CC BY
243
УДК 574.24
ВЛИЯНИЕ КСЕНОБИОТИКОВ НА ФЕРМЕНТАТИВНУЮ АКТИВНОСТЬ В ТКАНЯХ ВОДНОГО ПОГРУЖЕННОГО РАСТЕНИЯ
СЕЯЛТОРИУЬЬиМ ВЕМЕКвиМ
© 2012 О.Н. Макурина, С.А. Розина1
В статье рассматривается влияние стрессовых концентраций ионов свинца (100 мкМ/л), катионных синтетических поверхностно-активных веществ (СПАВ) (1 %) и их сочетания на ферментативную активность в тканях водного погруженного растения СвтаЬорНуНит йвтвг^ит.
Ключевые слова: СетЬорНуНиш ¿ешетвиш, водные растения, тяжелые металлы, поверхностно-активные вещества, каталаза, пероксидаза, полифенолоксидаза, аскорбинатоксидаза, фенольные соединения, окислительный стресс.
В связи с увеличивающимся антропогенным воздействием загрязнение окружающей среды тяжелыми металлами (ТМ), в число которых входят ртуть, свинец, кадмий, медь, цинк и некоторые другие, становится одной из острых экологических проблем современности. Попадая различными путями в окружающую среду, ТМ поступают сначала в растения, а затем — в организмы животных и человека. Среди неорганических загрязнителей ТМ являются наиболее токсичными и представляют серьезную угрозу для многих форм жизни [1].
В последние два десятилетия значительно возрос интерес к экологическим аспектам загрязнения водных объектов синтетическими поверхностно-активными веществами (СПАВ), получаемыми из углеводородов нефти. Это обусловлено, с одной стороны, возрастающими масштабами производства и объемами использования этих соединений в различных отраслях промышленности и сельского хозяйства, в том числе в производстве синтетических моющих средств (СМС), а с другой — чрезвычайно широким диапазоном отрицательного влияния СПАВ как на водные экосистемы, так и на организм человека, а также их устойчивостью к биодеградации [2; 3]. При этом наиболее опасными для живых организмов являются катионные СПАВ [4-6].
Активные формы кислорода (АФК), образующиеся при поступлении поллютан-тов в организм, способны повреждать нативную структуру клеточных мембран и инициировать процессы перекисного окисления липидов (ПОЛ), что может привести к развитию окислительного стресса. Вместе с тем в клетках существуют антиоксидантные системы, включающие ферменты (каталазу, пероксидазу (ПО), супероксиддисмутазу и др.) и низкомолекулярные соединения, которые обеспечивают защиту живых организмов от АФК [7-10].
1 Макурина Ольга Николаевна (makurina.on@mail.ru), Розина Светлана Алексеевна (gabrielfore@inbox.ru), кафедра биохимии Самарского государственного университета, 443011, Российская Федерация, г. Самара, ул. Акад. Павлова, 1.
К настоящему времени ответные реакции высших водных растений, являющихся важным объектом биотестирования и биоиндикации природных вод, на воздействие ксенобиотиков остаются малоизученными. Кроме того, практически отсутствуют сведения о возможности выведения поллютантов из организмов высших водных растений.
Целью нашей работы явилось исследование динамики каталазной, ПО, полифе-нолоксидазной (ПФО), аскорбинатоксидазной (АО) активности, содержания малонового диальдегида (МДА) и фенольных соединений в тканях водного погруженного растения Ceratophyllum demersum L. при воздействии ионов ТМ (на примере свинца), катионных СПАВ (на примере ополаскивателя для белья "Dosia") и их сочетания, а также в период реабилитации, после удаления поллютантов из воды.
Объект и методы исследования
Объектом исследования был выбран пресноводный макрофит роголистник погруженный (Ceratophyllum demersum L.) [11]. Роголистник часто используется в опытах из-за высоких показателей роста и хорошей приспособленности к искусственным условиям выращивания.
Эксперимент проводился в лабораторных условиях при одинаковой интенсивности и регулярности светового потока, а также при постоянной температуре (20 °C). Для этого в опыте была использована комбинация люминесцентных ламп и установлен постоянный период освещения, равный 18 ч.
В ходе эксперимента растения были разделены на 4 группы, различающиеся средой выращивания. Контрольная группа растений находилась в среде отфильтрованной водопроводной воды, одна опытная инкубировалась в присутствии сочетания Pb(CH3COO)2 и катионных СПАВ в концентрациях 100 мкМ/л и 1 % соответственно, другие две — в присутствии взятых по отдельности ксенобиотиков в указанных концентрациях. Непосредственно перед началом исследований фрагменты растений длиной до 50 мм, считая от точки роста, помещали в стеклянные емкости объемом 1 дм3.
Продолжительность воздействия выбранных нами поллютантов составила 3 суток. По истечении указанного периода экспозиции часть растений из каждой группы отбирали на исследования, а часть переносили в чистую отфильтрованную воду для реабилитации (длительностью 5 суток). После реабилитации также проводили измерения биохимических показателей.
Методы исследования. В тканях исследованных растений определяли каталаз-ную активность по М.А. Королюк и Л.И. Ивановой [12]. Определение пероксидаз-ной активности осуществляли по А.М. Бояркину (метод основан на определении скорости реакции окисления бензидина до образования синего продукта окисления определенной концентрации) [13]. Активность аскорбатоксидазы определяли по методу, предложенному Д.К. Асамовым, С.Т. Рахимовой, основанному на свойстве аскорбиновой кислоты поглощать свет с максимумом при длине волны 265 нм. Об активности фермента судили по уменьшению величины оптической плотности, учитывая, что степень окисления аскорбиновой кислоты пропорциональна количеству фермента [14]. Активность полифенолоксидазы определяли спектрофото-метрическим методом, который основан на измерении оптической плотности продуктов реакции, образовавшихся при окислении пирокатехина за определенный промежуток времени [15]. Проводили исследование содержания водорастворимых белков по методу М. Брэдфорд [16] и выражали ферментативную активность в
удельных единицах на 1 г белка. Содержание растворимых фенольных соединений определяли по методу Т. Свейна и У. Хиллиса [17]. Определение содержания малонового диальдегида проводили по А.С. Лукаткину и В.С. Головановой [18]. Полученные экспериментальные данные обрабатывали с использованием стандартных статистических методов. Достоверность различий измеряемых величин между контрольными и опытными вариантами устанавливали на основании ^критерия Стьюдента при доверительном интервале Г ^ 0,05.
Результаты исследований и их обсуждение
Исследования показали, что для пресноводного макрофита С. ¿ешегвиш кати-онные СПАВ являются более агрессивным поллютантом, чем ионы свинца. После 3-суточной инкубации в среде 100 мкМ/л ионов свинца у растений опытной группы наблюдались признаки хлороза, проходящие после периода реабилитации. Воздействие 1 % катионных СПАВ приводило к фрагментации растения вплоть до отдельных листьев, окруженных осадком хлопьев поллютанта, реабилитация не прошла. Сочетанное действие ксенобиотиков вызвало хлороз и фрагментацию растений на отдельные мутовки, способные к дальнейшему вегетативному размножению, осадка катионных СПАВ не наблюдалось. Динамика ферментативной активности, содержания МДА и фенольных соединений свидетельствует о разнонаправленном характере действия ионов свинца и катионных СПАВ; в сочетанном действии превалируют эффекты катионных СПАВ.
Динамика каталазной активности представлена на рис. 1.
Рис. 1. Динамика каталазной активности в тканях С. ¿ешетвиш в период инкубации с добавлением ионов свинца (а). катионных СПАВ и их сочетания (б), а также во время реабилитации, контроль принят за нулевой уровень; * — степень достоверности р < 0,001
Каталазная активность растений опытной группы после воздействия ионов свинца снизилась в 1,8 раза, после реабилитации уровень ферментативной активности превысил контрольные значения в 1,4 раза. Из данных, приведенных на рис. 1 б, видно, что к концу 3 суток инкубации растений в среде катионных СПАВ каталазная активность в опытной группе превысила контрольные значения в 19 раз. Однако на пятые сутки реабилитации ферментативная активность снизилась и составила всего 72 % от контрольных значений. Очевиден разнонаправленный характер действия ксенобиотиков. Вероятно, в период инкубации ка-талазная активность ингибировалась вследствие поступления ионов свинца внутрь
пероксисом, где сосредоточен большой пул фермента каталазы. В период реабилитации, по-видимому, происходило удаление ионов свинца из этих органелл, что приводило к восстановлению уровня каталазной активности до нормальных физиологических значений.
Интересно отметить многократное повышение каталазной активности в период инкубации растений в среде 1 % катионных СПАВ. ПАВ имеют свойство образовывать пленки на границе раздела фаз. Вероятно, в условиях данного эксперимента пленки катионных СПАВ на поверхности воды и клетки препятствовали нормальному дыханию растительного организма, поэтому многократное повышение каталазной активности следует рассматривать как компенсаторный механизм. Снижение ферментативной активности на пятые сутки реабилитации на 28 % от контрольных значений могло быть обусловлено истощением пула каталазы.
Динамика каталазной активности в опыте с сочетанным действием ксенобиотиков была сходна с таковой при воздействии только 1 % катионных СПАВ, что позволяет выделить последние как более мощного токсиканта. После трех суток инкубации ферментативная активность возросла в 5,4 раза по сравнению с контролем, а на пятые сутки реабилитации каталазная активность составила 78 % от контрольных значений. Таким образом, ионы свинца, вероятно, смягчают действие катионных СПАВ.
На рис. 2 представлена динамика ПО активности в тканях С. ¿ешетвиш после воздействия поллютантов. Действие ионов свинца в концентрации 100 мкМ/л приводило к значительному снижению ПО активности в опытной группе относительно контроля — на 69,6 %. В период реабилитации наблюдалось дальнейшее снижение уровня ПО активности опытной группы по сравнению с контрольными значениями — на величину 84,7 %. После 3-суточной инкубации растений в среде катионных СПАВ ПО активность опытной группы возросла в 2,2 раза относительно контроля, а в постстрессовый период, напротив, происходило снижение величины данного показателя на 60,2 % по сравнению с контрольными значениями. Сочетанное действие ксенобиотиков приводило к многократному повышению уровня ПО активности в опытной группе растений. Так, в период инкубации растений в среде поллютантов ПО активность превышала контрольные значения в 2,2 раза, а во время реабилитации — в 18,3 раза.
Рис. 2. Динамика ПО активности в тканях С. йетвг^иш после воздействия100 мкМ/л ионов свинца, 1 % катионных СПАВ (а) и их сочетания (б), контроль принят за нулевой
уровень;
степень достоверности р < 0,001
*
Похожий эффект воздействия ТМ на ПО активность был отмечен в обзоре [19]. Из литературных данных известно, что двухвалентные ионы ТМ в высоких концентрациях способны частично или полностью вытеснять металлы из
активного центра ферментов, в результате чего теряется их активность [20; 21]. На наш взгляд, в случае ПО, по-видимому, происходило вытеснение кальция из молекул фермента ионами свинца, что и приводило к значительному ингибирова-нию ПО активности в тканях C. demersum в нашем эксперименте (таким образом, проявлялось прямое воздействие поллютанта на молекулы фермента). После реабилитации растений роголистника в чистой воде ПО активность в опытной группе еще более снизилась относительно контроля, а также по сравнению с пробами, исследованными на 3 сутки эксперимента, — в 3,9 и 1,5 раза соответственно. Мы предположительно связываем такой эффект с накоплением ионов свинца в митохондриях и пластидах, где, согласно литературным данным [22; 23], сконцентрирован большой пул фермента ПО. Поскольку выведение металла из органелл, окруженных двумя мембранами, было затруднено, то высокие концентрации свинца (100 мкМ/л), находящиеся внутри данных органелл, по-видимому, не позволяли растению восстанавливать ПО активность через 5 суток после перенесения в чистую воду. Дальнейшее снижение уровня ПО активности в опытной группе растений, наблюдаемое в период реабилитации, как мы предполагаем, могло быть вызвано продолжающимся ингибированием фермента ПО либо ионами свинца непосредственно, либо высокими концентрациями АФК.
Токсический эффект СПАВ на ПО активность может проявляться по-разному. В исследованиях [24; 25] показано, что СПАВ способны не только вызывать активацию фермента ПО, но и приводить к ингибированию его активности, воздействуя как на молекулы фермента непосредственно, так и на его мембранное окружение, либо на состояние субстрата. После удаления катионных СПАВ из воды (период реабилитации) ПО активность не восстанавливалась до нормального физиологического уровня, поэтому мы предполагаем, и такой эффект также известен из литературы [24], что в проведенных нами экспериментах происходила необратимая денатурация данного фермента под воздействием катионных СПАВ. Кроме того, возможно, имело место косвенное воздействие катионных СПАВ на фермент ПО: индуцирование в растениях окислительного стресса, вызванного со-любилизацией катионными СПАВ белков и липидов клеточных мембран и развитием процессов ПОЛ [18; 26-28], сопровождалось образованием большого количества АФК, которые и повреждали молекулы фермента.
Дальнейшее понижение уровня ПО активности в период реабилитации по сравнению с 3 сутками эксперимента, по-видимому, было обусловлено солюбилизацией катионными СПАВ мембран митохондрий и пластид [29], где сосредоточен большой пул фермента ПО, с последующим проникновением ксенобиотика внутрь этих органелл и повреждением им содержащихся здесь молекул фермента. В результате фермент терял свои нативные свойства, что и приводило к ингибированию его активности.
Сочетанное действие ксенобиотиков приводило к многократному повышению уровня ПО активности в опытной группе растений. Динамика изменения концентрации фермента в период инкубации была сходна с таковой при воздействии только катионных СПАВ, а следовательно, механизм действия поллютантов в обоих случаях, по-видимому, был во многом схож. После 5-суточной реабилитации растений в чистой воде ПО активность возросла в 18,3 раза по сравнению с соответствующими показателями контрольной группы. Мы предположительно связываем такой эффект с солюбилизацией катионными СПАВ мембран митохондрий и пластид, в результате чего, по-видимому, усиливалось проникновение ионов свинца внутрь этих органелл и развивался окислительный стресс.
Исследования показали, что ПФО активность снизилась на третьи сутки инкубации в присутствии 100 мкМ/л ионов свинца на 89,1 % по сравнению с контролем, однако по истечении пяти суток реабилитации ферментативная активность достигала контрольных значений (рис. 3, а). Инкубация в течение трех суток в присутствии 1 % катионных СПАВ привела к значительному возрастанию ПФО активности (в 2,5 раза) и ее резкому снижению в реабилитационный период (на 52,2 % от контроля). Сочетанное действие ксенобиотиков привело к многократному возрастанию уровня ферментативной активности на третьи сутки инкубации и пятые сутки реабилитации — в 6,6 и 10,6 раз соответственно (рис. 3, б).
Динамика содержания фенольных соединений представлена на рис. 4. Концентрация фенольных соединений достоверно отличалась от контрольных значений только в эксперименте с катионными СПАВ и на этапе воздействия сочетания ксенобиотиков (на 15,1 %, 16,2 % и 11,8 % выше контрольных значений).
Рис. 3. Динамика ПФО активности в тканях С. ¿ететвит после воздействия 100 мкМ/л ионов свинца, 1 % катионных СПАВ (а) и их сочетания (б), контроль принят за нулевой уровень; * — степень достоверности р < 0,001
1,4
РЬ 3 сутки РРреаб. СПАВ 3 СПАВ РР+СПАВ РЬ + СПАВ от 3 суток сутки реаб. от 3 3 сутки реаб. от 3 суток суток
Рис. 4. Динамика содержания фенольных соединений в тканях С. (1етет8ит в период инкубации с добавлением ксенобиотиков и во время реабилитации; * — степень достоверности р < 0,005, ** — степень достоверности р < 0,001
Простые фенольные соединения могут участвовать в регуляции клеточного метаболизма и в биосинтетических процессах. Многие фенольные соединения в мономолекулярной форме выполняют функции дыхательных катализаторов и участвуют в окислительно-восстановительных процессах клеток, при этом функцию их
окисления выполняют полифенолазы и пероксидазы. При нарушении состояния редокс-равновесия клеток фенольные соединения преобразуются в дубильные вещества [30].
Из полученных данных видно, что действие ионов свинца отклоняло клеточное равновесие, но система восстанавливалась после удаления ксенобиотика. Катион-ные СПАВ и сочетание токсикантов нарушали равновесие клетки без дальнейшего восстановления метаболизма. Катионные СПАВ разрушали клеточные мембраны, приводя к дефрагментации растения, потому, возможно, повышалось содержание фенольных соединений для укрепления клеточной стенки. Возможно, многократное повышение активности ПФО служило ответом клетки на возросшие потребности в дыхании, так как катионные СПАВ образуют пленку на стеблях и листьях, препятствуя проникновению кислорода внутрь.
Динамика АО активности во всех трех опытных группах была сходна с таковой ПФО активности (рис. 5).
Рис. 5. Динамика АО активности в тканях С. йешет^иш после воздействия 100 мкМ/л ионов свинца, 1 % катионных СПАВ (а) и их сочетания (б), контроль принят за нулевой уровень; * — степень достоверности р < 0,001
АО активность после трех суток инкубации растений в среде 100 мкМ/л ионов свинца и во время реабилитации снизилась на 70,6 % и на 66,1 % соответственно по сравнению с контролем (рис. 5, а). По-видимому, происходило вытеснение меди из молекул ПФО и АО [31], что приводило к значительному ингибированию их активности в тканях C. demersum в эксперименте. Таким образом, проявлялось прямое воздействие поллютанта на молекулы ферментов. С другой стороны, снижение АО и ПФО активности в опытной группе растений, выращенных в среде высоких концентраций ионов свинца (100 мкМ/л), могло быть обусловлено повреждением молекул ферментов высокими концентрациями активных форм кислорода (таким образом проявлялось косвенное воздействие ксенобиотика на фермент).
АО активность тканей C. Demersum по истечении трех суток инкубации превышала контрольные значения в 2,9 раза, а к концу пятых суток реабилитации снизилась и практически достигла уровня данного показателя в контрольной группе (рис. 5, а). Действие катионных СПАВ привело к разрушению мембран клеток и дезинтеграции растений. АО представляет собой мембранносвязанный белок, дезактивирующий свободные радикалы и особенно синглетный кислород, потому вероятной причиной повышения активности фермента были высвобождение его
из мембран после их разрушения и активная работа по устранению свободных радикалов.
Сочетанное действие ксенобиотиков вызвало повышение АО активности в 12,9 раз на третьи сутки инкубации и в 18,5 раз в постстрессовый период. Полученные данные по ПФО и АО активности позволяют сделать вывод о превалирующем эффекте катионных СПАВ при сочетанном действии ксенобиотиков с главным эффектом — солюбилизацией мембран и выходом пула ферментов. Одновременно повышенные потребности клетки в дыхании и борьбе с АФК стимулировали повышение АО и ПФО активности.
Содержание МДА — конечного продукта ПОЛ — позволяет судить об уровне окислительного стресса. Динамика данного показателя представлена на рис. 6.
Рис. 6. Динамика содержания МДА в тканях С. ¿ешетвпт после воздействия 100 мкМ/л ионов свинца, 1 % катионных СПАВ (а) и их сочетания (б), контроль принят за нулевой уровень; * — степень достоверности р < 0,001
Интересно отметить, что в период воздействия ионов свинца содержание МДА было ниже контрольных значений на 67,9 %, а во время реабилитации — на 21,1 %. Можно предположить, что антиоксидантная система справилась с окислительным стрессом, вызванным токсическим действием ионов свинца. В опыте с катионными СПАВ содержание МДА сначала повысилось на 38,9 %, однако в постстрессовый период величина этого показателя снизилась на 82,1 % относительно контроля. Учитывая данные по всем показателям, можно сделать вывод о необратимом нарушении метаболизма С. ¿ешетвиш в случае воздействия 1 % катионных СПАВ. В то же время сочетанное действие ксенобиотиков приводило к возрастанию содержания МДА в 24,3 раза в стрессовый период и на 70,6 % во время реабилитации. Сочетанное действие ксенобиотиков вызвало, по-видимому, сильный окислительный стресс, но растение справилось с ним, многократно повысив активность ферментов антиоксидантной системы защиты. Вероятно, борьбе способствовало и разрушение мембран, приводящее к значительному выходу ферментов из органелл.
Заключение
Стрессовая концентрация ионов свинца приводила к малообратимым изменениям в тканях С. ¿ешетвиш. Возможно, антиоксидантная система растений роголистника недостаточно развита, чтобы скомпенсировать действие АФК, либо ионы свинца замещают ионы металлов в активных центрах ключевых ферментов,
снижая их активность. Следует отметить, что роголистник является растением-концентратором, то есть борется с тяжелыми металлами, поглощая их и консервируя на поверхности клеточной стенки с помощью фитохелатинов. Воздействие 1 % катионных СПАВ привело к необратимым изменениям в тканях роголистника, включая его фрагментацию, выход ферментов и полное нарушение метаболизма. Превалирующий эффект катионных СПАВ прослеживается в сочетанном воздействии ксенобиотиков, однако восстановление метаболизма вполне возможно в этом случае.
Литература
[1] Antosiewicz D.M. Adaptation of plants to an environment polluted with heavy metals // Act. Soc. Bot. Pol. 1992. V. 61. P. 281-299.
[2] Микробиологическая очистка воды от поверхностно-активных веществ / С.С. Ставская [и др.]. Киев: Наукова думка, 1988. 184 с.
[3] Поверхностно-активные вещества и полимеры в водных растворах / К. Холм-берг [и др.]. М.: БИНОМ; Лаборатория знаний, 2007. 528 с.
[4] Айздайчер Н.А., Маркина Ж.В. Токсическое действие детергентов на водоросль Plagioselmis prolonga (Cryptophyta) // Биол. моря. 2006. Т. 32. № 1. С. 50-54.
[5] The relationship between the interfacial properties of surfactants and their toxicity to aquatic organisms / M.J. Rosen [et al.] // Environ. Sci. Technol. 2001. V. 35. № 5. P. 954-959.
[6] Ying G.G. Fate, behavior and effects of surfactants and their degradation products in the environment // Environ. Int. 2006. V. 32. № 3. P. 417-431.
[7] Mohd M., Taqi A.K., Firoz M. Role of nitric oxide in regulation of H2O2 mediating tolerance of plants to abiotic stress: A synergistic signaling approach // J. Stress Physiol. Biochem. 2011. V. 7. № 2. P. 34-74.
[8] Reactive oxygen species in plant signaling / ed. by L.A. Rio, A. Puppo. Berlin: Springer, 2009. 245 p.
[9] Bhattacharjee S. Reactive oxygen species and oxidative burst: Roles in stress, senescence and signal transduction in plants // Curr. Sci. 2005. V. 89. № 7. P. 1113-1121.
[10] Dubey R.S. Metal toxicity, oxidative stress and antioxidative defense system in plants / Ed. by S. Dutta Gupta. Reactive oxygen species and antioxidants in higher plants. Enfield: Science Publishers, 2010. P. 177-203.
[11] Жизнь растений: в 6 т. Т. 5. Ч. 1. Цветковые растения / под ред. А.Л. Тах-таджяна. М.: Просвещение, 1980. С. 188-190.
[12] Метод определения активности каталазы / М.А. Королюк [и др.] // Лаб. дело. 1988. № 1. С. 16-19.
[13] Бояркин А.Н. Быстрый метод определения активности пероксидазы // Биохимия. 1951. Т. 16. Вып. 4. С. 352-355.
[14] Асамов Д.К., Рахимова С.Т. К методике определения активности аскорбаток-сидазы, полифенолоксидазы и пероксидазы // Актуальные вопросы физиологии, биохимии и биотехнологии. Ташкент: Изд-во ТГУ, 1991. С. 122-126.
[15] Методы биохимического исследования растений / А.И. Ермаков [и др.]. Л.: Агропромиздат, 1987. С. 43-44.
[16] Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248-254.
[17] Swain T., Hillis W.E. The phenolic constituents of Prunus domestica. I. The quantitative analysis of phenolic constituents //J. Sci. Food Agric. 1959. V. 10. № 1. P. 63-68.
[18] Лукаткин А.С., Голованова В.С. Интенсивность перекисного окисления липи-дов в охлажденных листьях теплолюбивых растений // Физиология растений. 1988. Т. 35. Вып. 4. С. 773-780.
[19] Jouili H., Bouazizi H., Ferjani E.E. Plant peroxidases: Biomarkers of metallic stress // Acta Physiol. Plant. 2011. V. 33. P. 2075-2082.
[20] Прохорова Н.В., Матвеев Н.М., Павловский В.А. Аккумуляция тяжелых металлов дикорастущими и культурными растениями в лесостепном и степном Поволжье. Самара: Изд-во Самар. ун-та, 1998. 131 с.
[21] Schiitzendiibel A., Polle A. Plant responses to abiotic stresses: Heavy metal-induced oxidative stress and protection by mycorrhization //J. Exp. Bot. 2002. V. 53. № 372. P. 1351-1365.
[22] Воронков Л.А., Живописцева И.В. Изучение каталитических свойств перокси-дазы хлоропластов // Физиология и биохимия здорового и больного растения. М.: Изд-во МГУ, 1970. С. 305-311.
[23] Plesnicar M., Bonner W.D., Storey B.T. Peroxidase associated with higher plant mitochondria // Plant Physiol. 1967. V. 42. № 3. P. 366-370.
[24] Влияние поверхностно-активных веществ на активность пероксидазы. II. Влияние катионных ПАВ / А.И. Давлетшин [и др.] // Биоорган. химия. 1998. Т. 24. № 6. С. 430-432.
[25] Влияние ПАВ различной природы на активность пероксидазы и трипсина / А.И. Давлетшин [и др.] // Вестн. Моск. ун-та. 1998. Сер. 2. Химия. Т. 39. № 4. С. 272-275.
[26] Proteoliposomes and plant transport proteins / G. Hanke [et al.] //J. Exp. Bot. 1999. V. 50. № 341. P. 1715-1726.
[27] Helenius A., Simons K. Solubilization of membranes by detergents // Biochim. Biophys. Acta. 1975. V. 415. P. 29-79.
[28] Seddon A.M, Curnow P., Booth P.J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1666. P. 105-117.
[29] Rinallo C., Bennici A., Cenni E. Effects of two surfactants on TTiticum durum Desf. plantlets // Env. Exp. Bot. 1988. V. 28. № 4. P. 367-374.
[30] Блажей А., Шутый Л. Фенольные соединения растительного происхождения. М.: Мир, 1977. С. 120.
[31] Oxidative signals in tobacco increase cytosolic calcium / A.H. Price [et al.] // Plant Cell. 1994. V. 6. № 9. P. 1301-1310.
Поступила в редакцию 8/XI/2012; в окончательном варианте — 8/XI/2012.
EFFECTS OF POLLUTANTS ON ENZYME ACTIVITIES IN WATER SUBMERGED PLANT CERATOPHYLLUM
DEMERSUM
© 2012 O.N. Makurina, S.A. Rozina2
In this paper the effects of heavy metal ions (Pb2+) and cationic surfactants combination on enzyme activities in water submerged plant Ceratophyllum demersum are considered.
Key words: Ceratophyllum demersum, water plants, heavy metals, surfactants, catalase, peroxidase, polyphenol oxidase, Askorbinatoxidase, phenol compounds, oxidative stress.
Paper received 8/XI/2012. Paper accepted 8/XI/2012.
2Makurina Olga Nikolaevna (makurina.on@mail.ru), Rozina Svetlana Alexeevna (gabrielfore@inbox.ru), the Dept. of Biochemistry, Samara State University, Samara, 443011, Russian Federation.
