CC BY
0
Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2024. Т. 24, вып. 1. С. 58-66 Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2024, vol. 24, iss. 1, pp. 58-66
https://ichbe.sgu.ru https://doi.org/10.18500/1816-9775-2024-24-1-58-66, EDN: DNSCSQ
Научная статья УДК 577.151
Влияние ингибиторов фенолоксидаз на эффективность деколоризации малахитового зеленого бактериями рода Azospirillum
М. А. Купряшина12 ■ > Е. Г. Пономарева1, А. С. Абдрахманова 13
1Институт биохимии и физиологии растений и микроорганизмов, ФИЦ «Саратовский научный центр РАН» (ИБФРМ РАН), Россия, 410049, г. Саратов, пр. Энтузиастов, д. 13
2Саратовский государственный медицинский университет имени В. И. Разумовского, Россия, 410012, г. Саратов, ул. Б. Казачья, д. 112 3Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского, Россия, 410012, г. Саратов, ул. Астраханская, д. 83
Купряшина Мария Александровна, кандидат биологических наук, Заведующий лабораторией микробиологии, 2ассистент кафедры микробиологии, kupryashina_m@mail.ru, https://orcid.org/0000-0002-2136-5362
Пономарева Елена Геннадьевна, кандидат биологических наук, старший научный сотрудник лаборатории микробиологии, ponomareva_e@ibppm.ru, https://orcid.org/0000-0003-3701-9090
Абдрахманова Алена Сергеевна, 1инженер лаборатории микробиологии, 3магистрант кафедры микробиологии, alena.chernova2018@ yandex.ru, https://orcid.org/0009-0005-2624-9415
Аннотация. Активное использование синтетических красителей неотрывно связано с увеличивающимися темпами индустриализации. Однако из-за недостаточной результативности работы очистных сооружений до 40% красителей попадают в сточные воды в неизмененном виде, загрязняя тем самым окружающую среду. Красители трифенилметанового ряда, в частности малахитовый зеленый, являются токсичными, аллергенными и канцерогенными. Способность к деколоризации и деградации синтетических красителей показана для некоторых бактерий и грибов, являющихся продуцентами фенолокисляющих ферментов, в том числе и для бактерий рода Azospirillum. Многие факторы способны индуцировать и ингибировать эффективность биодеградации, в частности ферментативные системы, вовлеченные в процессы обесцвечивания. Представлены результаты исследования влияния типичных деактивирующих агентов фенолоксидаз, таких как H2O2, ЭДТА, ДДС-Na, ß-меркаптоэтанол, дитиотреитол, твин и азид натрия на активность фенолоксидаз азоспирилл и способность к деколоризации малахитового зеленого. Обнаружено, что твин и азид натрия не оказывают ингибирующего воздействия на ферменты азоспирилл и проявляют стабилизирующее действие на весь комплекс в целом. Ингибирующий эффект от 60 до 100% отмечен для лакказной и Mn-пероксидазной активности под действием ß-меркаптоэтанола, дитиотреитола и ЭДТА, что прямо пропорционально отражается на степени деколоризации малахитового зеленого. При сравнении полученных сведений с данными литературы для ферментов фенолоксидазного комплекса азоспирилл выявлены не характерные для классических фенолокисляющих ферментов свойства.
Ключевые слова: Azospirillum, фенолоксидазы, малахитовый зеленый, деколоризация
Благодарности. Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (проект № 23-24-00570). Для цитирования: Купряшина М. А., Пономарева Е. Г., Абдрахманова А. С. Влияние ингибиторов фенолоксидаз на эффективность деколоризации малахитового зеленого бактериями рода Azospirillum // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2024. Т. 24, вып. 1. С. 58-66. https://doi.org/10.18500/1816-9775-2024-24-1-58-66, EDN: DNSCSQ
Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY 4.0) Article
The effects of phenoloxidase inhibitors on the efficacy of malachite green decolorization by Azospirillum bacteria M. A. Kupryashina12 E. G. Ponomareva1, A. S. Abdrakhmanova13
"■Institute of Biochemistry and Physiology of Plants and Microorganisms, Saratov Scientific Centre of the Russian Academy of Sciences (IBPPM RAS) 13 Entuziastov Ave., Saratov 410049, Russia
2Saratov State Medical University named after V. I. Razumovsky, 112 Bolshaya Kazachia St., Saratov 410012, Russia
3 Saratov State University, 83 Astrakhanskaya St., Saratov 410012, Russia
Maria A. Kupryashina, kupryashina_m@mail.ru, https://orcid.org/0000-0002-2136-5362
Elena G. Ponomareva, ponomareva_e@ibppm.ru, https://orcid.org/0000-0003-3701-9090
Alena S. Abdrakhmanova, alena.chernova2018@yandex.ru, https://orcid.org/0009-0005-2624-9415
Abstract. Synthetic dyes are widely used in various branches of light industry. Due to the insufficient efficiency of industrial painting processes, a large percentage of dyes end up in the wastewater of enterprises in an unmodified form, which creates a huge risk of environmental pollution with these compounds. Triphenylmethane dyes, in particular malachite green, are toxic, allergenic and carcinogenic compounds. To date, bio-degradability of triphenylmethane dyes has been shown for some bacteria and fungi producing phenol oxidase complex enzymes, including soil associative bacteria of the genusAzospirillum. Many factors are capable of inducing and inhibiting the biodegradation efficiency, in particular the enzymatic systems that are involved in bleaching processes. In the present work we studied the effects of typical deactivating agents of phenol oxidases, such as H2O2, EDTA, SDS-Na, p-mercaptoethanol, dithiothreitol, Tween, and sodium azide, on the azospirilla's phenol oxidases activity and the ability to decolorize malachite green. It was found that Tween and sodium azide do not have an inhibitory effect on azospirillum enzymes and exhibit a total stabilizing effect on the entire complex. An inhibitory effect from 60 to 100% was noted for laccase and Mn-peroxidase activity under the action of p-mercaptoethanol, dithiothreitol and EDTA, which is directly proportional to the decolorization rate of malachite green. Compared with the latest issues on classical phenol-oxidizing enzymes, our data revealed non-typical properties of the phenol oxidase complex enzymes of azospirillum.
Keywords: Azospirillum, phenol oxidases, malachite green, decolorization
Acknowledgements: This work was supported by the Russian Science Foundation (project No. 23-24-00570).
For citation: Kupryashina M. A., Ponomareva E. G., Abdrakhmanova A. S. The effects of phenoloxidase inhibitors on the efficacy of malachite green decolorization by Azospirillum bacteria. Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2024, vol. 24, iss. 1, pp. 58-66 (in Russian). https://doi.org/10.18500/1816-9775-2024-24-1-58-66, EDN: DNSCSQ
This is an open access article distributed under the terms of Creative Commons Attribution 4.0 International License (CC-BY 4.0)
Введение
В последние годы особое внимание уделяется токсикологии окружающей среды из-за злоупотребления в использовании синтетических красителей и серьезных последствий от их воздействия на водные и земельные ресурсы [1, 2]. К сожалению, обычные физико-химические методы обработки промышленных стоков, включающие сорбцию, химическую флокуля-цию, фильтрацию или коагуляцию, оказались малоэффективны [3, 4]. В качестве альтернативы начались активные исследования редукции красителей различными биологическими объектами. Ранее мы показали, что непатогенные ассоциативные микроорганизмы рода АгоэрШит обладают фенолоксидазной активностью [5-8]. Окислительная способность бактериальных фенолоксидаз несколько ниже грибных, при этом отмечаются различия не только в кинетических, но и в каталитических свойствах ферментов [9]. Учитывая опыт применения фенолоксидаз в различных отраслях промышленности, первостепенное значение имеет поиск ферментов с нетипичными свойствами [10, 11]. Знания об активаторах и ингибиторах фенолоксидаз актуальны в контексте промышленного применения, так как ряд органических и неорганических соединений, присутствующих в окружающей среде, способен оказывать воздействие на ферментативную активность [12]. Ранее нами обнаружена способность азоспирилл, благодаря наличию пула фенолокислящих ферментов, обесцвечивать малахитовый зеленый - синтетический краситель трифенилметанового ряда, обладающий мутагенными и канцерогенными
свойствами [13]. Многие факторы способны индуцировать и ингибировать эффективность биодеградации, воздействуя на ферментативные системы бактерий, вовлеченные в процессы обесцвечивания. Выяснение влияния различных эффекторов на активность ферментов фенол-оксидазного комплекса и процесс биодеколо-ризации имеет важное значение для разработки прикладных технологий.
Цель работы - оценка влияния таких соединений, как Н202, ЭДТА (этилендиаминте-траацетат), ДДС-№ (додецилсульфат натрия), Р-меркаптоэтанол, дитиотреитол на активность фенолоксидаз азоспирилл и эффективность де-колоризации малахитового зеленого.
Материалы и методы
В настоящей работе в качестве биообъекта был взят штамм АгоэртИит ЬгоБПепБв БИ80 из коллекции ризосферных микроорганизмов ИБФРМ РАН. Культивирование бактерий проводили в жидкой малатно-солевой среде при 37°С. Для оценки действия типичных деакти-вирующих агентов фенолоксидаз на уровень ферментативной активности и эффективности обесцвечивания малахитового зеленого, бактерии культивировали в стационарных условиях без постоянного перемешивания в течение 48 ч, далее осаждали центрифугированием в течение 15 мин при 7000 g, супернатант использовали для дальнейших анализов. В эксперимент были взяты соединения: Н2О2, ЭДТА, ДДС-№, Р-меркаптоэтанол, дитиотреитол, твин 80 и азид натрия. Вещества вносили в инкубационную смесь в конечной концентрации 2 мМ (концен-
трация была выбрана исходя из данных литературных источников). Оценку влияния данных соединений на активность лакказ, лигнин- и Mn-пероксидаз проводили в соответствии со стандартной методикой [8]. Удельную активность выражали в единицах на 1 мг белка. О содержании белка судили по количественной реакции с реактивом Бредфорд [14]. Образец культуральной жидкости прединкубировали с исследуемым соединением в течение 10 мин при комнатной температуре с последующем измерением удельной активности ферментов. Кинетическое измерение начинали с добавления субстратов в соответствующем буферном растворе. В качестве контроля выступала удельная активность фермента, детектируемая в образцах без внесения исследуемых соединений. Параллельно, для того чтобы подтвердить, что исследуемые соединения не участвуют в неферментативных реакциях с вератриловым спиртом и 2,6-диметоксифенолом, проводили измерение оптической плотности в инкубационной смеси без добавления образца.
Оценку эффективности обесцвечивания малахитового зеленого проводили в 96-луноч-ных планшетах с плоским дном. Сначала в лунки вносили образцы культуральной жидкости, инкубировали с исследуемым соединением в течение 10 мин при комнатной температуре, далее добавляли малахитовый зеленый в конечной концентрации 1 мМ. Показания оптической плотности проводили на планшетном спектрофотометре Spark 10 M («Tecan», Швейцария), в режиме фотометрии при 620 нм в цикле 3 измерений с интервалом 3 ч при термостатиро-вании при 27°C. Эффективность деколоризации рассчитывали по формуле [15]:
%деградации = 100
А — А
нач кон
Эксперименты выполняли минимум в трех повторностях в трех независимых экспериментах, полученные данные обрабатывали с использованием статистического пакета анализа данных программы Excel Microsoft Office XP.
Результаты и их обсуждение
В ходе данной работы было исследовано влияние H2O2, ЭДТА, ДДС-Na, Р-меркаптоэтанола, дитиотреитола, твина 80 и азида натрия на внеклеточную лакказную, лигнин- и Mn-пероксидазную активность азоспирилл и эф-
фективность деколоризации синтетического красителя - малахитового зеленого. В эксперимент был взят штамм Azospirillum brasilense SR80, для которого ранее показаны высокие уровни продукции фенолокисляющих ферментов. В качестве модельного синтетического красителя был взят малахитовый зеленый (тетраметил-4,4-диаминотрифенилметан)' Как видно из представленных графиков, типичные деактивирующие агенты фенолоксидаз оказывали как стимулирующее, так и ингибирующее действие на активность ферментов в нашем эксперименте (рис. 1). На эффективность обесцвечивания малахитового зеленого выбранные деактивирующие агенты также оказывали различное влияние (рис. 2).
Наиболее сильным деактивирующим эффектом в отношении всех исследуемых ферментов фенолоксидазного комплекса азоспирилл обладал ß-меркаптоэтанол. Широко известно, что многие белки денатурируют в присутствии ß-меркаптоэтанола из-за восстановления дис-ульфидных связей. Поэтому меркаптоэтанол часто используют при исследовании структуры белков, например, для перевода всех молекул белка из олигомерного в мономерное состояние [16]. Прединкубация образцов культуральной жидкости SR80 с меркаптоэтанолом снижала активность лигнин- и Mn-пероксидаз в 1.5 раза (см. рис. 1), в то время как для Aspergillus terreus, Trametes versicolor, Phanerochaete chrysosporium была показана полная дезактивация лигнин- и Mn-пероксидаз под действием аналогичных концентраций ß-меркаптоэтанола [17-19]. Внеклеточная активность лакказы азоспирилл под действием ß-меркаптоэтанола инактивирова-лась на 90% (см. рис. 1), аналогичная тенденция отмечалась для термофильной бактерии Cohnella sp. Снижение активности фермента в присутствии ß-меркаптоэтанола может быть связано с восстановлением окисленного субстрата сульфгидрильной группой [20]. В то же время присутствие ß-меркаптоэтанола в среде культивирования лишь незначительно снижало эффективность деколоризации малахитового зеленого взятым в эксперимент штаммом.
Иная картина наблюдалась в отношении азида натрия. Для большинства лакказ и пе-роксидаз лигнинолитических комплексов грибов было показано полное ингибирование ферментативной активности в присутствии азида натрия [11, 19, 21, 22]. Предполагается, что азид натрия блокирует перенос электронов,
х
ж ^
и ^
s ji
* >
Я С
£
X
J
^
га S3
х
^
£
4M) 350 300 250 200 150 100 50 0
45 40 35 30 25 20 15 10
5
О
70 60 50 40 30 20 10 О
1
fiä
1 1 1
■X 1 1
1 1 1
1 1 1 i 1 1 f|]
4 а /a
4 б/b
5
;J 1 Ь 1
b
I e ЕЁЭ 1 Q
d л Й p я
P
kl
1 2 3 4 5 6 7 8 в/с
Рис. 1. Удельная активность внеклеточной лигнин-пероксидазы (а), лакказы (б), Mn-пероксидазы (в) A. brasilense SR80: 1 - контроль, 2 - ЭДТА, 3 - дитиотрейтол, 4 - азид натрия, 5 - Na-ДДС, 6 - Н2О2, 7 - твин 80,
8 - р-меркаптоэтанол Fig. 1. Activity of extracellular lignin peroxidase (a), laccase (b), Mn-peroxidase (c) A. brasilense SR80: 1 - control, 2 - EDTA, 3 - dithiothreitol, 4 - sodium azide, 5 - sodium dodecyl sulfate, 6 - Н2О2, 7 - twin 80, 8 - p-mercaptoethanol
из-за чего фермент теряет свою окислительную способность [23]. №N3 снижет активность бактериальных лакказ на 45-48% [20, 24]. Однако для исследуемого штамма установлено лишь незначительное снижение лакказной и
Mn-пероксидазной активности под действием азида натрия, при этом на активность лигнин-пероксидазы данное соединение не оказывало влияния вовсе (см. рис. 1). Стоит отметить, что на лакказную активность Bacillus sp. NaN3 так-
1
2
3
5
6
7
8
1
2
3
5
6
7
8
о4
о4
«
is g
<0 "й S
s
CP ^
О с
5 "<5
О U
« s
100
80
60
40
20
1 2 3 4 5 6 7 8
^HlM f f
» * r
irrtm t / ^
* / f
/ / t r
"> * * г -. f p
L Ч > "S \ \ > > »
1 nocx-fccr; 9 s г ~ 1
Ш t f
- m* t w f f
Л f
1 Kilttl,.
Рис. 2. Эффективность деколоризации малахитового зеленого A. brasilense SR80: 1 - контроль, 2 - ЭДТА, 3 - ди-
тиотрейтол, 4 - азид натрия, 5 - Na-ДДС, 6 - Н2О2, 7 - твин 80, 8 - р-меркаптоэтанол Fig. 2. Efficiency of decolorization of malachite green A. brasilense SR80: 1 - control, 2 - EDTA, 3 - dithiothreitol, 4 - sodium azide, 5 - sodium dodecyl sulfate, 6 - Н2О2, 7 - twin 80, 8 - p-mercaptoethanol
0
же не оказывал никакого эффекта [24]. Обесцвечивание синтетического красителя в среде снижалось на 30% (см. рис. 2).
Согласно данным литературы, также достаточно сильным ингибитором общей фено-локсидазной активности является дитиотрей-тол [11]. Однако в ряде работ показано, что подавление активности лакказы дитиотреитолом имеет обратимый характер, и с увеличением времени инкубации в реакционной смеси наблюдается образование окисленных катион-радикалов. Предполагается, что в данном случае дитиотрейтол выступает не в роли ингибитора ферментативной реакции, а является конкурентом по отношению к хромагенному субстрату [11]. Активность Мп-пероксидазы снижалась в 4.3 раза в присутствии дитиотрейтола (см. рис. 1), аналогичное влияние отмечалось и для грибных Мп-пероксидаз [25, 26]. В то же время данное вещество проявляло стимулирующий эффект в отношении лигнин-перокси-дазы, в ходе эксперимента мы детектировали увеличение ферментативной активности более, чем в 2.5 раза (см. рис. 1). Повышенная активность фермента в присутствии дитиотреитола может указывать на важную роль восстановленных БИ-групп в осуществлении каталитического процесса. Также нами не отмечалось снижение способности бактерии к деколори-зации красителя.
Этилендиаминтетраацетат является хела-тором ионов двухвалентных металлов, в связи
с чем выступает в роли ингибитора многих металлсодержащих ферментов, и, в свою очередь, не обладает строгой специфичностью к блокированию активности фенолоксидаз. Как для грибных, так и для бактериальных лакказ ЭДТА является сильнейшим ингибитором, полностью подавляющим активность фермента даже при низких концентрациях (0.02-0.1 мМ) [11, 20]. Для внеклеточной лакказной активности азоспирилл также отмечалось полное ингибирование активности фермента под действием ЭДТА. В работе Vandana с соавторами при исследовании стимулирующего/ин-гибирующего действия данного соединения в отношении лигнин-пероксидазы РЬапегосИае1е сИгуБОБрогшт отмечалось нетипичное увеличение активности фермента [19], аналогичные данные были получены в нашей работе. Лиг-нин-пероксидазная активность азоспирилл в условиях эксперимента увеличивалась в 3 раза (см. рис. 1). Во многих работах сообщается о частичном ингибировании активности Мп-пероксидазы ЭДТА за счет образования комплекса с железопротопорферином, являющимся кофактором фермента [17, 18, 22]. Для Мп-пероксидазы азоспирилл было характерно снижение активности фермента до 70% от начального уровня. Снижение эффективности обесцвечивания красителя отмечалось более чем на 50% от контроля (см. рис. 2).
Перекись водорода, несмотря на то что она является природным субстратом как лигнин-,
так и Mn-пероксидаз, способна ингибировать данные ферменты. Показано, что в случае внесения большего количества перекиси водорода лигнинолитические пероксидазы инактивиру-ются с разрушением гема. При этом грибные лигнин-пероксидазы более чувствительны к инактивации перекисью водорода, по сравнению с Mn-пероксидазами [25]. В ходе нашего исследования при прединкубировании исследуемых образцов культуральной жидкости азоспирилл с перекисью водорода отмечалось снижение лигнин-пероксидазной активности более, чем на 50% (см. рис. 1). При этом эффективность обесцвечивания красителя резко снижалась (см. рис. 2).
Лакказная активность исследуемого штамма азоспирилл незначительно повышалась в присутствии перекиси водорода, в то время как для грибных лакказ Psilocybe castanella, Lentinus crinitus, Trametes villosa, Pleurotus ostreatus, As-pergillus niger показана инактивация ферментативной активности на 40-80% под воздействием H2O2 (см. рис. 1) [26].
При исследовании влияния поверхностно-активных веществ на активность ферментов фенолоксидазного комплекса в качестве дезактивирующего агента был выбран твин 80. Как оказалось, присутствие данного соединения в инкубационной среде незначительно влияло на обесцвечивание малахитового зеленого. Показано, что на фенолоксидазную активность актиномицета Nonomuraea gerenzanensis сильно влияло присутствие твина 80 в реакционной среде, инактивируя ферменты в 2 раза [27]. Также резкий ингибирующий эффект отмечался для лакказ и Mn-пероксидаз Trametes polyzona [22]. Полученные данные о влиянии твина на ферменты фенолоксидазного комплекса азо-спирилл согласуются с работой Shafieia с соавторами, в которой показано стимулирующие действие на активность бактериальных лакказ от внесения в инкубационную смесь данного поверхностного вещества в концентрации от 0.1 до 5 мМ [20].
Неожиданные данные были получены при исследовании влияния другого поверхностно-активного вещества, а именно ДДС-Na, на активность фенолоксидаз азоспирилл (см. рис. 1). Согласно данным литературы, ДДС-Na в концентрации от 0.5 до 25 мМ стимулирует увеличение активности лакказы термофильной бактерии Cohnella на 41%, а также вызывает индукцию активности A. lipoferum. [20, 28, 29].
Однако полученные нами данные свидетельствуют о снижении ферментативной активности как оксидаз, так и пероксидаз фенолоксидазного комплекса азоспирилл при воздействии ДДС-Na, что характерно для грибных ферментов [30]. При этом происходило практически полное ингибирование деколоризации малахитового зеленого (см. рис. 2).
Заключение
Таким образом, в ходе проведенной экспериментальной работы исследовано влияние типичных деактивирующих агентов фенол-оксидаз, таких как H2O2, ЭДТА, ДДС-Na, ß-меркаптоэтанол, дитиотреитол, твин и азид натрия, на степень деколоризации малахитового зеленого и активность лакказ, лигнин- и Mn-пероксидаз. Обнаружено, что твин и азид натрия не оказывают ингибирующего воздействия на ферменты азоспирилл и проявляют стабилизирующее действие на весь комплекс в целом. Типичные деактивирующие агенты фенолоксидаз, такие как H2O2, ЭДТА, ДДС-Na, ß-меркаптоэтанол, дитиотреитол, твин и азид натрия, оказывали как стимулирующее, так и ингибирующее действие на внеклеточную ферментативную активность азоспирилл и обесцвечивание малахитового зеленого. Ин-гибирующий эффект от 60 до 100% отмечен для лакказной и Mn-пероксидазной активности под действием ß-меркаптоэтанола, дитиотре-итола и ЭДТА, что прямо пропорционально отражается на степени деколоризации малахитового зеленого. Показано, что данные соединения не вызывают дестабилизации лигнин-пероксидазы, что свидетельствует об атипичном строении молекулы фермента, вследствие чего белок не теряет активность при взаимодействии с хелатором и не денатурирует из-за восстановления дисульфидных связей. Отмечено, что аналогичные хелаторы и поверхностно-активные вещества приводят к полной дезактивации процесса обеспечивания синтетических красителей для многих биообъектов, для A. brasilense SR80 100% ингибирование деградации малахитового зеленого установлено только для ДДС-Na. При сравнении полученных сведений с данными литературы для ферментов фенолоксидазного комплекса азоспирилл выявлены свойства не характерные для классических фенолокисля-ющих и лигнинолитических ферментов.
Список литературы
1. Pearce C. I., Lloyd J. R., Guthrie J. T. The removal of color from textile wastewater using whole bacterial cells: A review // Dyes Pigments. 2003. Vol. 58. P. 179-196. https://doi.org/10.1016/S0143-7208(03)00064-0
2. Mourid E., Lakraimi1 M., Khattabi E. El., Benaziz L., Berraho M. Removal of remazol brilliant blue R from aqueous solution by adsorption using a calcined layered double hydroxide [Zn2-Al-CO3] // JMES. 2017. Vol. 8, № 3. P. 921-930. https://doi.org/10.1007/s42452-020-2063-2
3. Forgacs E., Cserhati T., Oros G. Removal of synthetic dyes from wastewaters: A review // Environment International. 2004. Vol. 30. P. 953-971. https://doi. org//10.1016/j.envint.2004.02.001
4. Jadhav J. P., Kalyani D. C, Telke A. A., Phugare S. S., Govindwar S. P. Evaluation of the efficacy of a bacterial consortium for the removal of color, reduction of heavy metals, and toxicity from textile dye effluent // Bioresour. Technol. 2010. № 101. P. 165-173. https:// doi.org/ 10.1016/j.biortech.2009.08.027
5. Никитина В. Е., Ветчинкина Е. П., Пономарева Е. Г., Гоголева Ю. В. Фенолоксидазная активность бактерий рода Azospirillum // Микробиология. 2010. Т. 79, № 3. С. 344-351.
6. Купряшина М. А., Селиванов Н. Ю., Никитина В. Е. Выделение и очистка Mn-пероксидазы Azospirillum brasilense Sp245 // Прикладная биохимия и микробиология. 2012. Т. 48, № 1. С.23-26.
7. Петров С. В., Купряшина М. А., Пономарева Е. Г., Воробьева С. А., Глинская Е. В., Никитина В. Е. Скрининг бактерий рода Azospirillum по способности к продукции внеклеточной лигнин-пероксидазы и деградации модельных соединений лигнина и азокрасителей // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2017. Т. 17, вып. 2. С. 170-176. https://doi. org/10.18500/1816-9775-2017-17-2-170-176
8. Купряшина М. А., Петров С. В., Пономарева Е. Г., Никитина В. Е. Лигнинолитическая активность бактерий родов Azospirillum и Niveispirillum // Микробиология. 2015. Т. 84, № 6. С. 691-696. https://doi. org/10.7868/S0026365615060051
9. Bugg T. D. H., Ahmad M., Hardiman E. M., Rahmanpour R. Pathways for degradation of lignin in bacteria and fungi // Nat. Prod. Rep. 2011. Vol. 28. P. 1883-1896. https://doi.org/10.1039/c1np00042j
10. Falade A. O., Eyisia O. A. L, Mabinya L. V., Nwodo U. U, Okoh A. I. Peroxidase production and ligninolytic potentials of freshwater bacteria Raoultella ornithino-lytica and Ensifera dhaerens // Biotechnol. Report. 2017. Vol. 16. P. 2-17. https://doi.org/10.1016/j.btre.2017.10.001
11. Falade A. O., Nwodo U. U., Iweriebor B. C., Green E., Mabinya L. V., Okoh A. I. Lignin peroxidase functionalities and prospective applications // Microbiology Open. 2017. 6:e00394. https://doi.org/10.1002/mbo3.394
12. Ahmad M, Taylor C. R., Pink D, Burton K, Eastwood D, Bending G. D., Bugg T. D. H. Development of novel
assays for lignin degradation: Comparative analysis of bacterial and fungal lignin degraders // Mol. Biosyst. 2010. № 6. P. 815-821. https://doi.org/10.1039/b908966g
13. Купряшина М. А., Пономарева Е. Г., Никитина В. Е. Способность бактерий рода Azospirillum к деколори-зации синтетических красителей // Микробиология. 2020. Т. 89, № 4. С. 453-461. https://doi.org/10.31857/ S0026365620040084
14. Bradford M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microorganisms qualities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. Vol. 72. P. 248-254.
15. Nidadavolu S. B., Gudikandula K., Pabba S. K., Marin-ganti Ch. S. Decolorization of triphenyl methane dyes by Fomitopsis feei // Natural Science. 2013. Vol. 5. P. 30-35. https://doi.org/10.4236/ns.2013.56A005
16. Banker D. D. Enzymes - a review // Indian J. Med. Sci. 1998. Vol. 52, № 6. P. 265-271. PMID: 9849038.
17. Kanayama N., Tohru S., Keiichi K. Purification and characterization of an alkaline manganese peroxidase from Aspergillus terreus LD-1 // J. Biosci. Bioeng. 2002. Vol. 93. P. 405-410. https://doi.org/10.1016/S1389-1723(02)80075-5
18. Asgher M., Iqbal H. M. N. Characterization of a novel manganese peroxidase purifed from solid state culture of Trametes versicolor IBL-04 // BioResources. 2011. Vol. 6. P. 4302-4315. https://doi.org/10.15376/bio-res.6.4.4317-4330
19. Vandana T., Kumar S., Swaraj S., Manpal S. Purification, characterization, and biodelignification potential of lignin peroxidase from immobilized Phanerochaete chrysosporium // BioResources. 2019. Vol. 14. P. 53805399. https://doi.org/10.15376/biores.14.3.5380-5399
20. Shafieia M., Afzalib F., Karkhanea A. A., Ebrahimic S. M., Haghbeend K. Aminzadeha S. Cohnella sp. A01 laccase: Thermostable, detergent resistant, anti-environmental and industrial pollutants enzyme // Heliyon. 2017. Vol. 5. e02543. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2019.e02543
21. Parveen K., Usha K., Visvanath B., Reddy B. Kinetic properties of manganese peroxidase from the mushroom Stereum ostrea and its ability to decolorize dyes // J. Microbiol. Biotechnol. 2012. Vol. 22. P. 1540-1548. https://doi.org/10.4014/jmb.1112.12011
22. LueangjaroenkitP., Teerapatsaku C., Sakka K., Sakka M., Kimura T., Kunitake E., Chitradon L. Two manganese peroxidases and a laccase of Trametes polyzona KU-RNW027 with novel properties for dye and pharmaceutical product degradation in redox mediator-free system // Mycobiology. 2019. Vol. 47, № 2. P. 217-229. https://doi.org/10.1080/12298093.2019.1589900
23. Zhou X., Qu Y., Kim B. H. Effects of azide on electron transport of exoelectrogens in air-cathode microbial fuel cells // Bioresour. Technol. 2014. Vol. 169. P. 265-270. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2014.07.012
24. Siroosi M., Amoozegar M. A., Khajeh K. Purification and characterization of an alkaline chloride-tolerant laccase from a halotolerant bacterium Bacillus sp. strain WT // J. Mol. Catal. B. Enzym. 2016. Vol. 134. P. 89-97. https://doi.org/10.1016/j.molcatb.2016.10.001
25. Valderrama B., Ayala M., Vazquez-Duhalt R. Suicide inactivation of peroxidases and the challenge of engineering more robust enzymes // Chem. Biol. 2002. Vol. 9. P. 555-565. https://doi.org/10.1016/S1074-5521(02)00149-7
26. Ballaminut N., Yamanaka R., Gomes Machado K. Interference of a commercial catalase preparation in laccase and peroxidase activities // Braz. Arch. Biol. Technol. 2009. Vol. 52, № 5. P. 1193-1198. https://doi. org/10.1590/S1516-89132009000500017
27. Casciello C., Tonin F., Berini F., Fasoli E., Marinelli F., Pollegioni L., Rosini E. A valuable peroxidase activity from the novel species Nonomuraea gerenzanensis growing on alkali lignin // Biotechnol. Rep. (Amst). 2017. Vol. 13. P. 49-57. https://doi.org/10.1016/j. btre.2016.12.005
28. Diamantidis G., Effosse A., Potier P., Bally R. Purification and characterization of the first bacterial laccase in the rhizospheric bacterium Azospirillum lipoferum // Soil Biol. Biochem. 2000. Vol. 32. P. 919-927. https:// doi.org/10.1016/S0038-0717(99)00221-7
29. Alexandre G., Jacoud C., Faure D. Population synamics of a motile and a non-motile Azospirillum lipoferum strain during rice colonization and motility variation in the rhizosphere // FEMS Microbiol. Ecol. 1996. Vol. 19. P. 271-278. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.199 6. tb00219.x
30. Pollegioni L., Tonin F., Rosini E. Lignin-degrading enzymes // FEBS J. 2015. Vol. 282. P. 1190-1213. https:// doi.org/10.1111/febs.13224
References
1. Pearce C. I., Lloyd J. R., Guthrie J. T. The removal of color from textile wastewater using whole bacterial cells: A review. Dyes Pigments, 2003, vol. 58, pp. 179196. https://doi.org/10.1016/S0143-7208(03)00064-0
2. Mourid E., Lakraimi1 M., Khattabi E. El., Benaziz L., Berraho M. Removal of remazol brilliant blue R from aqueous solution by adsorption using a calcined layered double hydroxide [Zn2-Al-CO3]. JMES, 2017, vol. 8, no. 3, pp. 921-930. https://doi.org/10.1007/s42452-020-2063-2
3. Forgacs E., Cserhati T., Oros G. Removal of synthetic dyes from wastewaters: A review. Environment International, 2004, vol. 30, pp. 953-971. https://doi. org/10.1016/j.envint.2004.02.001
4. Jadhav J. P., Kalyani D. C., Telke A. A., Phugare S. S., Govindwar S. P. Evaluation of the efficacy of a bacterial consortium for the removal of color, reduction of heavy metals, and toxicity from textile dye effluent. Bioresour. Technol., 2010, no. 101, pp. 165-173. https://doi.org/ 10.1016/j.biortech.2009.08.027
5. Nikitina V. E., Vetchinkina E. P., Ponomareva E. G., Gogoleva Yu. V. Phenol oxidase activity in bacteria of the genus Azospirillum. Microbiology, 2010, vol. 79, no. 3, pp. 327-333 (in Russian).
6. Kupryashina M. A., Selivanov N. Yu., Nikitina V. E. Isolation and purification of Mn-peroxidase from Azos-
pirillum brasilense Sp245. Appl. Biochem. Microbiol., 2012, vol. 48, pp. 17-20 (in Russian).
7. Petrov S. V., Kupriashina M. A., Ponomareva E. G., Vorobieva S. A., Glinskaya E. V., Nikitina V. E. Screening of Genus Azospirillum for their ability to produce extracellular lignin-peroxidase and the degradation of model lignin compounds and azo dyes. Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2017, vol. 17, iss. 2, pp. 170-176 (in Russian). https://doi. org/10.18500/1816-9775-2017-17-2-170-176
8. Kupryashina M. A., Petrov S. V., Ponomareva E. G., Nikitina V. E. Ligninolytic activity of bacteria of the genera Azospirillum and Niveispirillum. Microbiology, 2015, vol. 84, no. 6, pp. 791-795 (in Russian). https:// doi.org/10.1134/S0026261715060041
9. Bugg T. D. H., Ahmad M., Hardiman E. M., Rahman-pour R. Pathways for degradation of lignin in bacteria and fungi. Nat. Prod. Rep., 2011, vol. 28, pp. 1883-1896. https://doi.org/10.1039/c1np00042j
10. Falade A. O., Eyisia O. A. L., Mabinya L. V., Nwodo U. U., Okoh A. I. Peroxidase production and ligninolytic potentials of freshwater bacteria Raoultella ornithi-nolytica and Ensifera dhaerens. Biotechnol. Report., 2017, vol. 16, pp. 2-17. https://doi.org/10.1016/j. btre.2017.10.001
11. Falade A. O., Nwodo U. U., Iweriebor B. C., Green E., Mabinya L. V., Okoh A. I. Lignin peroxidase functionalities and prospective applications. Microbiology Open., 2017, 6:e00394. https://doi.org/10.1002/mbo3.394
12. Ahmad M., Taylor C. R., Pink D., Burton K., Eastwood D., Bending G. D., Bugg T. D. H. Development of novel assays for lignin degradation: Comparative analysis of bacterial and fungal lignin degraders. Mol. Biosyst.,
2010, no. 6, pp. 815-821. https://doi.org/10.1039/ b908966g
13. Kupryashina M. A., Ponomareva E. G., Nikitina V. E. Ability of bacteria of the genus Azospirillum to decolorize synthetic dyes. Microbiology, 2020, vol. 89, no. 4, pp. 451-458 (in Russian). https://doi.org/10.1134/ S0026261720040074
14. Bradford M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microorganisms qualities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem., 1976, vol. 72, pp. 248-254.
15. Nidadavolu S. B., Gudikandula K., Pabba S. K., Mar-inganti Ch. S. Decolorization of triphenyl methane dyes by Fomitopsis feei. Natural Science, 2013, vol. 5, pp. 30-35. https://doi.org/10.4236/ns.2013.56A005
16. Banker D. D. Enzymes - a review. Indian J. Med. Sci., 1998, vol. 52, no. 6, pp. 265-271. PMID: 9849038.
17. Kanayama N., Tohru S., Keiichi K. Purification and characterization of an alkaline manganese peroxidase from Aspergillus terreus LD-1. J. Biosci. Bioeng., 2002, vol. 93, pp. 405-410. https://doi.org/10.1016/S1389-1723(02)80075-5
18. Asgher M., Iqbal H. M. N. Characterization of a novel manganese peroxidase purifed from solid state culture of Trametes versicolor IBL-04. BioResources,
2011, vol. 6, pp. 4302-4315. https://doi.org/10.15376/ biores.6.4.4317-4330
19. Vandana T., Kumar S., Swaraj S., Manpal S. Purification, characterization, and biodelignification potential of lignin peroxidase from immobilized Phanerochaete chrysosporium. BioResources, 2019, vol. 14, pp. 53805399. https://doi.org/10.15376/biores.14.3.5380-5399
20. Shafieia M., Afzalib F., Karkhanea A. A., Ebrahimic S. M., Haghbeend K. Aminzadeha S. Cohnella sp. A01 laccase: Thermostable, detergent resistant, anti-environmental and industrial pollutants enzyme. Heliyon, 2017, vol. 5, e02543. https://doi.org/10.1016Zj.heliyon.2019.e02543
21. Parveen K., Usha K., Visvanath B., Reddy B. Kinetic properties of manganese peroxidase from the mushroom Stereum ostrea and its ability to decolorize dyes. J. Microbiol. Biotechnol., 2012, vol. 22, pp. 1540-1548. https://doi.org/10.4014/jmb.1112.12011
22. Lueangjaroenkit P., Teerapatsaku C., Sakka K., Sakka M., Kimura T., Kunitake E., Chitradon L. Two manganese peroxidases and a laccase of Trametes polyzona KU-RNW027 with novel properties for dye and pharmaceutical product degradation in redox mediator-free system. Mycobiology, 2019, vol. 47, no. 2, pp. 217-229. https://doi.org/10.1080/12298093.2019.1589900
23. Zhou X., Qu Y., Kim B. H. Effects of azide on electron transport of exoelectrogens in air-cathode microbial fuel cells. Bioresour. Technol., 2014, vol. 169, pp. 265-270. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2014.07.012
24. Siroosi M., Amoozegar M. A., Khajeh K. Purification and characterization of an alkaline chloride-tolerant laccase from a halotolerant bacterium Bacillus sp. strain WT. J. Mol. Catal. B. Enzym., 2016, vol. 134, pp. 89-97. https://doi.org/10.1016/j.molcatb.2016.10.001
25. Valderrama B., Ayala M., Vazquez-Duhalt R. Suicide inactivation of peroxidases and the challenge of engineering more robust enzymes. Chem. Biol., 2002, vol. 9, pp. 555-565. https://doi.org/10.1016/S1074-5521(02)00149-7
26. Ballaminut N., Yamanaka R., Gomes Machado K. Interference of a commercial catalase preparation in laccase and peroxidase activities. Braz. Arch. Biol. Technol., 2009, vol. 52, no. 5, pp. 1193-1198. https:// doi.org/10.1590/S1516-89132009000500017
27. Casciello C., Tonin F., Berini F., Fasoli E., Marinelli F., Pollegioni L., Rosini E. A valuable peroxidase activity from the novel species Nonomuraea gerenzanensis growing on alkali lignin. Biotechnol. Rep. (Amst), 2017, vol. 13, pp. 49-57. https://doi.org/10.1016/j. btre.2016.12.005
28. Diamantidis G., Effosse A., Potier P., Bally R. Purification and characterization of the first bacterial laccase in the rhizospheric bacterium Azospirillum lipoferum. Soil Biol. Biochem., 2000, vol. 32, pp. 919-927. https://doi.org/10.1016/S0038-0717(99)00221-7
29. Alexandre G., Jacoud C., Faure D. Population synamics of a motile and a non-motile Azospirillum lipoferum strain during rice colonization and motility variation in the rhizosphere. FEMS Microbiol. Ecol., 1996, vol. 19, pp. 271-278. https://doi.org/10.1111Zj.1574-6941.199 6. tb00219.x
30. Pollegioni L., Tonin F., Rosini E. Lignin-degrading enzymes. FEBS J, 2015, vol. 282, pp. 1190-1213. https:// doi.org/10.1111/febs.13224
Поступила в редакцию 07.08.2023; одобрена после рецензирования 06.10.2023; принята к публикации 09.10.2023 The article was submitted 07.08.2023; approved after reviewing 06.10.2023; accepted for publication 09.10.2023
