CC BY
10ВОЛОКОННО-ОПТИЧЕСКИЕ НЕЙРОИНТЕРФЕЙСЫ ДЛЯ КЛЕТОЧНОЙ ВИЗУАЛИЗАЦИИ И ИССЛЕДОВАНИЯ
ПАТОЛОГИЙ МОЗГА ЖИВОТНЫХ В РЕЖИМЕ IN VIVO
1 12 1 12 1 Солотенков М.А. , Федотов И.В. ' , Почечуев М.С. , Ланин А.А. ' ' Степанов Е.А. '
Федотов А.Б. 1,2"* Ивашкина О.И. 3'4, Анохин К.В. 3'4, Котова Д.А. 5 6, Иванова А.Д. 5,
Костюк А.И. 56, Раевский Р.И. 56, Билан Д.С. 56, Белоусов В.В.5,6,7
1 Московский государственный университет имени М.В.Ломоносова, г. Москва
2
Российский квантовый центр, Сколково, Московская область
3 Институт перспективных исследований мозга, г. Москва
4 НИИ нормальной физиологии им. П.К.Анохина, г. Москва
5 Институт Биоорганической Химии имени М.М.Шемякина и Ю.А.Овчинникова, г.Москва
6 РНИМУ им. Н.И. Пирогова, г.Москва 7ФГБУ «Федеральный центр мозга и нейротехнологий, г. Москва * E-mail: [email protected] DOI 10.24412/2308-6920-2023-6-36-37
Оптические методы исследования различных аспектов функционирования и патологий головного мозга находят все большее применение как в биологических, так и медицинских приложениях[1-4]. Оптические методы обеспечивают уникальное сочетание высокого пространственного разрешения и молекулярной специфичности[5-8], что определяет возможность регистрации сложной клеточной динамики[9]. Важным условием при исследовании глубоколежащих слоев мозга в режиме in vivo является обеспечение наименьшего возмущения и инвазивности. Приоритетным условием применения оптических методов является применение современных генетически кодируемых светочувсвительных белковых сенсоров и индикаторов нейронной активности, которые обеспечивают уникальный арсенал инструментов, позволяющие оптически контролировать и обнаруживать активность отдельных типов клеток головного мозга[10,11]. С другой стороны с целью возбуждения и регистрации этой активности развивается широкий спектр физических методов и инструментов, включающих конфокальную и нелинейную микроскопию[12], различные варианты минимикросокпов[13] и волоконных сенсоров[14], закрепляемых на черепе исследуемых животных.
В ходе совместных исследований научных групп нескольких институтов развивается подход, связанный с применением нейроинтерфейсов на основе различных типов оптических волноводов, применение которых с соответствующими системами возбуждения и регистрации линейного и нелинейного отклика диктуется определенными задачами исследований. Было разработано семейство волоконно-оптических интерфейсов, обеспечивающих мощные ресурсы для оптогенетической стимуляции и фотометрическое регистрации нейронная активность в глубоких отделах мозга у свободноподвижных млекопитающих. Для коррелированных структурно-функциональных исследований динамики нейронов в распределенных нейронных сетях, необходима схема нейроинтерфейсов с распределенной пространственной модальностью, для обеспечения одновременный анализа удаленных областей мозга, при сохранении высокого временного и пространственного разрешения, обеспечивающих выявление определенной активности нейронных сетей или патологий тканей мозга. распределенных цепях клеток мозга. Было реализовано семейство волноводных нейроинтерфейсов на основе многосердцевинных волноволов, мультиволоконных сборок с разрешением по глубине, или с использование градиентных волокон.
В настоящей работе мы демонстрируем размыкаемый имплантируемый в мозг животного ультратонкий волоконно-оптический микроэндоскоп, который совмещает пучок волокон (BFB) с линзой на основе волновода с градиентным показателем преломления (GRIN), что обеспечивает возможность флуоресцентной визуализация отдельных нейронных клеток в разделенных областях мозга, таких например, как неокортекс и гиппокамп [15]. Были продемонстрированы флуоресцентные изображения отдельных нейронов, экспрессирующиих кальциевый сенсор в разных участках мозга свободноподвижных трансгенных животных. Подобная схема исследования кальциевой активности о позволяет коррелировать цепь и динамику возбуждения в нескольких участках мозга свободно движущихся животных.
В качестве другого примера использования нейроинтерфеса на основе оптоволоконных сенсоров мы представляем экспериментальную методологию исследований динамики развития инсульта в различных участках мозга лабораторных крыс в режиме in vivo [16]. В данном подходе в режиме реального времени осуществляется многоканальная волоконно-оптическая регистрации индуцированных инсультом изменений уровня перекиси водорода и кислотности (pH) в участках головного мозга, пораженных ишемией. Продемонстрировано, что сочетание подобной схемы
имплантируемых волоконных зондов с передовыми новыми типами оптогенетическими сенсорными флуоресцентными белками позволяет осуществлять количественное время-резрешенную регистрацию динамики окислительного стресса и нарастания ацидоза как ключевых маркеров или возможных факторов ишемического инсульта. Используемые в данных исследованиях волоконные зонды обеспечивают двухцветное возбуждение локализованных в целевых участках мозга генетически кодированные флуоресцентных сигнальных белков, а также регистрацию сигнала флуоресценции от этих возбужденных белков. Мы продемонстрировали, что спектральный анализ флуоресцентного сигнала, полученного с помощью подобных волоконного зонда, обеспечивает значительное повышение соотношения «сигнал-шум» при аккуратном вычитании автофлуоресценцентного фона. Подобная процедура значительно повышает чувствительность обнаружения в реальном времени индуцированных инсультом трансформационных изменений в тканях и соответственно значительно снизить неоднозначность in vivo измерений, что позволяет значительно уменьшить необходимость набора статистического материала, связанного с проведением многократно повторяющихся измерений на большом количестве животных, обладающих индивидуальными особенностями развития патологий.
Авторы выражают благодарность профессору А.М. Желтикову за всестороннюю поддержку. Работа проведена в рамках выполнения гранта РНФ 22-22-00590.
Литература
1. V.Gradinaru, M.Mogri, K.R.Thompson, J.M.Henderson, K.Deisseroth, Science, 324, 354. (2009)
2. K.Yamamoto, Z.Tanei, T.Hashimoto, T.Wakabayashi, H.Okuno, Y.Naka, O.Yizhar, L.E.Fenno, M. Fukayama, H.Bito, J.R. Cirrito, D.M.Holtzman, K.Deisseroth, T.Iwatsubo, Cell Rep., 11, 859 (2015)
3. J.T0nnesen, A.TS0rensen, K.Deisseroth, C.Lundberg, M.Kokaia, Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 106, 12162 (2009)
4. P.S.Lagali, D.Balya, G.B.Awatramani, T.A.Münch, D.S.Kim, V.Busskamp, C.L.Cepko, B.Roska, Nat. Neurosci., 11, 667. (2008)
5. W.R.Zipfel, R.M. Williams, W. W. Webb, Nat. Biotechnol., 21, 1369 (2003)
6. P.J.Campagnola, L.M.Loew, Nat. Biotechnol., 21, 1356 (2003)
7. F .Helmchen, W.Denk, Nat. Methods, 2, 932 (2005)
8. L.V.Doronina-Amitonova, I.V.Fedotov, A.B.Fedotov, K.V.Anokhin, A.M.Zheltikov, Phys. Uspekhi., 58, 345 (2015)
9. L.Wei, Z.Chen, L.Shi, R.Long, A.V.Anzalone, L.Zhang, F.Hu, R.Yuste, V.W.Cornish, W.Min, Nature, 544, 465 (2017)
10. L.A.Gunaydin, O.Yizhar, A.Berndt, V.S.Sohal, K.Deisseroth, P.Hegemann, Nat. Neurosci., 13, 387 (2010)
11. K.Deisseroth, P.Hegemann, Science, 357, 5544 (2017)
12. L.Streich, J.C.Boffi, L.Wang, K.Alha;aseh, M.Barbieri, R.Rehm, S.Deivasigamani, C.T.Gross, A.Agarwal, R. Prevedel, Nat. Methods, 18, 1253 (2021)
13. G.Corder, B.Ahanonu, B.F.Grewe, D. Wang, M.J.Schnitzer, G.Scherrer, Science, 363, 276 (2019).
14. L.V.Doronina-Amitonova, I.V.Fedotov, O.I.Ivashkina, M.A.Zots, A.B.Fedotov, K.V.Anokhin, A.M.Zheltikov, Sci. Rep., 3, 3265 (2013)
15. M.S.Pochechuev, M.A.Solotenkov, I.V.Fedotov, O.I.Ivashkina, K.V.Anokhin and A.M.Zheltikov, J. Biophotonics 13, e202000081 (2020)
16. M.S.Pochechuev, D.S.Bilan, I.V.Fedotov, I.V.Kelmanson, M.A.Solotenkov, E.A.Stepanov, D.A.Kotova, A.D. Ivanova, A.I.Kostyuk, R.I.Raevskii, A.A.Lanin, A.B.Fedotov, V. V.Belousov and A.M.Zheltikov, Journal of Biophotonics 15, e202200050 (2022)
