CC BY
35
ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
© Коллектив авторов, 2017 УДК 577.164.18:577.152 DOI:10.23888/PAVLOVJ2017114-20
ВЛИЯНИЕ L-КАРНИТИНА IN VITRO НА АКТИВНОСТЬ ЛИЗОСОМАЛЬНЫХ ЦИСТЕИНОВЫХ ПРОТЕИНАЗ И СОСТОЯНИЕ ЛИЗОСОМАЛЬНОЙ МЕМБРАНЫ
М.А. Фомина, А.М. Кудлаева, А.Н. Рябков
Рязанский государственный медицинский университет им. акад. И.П. Павлова, ул. Высоковольтная, 9, 390026, г. Рязань, Российская Федерация
Изучено влияние L-карнитина in vitro на показатели активности лизосомальных цистеиновых протеиназ и стабильность мембраны лизосом гомогенатов печени половозрелых интактных крыс-самок линии Wistar массой 280-330 г. В опытных группах выделенные лизосомы инкубировали in vitro в растворе L-карнитина в течение 1-го, 2-х и 4-х часов, в контрольных группах in vitro-инкубацию проводили в среде выделения. Активность катепсинов В, L и Н изучалась спектрофлуориметрическим методом по Barrett & Kirschke в двух фракциях - лизосомальной и внелизосомальной. В качестве основного маркера лабилизации мембран использовали активность кислой фосфатазы. При in vitro-инкубации лизосом было обнаружено, что L-карнитин в концентрации 5 мМ увеличивает общую активность катепсина B при одночасовой инкубации на 73,2% (р=0,008), катепсина L при двух- и четырехчасовой инкубации - на 77,7% (р=0,005) и 42,3% (р=0,013) соответственно, а также снижает общую активность катепсина Н при одночасовой инкубации на 200,0% (р=0,008), при двухчасовой - на 67,9% (р=0,05), при четырехчасовой - на 27,1% (р=0,02). Кроме того, инкубация в 5 мМ растворе L-карнитина приводит к росту неседи-ментируемой активности и падению седиментируемой активности для катепсина L при двухчасовом, а для кислой фосфатазы - при двух- и четырехчасовом воздействии. Также 5 мМ L-карнитин при одно- и двухчасовой инкубации стабилизирует лизосомальную мембрану, тогда как увеличение времени инкубации до 4-х часов приводит к её повреждению, и повышает избирательную проницаемость лизосомальной мембраны для исследуемых катепсинов, в наибольшей степени - для катепсина Н.
Ключевые слова: В, L, Н катепсины, L-карнитин, стабильность лизосомальной мембраны.
IN VITRO EFFECT OF L-CARNITINE ON THE ACTIVITY OF LYSOSOMAL CYSTEINE PROTEASES AND THE STATE OF LYSOSOMAL MEMBRANE
M.A. Fomina, A.M. Kudlaeva, A.N. Ryabkov
Ryazan State Medical University, Vysokovoltnaya str., 9, 390026, Ryazan, Russian Federation
The influence of L-carnitine in vitro on the lysosomal cysteine proteinase activity and stability of the lysosomal membrane of the liver homogenates of intact sexually Mature female rats of Wistar line weighing 280-330 g were studied. In the experimental groups isolated lysosomes
were incubated in vitro in a solution of L-carnitine during 1, 2 and 4 hours, in the control groups in vitro incubation was carried out in a medium of isolating solution. The activity of ca-thepsins B, L and H was investigated by spectrofluorimetric method of Barrett & Kirschke in two fractions - lysosomal and outside of lysosomes. The activity of acid phosphatase was used as the main marker of a membrane labilization. In vitro incubation of lysosomes showed that carnitine at a concentration of 5 mM increases the total activity of cathepsin B in a one-hour incubation at 73,2% (p=0,008), cathepsin L in a two- and four-hour incubation - at 77,7% (p=0,005) and 42,3% (p=0,013) respectively, and reduces the overall activity of the cathepsin H in a one-hour incubation at 200,0% (p=0,008), in a two-hour - by 67,9% (p=0,05), in a four-hour -27,1% (p=0,02). In addition, incubation in 5 mM L-carnitine solution leads to an increase of un-sedimentable activity and fall sedimentaries activity for cathepsin L in a two-hour, and for acid phosphatase - in a two - and four-hour exposure. 5 mM L-carnitine in one - and two-hour incubation stabilizes lysosomal membrane (whereas increase in incubation time up to 4 hours leads to its damage) and increases the selective permeability of the lysosomal membrane for the studied cathepsins, to the greatest extent - for cathepsin H.
Keywords: B, L, H cathepsins, L- carnitine, lysosomal membrane stability.
Лизосомальные цистеиновые протеи-назы (ЛЦП) относятся к семейству папаи-ноподобных протеолитических ферментов, характеризуются уникальной направленностью действия и неравномерной выработкой различными тканями. В живых организмах активность тиоловых катепсинов представляет собой тонкий баланс между их экспрессией, направленностью действия, активацией проферментов, подавлением их выработки ингибиторами и дальнейшим распадом. Локализуются ЛЦП преимущественно в лизосомах и поздних эндосомах клетки, однако, могут локализоваться в ядре, цитоплазме и плазматической мембране. Тиоловые катепсины являются важными регуляторами и сигнальными молекулами в неограниченном числе биологических процессов, таких как иммунный ответ, ремоделирование костной ткани, активация предшественников многих белков, дифференцирование кератиноцитов и др. Известна роль катепсинов в развитии мышечной дистрофии, ревматоидного артрита, болезни Альцгеймера, атеросклероза [1-3]. ЛЦП принимают участие в процессах, связанных с раковой прогрессией, таких как апоптоз, метастазирование, опухолевый рост, инвазия и ангиогенез. В тканях многих опухолей показано увеличение активности и содержания цистеиновых протеиназ. Так, в клеточных культурах опухоли простаты наблюдается высокий уровень катепсинов
В, L, H и увеличение отношения катепси-ны/ингибиторы по сравнению с культурой нормальных клеток [4]. Активно изучается участие ЛЦП в процессах опосредуемой клеточной гибели. Так, была обнаружена ранняя утечка катепсинов В, Б и Ь в цито-золь, где они активируют каспазы 3 и 9, запуская апоптоз. Также имеются данные о каспазонезависимом пути клеточной гибели, сигналом которого служит пермеабили-зация лизосомальной мембраны (ПЛМ). Наряду с достижением избирательной проницаемости лизосомальной мембраны одним из факторов выхода катепсинов в ци-тозоль является лабилизация мембраны [5].
В связи с этим важен поиск соединений, способных стабилизировать лизосо-мальную мембрану. Особый интерес представляет Ь-карнитин, способный в концентрации 5 мМ повышать стабильность лизо-сомальной мембраны гепатоцитов крысы при часовой т vitro-инкубации [6]. На клетках Jurkat было показано, что 5 мМ L-карни-тин оказывает защитное действие при апоп-тозе, что обусловлено ингибированием синтеза церамидов и активности каспаз 3, 7 и 8 [7]. Однако, в ходе исследований, проведенных на клетках карциномы человека, было обнаружено апоптогенное действие 10 мМ карнитина в сочетании с бутиратом [8]. Также было показано, что на фоне гиперго-моцистеинемии L-карнитин приводит к снижению активности катепсинов L и Н и
оказывает стабилизирующее влияние на ли-зосомальные мембраны клеток сердечной мышцы [9]. Таким образом, актуальным является изучение влияния L-карнитина на лизосомальный цистеиновый протеолиз и состояние лизосомальной мембраны.
Целью данного исследования стало изучение прямого влияния L-карнитина на лизо-сомальный цистеиновый протеолиз in vitro.
Материалы и методы
Выделение лизосом. За 12 часов до забоя половозрелых интактных крыс-самок линии Wistar массой 280-330 г лишали пищи для стандартизации условий опытов. Эвтаназия животных осуществлялась методом обескровливания под эфирным рауш-наркозом при сохраненном дыхании и сердцебиении. Печень извлекали немедленно после обескровливания, помещая орган в охлажденный 0,25 М раствор сахарозы (среда выделения). Далее печень промывали от остатков крови средой выделения, после чего готовили точные навески участков печени в пределах 740-760 мг на электронных весах (AJH-220 CE, Япония). Полученный материал измельчали ножницами и помещали в стеклянный стакан гомогенизатора «Potter S» (Sartorius, Германия), добавляя холодный 0,25 М раствор сахарозы в соотношении 1:9 и гомогенизировали в течение 35 с тефлоновым пестиком 900 об./мин и зазоре в пределах 0,16-0,24 мм. Описанные процедуры проводили при температуре не выше 4°С. Полученные гомо-генаты центрифугировали 15 мин при 3000 об./мин (центрифуга CM-6M ELMI, Латвия) для осаждения не полностью разрушенных клеток и ядер. Надосадочную жидкость отбирали пипеткой в отдельные гильзы и центрифугировали 15 мин при 13000 об./мин для удаления митохондрий, а затем полученный супернатант - дополнительно при 15500 об./мин в течение 30 мин (центрифуга рефрижераторная К 24 Д, ГДР). Осадок, представляющий собой грубую фракцию лизосом, ресуспендировали в 2 мл 0,25 М сахарозы и использовали для in vitro исследования.
Инкубация. Полученные суспензии лизосом печени в 0,25 М сахарозе разделили на две серии по 6 проб в каждой: серию
1 (серия сравнения, 2 мл 0,25 М сахарозы) и серию 2 (1,9 мл 0,25 М сахарозы с добавлением раствора 0,1 мл карнитина с конечной концентрацией 5 мМ). Каждая серия воспроизводилась трижды; инкубация осуществлялась при температуре 37°С на водяной бане в течение 1-го, 2-х и 4-х часов. После инкубации лизосомы повторно осаждали центрифугированием при 15500 об./мин в течение 30 мин. Затем отбирали надосадоч-ную жидкость (неседиментируемая фракция, НСФ), а осадок (седиментируемая фракция, СФ) ресуспендировали в 0,25 М сахарозе с добавлением Тритона Х-100 в конечной концентрации 0,1%. Полученные аликвоты замораживали и хранили до момента исследования при температуре -20°С не более 1 месяца.
Определение активности лизосомаль-ных цистеиновых протеиназ. Активность катепсинов В, L и Н изучалась спектроф-луориметрическим методом (System 3 Scanning Spectrofluorometr, Optical technology devices, inc. Elmstord, New York, 10523) по Barrett & Kirschke [10]. Удельную активность катепсинов выражали в нкат/г белка. Содержание белка определяли по методу Лоури коммерческим набором Научно-практического центра «Эко-сервис» (Санкт-Петербург, Россия). Описанное измерение активности ферментов осуществлялось раздельно для СФ и НСФ и обозначалось для каждого катепсина как седимен-тируемая активность (СА) и неседименти-руемая активность (НСА) соответственно.
Оценка стабильности лизосомальной мембраны. Для оценки стабильности лизо-сомальной мембраны традиционно используется коэффициент лабильности (Клаб), рассчитываемый как соотношение активности лизосомального фермента во внелизо-сомальной (неседиментируемой) фракции к общей активности (ОА), представляющей собой сумму НСА и СА для данного фермента [11]. Поскольку для лизосомальных-цистеиновых протеиназ описан механизм секреции [12], в качестве основного маркера лабилизации мембран использовали активность кислой фосфатазы [13]. Активность фермента измеряли унифицированным методом по «конечной точке», исполь-
зуя коммерческий набор «Витал Диагно-стикс СПб» (Санкт-Петербург, Россия).
Для каждой выборки определяли значение медианы ^е), верхнего и нижнего квартилей. Результаты представлены в формате Me [Q1; Q3]. Для проверки статистической значимости отличий в контрольной и опытной группе использовали непараметрический U-критерий Манна-Уитни. Отличия считали статистически значимыми при p<0,05.
Результаты и их обсуждение
Обнаружено, что прямое воздействие карнитина в конечной концентрации 5 ммоль/л приводит к отчетливым изменениям как активности ЛЦП, так и стабильности ли-зосомальной мембраны. Оценка стабильности лизосомальной мембраны по показателю Клаб кислой фосфатазы продемонстрировала, что одно- и двухчасовая инкубация в среде, содержащей 5 мМ L-карнитин, приводит к падению Клаб на 59,6% (р=0,022) и 33,4% (р=0,005) соответственно относительно серий сравнения, что свидетельствует о стабилизации мембраны. Данный вывод совпадает с результатами других авторов [6, 9]. При этом, увеличение времени инкубации до 4-х часов привело к возрастанию Клаб кислой фосфатазы на 33,2% (р=0,005), что можно трактовать как повреждение лизосомальной мембраны (табл. 1).
При исследовании воздействия кар-нитина на активность ЛЦП in vitro обнаружен рост ОА на 73,2% (р=0,008) катепсина B за счет роста активности в НСФ на 76,8% (р=0,008) в течение одного часа инкубации (табл. 2). Аналогичные изменения наблюдались в ОА катепсина L при двух- и четырехчасовой инкубации: на 77,7% (р=0,005) и 42,3% (р=0,013) соответственно. Можно предположить, что L-карнитин способствует активации катепсинов из их предшественников или высвобождению их из комплекса с ингибиторами. В литературе имеются сведения о проапоптогенном действии карнитина [8]. Одним из возможных механизмов развития данного явления может оказаться способность карнитина повышать активность катепсинов В и L, для которых описано участие в запуске опосредованной клеточной гибели [5]. При этом, при одно-и двухчасовой инкубации исследуемые
ферменты переходят во внелизосомальную фракцию не за счет повреждения мембраны, а видимо, за счет повышения её избирательной проницаемости.
В отношении катепсина Н наблюдалась другая картина: прямое воздействие 5 мМ карнитина приводило к снижению ОА: при одночасовой инкубации на 200,0% (р=0,008) за счет падения активности фермента в СФ на 87,0% (р=0,008), при двухчасовой инкубации - на 67,9% (р=0,05) за счет падения активности фермента в СФ на 79,0% (р=0,005) и при четырехчасовой инкубации - на 27,1% (р=0,02) за счет падения активности фермента в СФ на 95,1% (р=0,005) относительно соответствующих серий сравнения. Аналогичные изменения в отношении катепсина Н карнитин вызывал у крыс в in vivo эксперименте [9]. Также наблюдалось повышение избирательной проницаемости мембраны для данного фермента при одно- и двухчасовой инкубации.
Статистически значимое нарастание значение Клаб для всех изучаемых катеп-синов при четырехчасовой инкубации может объясняться повреждением лизосо-мальной мембраны.
При исследовании влияния карнитина на изучаемые показатели в зависимости от продолжительности воздействия обнаружено, что основные изменения касаются распределения ферментов между вне- и внутрилизосомальной фракциями. Так, после 2-х часов инкубации в среде, содержащей 5 мМ L-карнитин, наблюдалось статистически значимое увеличение НСА катеп-сина L на 43,2% (р=0,02) и снижение СА на 71,1% (р=0,02) относительно 1-го часа инкубации (рис. 1), однако удлинение времени воздействия до 4-х часов не приводило к усугублению описываемых эффектов. Для кислой фосфатазы по мере увеличения времени инкубации (1, 2 и 4 часа) наблюдался рост НСА фермента и падение СА (рис. 2). Также с течением времени наблюдалось увеличение Клаб по кислой фосфа-тазе (табл. 1). В отношении катепсинов В и Н статистически значимых изменений активности и распределения во временном аспекте выявлено не было.
Примечание: * - статистически значимые (р<0,05) отличия от групп контроля с соответствующей продолжительностью инкубации,
° - статистически значимые (р< 0,05) отличия от 1 часа инкубации, х - статистически значимые (р<0,05) отличия от 2-х часов инкубации.
Таблица 1
Влияние 5 мМ L-карнитина на значение показателя Клаб, %
Фермент Продолжительность инкубации
1 час 2 часа 4 часа
Сахароза Карнитин Сахароза Карнитин Сахароза Карнитин
37,26 74,87 64,09 84,12 10,83 62,45*
Катепсин В [0; [70,76; [13,74; [76,18; [6,69; [45,19;
75,64] 78,00] 78,81] 91,42] 13,25] 91,46]
33,34 37,13 42,85 79,38° 16,85 55,43*
Катепсин L [32,98; [30,88; [14,65; [75,36; [11,6; [53,34;
39,09] 40,20] 82,17] 83,19] 20,56] 62,10]
37,35 86,24* 59,07 68,44* 50,56 94,75*х
Катепсин H [22,20; [79,46; [55,16; [65,76; [38,27; [92,45;
37,38] 97,45] 62,58] 70,42] 54,43] 96,97]
Кислая фосфатаза 23,54 [16,23; 27,02] 9,52* [7,18; 12,03] 27,12 [26,35; 28,80] 18,06*° [16,95; 19,26] 27,62 [24,13; 30,22] 41,35*х° [38,64; 42,71]
Выводы
1. Карнитин в концентрации 5 мМ вызывает статистически значимый рост общей активности катепсинов B и L и снижение общей активности катепсина Н при in vitro-инкубации лизосом печени крыс.
2. Инкубация в 5 мМ растворе L-карнитина приводит к росту неседименти-руемой активности и падению седименти-руемой активности для катепсина L при
Литература
1. Turk V., Stoka V., Vasiljeva O., Ren-ko M., Sun T., Turk B. et al. Cysteincatep-sines: from structure, function and regulation to new frontiers // Biochimica et Biophysi-caActa. 2012. Vol. 1824, №1. P. 68-88. doi: 10.1016/j.bbapap.2011.10.002.
2. Абаленихина Ю.В., Фомина М.А., Исаков С.А. Окислительная модификация белков и изменение активности катепсина L селезенки крыс в условиях моделирования дефицита синтеза оксида азота // Российский медико-биологический вестник имени академика И.П. Павлова. 2013. Т. 21, №1. С. 45-49.
двухчасовом, а для кислой фосфатазы - при двух- и четырехчасовом воздействии.
3. При одно- и двухчасовой инкубации L-карнитин в концентрации 5 мМ стабилизирует лизосомальную мембрану, однако увеличение времени инкубации до 4-х часов приводит к её повреждению.
4. 5 мМ L-карнитин повышает избирательную проницаемость лизосомальной мембраны для исследуемых катепсинов, в наибольшей степени - для катепсина Н.
Конфликт интересов отсутствует.
3. Арапова А.И., Фомина М.А. Ауто-каталитические эффекты лизосомальных-цистеиновых протеиназ гладкой мышцы аорты крыс // Наука молодых (Eruditio Juvenium). 2015. №4. С. 27-32.
4. Потеряева О.Н. Участие цистеино-выхпротеиназ и их ингибиторов в развитии злокачественных опухолей (обзор литературы) // Медицина и образование в Сибири. 2009. № 1. Available at: http://ngmu.ru/cozo/ mos/article/abauthors.php?id=327 (accessed 30 August 2016).
5. Пупышев А.Б. Пермеабилизация лизосомных мембран как апоптогенный фактор // Цитология. 2011. Т. 53, №4. С. 313-324.
6. Фомина М.А., Кудлаева А.М. Изучение in vitro-воздействия L-карнитина на лизосомальный цистеиновый протеолиз изолированно и на фоне оксидативного стресса // Наука молодых (Eruditio Juvenium). 2016. №1. С. 55-59.
7. Mutomba M.C., Yuan H., Konyavko M., Adachi S., Yokoyama C.B., Esser V. et al. Regulation of the activity of caspases by L-carnitine and palmitoylcarnitine // FEBS Letters. 2000. Vol. 478, №1-2. P. 19-25.
8. Roy M.J., Dionne S., Marx G., Qureshi I., Sarma D., Levy E. et al. In vitro studies on the inhibition of colon cancer by butyrate and carnitine // Nutrition. 2009. Vol. 25, №11-12. P. 11931201. doi: 10.1016/j.nut.2009.04.008.
9. Ильичёва А.С., Фомина М.А. Влияние L-аргинина и карнитина на активность катепсинов L и H и проницаемость лизосо-мальной мембраны в сердечной мышце при выраженной гипергомоцистеинемии // Казанский медицинский журнал. 2015, №5. С. 819-824.
10. Barrett A.J., Kirschke H. Cathepsin B, cathepsin H, cathepsin L // Methods in En-zymol. 1981. Vol. 80. P. 535-561.
11. Покровский А.А., Тутельян В.А. Лизосомы. М.: Наука, 1976. 378 с.
12. Felbor U., Dreier L., Bryant R., Ploegh H., Olsen B., Mothes W. Secreted ca-thepsin L generates endostatin from collagen XVIII // EMBO J. 2000. Vol. 19, №6. P. 11871194. doi: 10.1093/emboj/19.6.1187.
13. Terman A., Kurz T., Gustafsson B., Brunk U.T. Lysosomal Labilization // IUBMB Life. 2006. Vol. 58, №9. P. 531-539. doi: 10.1080/15216540600904885.
References
1. Turk V, Stoka V, Vasiljeva O, Ren-ko M, Sun T, Turk B et al. Cysteincatepsines: From structure, function and regulation to new frontiers. Biochimica et Biophysica Acta. 2012; 1824 (1): 68-88. doi: 10.1016/j.bbapap. 2011.10.002.
2. Abalenihina YuV, Fomina MA, Isa-kov SA. Okislitel'naya modifikaciya belkov i izmenenie aktivnosti katepsina l selezenki krys v usloviyah modelirovaniya deficita sinteza oksida azota [Oxidative modification of proteins and changes in the activity of rat spleen cathepsin l in a simulation of the synthesis of
nitric oxide deficiency]. Rossijskij mediko-biologicheskij vestnik imeni akademika I.P. Pavlova [I.P. Pavlov Russian Medical Biolog-icalHerald]. 2013; 21 (1): 45-9. (in Russian)
3. Arapova AI, Fomina MA. Autokata-liticheskie ehffekty lizosomal'nyh cisteinovyh proteinaz gladkoj myshcy aorty krys [Autoca-talytic effect of lysosomal cysteine proteases smooth muscle rat aorta]. Nauka molodykh (Eruditio Juvenium) [Science of young (Erudi-tio Juvenium)]. 2015; 4: 27-32. (in Russian)
4. Poteryaeva ON. Uchastie cisteinov yh proteinaziih ingibitorov v razvitii zloka-chestvennyh opuholej (obzorliteratury) [The involvement of cysteine proteases and their inhibitors in the development of malignant tumours (literature review)]. Medicina i obrazo-vanie v Sibiri [Medicine and education in Siberia]. 2009; 1. Available at: http://ngmu.ru/cozo/ mos/article/abauthors.php?id=327 (accessed 30 Augest 2016). (in Russian)
5. Pupyshev AB. Permeabilizaciya li-zosomnyh membran kak apoptogennyj factor [Permeabilization of lysosomal membranes like apoptotic factor]. Citologiya [Cytology]. 2011; 53 (4): 313-324. (in Russian)
6. Fomina MA, Kudlaeva AM. Izuche-nie in vitro-vozdejstviya L-karnitina na lizo-somal'nyj cisteinovyj proteoliz izolirovannoi na fone oksidativnogo stressa [In vitro studies of L-carnitine action on lysosomal cysteine proteolysis alone and in oxidative stress]. Nauka molodykh (Eruditio Juvenium) [Science of young (Eruditio Juvenium)]. 2016; 1: 55-59. (in Russian)
7. Mutomba MC, Yuan H, Konyavko M, Adachi S, Yokoyama CB, Esser V et al. Regulation of the activity of caspases by L-carnitine and palmitoylcarnitine. FEBS Letters. 2000; 478 (1-2): 19-25.
8. Roy MJ, Dionne S, Marx G, Qureshi I, Sarma D, Levy E et al. In vitro studies on the inhibition of colon cancer by butyrate and carnitine. Nutrition. 2009; 25 (11-12): 1193201. doi:10.1016/j.nut.2009.04.008.
9. Il'ichyova AS, Fomina MA. Vliyanie L-arginina i karnitina na aktivnost' katepsinov L i H i pronicaemost' lizosomal'noj membrany v serdechnoj myshce pri vyrazhennoj giper-gomocisteinemii [Effect of L-arginine and carnitine on cathepsins L and H activity and
lysosomal membranes permeability in myocardium in expressed hyperhomocysteinemia]. Kazanskij medicinskij zhurnal [Kazan Medical Journal]. 2015; 96 (5): 819-24. (in Russian)
10. Barrett AJ, Kirschke H. Cathepsin B, cathepsin H, cathepsin L. Methods in Enzymol. 1981; 80: 535-61.
11. Pokrovskij AA, Tutel'yan VA. Lizos-omy [Lysosomes]. Moscow; 1976. 378 p. (in Russian)
12. Felbor U, Dreier L, Bryant R, Ploegh H, Olsen B, Mothes W. Secreted cathepsin L generates endostatin from collagen XVIII. EMBO J. 2000; 19 (6): 1187-94. doi: 10.1093/emboj/19.6.1187.
13. Terman A, Kurz T, Gustafsson B, Brunk UT. Lysosomal Labilization. IUBMB Life. 2006; 58 (9): 531-9. doi:10.1080/ 15216540600904885.
Фомина М.А. - к.м.н., доцент кафедры биологической химии с курсом КЛД ФДПО ФГБОУ ВО РязГМУ Минздрава России, г. Рязань.
Кудлаева А.М. - ассистент кафедры биологической химии с курсом КЛД ФДПО ФГБОУ ВО РязГМУ Минздрава России, г. Рязань.
E-mail: anyakudlaeva@mail.ru
Рябков А.Н. - д.м.н., доцент кафедры фармакологии с курсом фармации ФДПО ФГБОУ ВО РязГМУ Минздрава России, г. Рязань.
