CC BY
7
УДК 612.112.94:577.121.7
DOI: 10.37482/2687-1491-Z155
ВЛИЯНИЕ ВНУТРИКЛЕТОЧНОМ РЕГУЛЯЦИИ МЕТАБОЛИЗМА НА ПОПУЛЯЦИОННЫЙ СОСТАВ ЛИМФОЦИТОВ ПЕРИФЕРИЧЕСКОЙ КРОВИ ЧЕЛОВЕКА
С.Д. Круглов* ORCID: https://orcid.org/0000-0002-4085-409X О.В. Зубаткина* ORCID: https://orcid.org/0000-0002-5039-2220 А.В. Самодова* ORCID: https://orcid.org/0000-0001-9835-8083
*Федеральный исследовательский центр комплексного изучения Арктики имени академика Н.П. Лаверова
Уральского отделения Российской академии наук
(г. Архангельск)
Метаболическая активность оказывает существенное влияние на дифференцировку, пролиферацию и функционирование Т-клеток. Различные субпопуляции лимфоцитов в разной степени используют гликолиз и митохондриальный метаболизм, основными регуляторами которых являются индуцируемый гипоксией фактор 1-альфа (НШ-1а) и сиртуин 3 ^Ш.Т3) соответственно. Цель исследования - выявить характер изменений популяционного состава лимфоцитов периферической крови человека в зависимости от уровней внутриклеточных регуляторов метаболизма SIRT3 и НШ-1а. Материалы и методы. Обследовано 227 жителей г. Архангельска и Архангельской области, средний возраст которых составил 42±11 лет. Абсолютное содержание лимфоцитов в венозной крови определялось на гематологическом анализаторе Sysmex XS 500^ содержание фенотипов CD3+, CD4+, CD8+, CD10+, CD25+ , CD95+ - методом непрямой иммунопероксидазной реакции. Внутриклеточное содержание аденозинтрифосфата (АТФ) было измерено биолюминесцентным методом с использованием люциферазы. Концентрации НШ-1а и SIRT3 измерялись в лизате лимфоцитов при помощи иммуноферментного анализа. Для разделения общей выборки на группы по содержанию SIRT3 и НШ-1а применялся кластерный анализ (метод ¿-средних). Результаты. Внутриклеточная концентрация SIRT3 и НШ-1а изменялась согласованно с внутриклеточной концентрацией АТФ. Установлено, что в группе с высокой концентрацией НШ-1а удельный вес CD4+, CD8+, CD10+, CD25+-лимфоцитов был выше, чем в группе с высокой концентрацией SIRT3, в которой выше был удельный вес CD95+-лимфоцитов. Таким образом, содержание внутриклеточных регуляторов метаболизма, координирующих работу путей наработки АТФ в клетке - окислительное фосфорилирование ^ШТ3) и гликолиз (НШ-1а), влияет на по-пуляционный состав лимфоцитов и поэтому важно для оценки иммунного реагирования.
Ключевые слова: индуцируемый гипоксией фактор 1-алъфа, сиртуин 3, аденозинтрифосфат (АТФ), клеточный иммунитет, популяции лимфоцитов, иммунометаболизм.
Ответственный за переписку: Круглов Сергей Дмитриевич, адрес: 163000, г. Архангельск, просп. Ломоносова, д. 249; e-mail: stees67@yandex.ru
Для цитирования: Круглов С.Д., Зубаткина О.В., Самодова А.В. Влияние внутриклеточной регуляции метаболизма на популяционный состав лимфоцитов периферической крови человека // Журн. мед.-биол. исследований. 2023. Т. 11, № 3. С. 292-301. DOI: 10.37482/2687-1491-Z155
Деятельность иммунных клеток как в состоянии покоя, так и при активации контролируется сложной сетью сигналов, задейству-ющих различные интерлейкины, в частности ГЬ-7, необходимый для выживания наивных Т-клеток, и мембранные рецепторы, например TCR (Т-клеточный рецептор), при взаимодействии с которым происходит активация иммунного ответа [1-3]. Помимо этого, субстраты и метаболиты также являются важными регуляторами функций иммунных клеток. Динамическое и двунаправленное взаимодействие между регулирующими иммунный ответ факторами и метаболизмом способствует эффективному развитию реакций адаптивного иммунитета [4].
Различные состояния Т-клеток требуют реализации метаболических программ, обеспечивающих их функциональные потребности. Переход между состояниями покоя и активации сопровождается перепрограммированием клеточного метаболизма. Наивные Т-клетки быстро перестраивают метаболизм после активации, чтобы удовлетворить возросшие потребности в энергии, связанные с пролиферацией и дифференцировкой. Активированные Т-клетки реализуют одну из множества функциональных программ, каждая из которых требует определенных биохимических перестроек -в частности, повышается экспрессия генов, связанных с гликолизом, глутаминолизом, включая гены белков-транспортеров веществ, таких как глюкоза и аминокислоты [1, 5].
Одним из регуляторов гликолиза является индуцируемый гипоксией фактор 1 (НГР-1) [6]. Этот фактор транскрипции играет важную роль в клеточном ответе на низкий уровень кислорода [7]. Однако при нормоксии в связи с особенностями метаболизма лимфоцитов может происходить стабилизация его альфа-субъ-единицы (НГР-1а), что способствует регуляции НГР-1 экспрессии генов, отвечающих за функционирование активированных Т-клеток [8].
Сиртуин 3 ^ЖГ3) представляет собой деа-цетилазу, локализующуюся преимущественно в митохондриальном матриксе и играющую значимую роль в регуляции работы митохондрий [9]. SГRT3 способствует функционированию цикла трикарбоновых кислот (ЦТК) посредством по-
вышения наработки ацетил-коэнзима А и других метаболитов ЦТК. Так, деацетилирование с помощью SIRT3 пируватдегидрогеназного комплекса позволяет пирувату активнее метаболи-зироваться в ацетил-коэнзим А, что приводит к увеличению поглощения клеткой глюкозы за счет активации протеинкиназы B (Akt) [10, 11]. Также SIRT3 способствует активации бета-окисления жирных кислот [12], а деацетилирование SIRT3 глутаматдегидрогеназы усиливает утилизацию аминокислот [13]. Кроме того, воздействие SIRT3 на субъединицы комплексов I-IV окислительной дыхательной цепи стимулирует окислительное фосфорилирование (OXPHOS) [10].
В настоящее время большой интерес для исследователей представляет изучение влияния на метаболизм лимфоцитов регуляторных белков, которые координируют работу таких метаболических путей, как гликолиз и OXPHOS в митохондриях, имеющие очень большое значение для различных субпопуляций лимфоцитов [14, 15].
Целью нашего исследования было выявить характер изменений популяционного состава лимфоцитов периферической крови человека в зависимости от уровней внутриклеточных регуляторов метаболизма SIRT3 и HIF-1a.
Материалы и методы. В исследовании приняли участие волонтеры, проживающие в г. Архангельске и Архангельской области. Перед проведением исследования от каждого участника было получено добровольное информированное согласие. Средний возраст обследуемых составил 42±11 лет.
Концентрация АТФ была измерена у 104 чел., SIRT3 - у 55 чел. и HIF-1a - у 68 чел. Для этого утром натощак отбиралась венозная кровь из локтевой вены. Измерение абсолютного содержания лимфоцитов в венозной крови выполнялось на автоматическом гематологическом анализаторе Sysmex XS-500i (Япония), содержание фенотипов CD4+, CD8+, CD95+, CD3+, CD10+, CD25+ устанавливалось методом непрямой иммунопе-роксидазной реакции с использованием реагентов производства ООО «Сорбент» (РФ). SIRT3 и HIF-1a определялись в лизате лимфоцитов. Для получения лизата лимфоцитарная взвесь с предварительно измеренной на анализаторе Sysmex
XS-500i концентрацией клеток обрабатывалась лизирующим раствором производства компании Cloud-Clone (США). Измерение концентрации SIRT3 и HIF-1a проводилось при помощи имму-ноферментного анализа, использовались наборы компании Cloud-Clone.
Статистическая обработка полученной информации осуществлялась в пакетах программ Statistica 11.0 (StatSoft, США), MS Excel 2016. Сравнение распределения данных с нормальным выполнялось при помощи критерия Шапиро-Уилка. Распределения результатов оказались сходны с нормальным, поэтому для описания данных производилось вычисление
среднего значения (М) и стандартного отклонения (SD). Кластерный анализ (метод ^-средних) использовался для разделения общей выборки на группы. Сравнение количественных значений между группами осуществлялось с использованием ¿-критерия Стьюдента. Различия считались статистически достоверными при уровне значимости ¿-критерия р < 0,05.
Результаты. Обследуемые лица с измеренными внутриклеточными концентрациями HIF-1a и SIRT3 были разделены методом А>средних кластерного анализа на статистически значимо различающиеся по изучаемым показателям группы (табл. 1, 2).
Таблица 1
СРАВНЕНИЕ ПОПУЛЯЦИОННОГО СОСТАВА ЛИМФОЦИТОВ ПЕРИФЕРИЧЕСКОЙ КРОВИ ЛЮДЕЙ ПРИ РАЗНОМ ВНУТРИКЛЕТОЧНОМ СОДЕРЖАНИИ SIRT3, M±SD COMPARISON OF THE POPULATION COMPOSITION OF HUMAN PERIPHERAL BLOOD LYMPHOCYTES WITH DIFFERENT INTRACELLULAR SIRT3 CONTENT, M± SD
Показатель Кластер 1 (n = 28) Кластер 2 (n = 27) Р
SIRT3, нг/106 кл. 0,35±0,22 0,54±0,38 0,0411
Лимфоциты, 106 кл./мл 2,53±0,46 1,64±0,32 <0,0001
CD3+, 106 кл./мл 1,76±0,29 1,10±0,22 <0,0001
CD4+, 106 кл./мл 0,77±0,24 0,48±0,16 <0,0001
CD8+, 106 кл./мл 0,76±0,28 0,44±0,17 <0,0001
CD10+, 106 кл./мл 0,76±0,32 0,45±0,16 <0,0001
CD25+, 106 кл./мл 0,38±0,11 0,22±0,06 <0,0001
CD95+, 106 кл./мл 0,78±0,30 0,58±0,20 0,0037
Таблица 2
СРАВНЕНИЕ ПОПУЛЯЦИОННОГО СОСТАВА ЛИМФОЦИТОВ ПЕРИФЕРИЧЕСКОЙ КРОВИ ЛЮДЕЙ ПРИ РАЗНОМ ВНУТРИКЛЕТОЧНОМ СОДЕРЖАНИИ HIF-1a, M±SD COMPARISON OF THE POPULATION COMPOSITION OF HUMAN PERIPHERAL BLOOD LYMPHOCYTES WITH DIFFERENT INTRACELLULAR HIF-1a CONTENT, M ± SD
Показатель Кластер 1 (n = 43) Кластер 2 (n = 25) Р
HIF-1a, нг/106 кл. 1,18±0,35 3,02±1,37 <0,0001
Лимфоциты, 106 кл./мл 2,22±0,63 1,61±0,48 0,0009
CD3+, 106 кл./мл 1,48±0,42 1,05±0,33 0,0005
CD4+, 106 кл./мл 0,77±0,25 0,53±0,17 0,0008
CD8+, 106 кл./мл 0,71±0,24 0,48±0,18 0,0006
CD10+, 106 кл./мл 0,79±0,28 0,51±0,20 0,0004
CD25+, 106 кл./мл 0,33±0,13 0,22±0,05 0,0011
CD95+, 106 кл./мл 0,80±0,28 0,47±0,20 0,0058
Kruglov S.D. et al. J. Med. Biol. Res. (Biol. Sci.)
Influence of Intracellular Regulation of Metabolism... 2023, vol. 11, no. 3
Из данных таблиц можно увидеть, что для обоих регуляторов направленность изменений как абсолютного содержания лимфоцитов, так и всех фенотипов имеет сходный характер. В группах с более высокими концентрациями регуляторных белков (как SIRT3, так и НГР-1а) все измеренные иммунные показатели оказались статистически значимо ниже. Кроме того, изменение содержания SIRT3 и НГР-1а прямо соотносилось с концентрацией АТФ в лимфоцитах. Для визуализации взаимообусловленности уровня АТФ и содержания регуляторных белков была построена комбинированная диаграмма (рис. 1), которая показывает, что высокий уровень АТФ наблюдается при более высоких концентрациях обоих регуляторов.
Регуляторные белки, нг/106 кл. ( ЕЙ )
3,5 ,
3,0 -
2,5 -
2,0 ■
1,5 -1,0
0,5 -
0 ■-
АТФ, мкмоль/Ю6 кл. <—)
г 4,0
■ 3,5 3,0
■ 2,5 - 2,0
■ 1,5 ' 1,0 - 0,5
- 0
HIF-lcc SIRT3 Кластер 1
HIF-lcc SIRT3 Кластер 2
Рис. 1. Взаимообусловленность уровня АТФ и концентраций регуляторных белков (HIF-1a и SIRT3) в лимфоцитах периферической крови обследованных людей
Fig. 1. Interdependence of ATP level and regulatory proteins (HIF-1a and SIRT3) concentrations in peripheral blood lymphocytes of the examined people
Увеличение внутриклеточной концентрации АТФ и белков, регулирующих пути его наработки, отражает повышение активности лимфоцитарного метаболизма. Известно, что HIF-1a и SIRT3 регулируют гликолиз (быстрый, но малоэффективный по продукции
АТФ путь метаболизма) и OXPHOS (медленный, но высокоэффективный путь наработки АТФ) соответственно, поэтому представляется важным сравнение популяционного состава лимфоцитов в зависимости от активности каждого из этих регуляторных белков. Для выявления внутригрупповых различий был проанализирован удельный вес измеренных популяций лимфоцитов. При сравнении использовался метод математического потенцирования с вычислением обратного натурального логарифма отношения концентрации CD3+ к концентрациям остальных определяемых фенотипов. Различие в попу-ляционном составе лимфоцитов в зависимости от того, концентрация какого из внутриклеточных регуляторов (НГР-1а или SIRT3) была выше, и, соответственно, от активности путей гликолиза или OXPHOS проиллюстрировано на рис. 2.
Рис. 2. Особенности популяционного состава лимфоцитов в периферической крови людей с высоким внутриклеточным содержанием SIRT3 или HIF-1a: 1/ln(CD3+/CDx) - обратный натуральный логарифм отношения концентрации CD3+ к концентрациям остальных определяемых фенотипов лимфоцитов; различия между группами статистически значимы во всех случаях (p < 0,05)
Fig. 2. Population composition of human peripheral blood lymphocytes with high intracellular concentrations of SIRT3 or HIF-1a
Из рис. 2 следует, что в группе с высокой концентрацией 8ГКГ3 удельный вес лимфоцитов с дифференцировочными антигенами СВ4+ (Т-хелперы), СВ8+ (цитотоксические Т-клетки) и СВ10+ (готовые к пролиферации клетки) оказался статистически значимо ниже, в то время как удельный вес лимфоцитов, меченных к апоптозу (СВ95+), - выше, чем в группе, имеющей высокую концентрацию ИГР-1а. Также достоверны различия в удельном весе лимфоцитов с маркером клеточной активации СВ25 - он оказался больше в группе с высокой концентрацией ИГР-1а.
Обсуждение. Различные субпопуляции Т-клеток используют разные метаболические пути для поддержания своей функциональной активности [5]. Наивные Т-клетки полагаются на 0ХРН08 для сохранения жизнеспособности в состоянии покоя [16, 17]. После активации наивные Т-клетки переходят от окисления глюкозы через 0ХРН08 к преимущественному использованию аэробного гликолиза и окислению глутамина [18].
ИГР-1а влияет на дифференцировку и функционирование различных субпопуляций Т-клеток в условиях нормоксии [19]. При достаточном содержании кислорода в микроокружении клетки активация экспрессии НГР-1а происходит под действием белка-передатчика сигнала и активатора транскрипции 3 (8ТАТ3), который может напрямую связываться с промотором ИГР-1а [20]. В свою очередь, активация 8ТАТ3 происходит под действием ГЬ-2 через его рецептор СБ25 [21]. Субпопуляции СБ4+-лимфоцитов ТЫ, ^2, ТЫ7 и имеют различную гликолитическую активность [22]. Для ТЫ7 характерна наибольшая индукция гликолиза, а для - наименьшая. НГР-1а непосредственно участвует в дифференциров-ке ТЫ7 путем транскрипционной активации гамма-орфанного рецептора, родственного рецептору ретиноевой кислоты и являющегося ключевым фактором для развития ТЫ7 [23]. НГР-1а необходим для увеличения активности гликолиза в цитотоксических Т-клетках после стимуляции ТСЯ и способствует экспрессии
многих факторов, задействованных в диффе-ренцировке эффекторных лимфоцитов СВ8+ [24]. В целом, при нормоксии ИГР-1а играет критическую роль в дифференцировке эффек-торных Т-клеток ТЫ, ТЫ7 и СВ8+, ингибируя Т^. Также экспрессия ИГР-1а повышается в пролиферирующих лимфоцитах, что способствует их переходу на аэробный гликолиз. При этом НГР-1а может непосредственно регулировать экспрессию мембранного белка СБ10 [25]. В данном исследовании было установлено, что в группе с более высоким содержанием НГБ-1а удельный вес СБ4+, СБ8+, СБ10+ и СБ25+-лимфоцитов статистически значимо выше, чем в группе с более высоким содержанием 81КГ3.
Дифференцировка в Тreg-клетки происходит при активации 0ХРН08. 8ШТ3-положительная регуляция митохондриальной активности прямо связана с супрессивным действием Тreg-клеток [3]. Также 81КГ3 за счет де-ацетилирования супероксиддисмутазы 2 может снижать активность выработки активных форм кислорода [26]. Уменьшение концентрации активных форм кислорода приводит к снижению пролиферативной активности лимфоцитов и их эффекторных функций [27].
Повышение активности митохондриального метаболизма характерно для СВ95+-клеток, меченных к апоптозу. СВ95 может инициировать два первичных сигнальных пути. Один из них активирует апоптоз. Программируемая клеточная смерть является весьма энергетически затратным процессом. Показано, что в апопти-рующих клетках концентрация АТФ поддерживается на высоком уровне, при этом происходит ингибирование гликолиза посредством стимуляции экспрессии проапоптического белка р53. Белок р53 негативно регулирует экспрессию гексокиназы и снижает захват глюкозы путем подавления экспрессии белка-переносчика глюкозы ОШТ1. Активность 0ХРН08 повышается за счет увеличения экспрессии белка сборки цитохром-С-оксидазы - фермента цепи переноса электронов митохондрий [28]. Другой путь способствует неапоптическому Fas-опосредованному сигнальному каскаду. Fas-
опосредованная передача запускает сигнальный каскад митоген-активируемой протеинкиназы, что приводит к усилению экспрессии нуклеар-ного фактора каппа В (№-кВ) [29]. В свою очередь, ОТ-кВ связывается с промотором SГRT3, усиливая его экспрессию [30]. Полученные нами результаты показывают, что в группе с более высоким содержанием SГRT3 удельный вес меченных к апоптозу (CD95+) клеток был выше, чем в группе с более высоким содержанием НГР-1а. При этом удельный вес клеток с высокой гли-колитической активностью (CD4+, CD8+, CD10+) оказался ниже.
Итак, для развития и поддержания функциональной активности Т-клеток большое значение имеет активность гликолиза и митохондри-ального метаболизма. Регуляция активности ферментов, задействованных в этих метаболических путях, происходит за счет контроля экспрессии генов и посттрансляционной модификации. В частности, НГР-1а контролирует экспрессию генов всех ферментов гликолити-ческого пути, SIRT3 посредством деацетилиро-вания ключевых ферментов способен увеличивать активность ЦТК, бета-окисления жирных кислот и комплексов цепи переноса электронов. Результаты проведенного исследования
показывают, что популяционный состав лимфоцитов может меняться при изменении концентраций белков, регулирующих метаболизм лимфоцитов. В группах с более высокой концентрацией HIF-1a, обусловливающей более активное использование гликолиза, наблюдается увеличение содержания пролиферирующих (CD10+), хелперных (CD4+), цитотоксических (CD8+) и активированных (CD25+) клеток, что способствует активации клеточно-опосредо-ванного иммунного ответа. В то же время повышение концентрации регулятора митохон-дриального метаболизма SIRT3 приводит к увеличению количества меченных к апоптозу клеток с рецептором CD95, что может говорить о сдерживании иммунного реагирования.
Оценка метаболической активности лимфоцитов является перспективным направлением для исследования функционирования системы адаптивного иммунитета. Определение внутриклеточного содержания регуляторных белков, отражающих активность гликолиза и митохондриального метаболизма, может способствовать выявлению вероятных нарушений на этапе иммунного реагирования.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Список литературы
1. Chapman N.M., Chi H. Metabolic Adaptation of Lymphocytes in Immunity and Disease // Immunity. 2022. Vol. 55, № 1. P. 14-30. DOI: 10.1016/j.immuni.2021.12.012
2. Huang H.-Y., Luther S.A. Expression and Function of Interleukin-7 in Secondary and Tertiary Lymphoid Organs // Semin. Immunol. 2012. Vol. 24, № 3. Р. 175-189. DOI: 10.1016/j.smim.2012.02.008
3. Kumar B.V., Connors T.J., Farber D.L. Human T Cell Development, Localization, and Function Throughout Life // Immunity. 2018. Vol. 48, № 2. P. 202-213. DOI: 10.1016/j.immuni.2018.01.007
4. Chapman N.M., Boothby M.R., Chi H. Metabolic Coordination of T Cell Quiescence and Activation // Nat. Rev. Immunol. 2020. Vol. 20. P. 55-70. DOI: 10.1038/s41577-019-0203-y
5. Shyer J.A., Flavell R.A., Bailis W. Metabolic Signaling in T Cells // Cell Res. 2020. Vol. 30, № 8. P. 649-659. DOI: 10.1038/s41422-020-0379-5
6. Kierans S.J., Taylor C.T. Regulation of Glycolysis by the Hypoxia-Inducible Factor (HIF): Implications for Cellular Physiology // J. Physiol. 2021. Vol. 599, № 1. P. 23-37. DOI: 10.1113/JP280572
7. Anne F., McGettrick L., O'Neill L.A.J. The Role of HIF in Immunity and Inflammation // Cell Metab. 2020. Vol. 32, № 4. P. 524-536. DOI: 10.1016/j.cmet.2020.08.002
8. Cho S.H., RaybuckA.L., Blagih J., Kemboi E., Haase V.H., JonesR.G., BoothbyM.R. Hypoxia-Inducible Factors in CD4+ T Cells Promote Metabolism, Switch Cytokine Secretion, and T Cell Help in Humoral Immunity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2019. Vol. 116, № 18. P. 8975-8984. DOI: 10.1073/pnas.1811702116
9. Marcus J.M., Andrabi S.A. SIRT3 Regulation Under Cellular Stress: Making Sense of the Ups and Downs // Front. Neurosci. 2018. Vol. 12. Art. № 799. DOI: 10.3389/fnins.2018.00799
10. Ozden O., Park S.-H., Wagner B.A., Song H.Y., Zhu Y., Vassilopoulos A., Jung B., Buettner G.R., Gius D. SIRT3 Deacetylates and Increases Pyruvate Dehydrogenase Activity in Cancer Cells // Free Radic. Biol. Med. 2014. Vol. 76. P. 163-172. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2014.08.001
11. Pillai V.B., Sundaresan N.R., Gupta M.P. Regulation of Akt Signaling by Sirtuins: Its Implication in Cardiac Hypertrophy and Aging // Circ. Res. 2014. Vol. 114, № 2. P. 368-378. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.113.300536
12. Wang G., FuX.-L., Wang J.-J., GuanR., Sun Y., Tony To S.-S. Inhibition of Glycolytic Metabolism in Glioblastoma Cells by Pt3glc Combinated with PI3K Inhibitor via SIRT3-Mediated Mitochondrial and PI3K/Akt-MAPK Pathway // J. Cell. Physiol. 2019. Vol. 234, № 5. P. 5888-5903. DOI: 10.1002/jcp.26474
13. FuX., Li K., Niu Y., Lin Q., LiangH., LuoX., Liu L., Li N. The mTOR/PGC-1a/SIRT3 Pathway Drives Reductive Glutamine Metabolism to Reduce Oxidative Stress Caused by ISKNV in CPB Cells // Microbiol. Spectr. 2022. Vol. 10, № 1. Art. № e0231021. DOI: 10.1128/spectrum.02310-21
14. Steinert E.M., Vasan K., Chandel N.S. Mitochondrial Metabolism Regulation of T Cell-Mediated Immunity // Annu. Rev. Immunol. 2021. Vol. 39. P. 395-416. DOI: 10.1146/annurev-immunol-101819-082015
15. Almeida L., Lochner M., Berod L., Sparwasser T. Metabolic Pathways in T Cell Activation and Lineage Differentiation // Semin. Immunol. 2016. Vol. 28, № 5. P. 514-524. DOI: 10.1016/j.smim.2016.10.009
16. van der Windt G.J. W., Pearce E.L. Metabolic Switching and Fuel Choice During T-Cell Differentiation and Memory Development // Immunol. Rev. 2012. Vol. 249, № 1. P. 27-42. DOI: 10.1111/j.1600-065X.2012.01150.x
17. Madden M.Z., Rathmell J.C. The Complex Integration of T-Cell Metabolism and Immunotherapy // Cancer Discov. 2021. Vol. 11, № 7. P. 1636-1643. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-20-0569
18. Tao J.-H., Barbi J., Pan F. Hypoxia-Inducible Factors in T Lymphocyte Differentiation and Function. A Review in the Theme: Cellular Responses to Hypoxia // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2015. Vol. 309, № 9. P. C580-C589. DOI: 10.1152/ajpcell.00204.2015
19. PawlusM.R., WangL., Hu C.-J. STAT3 and HIF1a Cooperatively Activate HIF1 Target Genes in MDA-MB-231 and RCC4 Cells // Oncogene. 2014. Vol. 33, № 13. P. 1670-1679. DOI: 10.1038/onc.2013.115
20. Dikalova A.E., Itani H.A., Nazarewicz R.R., McMaster W.G., Flynn C.R., Uzhachenko R., Fessel J.P., Gamboa J.L., Harrison D.G., Dikalov S.I. Sirt3 Impairment and SOD2 Hyperacetylation in Vascular Oxidative Stress and Hypertension // Circ. Res. 2017. Vol. 121, № 5. P. 564-574. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.117.310933
21. Soto-Heredero G., Gómez de las Heras M.M., Gabandé-Rodríguez E., Oller J., Mittelbrunn M. Glycolysis -a Key Player in the Inflammatory Response // FEBS J. 2020. Vol. 287, № 16. P. 3350-3369. DOI: 10.1111/febs.15327
22. Dang E.V., Barbi J., Yang H.-Y. Control of TH17/T Balance by Hypoxia-Inducible Factor 1 // Cell. 2011. Vol. 146, № 5. P. 772-784. DOI: 10.1016/j.cell.2011.07.033 reg
23. Veliga P., Cunha P.P., VojnovicN., Foskolou I.P., Bargiela D., GojkovicM., RundqvistH., JohnsonR.S. Modified Hypoxia-Inducible Factor Expression in CD8+ T Cells Increases Antitumor Efficacy // Cancer Immunol. Res. 2021. Vol. 9, № 4. P. 401-414. DOI: 10.1158/2326-6066.CIR-20-0561
24. Biswas S., Troy H., Leek R., Chung Y.-L., Li J.-L., Raval R.R., Turley H., Gatter K., Pezzella F., Griffiths J.R., Stubbs M., Harris A.L. Effects of HIF-1a and HIF-2a on Growth and Metabolism of Clear-Cell Renal Cell Carcinoma 786-0 Xenografts // J. Oncol. 2010. Vol. 2010. Art. № 757908. DOI: 10.1155/2010/757908
25. Yu W., Denu R.A., Krautkramer K.A., Grindle K.M., Yang D.T., Asimakopoulos F., Hematti P., Denu J.M. Loss of SIRT3 Provides Growth Advantage for B Cell Malignancies // J. Biol. Chem. 2016. Vol. 291, № 7. P. 3268-3279. DOI: 10.1074/jbc.M115.702076
26. Zamaraeva M.V., Sabirov R.Z., Maeno E., Ando-Akatsuka Y., Bessonova S.V., Okada Y. Cells Die with Increased Cytosolic ATP During Apoptosis: A Bioluminescence Study with Intracellular Luciferase // Cell Death Differ. 2005. Vol. 12, № 11. P. 1390-1397. DOI: 10.1038/sj.cdd.4401661
27. Yarosz E.L., Chang C.-H. The Role of Reactive Oxygen Species in Regulating T Cell-Mediated Immunity and Disease // Immune Netw. 2018. Vol. 18, № 1. Art. № e14. DOI: 10.4110/in.2018.18.e14
28. Matsuura K., CanfieldK., Feng W., KurokawaM. Metabolic Regulation of Apoptosis in Cancer // Int. Rev. Cell. Mol. Biol. 2016. Vol. 327. P. 43-87. DOI: 10.1016/bs.ircmb.2016.06.006
29. Williams J.W., Ferreira C.M., Blaine K.M., Rayon C., Velazquez F., Tong J., Peter M.E., Sperling A.I. Non-Apoptotic Fas (CD95) Signaling on T Cells Regulates the Resolution of Th2-Mediated Inflammation // Front. Immunol. 2018. Vol. 9. Art. № 2521. DOI: 10.3389/fimmu.2018.02521
30. Neeli P.K., Gollavilli P.N., Mallappa S., Hari S.G., Kotamraju S. A Novel Metadherin57 Splice Variant Enhances Triple Negative Breast Cancer Aggressiveness by Modulating Mitochondrial Function via NFkB-SIRT3 Axis // Oncogene. 2020. Vol. 39, № 10. P. 2088-2102. DOI: 10.1038/s41388-019-1126-6
References
1. Chapman N.M., Chi H. Metabolic Adaptation of Lymphocytes in Immunity and Disease. Immunity, 2022, vol. 55, no. 1, pp. 14-30. DOI: 10.1016/j.immuni.2021.12.012 "
2. Huang H.-Y., Luther S.A. Expression and Function of Interleukin-7 in Secondary and Tertiary Lymphoid Organs. Semin. Immunol., 2012, vol. 24, no. 3, pp. 175-189. DOI: 10.1016/j.smim.2012.02.008
3. Kumar B.V., Connors T.J., Farber D.L. Human T Cell Development, Localization, and Function Throughout Life. Immunity, 2018, vol. 48, no. 2, pp. 202-213. DOI: 10.1016/j.immuni.2018.01.007
4. Chapman N.M., Boothby M.R., Chi H. Metabolic Coordination of T Cell Quiescence and Activation. Nat. Rev. Immunol., 2020, vol. 20, pp. 55-70. DOI: 10.1038/s41577-019-0203-y
5. Shyer J.A., Flavell R.A., Bailis W. Metabolic Signaling in T Cells. Cell Res., 2020, vol. 30, no. 8, pp. 649-659. DOI: 10.1038/s41422-020-0379-5
6. Kierans S.J., Taylor C.T. Regulation of Glycolysis by the Hypoxia-Inducible Factor (HIF): Implications for Cellular Physiology. J. Physiol., 2021, vol. 599, no. 1, pp. 23-37. DOI: 10.1113/JP280572
7. Anne F., McGettrick L., O'Neill L.A.J. The Role of HIF in Immunity and Inflammation. Cell Metab., 2020, vol. 32, no. 4, pp. 524-536. DOI: 10.1016/j.cmet.2020.08.002
8. Cho S.H., Raybuck A.L., Blagih J., Kemboi E., Haase V.H., Jones R.G., Boothby M.R. Hypoxia-Inducible Factors in CD4+ T Cells Promote Metabolism, Switch Cytokine Secretion, and T Cell Help in Humoral Immunity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2019, vol. 116, no. 18, pp. 8975-8984. DOI: 10.1073/pnas.1811702116
9. Marcus J.M., Andrabi S.A. SIRT3 Regulation Under Cellular Stress: Making Sense of the Ups and Downs. Front. Neurosci., 2018, vol. 12. Art. no. 799. DOI: 10.3389/fnins.2018.00799
10. Ozden O., Park S.-H., Wagner B.A., Song H.Y., Zhu Y., Vassilopoulos A., Jung B., Buettner G.R., Gius D. SIRT3 Deacetylates and Increases Pyruvate Dehydrogenase Activity in Cancer Cells. Free Radic. Biol. Med., 2014, vol. 76, pp. 163-172. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2014.08.001
11. Pillai V.B., Sundaresan N.R., Gupta M.P. Regulation of Akt Signaling by Sirtuins: Its Implication in Cardiac Hypertrophy and Aging. Circ. Res., 2014, vol. 114, no. 2, pp. 368-378. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.113.300536
12. Wang G., Fu X.-L., Wang J.-J., Guan R., Sun Y., Tony To S.-S. Inhibition of Glycolytic Metabolism in Glioblastoma Cells by Pt3glc Combinated with PI3K Inhibitor via SIRT3-Mediated Mitochondrial and PI3K/Akt-MAPK Pathway. J. Cell. Physiol., 2019, vol. 234, no. 5, pp. 5888-5903. DOI: 10.1002/jcp.26474
13. Fu X., Li K., Niu Y., Lin Q., Liang H., Luo X., Liu L., Li N. The mTOR/PGC-1a/SIRT3 Pathway Drives Reductive Glutamine Metabolism to Reduce Oxidative Stress Caused by ISKNV in CPB Cells. Microbiol. Spectr., 2022, vol. 10, no. 1. Art. no. e0231021. DOI: 10.1128/spectrum.02310-21
14. Steinert E.M., Vasan K., Chandel N.S. Mitochondrial Metabolism Regulation of T Cell-Mediated Immunity. Annu. Rev. Immunol., 2021, vol. 39, pp. 395-416. DOI: 10.1146/annurev-immunol-101819-082015
15. Almeida L., Lochner M., Berod L., Sparwasser T. Metabolic Pathways in T Cell Activation and Lineage Differentiation. Semin. Immunol., 2016, vol. 28, no. 5, pp. 514-524. DOI: 10.1016/j.smim.2016.10.009
16. van der Windt G.J.W., Pearce E.L. Metabolic Switching and Fuel Choice During T-Cell Differentiation and Memory Development. Immunol. Rev., 2012, vol. 249, no. 1, pp. 27-42. DOI: 10.1111/j.1600-065X.2012.01150.x
17. Madden M.Z., Rathmell J.C. The Complex Integration of T-Cell Metabolism and Immunotherapy. Cancer Discov., 2021, vol. 11, no. 7, pp. 1636-1643. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-20-0569
18. Tao J.-H., Barbi J., Pan F. Hypoxia-Inducible Factors in T Lymphocyte Differentiation and Function. A Review in the Theme: Cellular Responses to Hypoxia. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2015, vol. 309, no. 9, pp. C580-C589. DOI: 10.1152/ajpcell.00204.2015
19. Pawlus M.R., Wang L., Hu C.-J. STAT3 and HIF1a Cooperatively Activate HIF1 Target Genes in MDA-MB-231 and RCC4 Cells. Oncogene, 2014, vol. 33, no. 13, pp. 1670-1679. DOI: 10.1038/onc.2013.115
20. Dikalova A.E., Itani H.A., Nazarewicz R.R., McMaster W.G., Flynn C.R., Uzhachenko R., Fessel J.P., Gamboa J.L., Harrison D.G., Dikalov S.I. Sirt3 Impairment and SOD2 Hyperacetylation in Vascular Oxidative Stress and Hypertension. Circ. Res., 2017, vol. 121, no. 5, pp. 564-574. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.117.310933
21. Soto-Heredero G., Gómez de las Heras M.M., Gabandé-Rodríguez E., Oller J., Mittelbrunn M. Glycolysis -a Key Player in the Inflammatory Response. FEBS J., 2020, vol. 287, no. 16, pp. 3350-3369. DOI: 10.1111/febs.15327
22. Dang E.V., Barbi J., Yang H.-Y., Jinasena D., Yu H., Zheng Y., Bordman Z., Fu J., Kim Y., Yen H.-R., Luo W., Zeller K., Shimoda L., Topalian S.L., Semenza G.L., Dang C.V., Pardoll D.M., Pan F. Control of TH17/Te Balance by Hypoxia-Inducible Factor 1. Cell, 2011, vol. 146, no. 5, pp. 772-784. DOI: 10.1016/j.cell.2011.07.033 reg
23. Veliga P., Cunha P.P., Vojnovic N., Foskolou I.P., Bargiela D., Gojkovic M., Rundqvist H., Johnson R.S. Modified Hypoxia-Inducible Factor Expression in CD8+ T Cells Increases Antitumor Efficacy. Cancer Immunol. Res., 2021, vol. 9, no. 4, pp. 401-414. DOI: 10.1158/2326-6066.CIR-20-0561
24. Biswas S., Troy H., Leek R., Chung Y.-L., Li J.-L., Raval R.R., Turley H., Gatter K., Pezzella F., Griffiths J.R., Stubbs M., Harris A.L. Effects of HIF-1a and HIF2a on Growth and Metabolism of Clear-Cell Renal Cell Carcinoma 786-0 Xenografts. J. Oncol., 2010, vol. 2010. Art. no. 757908. DOI: 10.1155/2010/757908
25. Yu W., Denu R.A., Krautkramer K.A., Grindle K.M., Yang D.T., Asimakopoulos F., Hematti P., Denu J.M. Loss of SIRT3 Provides Growth Advantage for B Cell Malignancies. J. Biol. Chem., 2016, vol. 291, no. 7, pp. 3268-3279. DOI: 10.1074/jbc.M115.702076
26. Zamaraeva M.V., Sabirov R.Z., Maeno E., Ando-Akatsuka Y., Bessonova S.V., Okada Y. Cells Die with Increased Cytosolic ATP During Apoptosis: A Bioluminescence Study with Intracellular Luciferase. Cell Death Differ., 2005, vol. 12, no. 11, pp. 1390-1397. DOI: 10.1038/sj.cdd.4401661
27. Yarosz E.L., Chang C.-H. The Role of Reactive Oxygen Species in Regulating T Cell-Mediated Immunity and Disease. Immune Netw., 2018, vol. 18, no. 1. Art. no. e14. DOI: 10.4110/in.2018.18.e14
28. Matsuura K., Canfield K., Feng W., Kurokawa M. Metabolic Regulation of Apoptosis in Cancer. Int. Rev. Cell. Mol. Biol., 2016, vol. 327, pp. 43-87. DOI: 10.1016/bs.ircmb.2016.06.006
29. Williams J.W., Ferreira C.M., Blaine K.M., Rayon C., Velázquez F., Tong J., Peter M.E., Sperling A.I. Non-Apoptotic Fas (CD95) Signaling on T Cells Regulates the Resolution of Th2-Mediated Inflammation. Front. Immunol., 2018, vol. 9. Art. no. 2521. DOI: 10.3389/fimmu.2018.02521
30. Neeli P.K., Gollavilli P.N., Mallappa S., Hari S.G., Kotamraju S. A Novel Metadherin57 Splice Variant Enhances Triple Negative Breast Cancer Aggressiveness by Modulating Mitochondrial Function via NFkB-SIRT3 Axis. Oncogene, 2020, vol. 39, no. 10, pp. 2088-2102. DOI: 10.1038/s41388-019-1126-6
DOI: 10.37482/2687-1491-Z155
Sergey D. Kruglov* ORCID: https://orcid.org/0000-0002-4085-409X Ol'ga V. Zubatkina* ORCID: https://orcid.org/0000-0002-5039-2220 Anna V. Samodova* ORCID: https://orcid.org/0000-0001-9835-8083
*N. Laverov Federal Center for Integrated Arctic Research of the Ural Branch of the Russian Academy of Sciences (Arkhangelsk, Russian Federation)
INFLUENCE OF INTRACELLULAR REGULATION OF METABOLISM ON THE POPULATION COMPOSITION OF PERIPHERAL BLOOD LYMPHOCYTES
Metabolic activity has a significant impact on the differentiation, proliferation and functioning of T cells. Different lymphocyte subpopulations use, to varying degrees, glycolysis and mitochondrial metabolism, whose main regulators are hypoxia-inducible factor 1-alpha (HIF-1a) and sirtuin 3 (SIRT3), respectively.
The purpose of this paper was to study changes in the population composition of peripheral blood lymphocytes in humans depending on the level of the intracellular metabolic regulators SIRT3 and HlF-1a. Materials and methods. 227 residents of the city of Arkhangelsk and the Arkhangelsk Region were examined (mean age 42 ± 11 years). Absolute lymphocyte count was determined using the Sysmex XS 500i haematology analyser, while CD3+, CD4+, CD8+, CD10+, CD25+ and CD95+ phenotypes content, by indirect immunoperoxidase reaction. Intracellular adenosine triphosphate (ATP) concentration was measured using the luciferase bioluminescence method. HIF-1a and SIRT3 concentrations were measured in lymphocyte lysate using enzyme immunoassay. To divide the total sample into groups according to SIRT3 and HIF-1a content, k-means clustering was utilized. Results. Changes in SIRT3 and HIF-1a intracellular concentrations correlated with ATP concentration. It was found that in the group with high HIF-1a content, the proportion of CD4+, CD8+, CD10+ and CD25+ lymphocytes was greater than in the group with high SIRT3 concentration, which had a greater proportion of CD95+ lymphocytes. Thus, the content of intracellular metabolic regulators that regulate ATP production pathways in the cell, i.e. oxidative phosphorylation (SIRT3) and glycolysis (HIF-ia), affects the population composition of lymphocytes and is therefore important for assessing the immune response.
Keywords: HIF-1a, SIRT3, adenosine triphosphate (ATP), cellular immunity, lymphocyte populations, immunometabolism.
Received 21 November 2022 Accepted 5 May 2023 Published 25 September 2023
Поступила 21.11.2022 Принята 05.05.2023 Опубликована 25.09.2023
Corresponding author: Sergey Kruglov, address: prosp. Lomonosova 249, Arkhangelsk, 163000, Russian Federation; e-mail: stees67@yandex.ru
For citation: Kruglov S.D., Zubatkina O.V., Samodova A.V. Influence of Intracellular Regulation of Metabolism on the Population Composition of Peripheral Blood Lymphocytes. Journal of Medical and Biological Research, 2023, vol. 11, no. 3, pp. 292-301. DOI: 10.37482/2687-1491-Z155
