II II Ii
2000 2001 2002 2003 2004 2011 2015 2016 2017 2018
Рис. 3. Встречаемость (%) Л. salmonicida у производителей на ЛРЗ Камчатки в 2000-2018 гг.
В межгодовом аспекте бактерий Л. salmonicida чаще выявляли у производителей на ОЛРЗ (бассейн р. Большая) (рис. 3). На этом же заводе регистрировали и самую высокую их встречаемость, которая достигала 13,3% от выборки (2015 г.), а на других ЛРЗ — не превышала 6,7%.
ОБСУЖДЕНИЕ
У большинства обследованных рыб регистрировали, так называемую, скрытую инфекцию Л. salmonicida> при которой от-
сутствуют клинические признаки заболевания. Такие рыбы играют важную роль в передаче возбудителей, являясь резервуаром и источником инфекции. Шрамы на коже, вероятно, были связаны с травмами, а скопление асцитной жидкости и отёчность почек — с нерестовыми изменениями, часто встречающимися у лососей в этот период. Бессимптомное течение инфекции у большинства рыб может быть обусловлено достаточно низкими температурами в местах нагула и в водоёмах Камчатки (в среднем около 6-8 °C). Известно, что при температуре воды менее 11 °C патологические изменения, характерные для фурункулёза, практически не развиваются [Kipp et al., 2020]. Оптимальный температурный диапазон для этого возбудителя 22-25 °C [Brenner et al., 2005]. Многие штаммы могут расти при температуре от 20 до 37 °C, а некоторые — при 6-18 °C [Kipp et al., 2020]. Фурункулёз является одним из заболеваний, сильно зависимых от влияния факторов окружающей среды [Gudmundsdottir, 1998].
Наличие язвенных поражений кожи, отмеченных нами у 2,5% рыб, характерно для заболеваний, вызванных атипичными штаммами A. salmonicida. Атипичными называют штаммы микроорганизмов, имеющие отличия от подвида A. salmonicida sp. salmonicida, считающегося типичным, по ряду феноти-пических и биохимических признаков. Как известно, атипичный фурункулёз поражает многие виды рыб как в пресной, так и в морской воде и обычно коррелирует с изъязвлениями кожи [Wiklund, 1995; Gudmundsdottir, 1998; Lian et al., 2020]. Однако, до настоящего времени исследователи не пришли к единому мнению насчёт чётких различий механизмов заболеваний, вызванных типичными и атипичными штаммами A. salmonicida. Так, известны факты, когда атипичные штаммы вызывали классический фурункулёз и, наоборот, типичные штаммы были изолированы от рыб с поверхностными поражениями кожи [Bernoth, 1997; Gudmundsdottir, 1998; Menanteau-Ledouble et al., 2016].
По биохимическим свойствам камчатские изоляты не вполне совпадали с эталонными штаммами [Brenner et al., 2005]. Все
5
0
они отличались способностью ферментировать сахарозу. Эта особенность характерна не только для камчатских штаммов [Wiklund et al., 1992; Sergeenko, Ustimenko, 2005; Серге-енко и др., 2013], но и для других изолятов A. salmonicida азиатского побережья Тихого океана: Японии [Nomura et al., 1993], Кореи [Fryer et al., 1988; Lim, Hong, 2020], Сахалина [Вялова, Шкурина, 2005], поэтому возникла гипотеза об их общем происхождении [Wiklund et al., 1992].
Благодаря параллельным посевам на универсальную среду TSA и дифференциально-диагностическую CBBA удалось выявить и тех бессимптомных носителей, у которых концентрация патогена во внутренних органах (почках) была низкой, и на универсальной среде бактериальный рост подавлялся быстро развивающейся сапрофитной микрофлорой. На среде CBBA белок поверхностного A-слоя, который присутствует у бактерий A. salmonicida, абсорбировал белково-специфичный краситель (CBB) и колонии приобретали цвет от тёмно-синего до фиолетового, что облегчало изоляцию возбудителя из смешанных культур. Кроме этого, применение CBBA позволило выявить ахромогенные штаммы, которые не образовывали коричневый диффундирующий пигмент, таких в наших исследованиях оказалось 46%, в том числе все штаммы, выделенные от заводской молоди лососей. Появление пигмента является основной фе-нотипической характеристикой при предварительной идентификации типичных A. salmonicida subsp. salmonicida [Brenner et al., 2005]. Однако некоторые типичные штаммы его не продуцируют [Wiklund et al., 1993] либо этот процесс идёт очень медленно [Austin, Austin, 2016], поэтому без дифференциальной среды выявить их очень сложно.
Выделенные нами изоляты, кроме одного, не обладали высокой вирулентностью при тестировании на среде, содержащей ДНК, возможно потому, что они были выделены от рыб со скрытой или хронической инфекцией. Такой способ определения вирулентности штаммов считается косвенным и позволяет судить о потенциальной способности бактерий вызывать патологиче-
ский процесс. Для точного подтверждения патогенных свойств выделенных микроорганизмов необходимо проведение опытного заражения гидробионтов (биопробы). Экспериментальным путём была установлена высокая смертность (до 70%) молоди кеты при заражении через жабры штаммом A. salmonicida [Сергеенко, 2012]. Используемый для заражения штамм был выделен от производителя кеты без внешних признаков патологии на ОЛРЗ в 2002 г. Эти данные свидетельствуют о наличии в популяциях камчатских лососей высоковирулентных штаммов A. salmonicida.
Мы обнаружили патоген у заводских сеголеток кеты без признаков патологии на двух ЛРЗ. Основной путь проникновения бактериальных патогенов на камчатские ЛРЗ — с водой из базовых водоёмов [Усти-менко, 2012]. Бактерии A. salmonicida способны до нескольких недель сохраняться в водной среде и донных отложениях. Кроме того, возможна передача возбудителя от производителей через заражённую икру при отсутствии дезинфекции половых продуктов [Cipriano, Bullock, 2001]. Низкая температура воды (около 4 °C) на большинстве ЛРЗ Камчатки является сдерживающим фактором развития заболевания, поэтому даже при попадании на заводы патогена вспышка острого фурункулёза у подращиваемой молоди маловероятна, хотя возможно вялотекущее заболевание с относительно низким уровнем смертности. Так, результаты экспериментального заражения лососей показали повышенный уровень смертности при более высоких температурах воды после внутримышечных инъекций A. salmonicida. Среди инфицированных рыб, содержащихся при температуре 4 °C смертность составила 10% в течение 2 недель, а при 20 °C -100% в течение 3 дней [Groberg et al., 1978].
Изоляция A. salmonicida от «дикого» двухлетнего кижуча с язвой зарегистрирована нами в единственном случае. Выявить фурункулёз у молоди в естественных водоёмах удаётся редко, т. к. заболевание у них обычно протекает в острой форме и до 80% заболевших рыб быстро погибает [Austin, Austin, 2016].
В результате наших исследований патоген регистрировали у всех обследованных видов тихоокеанских лососей, кроме чавычи. Вероятно, распространённость A. salmonicida в популяциях этого вида рыб на Камчатке крайне низкая. Хотя чавыча является одним из видов лососей, чувствительных к инфицированию возбудителем фурункулёза [Ogut, Reno, 2005]. Встречаемость бактерий у рыб этого вида в диких и культивируемых популяциях в Великих озёрах низкая или умеренная, а смертность редкая [Kipp et al., 2020].
Средний уровень распространения A. salmonicida среди половозрелых лососей на Камчатке не превышал 17%. Больше всего рыб-бактерионосителей выявили в оз. Аза-бачье, самом мелководном из всех исследованных. Вода в нём к августу-сентябрю прогревается до 20 °C. Гидрологические особенности водоёма и большое скопление лососей в период нереста создают благоприятные условия для горизонтальной передачи патогена. Встречаемость бактерий A. salmonicida в отдельные годы здесь достигала 33% [Усти-менко, Сергеенко, 2011]. В остальных озёрах рыб-бактерионосителей было значительно меньше, не более 7% от выборки.
Встречаемость патогена у заводских производителей во время всего периода исследований была сравнительно невысокой. Штаммы A. salmonicida чаще выделяли от производителей кеты и нерки на ОЛРЗ. Эти данные свидетельствуют о наличии в бассейне р. Большая природного очага инфекции и вероятности проникновения патогена на рыбоводные заводы (МЛРЗ и ОЛРЗ), расположенные в этом районе. Причём, температура воды, используемая при инкубации рыб на МЛРЗ несколько выше, чем на других заводах (6-9 °C), и регулируется за счёт подогрева поступающей речной воды термальной. Тем
не менее, низкие температуры культивирования камчатских лососей являются основным сдерживающим фактором для развития этого заболевания у молоди на ЛРЗ.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Возбудителя фурункулёза A. salmonicida изолировали от лососей из всех обследованных водоёмов Камчатки, преимущественно, нагульно-нерестовых озёр. Уровень его распространения в популяциях рыб был невысокий — 1,2-2,5% у молоди и 0,28-16,67% у половозрелых лососей, включая производителей на ЛРЗ. В подавляющем большинстве случаев регистрировали бессимптомное носительство патогена.
Возбудителя фурункулёза выявили у кеты, нерки и кижуча. Все эти виды воспроизводят на камчатских ЛРЗ, в связи с чем необходимы мониторинговые исследования рыб для определения уровня встречаемости патогена в базовых для ЛРЗ водоёмах. Хотя вспышка острой формы фурункулёза у рыб на камчатских ЛРЗ маловероятна из-за низкой температуры воды, при попадании на завод высоковирулентного патогена у молоди лососей возможно развитие вялотекущего заболевания без клинических признаков и с относительно низким уровнем смертности (до 10%). Особенно это касается ОЛРЗ и МЛРЗ, расположенных в бассейне р. Большая, где существует природный очаг возбудителя.
Кроме этого, полученные данные по распространению A. salmonicida рекомендуем учитывать при проектировании новых рыбоводных заводов: выборе их географического расположения, источников водоснабжения, объектов разведения и параметров рыбоводного цикла, особенно температуры воды.
ЛИТЕРАТУРА
Вялова Г.П., Шкурина З.К. 2005. Микрофлора и бактериальные болезни тихоокеанских лососей естественных популяций и в аквакультуре на Сахалине. Южно-Сахалинск: СахНИРО. 120 с.
Галанина Е.В., Ломакина А.В. 2012. Исследования заболеваемости фурункулезом, вызванным инфицированием Aeromonas salmonicida, у лососевых рыб южной части острова Сахалин // Известия РАН. Сер. биол. № 5. С. 486-492.
Заплечникова Э.Н., Малетина Л. В. 1987. Эпизоотология аэромоноза тихоокеанских лососей // Паразиты и болезни морских гидробионтов: сб. науч. трудов. Мурманск: ПИНРО. С. 55-62.
Зозуля Е.А., Лодухин А.И., Лобунцов К.А. 1967. Фурункулёз палии и форели // Ветеринария. № 5. С. 73-74.
И Сун Дя З.Н. 1975. Фурункулёз лососевых // Бюллетень ВИЭВ. М. Вып. 20. С. 22-23.
Карелина К. А., Устименко Е.А. 2016. Патогенная и условно-патогенная микрофлора тихоокеанских лососей рода Oncorhynchus на ЛРЗ Камчатки в 2015 г. // Ежегодн. межрег. науч.-практ. конф. Петропавловск-Камчатский: ФГБОУ ВО «КамГУ им. Витуса Беринга». Вып. 6. С. 210-215.
Лабораторный практикум по болезням рыб. 1983. Под ред. Мусселиус В.А. М.: Лёгкая и пищевая промышленность. 295 с.
Сазонов А.А., Пугаева В.П., Линева Г.П., Зубаха C.B. 1993. Случаи фурункулёза у кеты Oncorhynchus keta и кижуча Oncorhynchus kisutch на Камчатке // Исследования биологии и динамики численности промысловых рыб Камчатского шельфа. Вып. 2. С. 230-240.
Сборник инструкций по борьбе с болезнями рыб. 1998. Под ред. Яременко Н.А. М.: Отдел маркетинга АМБ-агро. С. 114-174.
Сергеенко Н.В. 2012. Бактериологические показатели лососей в естественных водоёмах Камчатки. Ав-тореф. дис. ... канд. биол. наук. Петропавловск-Камчатский: КамчатГТУ. 23 с.
Сергеенко Н.В., Гаврюсева Т.В., Устименко Е.А., Боч-коваЕ.В., Овчаренко Л.В., Рудакова С.Л., Гриц-ких Е.А. 2013. Видовой состав патогенов и их распространение у нерки в нагульно-нерестовых озёрах Камчатки // Исследования водных биологических ресурсов Камчатки и северо-западной части Тихого океана. Вып. 29. С. 137-147.
Устименко Е.А., Сергеенко Н.В. 2011. Возбудитель фурункулёза Aeromonas salmonicida у половозрелой нерки (Oncorhynchus nerka Walbaum) из оз. Азабачье // Вопросы рыболовства. Т. 12. № 3(47). С. 576-586.
Устименко Е.А. 2012. Бактериальные инфекции у тихоокеанских лососей при искусственном воспроизводстве на Камчатке. Автореф. дис. . канд. биол. наук. Петропавловск-Камчатский: КамчатГТУ. 23 с.
Austin B., Austin D.A. 2016. Bacterial fish pathogens, disease of farmed and wild fish. 6th edn. Dordrecht: Springer. 732 c.
Bernoth E.M. 1997. Diagnosis of furunculosis: the tools // Bernoth E.M., Ellis A.E., Midtlyng P.J., Olivier G., Smith P. (eds.). Furunculosis: multidisciplinary fish disease research. Academic Press, San Diego, CA. P. 98-158.
Brenner D.J., KriegN.R., Garrity G.M., StaleyJ.T., Firm K. 2005. Bergey's manual of systematic bacteriology. V. 2. The Proteobacteria. New York: Springer. 304 p.
Cipriano R.C., Bertolini J. 1988. Selection for virulence in the fish pathogen Aeromonas salmonicida using Coomassie brilliant blue agar // J. of Wildlife diseases. V. 24. P. 676-678.
Cipriano R. C., Bullock G.L. 2001. Furunculosis and other diseases caused by Aeromonas salmonicida. U.S. Geological Survey Fish Disease Leaflet. Lee-town, USA. № 66. 33 p.
Fryer J.L., Hedrick R.P., Park J. W, Hah Y. C. 1988. Isolation of Aeromonas salmonicida from masu salmon in the Repablic of Korea // J. of Wildlife diseases. V. 24. P. 364-365.
Groberg W.J., McCoy R.H., Pilcher K.S., Fryer J.L. 1978. Relation of water temperature to infections of coho salmon (Oncorhynchus kisutch), chinook salmon (O. tsawytscha) and steelhead trout (Salmo gairdneri) with Aeromonas salmonicida and A. hydrophila // Canadian J. of Fisheries and Aquatic Sciences. V. 35. № 1. P. 1-7.
Gudmundsdottir B.K. 1998. Infections by atypical strains of the bacterium Aeromonas salmonicida // Buvisindi. V. 12. P. 61-72.
Kim J. H., Hwang S. Y., Son J. S., Han J. E., Jun J. W., Shin S.P. Park S.C. 2011. Molecular characterization of tetracycline-and quinolone-resistant Aeromonas salmonicida isolated in Korea // J. of veterinary science. V. 12. P. 201141-48.
Kipp R.M., Bogdanoff A.K., Fusaro A., Sturtevant R. 2020. Aeromonas salmonicida Emmerich and Weible, 1890. Accessible via: https://nas.er.usgs.gov/ queries/greatlakes/FactSheet.aspx? SpeciesID=2353. 24/07/2020.
Lian Z., Bai J., Hu X., Lu A., Sun J., Guo Y., Song Y. 2020. Detection and characterization of Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida infection in crucian carp Carassius auratus // Veterinary research communications. V. 44. P. 61-72.
Lim J., HongS. 2020. Characterization of Aeromonas sal-monicida and A. sobria isolated from cultured sal-monid fish in Korea and development of a vaccine against furunculosis // Fish Diseases. V. 43. P. 609620.
Methods for the microbiological examination of fish and shellfish. 1989. Ed. by Austin B. and Austin D.A. Scotland: Edinburgh EH1 1HX. 260 p.
Nomura T., Yoshimizu M., Kimura T. 1991 a. Prevalence of Aeromonas salmonicida in the chum salmon (Oncorhynchus keta), pink salmon (O. gorbuscha), and
masu salmon (O. masou) returning to rivers in Hokkaido // Gyobyo Kenkyu. V. 26 (3). P. 139-147.
Nomura T., Yoshimizu M., Kimura T. 1991 b. Prevalence of Aeromonas salmonicida in the kidney of chum salmon (Oncorhynchus keta) and masu salmon (O. masou) at various life stages // Gyobyo Kenkyu. V. 26 (3). P. 149-153.
Nomura T., Yoshimizu M., Kimura T. 1993. An epidemiological study of furunculosis in salmon propagation in Japanese rivers // Fisheries research. V. 17. P. 137-146.
Menanteau-Ledouble S., Kumar G., Saleh M., El-Matbouli M. 2016. Aeromonas salmonicida: updates on an old acquaintance // Diseases of Aquatic Organisms. V. 120(1). P. 49-68.
Ogut H., Reno P. W. 2005. Evaluation of an experimental Aeromonas salmonicida epidemic in chinook salmon, Oncorhynchus tshawytscha (Walbaum) // Fish Diseases. V. 28. P. 263-269.
Post G. 1987. Textbook of fish health. T.F.H. publ., Inc. Ltd. 288 p.
Sergeenko N. V., Ustimenko E.A. 2005. Characterization of strains of Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida isolated from spawning salmon in fish hatcheries on Kamchatka // Health and diseases of aquatic organisms: bilateral perspectives / Cipria-
no R.C., Shchelkunov I.S. (Eds.). Shepherdstown, USA. P. 256-259.
Toranzo A.E. 2004. Report about fish bacterial diseases // Alvarez-Pellitero P., Barja J.L., Basurco B., Berthe F., Toranzo A.E. (eds.). Mediterranean aquaculture diagnostic laboratories. Zaragoza: CIHEAM. P. 4989.
Wiklund T. 1995. Survival of «atypical» Aeromonas salmonicida in water and sediment microcosms of different salinities and temperatures // Diseases of Aquatic Organisms. V. 21. P. 137-143.
Wiklund T., Lonnstrom L., Niiranen H. 1993. Aeromonas salmonicida ssp. salmonicida lacking pigment production, isolated from farmed salmonids in Finland // Diseases of Aquatic Organisms. V. 15. P. 219-223.
Wiklund T., Sazonov A.A., Liniova G. P., Pugae-wa V.P. Zoobaha S.V., Bylund G. 1992. Characteristics of Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida isolated from wild pacific salmonids in Kamchatka, Russia // Bulletin of the European Association of Fish Pathologists. V. 12(3). P. 76-80.
Поступила в редакцию 21.08.2020 г.
Принята после рецензии 26.10.2020 г.
Trudy VNIRO 2Ö2Ö. Pol. 182
Aquaculture
The causative agent of furunculosis Aeromonas salmonicida in the Pacific salmon in Kamchatka
E.A. Ustimenko, N. V. Sergeenko
Kamchatka Branch of FSBSI «VNIRO» («KamchatNIRO»), Petropavlovsk-Kamchatsky, Russia
This paper summarizes several years of data from bacteriological research on the isolation and identification of Aeromonas salmonicida from Pacific salmon in Kamchatka. The pathogen was isolated from fish from every river and lake that was investigated in Kamchatka, the majority of which were spawning lakes. The distribution of the pathogen in fish populations was less 17%. Bacteria A. salmonicida were more often detected in mature salmon, including broodstocks at hatcheries. The pathogen was isolated from sockeye salmon, chum salmon, and coho salmon, recording a mostly asymptomatic carriage. The etiological agent of furunculosis was not recorded in chinook salmon. Most of the isolated bacteria showed weak or medium virulent properties, based on the presence of the DNase enzyme. The low temperature of Kamchatka salmon aquaculture probably is the main limiting factor for the outbreak of acute furunculosis in juveniles at hatcheries. A sluggish disease without clinical signs and with a relatively low mortality rate may develop if a highly virulent A. salmonicida enters to the hatchery.
Keywords: furunculosis, Aeromonas salmonicida, prevalence, virulence, Pacific salmon. DOI: 10.36038/2307-3497-2020-182-139-150
REFERENCES
Vyalova G. P., Shkurina Z. K. 2005. Mikroflora i bakterial'nye bolezni tihookeanskih lososej estestvennyh populyacij i v akvakul'ture na Sahaline [Microflora and bacterial diseases of Pacific salmon in wild populations and aquaculture in Sakhalin]. Yuzhno-Sahalinsk: SakhaNIRO 94204000214453. 120 s.
Galanina E. V., Lomakina A. V. 2012. Issledovaniya zabolevaemosti furunkulezom, vyzvannym inficirovaniem Aeromonas salmonicida, u lososevyh ryb yuzhnoj chasti ostrova Sahalin [Studies of the incidence of furunculosis caused by Aeromonas salmonicida in salmonids in the southern part of Sakhalin Island] // Izvestiya RAN. Ser. biol. № 5. S. 486-492.
Zaplechnikova E.N., Maletina L. V. 1987. Epizootologiya aeromonoza tihookeanskih lososej [Epizootology of aeromonosis of Pacific salmon] // Parazity
i bolezni morskih gidrobiontov: sb. nauch. trudov. Murmansk: PINRO. S. 55-62.
Zozulya E. A., Loduhin A. I., LobuncovK. A. 1967. Furunkulez palii i foreli [Furunculosis of char and trout] // Veterinariya. № 5. S. 73-74.
I Sun Dya Z.N. 1975. Furunkulez lososevyh [Furunculosis of salmon] // Byulleten' VIEV. M. Vyp. 20. S. 22-23.
Karelina K. A., Ustimenko E.A. 2016. Patogennaya i uslovno-patogennaya mikroflora tihookeanskih lososej roda Oncorhynchus na LRZ Kamchatki v 2015 g. [Pathogens and opportunistic microflora of Pacific salmon of the genus Oncorhynchus at the Kamchatka's hatcheries in 2015] // Ezhegodn. mezhreg. nauch.-prakt. konf. Petropavlovsk-Kamchatskij: FGBOU VO «KamGU im. Vitusa Beringa». Vyp. 6. Str. 210-215.
Laboratornyj praktikum po boleznyam ryb [Laboratory manual of fish diseases]. 1983. Pod
red. Musselius V. A. M.: Legkaya i pishchevaya promyshlennost'. 295 s.
Sazonov A.A., Pugaeva V.P., Lineva G.P., Zubaha C.B. 1993. Sluchai furunkuleza u kety Oncorhynchus keta i kizhucha Oncorhynchus kisutch na Kamchatke [Cases of furunculosis in chum salmon Oncorhynchus keta and coho salmon Oncorhynchus kisutch in Kamchatka] // Issledovaniya biologii i dinamiki chislennosti promyslovyh ryb Kamchatskogo shel'fa. Vyp. 2. S. 230-240.
Sbornik instrukcij po bor'be s boleznyami ryb [Digest of instructions for control of fish diseases]. 1998. Pod red. Yaremenko N.A. M.: Otdel marketinga AMB-agro. S. 114-174.
Sergeenko N.V. 2012. Bakteriologicheskie pokazateli lososej v estestvennyh vodoemah Kamchatki [Bacteriological indicators of salmon in natural reservoirs of Kamchatka]. Avtoref. dis. ... kand. biol. nauk. Petropavlovsk-Kamchatski;: KamchatGTU. 23 s.
Sergeenko N. V., Gavryuseva T. V., Ustimenko E. A., Bochkova E. V., Ovcharenko L. V., Rudakova S. L., Grickih E.A. 2013. Vidovoj sostav patogenov i ih rasprostranenie u nerki v nagul'no-nerestovyh ozerah Kamchatki [Species of pathogens and their distribution in sockeye salmon at the spawning lakes of Kamchatka] // Issledovaniya vodnyh biologicheskih resursov Kamchatki i severo-zapadnoj chasti Tihogo okeana. Vyp. 29. S. 137-147.
Ustimenko E.A., Sergeenko N. V. 2011. Vozbuditel' furunkuleza Aeromonas salmonicida u polovozreloj nerki (Oncorhynchus nerka Walbaum) iz oz. Azabach'e [The causative agent of furunculosis Aeromonas salmonicida in spawning sockeye salmon (Oncorhynchus nerka Walbaum) in Azabachye Lake] // Voprosy rybolovstva. T. 12. № 3(47). S. 576-586.
Ustimenko E.A. 2012. Bakterial'nye infekcii u tihookeanskih lososej pri iskusstvennom vosproizvodstve na Kamchatke [Bacterial infections of Pacific salmon in aquacultura in Kamchatka]. Avtoref. dis. . kand. biol. nauk. Petropavlovsk-Kamchatskij: KamchatGTU. 23 s.
Austin B., Austin D.A. 2016. Bacterial fish pathogens, disease of farmed and wild fish. 6th edn. Dordrecht: Springer. 732 c.
Bernoth E.M. 1997. Diagnosis of furunculosis: the tools // Bernoth E.M., Ellis A.E., Midtlyng P.J., Olivier G., Smith P. (eds.). Furunculosis: multidisciplinary fish disease research. Academic Press, San Diego, CA. P. 98-158.
Brenner D.J., KriegN.R., Garrity G.M., StaleyJ.T., Firm K. 2005. Bergey's manual of systematic bacteriology. V. 2. The Proteobacteria. New York: Springer. 304 р.
Cipriano R.C., Bertolini J. 1988. Selection for virulence in the fish pathogen Aeromonas salmonicida using Coomassie brilliant blue agar // J. of Wildlife diseases. V. 24. P. 676-678.
Cipriano R. C., Bullock G.L. 2001. Furunculosis and other diseases caused by Aeromonas salmonicida.
U. S. Geological Survey Fish Disease Leaflet. Leetown, USA. № 66. 33 p.
Fryer J. L., Hedrick R. P., Park J. W., Hah Y. C. 1988. Isolation of Aeromonas salmonicida from masu salmon in the Repablic of Korea // J. of Wildlife diseases. V. 24. P. 364-365.
Groberg W.J., McCoy R.H., Pilcher K.S., Fryer J.L. 1978. Relation of water temperature to infections of coho salmon (Oncorhynchus kisutch), chinook salmon (O. tsawytscha) and steelhead trout (Salmo gairdneri) with Aeromonas salmonicida and A. hydrophila // Canadian J. of Fisheries and Aquatic Sciences. V. 35. № 1. P. 1-7.
Gudmundsdottir B.K. 1998. Infections by atypical strains of the bacterium Aeromonas salmonicida // Buvisindi. V. 12. P. 61-72.
Kim J. H., Hwang S. Y., Son J. S., Han J. E., Jun J. W., Shin S.P. Park S.C. 2011. Molecular characterization of tetracycline-and quinolone-resistant Aeromonas salmonicida isolated in Korea // J. of veterinary science. V. 12. P. 201141-48.
Kipp R.M., Bogdanoff A.K., Fusaro A., Sturtevant R. 2020. Aeromonas salmonicida Emmerich and Weible, 1890. Accessible via: https://nas.er.usgs.gov/ queries/greatlakes/FactSheet.aspx? SpeciesID=2353. 24/07/2020.
Lian Z., Bai J., Hu X., Lü A., Sun J., Guo Y., Song Y. 2020. Detection and characterization of Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida infection in crucian carp Carassius auratus // Veterinary research communications. V. 44. Р. 61-72.
Lim J., Hong S. 2020. Characterization of Aeromonas salmonicida and A. sobria isolated from cultured salmonid fish in Korea and development of a vaccine against furunculosis // Fish Diseases. V. 43. P. 609-620.
Methods for the microbiological examination of fish and shellfish. 1989. Ed. by Austin B. and Austin D.A. Scotland: Edinburgh EH1 1HX. 260 p.
Nomura T., Yoshimizu M., Kimura T. 1991 a. Prevalence of Aeromonas salmonicida in the chum salmon (Oncorhynchus keta), pink salmon (O. gorbuscha), and masu salmon (O. masou) returning to rivers in Hokkaido // Gyobyo Kenkyu. V. 26 (3). P. 139-147.
Nomura T., Yoshimizu M., Kimura T. 1991 b. Prevalence of Aeromonas salmonicida in the kidney of chum salmon (Oncorhynchus keta) and masu salmon (O. masou) at various life stages // Gyobyo Kenkyu. V. 26(3). P. 149-153.
Nomura T., Yoshimizu M., Kimura T. 1993. An epidemiological study of furunculosis in salmon propagation in Japanese rivers // Fisheries research. V. 17. P. 137-146.
Menanteau-Ledouble S., Kumar G., Saleh M., El-Matbouli M. 2016. Aeromonas salmonicida: updates on an old acquaintance // Diseases of Aquatic Organisms. V. 120(1). P. 49-68.
Ogut H., Reno P. W. 2005. Evaluation of an experimental Aeromonas salmonicida epidemic in chinook
salmon, Oncorhynchus tshawytscha (Walbaum) // Fish Diseases. V. 28. P. 263-269.
Post G. 1987. Textbook of fish health. T.F.H. publ., Inc. Ltd. 288 p.
Sergeenko N.V., Ustimenko E.A. 2005. Characterization of strains of Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida isolated from spawning salmon in fish hatcheries on Kamchatka // Health and diseases of aquatic organisms: bilateral perspectives / Cipriano R.C., Shchelkunov I. S. (Eds.). Shepherdstown, USA. P. 256-259.
Toranzo A.E. 2004. Report about fish bacterial diseases // Alvarez-Pellitero P., Barja J.L., Basurco B., Berthe F., Toranzo A.E. (eds.). Mediterranean aquaculture diagnostic laboratories. Zaragoza: CIHEAM. P. 49-89.
Wiklund T. 1995. Survival of «atypical» Aeromonas salmonicida in water and sediment microcosms of different salinities and temperatures // Diseases of Aquatic Organisms. V. 21. P. 137-143.
Wiklund T., Lonnstrom L., Niiranen H. 1993. Aeromonas salmonicida ssp. salmonicida lacking pigment production, isolated from farmed salmonids in Finland // Diseases of Aquatic Organisms. V. 15. P. 219-223.
Wiklund T., Sazonov A.A., Liniova G. P., Pugaewa V. P. Zoobaha S. V., Bylund G. 1992. Characteristics of Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida isolated from wild pacific salmonids in Kamchatka, Russia // Bulletin of the European Association of Fish Pathologists. V. 12(3). P. 76-80.
TABLE CAPTIONS
Table 1. The number of adult Pacific salmon surveyed in 2000-2018
Table 2. The number of juveniles of Pacific salmon surveyed in 2000-2018
Table. 3 Prevalence (%) of A. salmonicida in adult Pacific salmon from reservoirs of Kamchatka, including spawning fish at hatcheries, in 2000-2018
FIGURE CAPTIONS
Fig. 1. The bacterial growth of A. salmonicida with the brown pigment on TSA (left) and CBBA (right) media
Fig. 2. Comparative number of salmon fish infected by A. salmonicida: A — juvenile and adult, B — females and males.
Fig. 3. Prevalence (%) of A. salmonicida in spawning fish at hatcheries of Kamchatka in 2000-2018
