CC BY
36
Труды ИБВВ РАН, вып. 77(80), 2017
Transactions of IBIW, issue 77(80), 2017
УДК 577.15:597+574.64
ВЛИЯНИЕ ГЕРБИЦИДА РАУНДАП НА АКТИВНОСТЬ ГЛИКОЗИДАЗ В КИШЕЧНИКЕ РЫБ РАЗНЫХ ЭКОЛОГИЧЕСКИХ ГРУПП
И. Л. Голованова, А. И. Аминов
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН 152742 пос. Борок, Ярославская обл., Некоузскийр-н, e-mail: golovanova5353@mail.ru
Впервые показаны разнонаправленные изменения активности гликозидаз в кишечнике половозрелых рыб при in vitro действии гербицида Раундап в концентрациях 0.1-50 мкг/л, встречающихся в компонентах водной среды. Гликозидазы рыб-бентофагов, особенно плотвы и язя, более чувствительны к действию Раундапа по сравнению с планктофагами и ихтиофагами. Раундап, как правило, оказывает больший эффект на гликозидазы в слизистой оболочке кишечника, чем в химусе взрослых рыб.
Ключевые слова: рыбы, пищеварительные гликозидазы, гербициды, Раундап.
ВВЕДЕНИЕ
В настоящее время загрязнение окружающей среды является одной из наиболее важных экологических проблем. Возросшие масштабы использования пестицидов в сельском, лесном и рыбном хозяйстве приводят к трансформации водных экосистем, негативно влияют на состояние водных животных [Vera et al., 2012] и представляют угрозу здоровью человека [Gasiner et al., 2009]. Глифосат (N-(phos-phonomethyl) glycine) является одним из самых популярных препаратов, применяемых для борьбы с сорной растительностью. На его основе создано много гербицидов, выпускаемых под разными названиями: Accord, Escoba, Herbolex, Roundup, Глифос, Граунд, Смерш, Торнадо, Ураган, Факел и др. Они производятся более чем в 100 странах мира и различаются по количественному содержанию действующего и вспомогательных веществ. В качестве активного ингредиента наиболее часто используют изопропиламиновую соль глифосата, в качестве поверхностно-активного вещества -полиоксиэтиленамин (POEA). Кроме того в их состав могут входить различные минорные компоненты - красители, биоциды и неорганические ионы для создания необходимого pH. В составе некоторых гербицидов активным ингредиентом может быть аммониевая соль глифосата (Roundup Max), а некоторые гербициды, в частности Rodeo и Roundup Quick, не содержат POEA [Sihtmae et al., 2013]. За период с 1974 по 2014 гг. мировое использование глифосата возросло почти в 15 раз и составило 8.6 млрд кг [Benbrook, 2016], чему способствовало появление в 1996 г. генномодифициро-ванных глифосат устойчивых культур (пшеницы, кукурузы, сои и др.). В 2014 г. фермеры применяли ~ 1.0 кг глифосата на каждый гек-
тар окультуренных пахотных земель в США и почти 0.53 кг на гектар всех пахотных земель во всем мире [Benbrook, 2016].
Раундап является одним из самых широко применяемых гербицидов для уничтожения сорной растительности на промышленных землях и посевах сельскохозяйственных культур. Кроме того, его используют для борьбы с зарастанием водохранилищ, прудов, каналов и коллекторно-дренажных систем. Для борьбы с сорной растительностью на открытых оросительных и сбросных каналах рекомендуют внесение Раундапа в дозе 8 л/га при слабой и 10 л/га при сильной степени засоренности [Брежнев, 2004 (Brezhnev, 2004)]. Интенсивное использование обусловлено высокой эффективностью его действия, хорошей биоразлага-емостью в окружающей среде (период полураспада глифосата в воде - 7-14 дней, в донных отложениях водоемов - до 120 дней), а также культивированием растений, генетически устойчивых к этому гербициду [Giesy et al., 2000]. Концентрация глифосата в поверхностных водах обычно не превышает 10-15 мкг/л, а в районах непосредственного применения может достигать 700 мкг/л [Struger et al., 2008]. Глифосат хорошо растворим в воде (11.6 г/л при температуре 25°С) и благодаря высокой способности абсорбироваться на взвешенных частицах может разноситься по течению на большие расстояния, оседая в донных отложениях, где долго сохраняет свою активность [Eberbach, 1998; Aparisio et al., 2013]. В его деградации активное участие принимает микро-биота [Sviridov et al., 2015], однако связывание глифосата металлами (Cu, Zn, Cd, Pb) или органическим углеродом в донных отложениях водоемов может снижать его биодоступность.
Раундап ингибирует рост растений, блокируя работу ферментов шикиматного пути, что препятствует синтезу 3 аминокислот: фе-нилаланина, тирозина и триптофана [Williams et al., 2000]. Указанные аминокислоты животные получают с пищей и эта ферментная система у них отсутствует. Согласно аннотации производителей и данным World Health Organization острая токсичность Раундапа и гли-фосата для животных крайне низка [WHO, 1994], что показано в ряде работ на млекопитающих [Williams et al., 2000] и водных животных [Giesy et al., 2000; Tsui, Chu, 2008; Kier, Kircland, 2013]. Однако в последние годы появились данные, свидетельствующие о нарушении различных функций и у нецелевых организмов: бактерий, микроводорослей, беспозвоночных, низших и высших позвоночных [Giesy et al., 2000; Languano, Martinez, 2008; Cattaneo et al., 2011]. Водные животные могут быть более чувствительны к Раундапу, чем млекопитающие [Grisolia, 2002]. При этом установлено, что POEA часто бывает более токсичным, чем активный ингредиент или сам Раундап [Fan et al., 2013].
У рыб, являющихся хорошим биоиндикатором загрязнения водной среды, Раундап нарушает процессы развития [Webster et al., 2014], изменяет поведение [Tierney et al., 2007; Filizadeh et al., 2011]) и физиолого-биохимический статус организма [Жиденко, Бибчук, 2009 (Zhidenko, Bibchuk, 2009); Голованова, Аминов, 2013 (Golovanova, Aminov, 2013); Тарлева и др., 2014 (Tarleva et al., 2014); Jiraungkoorskul et al., 2002; Languano, Martinez, 2008; Fan et al., 2013], оказывает мутагенный и генотоксический эффекты [Filho et al., 2013].
Установлено, что значения 96 ч LC50 Раундапа варьируют от 2 до 55 мг/л в зависимости от вида рыб, стадии жизненного цикла и условий эксперимента [Giesy et al., 2000; Gholami-Seyedkolaei et al., 2013]. Основной механизм токсичности Раундапа и глифосата связывают с генерацией окислительного стресса [Webster, Santos, 2015]. Другой механизм заключается в ингибировании ацетилхолинэстеразы (АХЭ), играющей важную роль в синаптической передаче нервного импульса [Fan et al., 2013], что может приводить к нарушению поведения и ориентации рыб в пространстве [Glusczak et al., 2006].
Известно, что эффективность питания рыб и продуктивность водоемов в значительной мере зависят от состояния ферментных систем пищеварительного тракта, способности рыб переваривать и усваивать различные компоненты корма. Поступая в организм с водой и пищей, Раундап может оказывать прямое и опосредованное влияние на активность пищеварительных ферментов. Углеводы, играющие важную роль в пластическом и энергетическом обмене организма, являются необходимым компонентом пищи рыб. Однако действие Раундапа на активность гликозидаз, осуществляющих гидролиз углеводов, ранее было изучено лишь на примере молоди рыб [Голованова, Аминов, 2013 (Golovanova, Aminov, 2013)] и объектов их питания [Aminov et al., 2013].
В связи с этим, цель работы состояла в изучении in vitro действия гербицида Раундап на активность гликозидаз в слизистой оболочке и химусе кишечника взрослых рыб в широком диапазоне концентраций (0.1-50 мкг/л), встречающихся в компонентах внешней среды.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Объекты исследования - половозрелые особи десяти видов рыб шести семейств: Clu-peidae - тюлька Clupeonella cultriventris (Nord.); Cyprinidae - густера Blicca bjoerkna (L.), лещ Abramis brama (L.), плотва Rutilus rutilus (L.), язь Leuciscus idus (L.); Lotidae - налим Lota lota (L.); Percidae - речной окунь Perca flu-viatilis L., обыкновенный судак Sander lucio-perca (L.); Esocidae - щука Esox lucius L.; Silu-ridae - обыкновенный сом Silurus glanis L. Рыбы: 50 экз. тюльки (масса 3.30 ± 0.15 г), по 8 экз. окуня (250 ± i7), плотвы (295 ± 35), леща (1480 ± 66), язя (443 ± 123) и налима (847 ± 131), по 7 экз. густеры (224 ± 45), судака (1400 ± 78) и щуки (910 ± 25) и 4 экз. сома (16275 ± 1907) отловлены ставными сетями или тралом в пе-
риод активного питания (летом или осенью, налим зимой) в Рыбинском водохранилище (58°30' с.ш., 38°30' в.д.) и в его притоках.
После отлова рыб в течение 1-2 ч доставляли в лабораторию, где проводили полный биологический анализ (иногда рыб предварительно замораживали и хранили при температуре -18°С не более недели). Данные виды рыб являются наиболее распространенными в водоемах Ярославской области. Они различаются образом жизни и характером питания: щука, судак, сом - типичные ихтиофаги; налим и окунь - ихтиофаги-факультативные бентофаги; лещ, плотва, язь, густера - типичные бентофаги; тюлька - планктофаг-факультативный ихтиофаг.
Поскольку переваривание углеводов у рыб происходит главным образом в кишечнике [Голованова и др., 2007 (Golovanova et al., 2007); Chakrabarty et al., 1995] активность гликозидаз изучали именно в этом отделе пищеварительного тракта. Для этого рыб обездвиживали, изымали кишечники, помещали их на стекло ледяной бани и очищали от жира и прилегающих тканей. Слизистую оболочку и химус медиального отдела кишечника гомогенизировали раздельно с добавлением охлажденного до 2-4°С раствора Рингера для холоднокровных животных (110 ммоль NaCl, 1.9 ммоль KCl, 1.3 ммоль CaCl2, pH 7.4) в соотношении 1:9. Затем исходный гомогенат дополнительно разбавляли раствором Рингера в 2-10 раз. Для приготовления гомогенатов у тюльки использовали суммарные пробы от 10 особей и считали их за одну повторность. Растворы субстратов (растворимый крахмал в концентрации 18 г/л, мальтоза и сахароза в концентрации 50 ммоль/л) готовили на таком же растворе Рингера.
Гомогенаты предварительно выдерживали в присутствии Раундапа в концентрации 0.1; 1; 10; 25 и 50 мкг/л (по глифосату) в течение 1 ч при температуре 20°С и рН 7.4. Затем добавляли субстрат и инкубировали в течение 20-60 мин при непрерывном перемешивании. Для приготовления растворов токсиканта использовали коммерческий препарат гербицида, имеющий торговое название "Раундап" (произведен и расфасован ЗАО фирма "Август" (Россия) по лицензии фирмы "Монсанто Европа С. А." (Бельгия)). Средство представляет собой 36%-ный водный раствор глифосата, возможные инертные ингредиенты в аннотации не указаны. Выбор концентраций Рундапа обусловлен установленными значе-ниями ПДК для воды рыбохозяйственных водоемов
(1 мкг/л) [Перечень ..., 1999 (Pelechen'..., 1999)] и значениями средних полулетальных концентраций (ЛК50) Раундапа для рыб - от 2 до 55 мг/л [Giesy et al., 2000; Gholami-Seyedkolaei et al., 2013]. Концентрации 0.1-10 мкг/л соответствуют содержанию глифосата в природных водах, 25 и 50 мкг/л - в воде и донных отложениях в районах непосредственного применения гербицида [Struger et al., 2008; Aparicio et al., 2013].
Амилолитическую активность (отражающую суммарную активность ферментов, гидроли-зующих крахмал - а-амилазы КФ 3.2.1.1, глюко-амилазы КФ 3.2.1.3 и мальтазы КФ 3.2.1.20) и активность сахаразы КФ 3.2.1.48 оценивали по приросту гексоз методом Нельсона [Nelson, 1944] в модификации Уголева, Иезуитовой [Уголев, Иезуитова, 1969 (Ugolev, Iezuitova, 1969)]. Активность мальтазы определяли глю-козо-оксидазным методом с помощью набора для клинической биохимии "Фотоглюкоза" (ООО "Импакт", Россия). Активность ферментов определяли в трех-пяти биохимических повтор-ностях и выражали в микромолях продуктов реакции, образующихся за 1 мин инкубации в расчете на 1 г влажной массы ткани (мкмоль/г-мин). Оптическую плотность определяли на спектрофотометре Lambda 25 (Perkin & Elmer, США) при длине волны 670 нм (амилолитическая активность, сахараза) и 505 нм (мальтаза).
Результаты представлены в виде средних значений и их ошибок (М ± т). В случае нормального распределения при сравнении результатов использовали однофакторный дисперсионный анализ (ANOVA, Dunnet-тест) и критерий Фишера (F). Если распределение отличалось от нормального (типичные и факультативные хищники), использовали непараметрический критерий Краскела-Уоллиса. Различия показателей считали статистически значимыми приp < 0.05.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
Наибольший уровень амилолитической активности отмечен в слизистой оболочке у бентофагов - плотвы, язя и леща, более низкий у планктофага - тюльки, минимальный у факультативных и типичных ихтиофагов - окуня, налима, щуки, сома и судака (табл. 1).
Раундап оказывает разнонаправленные эффекты на амилолитическую активность: понижает у тюльки и язя на 8-12 %, в большей степени у плотвы - на 30-56% от контроля и
повышает у леща и налима при некоторых концентрациях. У окуня, щуки, судака и сома достоверные эффекты отсутствуют. Активность сахаразы у тюльки не изменяется, у плотвы снижается на 17-36% от контроля во всем диапазоне концентраций Раундапа, у щуки статистически значимое снижение на 4247% выявлено на фоне крайне низкого уровня ферментативной активности. Активность мальтазы снижается у плотвы на 11-24%, у
Таблица 1. Активность гликозидаз (мкмоль/г-мин) в слизистой оболочке кишечника взрослых рыб (n = 4-8) в присутствии Раундапа in vitro (различия показателей статистически значимы по сравнению с контролем при: * -р < 0.05, ** -р < 0.01, *** -р < 0.001)
Table 1. The activity of glycosidase (^mol/g-min) in the intestinal mucosa of adult fish (n = 4-8) under Roundup in vitro (differences of parameters are statistically significant in comparison with control at: * -р < 0.05, ** -р < 0.01, *** -р < 0.001)
Вид рыб Fish species Концентрация Раундапа, мкг/л Concentrations of Roundup, ^g/l
0 (контроль) control 0.1 1 10 25 50
Амилолитическая активность Amylolytic activity
Активность сахаразы Sucrase activity
Тюлька Clupeonella cultriventris (Nord.) 1.43 ± 0.03 1.59 ± 0.05 1.44 ± 0.05 1.51 ± 0.05 1.45 ± 0.05 1.52 ± 0.03
Плотва Rutilus rutilus (L.) 4.08 ± 0.10 3.40 ± 0.06 ** 2.60 ± 0.03*** 2.80 ± 0.08*** 2.61 ± 0.05*** 2.64 ± 0.05
Щука Esox lucius L. 0.55 ± 0.02 0.39 ± 0.03 0.43 ± 0.04 0.36 ± 0.04 0.32 ± 0.02* 0.29 ± 0.02
Активность мальтазы Maltase activity
Тюлька Clupeonella cultriventris (Nord.) 5.97 ± 0.06 5.77 ± 0.12 5.73 ± 0.04 5.47 ± 0.11* 5.50 ± 0.15* 5.47 ± 0.21
Лещ Abramis brama (L.) 8.96 ± 0.29 9.71 ± 0.16 9.60 ± 0.12 9.44 ± 0.18 10.51 ± 0.11** 10.29 ± 0.16*
Язь Leuciscus idus (L.) 11.10 ± 0.18 10.20 ± 0.17* 9.77 ± 0.13* 10.20 ± 0.17* 9.97 ± 0.12** 11.10 ± 0.18
Плотва Rutilus rutilus (L.) 14.90 ± 1.25 12.30 ± 0.56 9.37 ± 1.27* 10.50 ± 0.84* 6.51 ± 0.98*** 9.14 ± 0.60*
Налим Lota lota (L.) 0.81 ± 0.01 1.09 ± 0.02* 0.89 ± 0.01 1.27 ± 0.02*** 0.89 ± 0.01 0.86 ± 0.02
Окунь Perca fluviatilis L. 0.92 ± 0.10 0.86 ± 0.02 0.94 ± 0.04 1.02 ± 0.02 0.90 ± 0.02 0.78 ± 0.04
Щука Esox lucius L. 0.43 ± 0.01 0.44 ± 0.01 0.46 ± 0.01 0.45 ± 0.01 0.44 ± 0.01 0.44 ± 0.01
Судак Sander lucioperca (L.) 0.28 ± 0.04 0.36 ± 0.06 0.32 ± 0.04 0.32 ± 0.02 0.34 ± 0.02 0.24 ± 0.02
Сом Silurus glanis L. 0.59 ± 0.03 0.60 ± 0.01 0.58 ± 0.02 0.57 ± 0.02 0.56 ± 0.02 0.58 ± 0.01
Густера Blicca bjoerkna (L.), 1.61 ± 0.04 1.34 ± 0.09* 1.70 ± 0.07 1.12 ± 0.03*** 1.58 ± 0.04а 1.55 ± 0.08
Плотва Rutilus rutilus (L.) 11.20 ± 0.30 10.20 ± 0.34 10.30 ± 0.12 8.50 ± 0.53** 9.87 ± 0.16* 10.0 ± 0.27*
Язь Leuciscus idus (L.) 7.02 ± 0.30 4.26 ± 0.14*** 6.20 ± 0.15 3.59 ± 0.19*** 4.02 ± 0.18*** 4.64 ± 0.11**
Лещ Abramis brama (L.) 1.68 ± 0.20 2.04 ± 0.28 1.47 ± 0.17 1.92 ± 0.10 2.28 ± 0.13* 2.25 ± 0.13*
Сом Silurus glanis L. 2.16 ± 0.02 2.12 ± 0.01 2.18 ± 0.03 1.41 ± 0.15 2.19 ± 0.05 2.26 ± 0.01
Таблица 2. Активность гликозидаз (мкмоль/г-мин) в химусе кишечника взрослых рыб (n = 4-8 экз.) в присутствии Раундапа in vitro (различия показателей статистически значимы по сравнению с контролем при: * -р < 0.05, ** -р < 0.01, *** -р < 0.001)
Table 2. The activity of glycosidase (^mol/g-min) in the intestinal chyme of adult fish (n = 4-8) under Roundup in vitro (differences of parameters are statistically significant in comparison with enzyme activity at 0 ^g/l Roundup at: * -р < 0.05, ** -р < 0.01, *** -р < 0.001)
Вид рыб Концентрация Paундaпa, мкг/л Concentrations of Roundup, ^g/l
Fish species G (контроль) control G.l 1 1G 25 5G
Амилолитическая активность Amylolytic activity
Тюлька Clupeonella cultriventris (Nord.) 9.G4 ± G.1G 9.2G ± G.28 8.96 ± G.1G 8.96 ± G.1G 9.G4 ± G.1G 9.28 ± G.G8
Плотва Rutilus rutilus (L.) 5.49 ± G.56 3.43 ± G.36* 4.11 ± G.58 2.86 ± G.31* 3.G9 ± G.43* 3.31 ± G.52
Язь Leuciscus idus (L.) 24.7G ± G.44 22.3G ± G.57* 2G.4G ± G.59*** 21.6G ± G.39** 25.3G ± G.42 1S.GG ± G.69
Лещ Abramis brama (L.) 21.SG ± G.26 23.3G ± G.4G* 23.9G ± G.26*** 22.SG ± G.26 23.9G ± G.26*** 24.SG ± G.4G
Налим Lota lota (L.) 1.25 ± G.G1 1.11 ± G.G2 1.G8 ± G.G1* 1.15 ± G.G4 1.14 ± G.G3 1.G8 ± G.G5
Окунь Perca fluviatilis L. 1.G3 ± G.G3 1.G9 ± G.G3 1.29 ± G.G3** 1.24 ± G.G3* 1.17 ± G.G2 1.11 ± G.G1
Щука Esox lucius L. 1.15 ± G.G1 1.19 ± G.G2 1.19 ± G.G2 1.23 ± G.G2 1.16 ± G.G3 1.23 ± G.G2
Судак Sander lucioperca (L.) G.29 ± G.G2 G.27 ± G.G1 G.27 ± G.G1 G.25 ± G.G1 G.21 ± G.G1 G.17 ± G.G1
Сом Silurus glanis L. 1.69 ± G.G4 1.59 ± G.G1 1.68 ± G.G4 1.68 ± G.G2 1.71 ± G.G3 1.61 ± G.G3
Тюлька Clupeonella cultriventris (Nord.) Плотва Rutilus rutilus (L.) Щука Esox lucius L.
2.36 ± G.G5 G.91 ± G.G5 G.64 ± G.G7
Активность сахаразы
Sucrase activity 2.45 ± G.G6 ' 1.36 ± G.G4* G.27 ± G.G2* Активность мальтазы Maltase activity
2.44 ± G.G4 2.41 ± G.G4 2.51 ± G.G8 2.69 ± G.G8
1.G8 ± G.G6 1.1G ± G.G2** G.98 ± G.G5 1.G3 ± G.G4
G.33 ± G.G2 G.49 ± G.G4 G.32 ± G.G3 G.38 ± G.G2
Тюлька Clupeonella cultriventris (Nord.) 6.G8 ± G.13 6.13 ± G.31 5.69 ± G.G9 6.11 ± G.15 5.79 ± G.ll 6.41 ± G.28
Густера Blicca bjoerkna (L.) 4.11 ± G.1S 4.47 ± G.25 4.24 ± G.22 4.43 ± G.G5 3.63 ± G.18 3.96 ± G.15
Плотва Rutilus rutilus (L.) 4.82 ± G.ll 5.39 ± G.21 5.G4 ± G.15 5.6G ± G.22* 5.19 ± G.25 5.47 ± G.G3**
Язь Leuciscus idus (L.) 2.79 ± G.G3 3.62 ± 0.12** 2.38 ± G.G8** 3.31 ± G.G4*** 2.65 ± G.13 3.12 ± 0.04***
Лещ Abramis brama (L.) 4.31 ± G.19 4.47 ± G.13 4.85 ± G.16 4.59 ± G.G9 4.44 ± G.G9 5.23 ± G.13*
Сом Silurus glanis L. G.94 ± G.G3 G.96 ± G.G2 G.9G ± G.G5 1.G8 ± G.G2 1.13 ± G.G4* 1.11 ± G.G4
густеры на 17-30%, язя на 34-49% от контроля, но увеличивается у леща примерно на 35% при наибольших концентрациях Раундапа. Зависимость эффекта от концентрации гербицида у всех изученных видов рыб отсутствует.
В химусе в присутствии Раундапа выявлено снижение амилолитической активности на 3848% у плотвы и на 10-27% у язя фактически во всем диапазоне концентраций, у налима на 14% и судака на 41% от контроля при отдельных концентрациях гербицида (табл. 2).
В тоже время Раундап повышает амило-литическую активность на 20-25% у окуня и на 7-14% у леща, но у тюльки, щуки и судака не меняет ее. Активность сахаразы снижается на 58% у щуки, но повышается у плотвы (на 21 и 49%) и тюльки (на 14% от контроля) лишь при некоторых концентрациях Раундапа. Активность мальтазы у плотвы, язя, сома и леща увеличивается при некоторых концентрациях Раундапа не более чем на 14-30% от контроля, у тюльки и густеры не изменяется.
У рыб разных экологических групп отмечена четкая зависимость уровня активности гликозидаз (а-амилазы, мальтазы, сахаразы) от типа и спектра питания. Минимальные значения ферментативной активности выявлены у типичных ихтиофагов (судак, щука), несколько большие у ихтиофагов-факультативных бентофагов (налим, окунь), значительно большие у планктофагов (тюлька, уклейка) и бен-тофагов с широким спектром питания (лещ, плотва, карп, ротан), максимальные - у рыб, в значительном количестве потребляющих макрофиты (карась, белый амур, белый толстолобик и пестрый толстолобик [Уголев, Кузьмина, 1993 (Ugolev, Kuz'mina, 1993); Волкова, 2010 (Volkova, 2010)]. Данные, полученные в нашей работе, подтверждают эту закономерность. При этом установлено, что гликозидазы, гид-ролизующие полисахарид крахмал в слизистой оболочке кишечника типичных и факультативных хищников (щуки, сома, судака, налима и окуня) наименее, а рыб-бентофагов (плотвы и язя) - наиболее чувствительны к действию Раундапа в широком диапазоне исследованных концентраций. Это может быть обусловлено разной видовой чувствительностью рыб к данному гербициду. Кроме того, содержание углеводов в естественной пище рыб-бентофагов и активность гликозидаз в кишечнике выше, чем у рыб-планкто- и ихтиофагов. Вполне вероятно, что на фоне высокой ферментативной активности ярче проявляются эффекты Раунд-
апа. Это предположение хорошо согласуется с данными о снижении амилолитической активности в слизистой оболочке кишечника леща в присутствии ионов Cd in vitro лишь на фоне высокой функциональной активности пищеварительной системы летом, в то время как зимой в период прекращения экзогенного питания и низкой ферментативной активности эффект отсутствовал [Golovanova et al., 1999]. Интересно отметить, что у молоди тюльки, окуня и щуки амилолитическая активность примерно в два раза выше, и тормозящий эффект Раундапа более выражен [Голованова и др., 2011 (Golovanova et al., 2011)], чем у взрослых рыб. Направленность эффектов в присутствии Раундапа в слизистой оболочке кишечника и химусе рыб может быть одинаковой (торможение амилолитической активности у плотвы и язя), либо различной (амилолити-ческая активность в слизистой оболочке у налима возрастает, а в химусе снижается; напротив, активность мальтазы у плотвы в слизистой оболочке снижается, в химусе растет). Прежде всего, это связано с участием в гидролизе углеводов разных по происхождению ферментов. Если в слизистой оболочке рыб функционируют собственные ферменты консумента, то в химусе, помимо панкреатических ферментов консумента, - многочисленные ферменты всех органов и тканей жертвы и ферменты микробиоты. Кроме того, поскольку существует несколько изоформ а-амилазы, мальтазы и сахаразы, разные эффекты Ра-ундапа могут быть обусловлены и молекулярной разнокачественностью гликозидаз, функционирующих в слизистой оболочке кишечника и химусе рыб.
Можно предположить, что снижение активности ферментов в присутствии Раундапа вызвано связыванием либо глифосата, либо POEA с активным центром фермента, но в этом случае сила эффекта должна напрямую зависеть от концентрации гербицида, чего не отмечено в наших экспериментах. Ранее кон-центрационно-зависимый тормозящий эффект Раундапа был выявлен в гомогенатах реальной жертвы (амилолитическая активность снижалась на 19-32%), что, по всей вероятности, связано с активизацией многочисленных лизо-сомальных гликозидаз жертвы в кислой среде желудка хищника [Aminov et al., 2013]. Активность мальтазы в тканях реальной жертвы снижалась на 10-41%, сахаразы - на 57-77% от контроля, но зависимости эффекта от кон-
центрации гербицида не обнаружено, что свидетельствует об отсутствии прямого влияния Раундапа на активный центр ферментов. Вполне вероятно, что компоненты Раундапа могут действовать на субстрат ферментативной реакции или процессы взаимодействия субстрата и фермента.
Концентрации Раундапа 0.1-50 мкг/л, использованные в нашей работе, могут реально встречаться в природных водах. Так, в водоемах с непрерывной вегетацией концентрация глифосата достигает 3.7 мг/л [Giesy et al., 2000], что соответствует 9 мг/л Раундапа. При этом самая низкая из исследованных нами концентраций в 10 раз меньше, а самая высокая - в 50 раз больше значений ПДК для воды объектов рыбохозяйственного назначения. Изменения активности пищеварительных гликозидаз в присутствии Раундапа у взрослых рыб не выявили четкого концентрационно-зависимого эффекта. Однако ранее было показано, что некоторые экологические факторы (повышение температуры воды, снижение рН, магнитная буря, хроническое действие ксенобиотиков, антропогенное загрязнение) могут усиливать чувствительность гликозидаз рыб к in vitro действию Раундапа [Голованова, Ами-
нов,2013, 2016 (Оо1оуапоуа, Аштоу, 2013, 2016); Аминов, 2016 (Аштоу, 2016)]. При этом сверхнизкие концентрации (Ы0-13-Ы0-5 мкг/л) и концентрации гербицида, отличающиеся на 217 порядков, могут вызывать равный по силе эффект [Голованова и др., 2016 (Оо1оуапоуа е! а1., 2016)]. Несмотря на то, что Раундап в водной среде весьма нестабилен и его попадание в водоемы носит импульсный характер, токсическое действие на водные организмы может проявиться еще до его полного распада. Кроме того, растущий объем использования, аварийные разливы, смывы с полей или сброс неочищенных сточных вод увеличивают содержание гербицида в водоемах. Широкое применение глифосата в течение последних 40 лет и прогнозируемое увеличение его использования [БепЬгоок, 2016] делают необходимым изучение потенциальных экологических последствий использования глифосатсодержащих гербицидов. Поскольку действие природных и антропогенных факторов может усиливать эффекты Раундапа на пищеварительные ферменты, изучение физиолого-биохимических показателей важно для ранней диагностики состояния здоровья рыб в современных экологических условиях.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
В экспериментах in vitro впервые показаны разнонаправленные изменения активности гликозидаз (мальтаза, сахараза, амилоли-тическая активность) в кишечнике половозрелых рыб, различающихся по типу питания, в присутствии гербицида Раундап в концентрациях, встречающихся в компонентах водной среды. Гликозидазы рыб бентофагов, особенно плотвы и язя, проявляют большую чувствительность к действию Раундапа по сравнению
с ферментами типичных ихтиофагов. Раундап, как правило, оказывает больший эффект на гликозидазы в слизистой оболочке кишечника, чем в химусе взрослых рыб. Сила и направленность эффекта зависят от вида и типа питания рыб, структуры фермента и субстрата, а также концентрации гербицида. Полученные результаты важны для оценки физиолого-биохимического статуса рыб в условиях растущего загрязнения окружающей среды.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Аминов А.И. Влияние гербицида Раундап на активность гликозидаз рыб и объектов их питания // Перспективы и проблемы современной гидробиологии. Матер. Всерос. молодеж. гидробиол. конф. (пос. Борок, Ярославская область, 10-13 ноября 2016). Ярославль: Филигрань, 2016. С. 205-207.
Брежнев В.И. Механизированный способ борьбы с сорной растительностью на открытых мелиоративных каналах гербицидом Раундап: Автореф. дис. ... канд. т. наук. Новочеркасск, 2004. 24 с.
Волкова И.В. Особенности функционирования пищеварительной системы рыб разных трофических групп. Автореф. дис. ... докт. биол. наук. Астрахань, 2010. 44 с.
Голованова И.Л., Аминов А.И. Влияние гербицида Раундап на активность гликозидаз молоди рыб и их кормовых объектов при различных значениях температуры и pH // Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. 2013. № 1. С. 129-134.
Голованова И.Л., Аминов А.И. Влияние некоторых экологических факторов на чувствительность гликозидаз рыб к in vitro действию гербицида Раундап // Труды Кар НЦ РАН. Серия: Экологические исследования. 2016. № 12. С. 96-105.
Голованова И.Л., Аминов А.И., Урванцева Г.А., Смирнов М.С. Влияние сверхнизких концентраций Раундапа на активность гликозидаз у молоди рыб // Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. 2016. № 2. С. 100-107.
Голованова И.Л., Карабанов Д.П., Слынько Ю.В. Активность пищеварительных карбогидраз тюльки Clupeonella cultriventris из различных частей ареала // Вопр. рыболовства. 2007. Т. 29. № 1. С. 110-119.
Голованова И.Л., Филиппов А.А., Аминов А.И. Влияние гербицида Раундап in vitro на активность карбогидраз молоди рыб // Токсикол. вестник. 2011. № 5. С. 31-35.
Жиденко А.А., Бибчук Е.В. Изменения биохимических показателей в печени карпа в условиях действия Раундапа // Совр. проблемы теорет. и практ. ихтиологии. Тез. II Межд. научно-практ. конф. 16-19 сент. 2009. Севастополь, 2009. С. 50-52.
Перечень рыбохозяйственных нормативов, предельно допустимых концентраций (ПДК) и ориентировочно безопасных уровней воздействия (ОБУВ) вредных веществ для воды водных объектов, имеющих рыбохозяй-ственное значение. М.: Из-во ВНИРО, 1999. 304 с.
Тарлева А.Ф., Шептицкий В.А., Кузьмина В.В. Влияние гербицида Раундап на активность пептидаз химуса и слизистой оболочки кишечника у рыб разных видов // Геоэкологические и биоэкологические проблемы северного Причерноморья. Матер. V Межд. научно-практ. конф. 14 ноября 2014 г. Тирасполь, 2014. С. 254-255.
Уголев А.М., Иезуитова Н.Н. Определение активности инвертазы и других дисахаридаз // Исследование пищеварительного аппарата у человека. Л.: Наука, 1969. С. 192-196.
Уголев А.М., Кузьмина В.В. Пищеварительные процессы и адаптации у рыб. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. 238 с.
Aminov A.I., Golovanova I.L., Filippov A.A. Effect of the herbicide Roundup on the activity of glycosidase of invertebrates and juvenile fish // Inland Water Biology. 2013. V. 6. № 4. P. 335-340. DOI: 10.1134/S1995082913040032.
Aparicio V.C., De Geronimo E., Marino D., Primost J., Carriquiriborde P., Costa J.L. Environmental fate of glyphosate and aminomethylphosphonic acid in surface waters and soil of agricultural basins // Chemosphere. 2013. V. 93. № 9. P. 1866-1873. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2013.06.041.
Benbrook C.M. Trends in glyphosate herbicide use in the United States and globally // Environ. Sci. Eur. 2016. V. 28. № 3. P. 1-15. DOI: 10.1186/s12302-016-0070-0.
Cattaneo R., Clasen B., Loro V.L., de Menezes C.C., Pretto A., Baldisserotto B., Santi A., de Aliva L.A. Toxicological responses of Cyprinus carpio exposed to a commercial formulation containing glyphosate // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 2011. V. 87. № 6. P. 597-602. DOI: 10.1007/s00128-011-0396-7.
Chakrabarty I., Ganu M.A., Chaki K.K., Sur R., Misra K.K. Digestive enzymes in 11 freshwater fish species in relation to food habit and niche segregation // Comp. Bichem. Physiol. 1995. V. 112A. № 2. P. 167-177. DOI: 10.1016/0300-9629(95)00072-F.
Eberbach P. Applying Non-steady-state Compartmental Analysis to Investigate the Simultaneous Degradation of Soluble and Sorbed Glyphosate (N-(Phosphonomethyl)glycine) in Four Soils // Pesticide Science. 1998. V. 52. P. 229-240.
Fan J.Y., Geng J.J., Ren H.Q., Wang X.R., Han C. Herbicide Roundup and its constituents cause oxidative stress and inhibit acetylcholinesterase in liver of Carassius auratus // J. Environ. Sci. Health. 2013. Part. B. V. 48. P. 844-850. DOI: 10.1080/03601234.2013.795841.
Filho J.D.S., Sousa C.C.N., Da Silva C.C., De Saboia-Morais S.M.T., Grisolia C.K. Mutagenicity and Genotoxicity in Gill Erythrocyte Cells of Poecilia reticulata Exposed to a Glyphosate Formulation // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 2013. V. 91. P. 583-587. DOI: 10.1007/s00128-013-1103-7.
Filizadeh Y., Rajabi Islami H. Toxicity determination of three sturgeon species exposed to glyphosate // Iranian J. Fisheries Sci. 2011. V. 10. № 3. P. 383-392.
Gasiner C., Dumont C., Benachour N., Clair E., Chagnon M.C., Seralini G.E. Glyphosate-based herbicides are toxic and endocrine disruptors in human cell lines // Toxicology. 2009. V. 262. P. 184-191. DOI: 10.1016/j.tox.2009.06.006.
Gholami-Seyedkolaei S.J., Mirvaghefi А., Farahmand H., Kosari A.A. Effect of a glyphosate-based herbicide in Cyprinus carpio: Assessment of acetylcholinesterase activity hematological responses and serum biochemical parameters // Ecotoxicol. Environm. Saf. 2013. V. 98. P. 135-141. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2013.09.011.
Giesy J.P., Dobson S., Solomon K.R. Ecotoxicological risk assessment for Roundup herbicide // Rev. Environ. Contam. Toxicol. 2000. V. 167. P. 35-120.
Glusczak L., Miron D.S., Crestani M., da Fonseca M.B., Pedron F.A., Duarte M.F., Vieira V.L.P. Effect of glyphosate herbicide on acetylcholinesterase activity and metabolic and hematological parameters in piava (Leporinus ob-tusidens) // Ecotoxicol. Environm. Saf. 2006. V. 65. P. 237-241. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2005.07.017.
Golovanova I.L., Kuz'mina V.V., Gobzhelian T.E., Pavlov D.F., Chuiko G.M. In vitro effects of cadmium and DDVP (Dichlorvos) on intestinal carbohydrase and protease activities in freshwater teleost // Comp. Biochem. Physiol. 1999. V. 122 C. № 1. P. 21-25. DOI: 10.1016/S0742-8413(98)10063-4.
Grisolia C.K. A comparison between mouse and fish micronucleus test using cyclophosphamide, mitomycin C and various pesticides // Mutat. Res. 2002. V. 518. P.145-150. DOI: 10.1016/s1383-5718(02)00086-4.
Jiraungkoorskul W., Suchart Upatham E., Kruatrachue M., Sahaphong S., Vichasri-Grams S., Pokethitiyook P. Histo-pathological Effects of Roundup, a Glyphosate Herbicide, on Nile tilapia (Oreochromis niloticus) // Sci. Asia. 2002. V. 28. P. 121-127.
Kier L.D., Kirkland D.J. Review of genotoxicity studies of glyphosate and glyphosate-based formulations // Crit. Rev. Toxicol. 2013. V. 43. № 4. P. 283-315. DOI: 10.3109/10408444.2013.770820.
Langiano V.C., Martinez C.B.R. Toxicity and effects of gkyphosate-based herbicide on the Neotropical fish Prochilo-dus lineatus // Comp. Biochem. Physiol. Part C: Toxicol. and Pharmacol. 2008. V. 147. № 2. P. 222-231. DOI: 10.1016/j.cbpc.2007.09.009.
Nelson N.J. A photometric adaptation of the Somogyi method for the determination of glucose // J. Biol. Chem. 1944. V. 153. P. 375-381.
Sihtmae M., Blinova I., Kunnis-Beres K., Kanarbik L., Heinlaan M., Kahru A. Ecotoxicological effects of different glyphosate formulation // Appl. Soil Ecol. 2013. V. 72. P. 215-224. DOI: 10.1016/j.apsoil.2013.07.005.
Struger J., Thompson D., Staznik B., Martin P., McDaniel T., Marvin C. Occurrence of Glyphosate in Surface Waters of Southern Ontario // Bull. Environ. Contam Toxicol. 2008. V. 80. P. 378-384. DOI: 10.1007/s00128-008-9373-1.
Sviridov A.V., Shushkova T.V., Ermakova I.T., Ivanova E.V., Epiktetov D.O., Leontievsky A.A. Microbial degradation of glyphosate herbicides (review) // Appl. Biochem. Microbiol. 2015. V. 51. № 2. P. 188-195. DOI: 10.1134/S0003683815020209.
Tierney K.B., Singh C.R., Ross P.S., Kennedy C.J. Relating olfactory neurotoxicity to altered olfactory-mediated behaviors in rainbow trout exposed to three currently-used pesticides // Aquat. Toxicol. 2007. V. 81. P. 55-64. DOI: 10.1016/j.aquatox.2006.11.006.
Tsui M.T.K., Chu L.M. Environmental fate and non-target impact of glyphosate-based herbicide (Roundup) in a subtropical wetland // Chemosphere. 2008. V. 71. P. 439-446. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2007.10.059.
Vera M.S., Fiori E.D., Lagomarsino L., Sinistro R., Escaray R., Iummato M.M., Juarez A., de Molina M.C.R., Tell G., Pizarro H. Direct and indirect effects of the glyphosate formulation Glifosato Atanor on freshwater microbial communities // Ecotoxicology. 2012. V. 21. № 7. P. 1805-1816. DOI: 10.1007/s10646-012-0915-2.
Webster T.M.U., Laing L.V., Florance H., Santos E.M. Effects of glyphosate and its formulation, Roundup, on reproduction in Zebrafish (Danio rerio) // Environ Sci Technol. 2014. V. 48. P. 1271-1979. DOI: 10.1021@es404258h.
Webster T.M.U., Santos E.M. Global transcriptomic profiling demonstrates induction of oxidative stress and of compensatory cellular stress responses in brown trout exposed to glyphosate and Roundup // BMC Genomic. 2015. V. 16. № 32. P. 1-14. DOI: 10.1186/s12864-015-1254-5.
Williams G.M., Kroes R., Munro I. C. Safety evaluation and risk assessment of herbicide Roundup and its active ingredient, glyphosate, for humans // Reg. Toxicol. Pharmacol. 2000. V. 31. P. 117-165. DOI: 10.1006/rtph.1999.1371.
WHO International Programme on Chemical Safety. Environmental Health Criteria 159: Glyphosate. Geneva: WHO. 1994. 113 p.
REFERENCES
Aminov A.I. 2016. Vlijanie gerbicida Raundap na aktivnost' glikozidaz ryb i ob'ektov ih pitanija [Effect of Roundup herbicide on the activity of fish's glycosidases and their food objects] // Perspektivy i problemy sovremennoj gidro-biologii Mater. Vseros. molodezh. gidrobiol. konf. (pos. Borok, Jaroslavskaja oblast', 10-13 nojabrja 2016). Jaro-slavl': Filigran. S. 205-207. [In Russian]
Aminov A.I., Golovanova I.L., Filippov A.A. 2013. Effect of the herbicide Roundup on the activity of glycosidase of invertebrates and juvenile fish // Inland Water Biology. V. 6. № 4. P. 335-340. DOI: 10.1134/S1995082913040032.
Aparicio V.C., De Geronimo E., Marino D., Primost J., Carriquiriborde P., Costa J.L. 2013. Environmental fate of glyphosate and aminomethylphosphonic acid in surface waters and soil of agricultural basins // Chemosphere. V. 93. № 9. P. 1866-1873. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2013.06.041.
Benbrook C.M. 2016. Trends in glyphosate herbicide use in the United States and globally // Environ. Sci. Eur. V. 28. № 3. P. 1-15. DOI: 10.1186/s12302-016-0070-0.
Brezhnev V.I. 2004. Mehanizirovannyj sposob bor'by s sornoj rastitel'nost'ju na otkrytyh meliorativnyh kanalah gerbi-cidom Raundap [Mechanized method of controlling weeds in the open drainage canals using the herbicide Roundup]: avtoref. dis. k.t.n. Novocherkassk. 24 s. [In Russian]
Cattaneo R., Clasen B., Loro V.L., de Menezes C.C., Pretto A., Baldisserotto B., Santi A., de Aliva L.A. 2011. Toxico-logical responses of Cyprinus carpio exposed to a commercial formulation containing glyphosate // Bull. Environ. Contam. Toxicol. V. 87. № 6. P. 597-602. DOI: 10.1007/s00128-011-0396-7.
Chakrabarty I., Ganu M.A., Chaki K.K., Sur R., Misra K.K. 1995. Digestive enzymes in 11 freshwater fish species in relation to food habit and niche segregation // Comp. Bichem. Physiol. V. 112A. № 2. P. 167-177. DOI: 10.1016/0300-9629(95)00072-F.
Eberbach P. 1998. Applying Non-steady-state Compartmental Analysis to Investigate the Simultaneous Degradation of Soluble and Soibed Glyphosate (N-(Phosphonomethyl)glycine) in Four Soils // Pesticide Science. V. 52. P. 229-240.
Fan J.Y., Geng J.J., Ren H.Q., Wang X.R., Han C. 2013. Herbicide Roundup and its constituents cause oxidative stress and inhibit acetylcholinesterase in liver of Carassius auratus // J. Environ. Sci. Health. Part. B. V. 48. P. 844-850. DOI: 10.1080/03601234.2013.795841.
Filho J.D.S., Sousa C.C.N., Da Silva C.C., De Saboia-Morais S.M.T., Grisolia C.K. 2013. Mutagenicity and Genotoxi-city in Gill Erythrocyte Cells of Poecilia reticulata Exposed to a Glyphosate Formulation // Bull. Environ. Contam. Toxicol. V. 91. P. 583-587. DOI: 10.1007/s00128-013-1103-7
Filizadeh Y., Rajabi Islami H. 2011.Toxicity determination of three sturgeon species exposed to glyphosate // Iranian J.
Fisheries Sci. V. 10. № 3. P. 383-392. Gasiner C., Dumont C., Benachour N., Clair E., Chagnon M.C., Seralini G.E. 2009. Glyphosate-based herbicides are
toxic and endocrine disruptors in human cell lines // Toxicology. V. 262. P. 184-191. D0I:10.1016/j.tox.2009.06.006. Gholami-Seyedkolaei S.J., Mirvaghefi A., Farahmand H., Kosari A.A. 2013. Effect of a glyphosate-based herbicide in Cyprinus carpio: Assessment of acetylcholinesterase activity hematological responses and serum biochemical parameters // Ecotoxicol. Environ. Saf. V. 98. P. 135-141. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2013.09.011 Giesy J.P., Dobson S., Solomon K.R. 2000. Ecotoxicological risk assessment for Roundup herbicide // Rev. Environ.
Contam. Toxicol. V. 167. P. 35-120. Glusczak L., Miron D.S., Crestani M., da Fonseca M.B., Pedron F.A., Duarte M.F., Vieira V.L.P. 2006. Effect of glyphosate herbicide on acetylcholinesterase activity and metabolic and hematological parameters in piava (Lepo-rinus obtusidens) // Ecotoxicol. Environm. Saf . V. 65. P. 237-241. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2005.07.017. Golovanova I.L., Aminov A.I. 2013. Vlijanie gerbicida Raundap na aktivnost' glikozidaz molodi ryb i ih kormovyh ob'ektov pri razlichnyh znachenijah temperatury i pH [Influence of the herbicide Roundup on the activity of glyco-sidase in young fish and their prey at different temperatures and pH] // Vestnik AGTU. Serija: Rybnoe hozjajstvo. № 1. S. 129-134. [In Russian] Golovanova I.L., Aminov A.I. 2016. Vlijanie nekotoryh jekologicheskih faktorov na chuvstvitel'nost' glikozidaz ryb k in vitro dejstviju gerbicida Raundap [Influence of some ecological factors on the sensitivity of fish glycosidase to herbicide Roundup in vitro] // Trudy Kar NC RAN. Serija: Jekologicheskie issledovanija. № 12. S. 96-105. [In Russian] Golovanova I.L., Aminov A.I., Urvanceva G.A., Smirnov M.S. 2016. Vlijanie sverhnizkih koncentracij Raundapa na aktivnost' glikozidaz u molodi ryb [Effect of ultralow concentrations of Roundup on the activity of glycosidase in juvenile fish] // Vestnik AGTU. Serija: Rybnoe hozjajstvo. № 2. S. 100-107. [In Russian] Golovanova I.L., Filippov A.A., Aminov A.I. 2011. Vlijanie gerbicida Raundap in vitro na aktivnost' karbogidraz molodi ryb [Influence of herbicide Roundup in vitro on the activity of carbohydrases in fish young] // Toksikol. Vestnik [Toxicology Review]. № 5. S. 31-35. [In Russian] Golovanova I.L., Karabanov D.P., Slyn'ko Ju.V. 2007. Aktivnost' pishhevaritel'nyh karbogidraz tjul'ki Clupeonella cul-triventris iz razlichnyh chastej areala [The activity of digestive carbohydrases of sprat Clupeonella cultriventris from different parts of the area] // Vopr. rybolovstva. T. 29. № 1. S. 110-119. [In Russian] Golovanova I.L., Kuz'mina V.V., Gobzhelian T.E., Pavlov D.F., Chuiko G.M. 1999. In vitro effects of cadmium and DDVP (Dichlorvos) on intestinal carbohydrase and protease activities in freshwater teleost // Comp. Biochem. Physiol. V. 122 C. № 1. P. 21-25. DOI: 10.1016/S0742-8413(98)10063-4. Grisolia C.K. 2002. A comparison between mouse and fish micronucleus test using cyclophosphamide, mitomycin C
and various pesticides // Mutat. Res. V. 518. P.145-150. DOI: 10.1016/s1383-5718(02)00086-4. Jiraungkoorskul W., Suchart Upatham E., Kruatrachue M., Sahaphong S., Vichasri-Grams S., Pokethitiyook P. 2002. Histopathological Effects of Roundup, a Glyphosate Herbicide, on Nile tilapia (Oreochromis niloticus) // Sci. Asia. V. 28. P. 121-127.
Kier L.D., Kirkland D.J. 2013. Review of genotoxicity studies of glyphosate and glyphosate-based formulations // Crit.
Rev. Toxicol. V. 43. № 4. P. 283-315. DOI: 0.3109/10408444.2013.770820. Langiano V.C., Martinez C.B.R. 2008. Toxicity and effects of gkyphosate-based herbicide on the Neotropical fish Prochilodus lineatus // Comp. Biochem. Physiol. Part C: Toxicol. and Pharmacol. V. 147. № 2. P. 222-231. DOI: 10.1016/j.cbpc.2007.09.009. Nelson N.J. 1944. A photometric adaptation of the Somogyi method for the determination of glucose // J. Biol. Chem. V. 153. P. 375-381.
Perechen' rybohozyajstvennyh normativov, predel'no dopustimyh koncentracij (PDK) i orientirovochno bezopasnyh urovnej vozdejstviya (OBUV) vrednyh veshchestv dlya vody vodnyh ob"ektov, imeyushchih rybohozyajstvennoe znachenie. 1999. [The list of fishery regulations: maximum permissible concentration (MPC) and the estimated safe exposure levels (ESEL) of pollutants to water bodies of fishery significance]. M.: Izd. VNIRO. 304 s. [In Russian] Sihtmae M., Blinova I., Kunnis-Beres K., Kanarbik L., Heinlaan M., Kahru A. 2013. Ecotoxicological effects of different glyphosate formulation // Appl. Soil Ecol. V. 72. P. 215-224. DOI: 10.1016/j.apsoil.2013.07.005. Struger J., Thompson D., Staznik B., Martin P., McDaniel T., Marvin C. 2008. Occurrence of Glyphosate in Surface Waters of
Southern Ontario // Bull. Environ. Contam. Toxicol. V. 80. P. 378-384. DOI: 10.1007/s00128-008-9373-1. Sviridov A.V., Shushkova T.V., Ermakova I.T., Ivanova E.V., Epiktetov D.O., Leontievsky A.A. 2015. Microbial degradation of glyphosate herbicides (review) // Appl. Biochem. Microbiol. V. 51. №. 2. P. 188-195. DOI: 10.1134/S0003683815020209. Tarleva A.F., Sheptickij V.A., Kuz'mina V.V. 2014. Vlijanie gerbicida Raundap na aktivnost' peptidaz himusa i slizistoj obolochki kishechnika u ryb raznyh vidov [Effect of Roundup herbicide on the proteolytyc activity of chyme and intestinal mucosa in different fish species] // Geojekologicheskie i biojekologicheskie problemy severnogo Pricher-nomor'ja. Materialy V Mezhdunar. nauchno-praktich/ konf/14 nojabrja 2014. Tiraspol'. S. 254-255. [In Russian] Tierney K.B., Singh C.R., Ross P.S., Kennedy C.J. 2007. Relating olfactory neurotoxicity to altered olfactory-mediated behaviors in rainbow trout exposed to three currently-used pesticides // Aquat. Toxicol. V. 81. P. 55-64. DOI: 10.1016/j.aquatox.2006.11.006.
Tsui M.T.K., Chu L.M. 2008. Environmental fate and non-target impact of glyphosate-based herbicide (Roundup) in a subtropical wetland // Chemosphere. V. 71. P. 439-446. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2007.10.059.
Ugolev A.M., Iezuitova N.N. 1969. Opredelenie aktivnosti invertazy i drugih disaharidaz [Determination of activity of invertase and other disaccharidases] // Issledovanie pishhevaritel'nogo apparata u cheloveka. L.: Nauka. S. 192-196. [In Russian]
Ugolev A.M., Kuz'mina V.V. 1993. Pishhevaritel'nye processy i adaptacii u ryb [Digestive processes and adaptation in fish]. SPb.: Gidrometeoizdat. 238 s. [In Russian]
Vera M.S., Fiori E.D., Lagomarsino L., Sinistro R., Escaray R., Iummato M.M., Juarez A., de Molina M.C.R., Tell G., Pizarro H. 2012. Direct and indirect effects of the glyphosate formulation Glifosato Atanor on freshwater microbial communities // Ecotoxicology. V. 21. No. 7. P. 1805-1816. DOI: 10.1007/s10646-012-0915-2.
Volkova I.V. 2010. Osobennosti funkcionirovanija pishhevaritel'noj sistemy ryb raznyh troficheskih grupp [Features of the functioning of the digestive system of fish of different trophic groups]. Avtoref. dis. ... dokt. biol. nauk. Astra-han'. 44 s. [In Russian]
Webster T.M.U., Laing L.V., Florance H., Santos E.M. 2014. Effects of glyphosate and its formulation, Roundup, on reproduction in Zebrafish (Danio rerio) // Environ Sci Technol. V. 48. P. 1271-1979. DOI: 10.1021@es404258h.
Webster T.M.U., Santos E.M. 2015. Global transcriptomic profiling demonstrates induction of oxidative stress and of compensatory cellular stress responses in brown trout exposed to glyphosate and Roundup // BMC Genomic. V. 16. No. 32. P. 1-14. DOI: 10.1186/s12864-015-1254-5.
Williams G.M., Kroes R., Munro I. C. 2000. Safety evaluation and risk assessment of herbicide Roundup and its active ingredient, glyphosate, for humans // Reg. Toxicol. Pharmacol. V. 31. P. 117-165. DOI: 10.1006/rtph.1999.1371.
WHO International Programme on Chemical Safety. Environmental Health Criteria 159: Glyphosate. 1994. Geneva: WHO. 113 p.
Zhidenko A.A., Bibchuk E.V. 2009. Izmenenija biohimicheskih pokazatelej v pecheni karpa v uslovijah dejstvija Raundapa [Changes in biochemical parameters of carp liver under the action of Roundup] // Sovr. problemy teoret. i prakt. ihtiologii. Tez. II Mezhd. nauchno-prakt. konf. 16-19 sent., 2009. Sevastopol'. S. 50-52. [In Russian]
THE EFFECT OF ROUNDUP HERBICIDE ON THE INTESTINAL GLYCOSIDASE ACTIVITY IN FISH OF DIFFERENT ECOLOGICAL GROUPS
I. L. Golovanova, A. I. Aminov
Papanin Institute for Biology of Inland Waters Russian Academy of Sciences 152742 Borok, Russia, e-mail: golovanova5353@mail.ru
Glyphosate based herbicides, including Roundup, are widely employed in agriculture and urban spaces. The objective of this study was to evaluate the in vitro influence of Roundup herbicide at environment realistic concentrations 0.1-50 ^g/l on the activity of the intestinal glycosidase (maltase, sucrase, amylolytic activity) in mature fish of different ecological groups. The glycosidase activity was determined in the homogenates of the intestinal mucosa and chyme. The amylolytic activity, reflecting the sum activity of enzymes that hydrolyze starch (a-amylase, glucoamylase and maltase) was determined by the modified Nelson's method. Maltase activity was determined with the help of the set for Clinical Biochemistry "Fotoglyukoza". It was found that the glycosidase of benthophages, especially roach and ide, more sensitive to Roundup compared with planktophages or ichthy-ophages. Roundup usually had a greater effect on the glycosidase activity in the intestinal mucosa than in the chyme. Roundup along with inhibitory can also have a stimulating effect on the activity of glycosidases. The strength and direction of Roundup effect depends on the fish species and the type of feeding, the enzyme and substrate structure, as well as the concentration of the herbicide. The results of this study are important for assessing the physiological and biochemical status of fish in the face of growing environmental pollution.
Keywords: adult fish, digestive glycosidase, herbicide, Roundup
