CC BY
240
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ МЕДИЦИНА
УДК 616-092.4
Е. И. Ермоленко1, 2, В. Н. Донецк, Ю. В. Дмитриевее4, Ю. Ю. Ильясов1, М. А. Суворова1,
л. в. Громова
ВЛИЯНИЕ ПРОБИОТИЧЕСКИХ ЭНТЕРОКОККОВ НА ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ КИШЕЧНИКА КРЫС ПРИ ДИСБИОЗЕ, ИНДУЦИРОВАННОМ АНТИБИОТИКАМИ*
Щаучно-исследовательский институт экспериментальной медицины РАМН, Санкт-Петербург 2Санкт-Петербургский государственный университет, Медицинский факультет 3Санкт-Петербургская медицинская академия последипломного образования 4Институт физиологии им. И. П. Павлова РАН, Санкт-Петербург
Организм человека и его микробиота представляют собой высокоорганизованную, саморегулирующуюся систему, «обеспечивающую поддержание равновесия компонентов внутренней среды организма на метаболическом, клеточном и молекулярно-генетическом уровнях» [1]. Сбалансированность системы «хозяин-микрофлора» может нарушаться «при превышении интенсивности негативных внешних воздействий над пороговыми значениями адаптационной системы организма» [2] и при сдвигах в метаболической активности самой микрофлоры [3]. Одной из наиболее частых причин нарушений в рассматриваемой системе является воздействие на нее антибактериальными препаратами. Показано, что антибиотики изменяют количественный и качественный состав аутохтонной микрофлоры человека, оказывают прямое воздействие на клетки организма и метаболические процессы в них [4]. Кроме того, установлено, что у 5-25 % пациентов, получающих антибиотики, наблюдается антибиотико-ассоциированная диарея («antibiotic associated diarrhea»), чаще называемая «лекарственно опосредованным дисбиозом кишечника» [5].
Общеизвестно, что одним из наиболее перспективных средств для лечения и профилактики дисбиотических состояний являются пробиотики [6, 7]. Пробиотические препараты, или пищевые продукты, содержат живые микроорганизмы, чаще всего лактобактерии (лактобациллы, бифидобактерии, энтерококки). Последние, как известно, ингибируют рост патогенных микроорганизмов, обладают лакто- и бифидогенными свойствами, иммуномодулирующей активностью, стимулируют ангиогенез, увеличивают регенераторную способность тканей, нормализуют липидный и углеводный обмены в организме человека [8-11]. Однако влияние пробиотиков на функциональное состояние кишечника и его микрофлору, в значительной степени определяющих общий гомеостаз организма, изучены недостаточно.
* Исследование поддержано грантом РФФИ 06-04-48949.
© Е. И. Ермоленко, В. Н. Донец, Ю. В. Дмитриева и др., 2009
Цель настоящего исследования состояла в изучении влияния пробиотических энтерококков на микробиоту и некоторые функциональные характеристики кишечника в условиях дисбиоза, вызванного введением антибиотиков.
Материалы и методы исследования. Эксперименты проводили на 36 половозрелых белых лабораторных крысах самцах Вистар (масса тела 200-250 г), полученных из питомника Рапполово. Содержание, питание, уход за животными и выведение их из эксперимента осуществляли в соответствии с требованиями «Правил проведения работ с использованием экспериментальных животных» (Приложение к приказу МЗ СССР от 12.08.1977 № 755). Все животные содержались при сходных условиях в отношении температуры, влажности и освещения, а также рациона питания (комбикорм ПК-120-1, Россия).
Перед проведением каждой из трех серий экспериментов животные были разделены на три группы: А, Б и К (по 4 крысы в группе). Животным групп А и Б ежедневно в одно и то же время (первая половина дня) per os в течение 3 дней вводили в количестве 15 и 10 мг чистого вещества, растворенного в дистиллированной воде, соответственно, ампициллин (ОАО «Органика», Россия) и метронидазол (ОАО «Ирбитский химикофармацевтический завод», Россия). Затем крысам группы А с 3-го дня (через 6 ч после введения антибиотиков) в течение 6 дней вводили 500 мкл молочно-кислой закваски, содержащей 5,5-108 КОЕ/мл Enterococcus faecium L5. Штамм L5 является генетическим дериватом пробиотической культуры L3 («Ламинолакт», ООО «Авена», Россия, Патент РФ № 2227039), в результате трансформации приобрел гены устойчивости к эритромицину [12], как и другие лактобактерии обладает сахаролитическими свойствами, в частности, способен расщеплять мальтозу. Крысам группы Б с 3-го по 9-й день ежедневно вводили молоко в объеме 500 мкл. Животные группы К ежедневно в течение первых трех дней получали дистиллированную воду в объеме 500 мкл, а затем в течение 6 дней — молоко в том же объеме (табл. 1).
Таблица 1
Особенности воздействия на крыс групп А, Б и К
Группа Характер воздействия
1-3-й дни (в 11.00 ч 1 раз день) 3-8-й дни (в 11.00 ч 1 раз в день, 3-й день — в 17.00 ч)
А 15 мг ампициллина и 10 мг метронидазола Молочно-кислая закваска Е./авеіит Ь5 8 ^ КОЕ/мл
Б 15 мг ампициллина и 10 мг метронидазола Молоко
К Дистиллированная вода Молоко
На протяжении всех экспериментов наблюдали за физической активностью, массой тела животных, аппетитом (количество съеденной пищи), характером стула. В 1, 3 и 9-й дни эксперимента забирали пробы для проведения бактериологического исследования микробиоты различных отделов желудочно-кишечного тракта. При этом анализировали следующие виды материала: фекалии, просветное содержимое (химус), пристеночная слизь и эпителий из двенадцатиперстной, тощей, подвздошной и толстой кишок. Фракции химуса, слизи и эпителия получали в соответствии с методикой, описанной ранее [13]. Из различных отделов кишечника крыс отбирали по 2 смежных участка длиной 5 см. Химус получали промыванием каждого из исследуемых отрезков кишки 5 мл охлажденного раствора Рингера (pH 7,1-7,4). Слизь отделяли встряхиванием каждого из отрезков кишки, вывернутого слизистой оболочкой наружу и надетого на пластиковую трубочку,
в 5 мл раствора Рингера в течение 10 с. После этого с каждого из отрезков кишки механически при помощи шпателя снимали слизистую и гомогенизировали в 5 мл раствора Рингера (фракция эпителия).
Анализ состава и количества микрофлоры проводился бактериологическими методами в соответствии с методическими рекомендациями [14].
В одной серии опытов у крыс вышеуказанных групп в последний день эксперимента отбирали пробы химуса, слизи и эпителия для оценки активности фермента мальтазы (НФ 3.2.1.20). Определение активности мальтазы осуществляли в соответствии с методикой, описанной ранее [13], и выражали в мкмоль/мин на участок кишки. Пробы эпителия предварительно взвешивали с целью контроля массы слизистой оболочки у крыс различных групп, а также для расчета ферментативной активности на 1 г слизистой оболочки. Все пробы до начала биохимического исследования хранили при температуре -75 °С.
Статистическая обработка данных проводилась с использованием компьютерной программы Microsoft Excel 2003, критериев Стъюдента [15].
Результаты и их обсуждение. В предшествующих работах [7, 8, 16, 17] для создания модели дисбиоза кишечника у лабораторных крыс или мышей этим животным разными способами (внутримышечно, внутривенно, внутрибрюшинно, подкожно, внутрижелудочно или перорально) вводили различные лекарственные препараты: антибиотики (амикацин, ампиокс, гентамицин, тетрациклин), антимикотики (нистатин). В наших исследованиях предпочтение было отдано комбинации антимикробных препаратов (ампициллин и метро-нидазол) широкого спектра действия, ингибирующих рост большинства представителей нормальной микрофлоры кишечника млекопитающих. При этом для достижения максимального воздействия антибиотиков на микробиоту желудочно-кишечного тракта [4, 18] их вводили per os. Следует отметить, что препараты были использованы в нетоксичных дозах, которые в перерасчете на 1 г массы тела крысы лишь в 2 раза превышали средние терапевтические дозы для человека.
Известно, что наличие дисбиотического состояния у людей и животных подтверждается появлением диспепсических проявлений и изменений в микробиоте кишечного содержимого [4, 7, 9, 11, 14]. В наших экспериментах дисбиоз кишечника был подтвержден клинически и бактериологически.
Клинические изменения. В настоящем исследовании после введения ампициллина и метронидазола отмечались следующие симптомы: полифекалия, понос, запор или их чередование, изменение консистенции стула, ухудшение аппетита, снижение веса. Как видно из табл. 2, диспепсические симптомы появлялись через 18-24 ч после введения препаратов и сохранялись у некоторых животных группы Б в течение всего периода наблюдений. Следует отметить, что более динамично исчезали клинические симптомы дисбиоза кишечника у крыс группы А (уже через 24-48 ч использования пробиотической молочно-кислой закваски).
Как видно на рис. 1, после введения антибактериальных препаратов на 2-3-й день исследования крысы групп А и Б теряли в весе до 30 г. В то же время животные контрольной группы с 1-го по 9-й день эксперимента продолжали набирать массу тела. В дальнейшем крысы, получавшие молочно-кислую закваску с L5, восстанавливали свой вес быстрее животных из группы Б на 3-4 и 6-й день соответственно. В те же сроки эксперимента (рис. 2) после воздействия антибиотиками наблюдалось резкое снижение аппетита, а затем у крыс группы А более выраженное, чем у животных группы Б, повышение аппетита на 4-й и 5-й дни исследования (р < 0,005). Полученные результаты коррелируют с данными других авторов, свидетельствующими о том, что большинство пробиотических бактерий,
Таблица 2
Клинические симптомы проявления дисбиоза у крыс групп А и Б в различные сроки
эксперимента
Диспепсические симптомы Исходно После воздействия антибиотиками (А1-А4 и Б1-Б44) После введения молочно-кислой закваски (А1-А4) После введения молока (Б1-Б4)
Характер стула Без отклонений 12 из 12 Маслянистая консистенция, кашицеобразный 7 из 8 через 18-24ч Нормализация через 24-48 ч у 4 из 4 Нормализация через 48-96 ч у 3 из 4
Частота и количество Без отклонений 12 из 12 Полифекалия 3 из 8. Понос 3 из 8, чередование запора и поноса 2 из 8 через 18-24 ч Нормализация через 24-48 ч у 4 из 4 Нормализация через 48-96 ч у 3 из 4, 1 из 4 понос
за исключением бактероидов [9], способствует увеличению массы тела людей и животных при их введении [1, 8, 11]. Более быстрое восстановление веса и аппетита животных группы А можно связать с нормализацией пищеварительных функций желудочно-кишечного тракта, интенсивными процессами разрушения и выведения антибактериальных препаратов в результате использования пробиотической закваски [2, 4, 8].
Результаты бактериологического исследования. Показано, что при дисбиозе кишечника, в частности, при антибиотико-ассоциированной диарее наблюдается доминирование каких-либо условно-патогенных микроорганизмов (стафилококков, псевдомонад, клебсиелл, протея, эшерихий с низкой ферментативной активностью, клостридий и грибов) или их ассоциаций [4, 7, 9]. В наших экспериментах при бактериологическом исследовании фекалий животных выявлены существенные изменения в составе микробиоты кишечника.
123456789
День эксперимента
А А - ■ - В-О -К
Рис. 1. Изменение веса у крыс групп К, Б и А в различные сроки эксперимента
$ 50 н гя
td
м
cd
о. 40
В
I зо н
U
п
§ 20-
н
о
а>
сг
110
123456789
День эксперимента |— А-о
Рис. 2. Изменение аппетита у крыс групп К, Б и А в различные сроки эксперимента
Как видно из табл. 3, после воздействия антибактериальными препаратами в фекалиях крыс увеличивалось количество бактерий родов Klebsiella, Proteus и Escherichia coli с низкой ферментативной активностью. После введения штамма L5 была отмечена элиминация появившихся после воздействия антибиотиками условно-патогенных бактерий. В то же время у животных группы Б существенных изменений в количестве клебсиелл и протея не наблюдалось.
Обращало на себя внимание снижение количества лактобацилл, бифидобактерий и энтерококков после воздействия антибактериальными препаратами на крыс групп А и Б. Однако после отмены антибиотиков происходило восстановление содержания лактобацилл, бифидобактерий и энтерококков. Исключение составляли лактобациллы, концентрация которых в фекалиях крыс из группы Б существенно не изменялась.
Аналогичные результаты были получены и другими авторами [2, 5, 16, 17]. В качестве примера таких исследований можно привести результаты изучения микробиоты толстой кишки у мышей с дисбиозом, вызванным внтурибрюшинным введением гентамицина. У этих животных в фекалиях отмечалось снижение количества бифидобактерий и лактобацилл, эшерихий с нормальной ферментативной активностью, увеличение содержания кишечных палочек с низкой ферментативной активностью, протея и золотистого стафилококка. Введение антибиотика совместно с Lactobacillus acidophilus (из пробиотического препарата «Наринэ») предотвращало развитие дисбиоза кишечника [16].
Доказывание роли пробиотических штаммов в указанных выше эффектах — трудная задача, так как в большинстве случаев нельзя проследить даже выживаемость введенных живых пробиотических бактерий в условиях in vivo вследствие их большого сходства с представителями микробиоты кишечника. Ранее для подобных исследований было предложено маркировать пробиотические лактобациллы [21] и эшерихии [22] с использованием радиоактивной метки. В нашей работе для выявления особенностей расселения и выживаемости
Таблица 3
Результаты бактериологического исследования фекалий крыс в различные сроки эксперимента,
^ КОЕ /мл
Виды бактерий Группа А (n = 4) Группа Б (n = 4) Группа K (n = 4)
1-й день 3-й день 8-й день 1-й день 3-й день 8-й день 8-й день
Lactobacillus spp. 6,75±0,56 5,5±0,45 7,5±0,62 7±0,38 6, 5±0,24 5,25±0,35 7±0,56
Bifidobacterium sPP. 7,5±0,35 6±0,27 7,5±0,61 8,75± 6±0,48 7±0,57 8±0,65
Enterococcus sPP. 4±0,33 3,25± 4,25±0,39 3,25±0,23 2,5±0,10 6±0,39 2,5±0,45
Proteus spp. 0 4,23± 0,14 (A1) и 3,10±0,52 (A2) 0 0 4±0,32 (Б1) и 5,34±0,70 (Б3) 4±0,05(Б1) и 4±0,86 (Б3) 0
Klebsiella spp. 0 5,15±0,24 (А3) 0 0 5,23±0,11 (Б2) 6,10±0,34 (Б2) 0
Escherichia coli с низкой ферментативной активностью 0 3,20±0,35 (А4) 0 0 4±0,23 (Б4) 5,24±0,66 (Б4) 0
штамма Е./аесшт Ь5 (Егуг) в желудочно-кишечном тракте крыс группы А достаточно было высевать пробы, взятые от крыс, на селективную среду с эритромицином.
Как видно на рис. 3, только у крыс группы А энтерококки обнаружены в верхних отделах тощей кишки (Т1). Количество устойчивых к эритромицину ЕМегососсш 8р. в химусе тощей кишки составляло 1,5 1§ КОЕ/мл. В более дистальных отделах кишечника содержание этих бактерий нарастало и в толстой кишке достигало 5 1§ КОЕ/мл. При высеве на обычные питательные среды, не содержащие антибиотиков, в группе А были выделены ЕМегосос-сп$ $рр. в концентрации, лишь в 2-8 раз большей, что свидетельствует о преобладании в микробиоте этих животных пробиотических энтерококков. Бактерии рода ЕМегососсш у животных других групп были обнаружены начиная с повздошной кишки (П) или дистальной фракции тощей кишки (Т2) у крыс групп К и Б, соответственно. Количественное содержание энтерококков в химусе тонкой и толстой кишки крыс группы Б было ниже (р < 0,005), чем в группах А и К. Статистически достоверных различий в рассматриваемом показателе в химусе толстой кишки у всех групп животных не отмечено.
Морфологические изменения слизистой оболочки. Известно, что антибактериальные препараты или пробиотические бактерии могут оказывать существенное влияние на морфологию слизистой оболочки кишечника млекопитающих. Показано, что антибиотики могут оказывать либо прямое (в основном токсическое) действие на слизистую либо опосредованное за счет их влияния на микробиоту [4, 6, 7].
Достоверно доказано при сравнении гнотобионтов с конвекциональными животными, что микробиота стимулирует процессы регенерации в слизистой кишечника, увеличивает митотический индекс в эпителиоцитах и способствует инфильтрации эпителия имму-нокомпетентными клетками. Аналогичные результаты получены при изучении влияния
12 пк ТІ Т2 П Тл
Рис. З. Количественное содержание энтерококков в химусе в различных отделах желудочно-кишечного
тракта крыс
пробиотических лактобацилл и бифидобактерий на слизистую желудочно-кишечного тракта здоровых животных и с искусственно индуцированными дисбиозом кишечника, колитом, язвенной болезнью и сахарным диабетом [В, ll, l6, l9]. В указанных работах проводились исследования гистологическими и электронно-микроскопическими методами, оценивались изменения слизистой макроскопически. В наших экспериментах о морфологических изменениях слизистой оболочки в разных отделах кишечника крыс групп А, Б и К судили по изменению массы эпителия слизистой оболочки в пробах, полученных из равных по длине (5 см) отрезков кишки.
На рис. 4 представлены результаты данной части исследования. Можно видеть, что в конце экспериментального периода масса слизистой оболочки толстой кишки в группах А и Б, получавших антибактериальные препараты, а затем, соответственно, молочно-кислую закваску или молоко, выше, чем в контрольной группе (р < 0,005). Это могло быть связано с остаточными влияниями антибиотиков. В то же время прослеживалась тенденция к снижению массы слизистой оболочки в верхних отделах тонкой кишки (двенадцатиперстная кишка, верхняя и средняя треть тонкой кишки), что могло явиться результатом действия пробиотических энтерококков при их введении per os. Подобные эффекты ранее удалось продемонстрировать при использовании пробиотических лактобацилл и сахаромицетов. При введении последних наблюдалось уменьшение размеров крипт и ворсинок в тонкой кишке, толщины ее стенки, а также происходило увеличение проницаемости слизистой оболочки [4, ll].
Изменение активности мальтазы. Показано, что молочно-кислые бактерии способны изменять активность ряда ферментов желудочно-кишечного тракта и вырабатываемых микроорганизмами, таких как глюкуронидаза, глюкозидаза, нитроредуктаза, уреаза [В, ll, 23-30]. В настоящей работе мы анализировали активность мальтазы — фермента, связанного с апикальной мембраной энтероцитов, участвующего в заключительных стадиях гидролиза углеводов, таких как гликоген и крахмал [3l, 32].
□КпБиА
Рис. 4. Масса эпителия слизистой оболочки в различных фракциях тонкой и толстой кишок крыс
групп К, Б,А
Результаты распределения активности мальтазы во фракциях эпителия и химуса различных отделов кишечника крыс в группах К, Б и А представлены на рис. 5. Можно видеть, что активность мальтазы в эпителии максимальна в верхних отделах тонкой кишки. Эти результаты хорошо согласуются с данными, полученными ранее другими авторами на крысах [31]. Вместе с тем наш анализ показывает, что активность мальтазы в химусе, которая, по-видимому, характеризует суммарную активность слущенного эпителия и микрофлоры, будучи относительно низкой в двенадцатиперстной и верхнем отделе тощей кишки, существенно возрастает в нижних отделах кишечника (в дистальном отделе тощей кишки, в подвздошной и толстой кишке). Повышение уровня мальтазной активности в нижних отделах кишечника, вероятно, связано как с увеличением активности микрофлоры в этих отделах кишечника, так и с эффектом концентрирования химуса вследствие интенсивного всасывания воды в этих отделах.
Сопоставление результатов, полученных для разных групп крыс, показывает, что в конце экспериментального периода в группе Б (3 дня антибиотики и 6 дней молоко) активность мальтазы в эпителии достоверно не отличается от таковой в группе К (контроль) во всех отделах кишечника. Однако в группе А (3 дня антибиотики и 6 дней пробиотический энтерококк) активность мальтазы в эпителии двенадцатиперстной кишки, а также в верхнем отделе тощей кишки снижена примерно на 70-65 % по сравнению с группами К и Б (р < 0,05). Следует упомянуть, что масса слизистой оболочки в этих отделах кишечника крыс группы А отличалась от таковой в группе контроля не столь значимо, как в толстой кишке. Она составляла 40-25 % массы слизистой тощей кишки в контрольной группе, а не 13 %, как это было показано для дистальных отделов желудочно-кишечного тракта. Следовательно, отмеченные изменения мальтазной активности в проксимальных отделах тонкой кишки обусловлены не только изменениями массы слизистой оболочки, но и уменьшением активности энтероцитов.
Рис. 5. Активность мальтазы в эпителии слизистой оболочки (А) и химусе (Б) различных отделов
кишечника у крыс групп К, Б и А
Как видно на рис. 6, в этой части кишечника у крыс группы А основную функцию расщепления мальтозы берет на себя, по-видимому, микрофлора, продукты метаболизма которой находятся в высоких концентрациях в слизи и химусе. В отличие от группы А у животных групп Б и К в тощей кишке мальтаза сконцентрирована в основном на поверхности слизистой (большей активностью обладают фракции эпителия и слизи). Можно предположить также, что у крыс группы А в верхних отделах кишечника существенный
5
6 Й Рн
100 90 80 70 60 50 403020 -10 -0
О4
О
Я
и
§
Э
100 90 80 -70 -60 -5040 30 20 Ю -I 0
Группа А
12п
Т1
Т2
П
Тл
Группа Б
□ сл. обод. ■ слизь □ химус
■*5
0х
100
90
80
Группа К
-7А
К 70
В 8 60
П
&
40
30
20
10
0
12п
Т1
Т2
П
Тл
12 пк
Т1
Т2
П
Тл
□ сл. обол, я слизь □ химус
□ сл. обол, я слизь □ химус
Рис. 6. Распределение активности мальтазы по фракциям тонкой и толстой кишок крыс групп К, Б и А
вклад в расщепление углеводов вносит микрофлора, продукты метаболизма которой оказывают репрессирующее влияние на массу слизистой оболочки и активность мембранных карбогидраз энтероцитов. Это предположение косвенно подтверждается данными бактериологического исследования, демонстрирующими присутствие E. faecium L5 (обладающего мальтазной активностью) в верхних отделах тощей кишки.
Более низкий (на 74 %, р < 0,05) уровень мальтазной активности в эпителии отмечен также в толстой кишке в группе А по сравнению с группой Б. Это снижение мальтазной активности, вероятно, связано главным образом со снижением активности мальтазы на уровне энтероцитов, так как различия в массе слизистой оболочки в указанных группах составляли лишь 13 %.
При исследовании активности мальтазы в химусе и слизи обнаружено, что ее уровень снижен на 67 % в группе Б (по сравнению с группой К, р < 0,05) в химусе дистального отдела тощей кишки и на 53 % (по сравнению с группой А,р < 0,05) в показателе «слизь+химус» в толстой кишке. Эти результаты указывают на то, что применение пробиотика (E. faecium L5) на фоне дисбиоза способствует более быстрому восстановлению сахаролитической активности микрофлоры в нижних отделах кишечника.
Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о том, что пероральное применение пробиотических энтерококков на фоне дисбиоза кишечника способствует более быстрому восстановлению сахаролитической активности микрофлоры в толстой кишке, но при этом наблюдается снижение (по-видимому, адаптивное) некоторых функциональных показателей (масса слизистой оболочки, активность мальтазы) в верхних отделах кишечника. Предложенная модель дисбиоза кишечника крыс может быть использована для анализа влияния антибиотиков и пробиотиков на морфологические показатели и ферментативную активность желудочно-кишечного тракта млекопитающих и его микробиоту.
Литература
1. Rolfe R. D. Interactions among microorganisms of the indigenous intestinal flora and their influence on the host // Rev. Infect. Dis. 1984. Vol. 6. Suppl. 1. P. 73-79.
2. Парфенов А. И., Ручкина И. Н., Осипов Г. А. Антибиотико-ассоциированная диарея // Экспер. и клин. гастроэнтерол. 2002. № 5. С. 92-95.
3. Уголев А. М. Теория адекватного питания и трофология. СПб., 1991. 271 с.
4. Лобзин Ю. В., Макарова В. Г., Кровякова Е. Р. Дисбактериоз кишечника (клиника, диагностика, лечение): Руководство для врачей. СПб., 2003. 256 с.
5. Костюкевич О. И. Современные представления о микробиоценозе кишечника: Дисбактериоз и его коррекция // РМЖ. 2007. 2176.www.rmj.ru
6. Бельмер С. В. Антибиотик ассоциированный дисбактериоз кишечника // РМЖ. 2004. Т. 12. № 3. С. 148. http://www.rmj.ru/articles.
7. McFarland L. Epidemiology, risk factors and treatments for antibiotic associated diarrhea // Diagn. Dis. 1998. Vol. 16. P. 292-307.
8. Шендеров Б. А. Медицинская микробная экология и функциональное питание. Т. 1. М., 1998.
С. 287.
9. Бондаренко В. М., Воробьев А. А. Дисбиозы и препараты с пробиотической функцией // Журн. микробиол. 2004. № 1. С. 84-92.
10. Gibson G. R. Human gut microbiology: the end of the food chain or the start of good health // Microbiology today. 2002. Vol. 29. P. 229-254.
11. Gut microflora: Digestive physiology and pathology / Ed. by J. C. Rambaud, J. P. Buts, G. Corthier, B. Flourie. Paris, 2006. 247 p.
12. Суворов А. Н., Алехина Г. Г., Пигаревский П. В. и др. Опыт применения лактококков в терапии экспериментального вагиноза // Гастроэнтерология Санкт-Петербурга. 2001. № 4. С. 29-31.
13. Егорова В. В., Питран Б. В., Джаиани Н. Н. и др. Радиальное распределение пищеварительных ферментов в тонкой кишке // Докл. АН СССР. 1987. Т. 293. № 5. С. 1235-1238.
14. Клинические аспекты диагностики и лечения дисбиоза кишечника в общетерапевтической практике: Учебно-метод. пособие / Под ред. В. И. Симаненко. СПб., 2003. 36 с.
15. ЮнкероваВ. И., Григорьева С. Г. Метематико-статистическая обработка данных медицинских исследований. СПб., 2002. 266 с.
16. ГапонМ. Н., Терновская Л. Н., Алекушина А. В. Влияние кисломолочного продукта «Наринэ» на состав микрофлоры кишечника в динамике экспериментального лекарственного дисбактериоза // Матер. междунар. конф. «Пробиотики, пребиотики, синбиотики и функциональные продукты питания: Современное состояние и перспективы». М., 2004. C. 45.
17. Афонюшкин В. Н., Коптев В. Ю., Леонов С. В. Механизмы поддержания гомеостаза в тонком и толстом отделах кишечника при дисбактериозе у крыс линии «Вистар» // Актуальные вопросы ветеринарии: Матер. научно-практ. конф. факультета ветеринарной медицины НГАУ Новосибирск, 2004. С. 433.
18. Рациональная антимикробная фармакотерапия: Руководство для практикующих врачей / Под
общ. ред. В. П. Яковлева, С. В. Яковлева. М., 2003. 1008 с.
19. Калмыкова А. И., Пальчикова Н. А., Богатова Н. П. и др. Системная реакция организма экспериментальных животных на длительный прием пробиотика // Бюллетень СО РАМН. 2005. N 3 (117). C. 97-101.
20. Воробьев А. А., Несвижский Ю. В., Богданова Е. А., Корнеев М. Л. Особенности микробиоценоза пристеночного муцина желудочно-кишечного тракта крыс // Журн. микробиол. 2005. N 6. С. 3-7.
21. Tuohy K. M., Pinart-Gilberga M., Jones M. et al. Survivability of a probiotic Lactoba-cillus casei in the gastrointestinal tract of healthy human volunteers and its impact on the fae-cal microflora // J. Appl. Microbiol. 2007. Vol. 102. N 4. P. 1026-1032.
22. Перетц Л. Г. Значение нормальной микрофлоры для организма человека. М., 1955. 436 с.
23. Пальчикова Н. А., Богатова Н. П., Калмыкова А. И. и др. Влияние пробиотика «Биовестин-лакто» на течение аллоксанолового диабета и структуру слизистой оболочки толстой кишки у экспериментальных животных // Бюллетень СО РАМН. 2006. Т. 119. № 1. С. 67-71.
24. Cole C. B., Fuller R., Mallet A. K., Rowland I. R. The influence of the host on expression of intestinal microbial enzyme activities involved in metabolism of foreign compounds // J. Appl. Bacteriol. 1985. Vol. 59. N. 6. P. 549-553.
25. McBainA. J., Macfarlane G. T. Ecological and physiological studies on large intestinal bacteria in relation to production of hydrolytic and reductive enzymes involved in formation of genotoxic metabolites // J. Med. Microbiol. 1998. Vol. 47. N 5. P. 407-416.
26. Preter V., Raemen H., Cloetens L et al. Effect of dietary intervention with different pre- and probiotics on intestinal bacterial enzyme activities // Eur. J. Clin. Nutr. 2007. Vol. 10. P. 1038-1046.
27. Pawlowska J., Klewicka E., Czubkowski P. et al. Effect of Lactobacillus casei DN-114001 application on the activity of fecal enzymes in children after liver transplantation // Transplant Proc. 2007. Vol. 39. N 10. P. 3219-3221.
28. Goldin B. R., Gorbach S. L. The effect of milk and lactobacillus feeding on human intestinal bacterial enzyme activity //Amer. J. Clin. Nutr. 1984. Vol. 39. N 5. P. 756-761.
29. Djouzi Z., Andrieux C., Degivry M. C. et al. The association of yogurt starters with Lactobacillus casei DN 114.001 in fermented milk alters the composition and metabolism of intestinal microflora in germ-free rats and in human flora-associated rats // J. Nutr. 1997. Vol. 127. N 11. Р. 2260-2266.
30. Kushak R. I., Winter H. S. Dietary Carbohydrates: Digestion and Absorption // Trends in Dietary Fats Research / Ed. M. V. Landow. 2005. P. 1-30.
31. Тимофеева Н. М., Иезуитова Н. Н., Громова Л. В. Современные представления о всасывании моносахаридов, аминокислот и пептидов в тонкой кишке млекопитающих // Усп. физиол. наук. 2000. Т. 31. N 4. С. 24-37.
32. Адаптационно-компенсаторные процессы: На примере мембранного гидролиза и транспорта / А. А. Груздков, В. М. Гусев, В. В. Егорова и др.; Отв. ред. А. М. Уголев. Л., 1991. 288 с.
Статья принята к печати 17 декабря 2008 г
