Научная статья на тему 'Влияние аттенуированных штаммов сальмонелл на лимфоидную ткань тонкого отдела кишечника при формировании специфического иммунитета у песцов против сальмонеллеза'

Влияние аттенуированных штаммов сальмонелл на лимфоидную ткань тонкого отдела кишечника при формировании специфического иммунитета у песцов против сальмонеллеза Текст научной статьи по специальности «Ветеринарные науки»

CC BY
116
29
i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

Аннотация научной статьи по ветеринарным наукам, автор научной работы — Окулова И. И., Бельтюкова З. Н., Березина Ю. А., Домский И. А.

Установлено достоверное увеличение в крови количества лейкоцитов, лимфоцитов и сегментноядерных нейтрофилов, что указывает на высокую иммуногенность живой вакцины. Иммунизация животных сопровождается достоверным увеличением общего белка, αи β-глобулинов. Полученные данные свидетельствуют о том, что пероральное введение вакцины стимулирует клеточные иммунные реакции в виде увеличения розеткообразующих лимфоцитов Т-лимфоцитов, отвечающих за клеточный иммунитет.

i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

Похожие темы научных работ по ветеринарным наукам , автор научной работы — Окулова И. И., Бельтюкова З. Н., Березина Ю. А., Домский И. А.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.
i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.

Effect of attenuated Salmonella strains on the lymphoid tissue of the small intestine in polar foxes

It is established that authentic increase of leucocytes, lymphocytes and segmented neutrophiles is observed. The immunization of polar foxes is accompanied by a trustworthy increase of albumin, αand β-globulins. The results obtained indicate that peroral injection of the vaccine stimulates cell immune reactions resulting in the increase of socketlike lymphocytes T-lymphocytes forming the cell immunity.

Текст научной работы на тему «Влияние аттенуированных штаммов сальмонелл на лимфоидную ткань тонкого отдела кишечника при формировании специфического иммунитета у песцов против сальмонеллеза»

Влияние аттенуированных штаммов сальмонелл на лимфоидную ткань тонкого отдела кишечника при формировании специфического иммунитета у песцов против сальмонеллеза

И.И. Окулова, соискатель, З.Н. Бельтюкова, к.в.н, ст.н.с, Ю.А. Березина, кв.н, ст.н.с., И.А. Домский, д.в.н., ГНУ ВНИИОЗ им. проф. Б.М. Житкова

Профилактика сальмонеллеза в звероводческих хозяйствах всегда была актуальной проблемой. В борьбе с сальмонеллезом животных важное место занимает вакцинопрофилактика. Современное звероводство нуждается в разработке и освоении новых эффективных средств, методов и схем профилактики сальмонеллеза пушных зверей, обеспечивающих высокую эффективность иммунизации при значительном снижении производительности и трудовых затрат. Разработка вакцин из аттенуированных штаммов сальмонелл решила проблему эффективной профилактики сальмонеллеза у пушных зверей [1]. Применение живых вакцинных штаммов сальмонелл дает возможность апробировать разные способы профилактики заболевания, например, перораль-ный, когда вакцинные антигены вводятся в организм животных с кормом.

Получение экспериментальных данных, характеризующих иммуногенную активность вакцинного препарата, является важным этапом в проведении исследований формирования иммунного ответа в органах и тканях иммунной системы у песцов. Следовательно, морфофункциональное изучение органов и тканей иммунной системы актуально и является важной частью комплекса мероприятий, направленных на выяснение характера поствакцинальных изменений.

Целью нашей работы стало изучение гематологических и иммуноморфологических показателей у песцов при вакцинации вакциной из аттенуированных штаммов сальмонелл при перораль-ном методе ее введения.

Материалы и методы исследования. В работе были использованы пушные звери семейства Canidae — песцы вуалевые (Aloplex lagopus) в возрасте 5 месяцев. Было сформировано 2 группы по 20 зверей: опытная и контрольная (не вакцинированные). Материалом для исследований служили кровь и лимфоидная ткань тонкого отдела кишечника: кусочки двенадцатиперстной, тощей и подвздошной кишок.

Животных опытной группы иммунизировали перорально вакциной из аттеинуированных штаммов сальмонелл трех серотипов: Sal. tipimurium №3; Sal.choleraesuis № 9; Sal. dublin № 6. Для скармливания зверям была использо-

вана суточная культура вакцинных штаммов сальмонелл. Вакцинный препарат добавляли в корм с мясо-рыбно-зерновым фаршем в дозе 50 млрд. микробных клеток на голову с интервалом 10—14 дней. С целью активного поедания кормовой смеси зверей предварительно выдерживали на суточной голодной диете.

Животных контрольной группы не вакцинировали, их использовали для анализа полученных данных.

Методы исследования

Гематологические методы. Кровь у подопытных животных брали из вены задней конечности (V. saphena) до начала опытов и через 7, 14, 21, 28 дней после иммунизации. Определение гематологических показателей проводили согласно общепринятым методикам, описанным в соответствующих руководствах В.А. Берестова (1980, 2005) [2]. Кровь использовали также для выделения лимфоцитов и их популяций [3, 4].

Биохимические методы. Белковые фракции в сыворотке крови определяли нефелометрическим методом.

Иммунологические методы. В качестве тест-микроорганизма был использован полевой вирулентный штамм Salmonella typhimurium, что выгодно характеризовало специфичность выявленных изменений. Для оценки опсоно-фагоци-тарной реакции использован числовой показатель Штритера.

Морфологические методы. Кусочки органов фиксировали в 10%-ном водном растворе нейтрального формалина. Материал обрабатывали по общепринятым методикам [5]. Морфометрические измерения органов иммунной системы проводили с использованием окуляр-микрометра МОВ-1-15 (мкм 15) по Г.Г. Автандилову (1993). Подсчет клеточного состава производили в 50 полях зрения на микроскопе МБИ-3У42, объектив 100/ 1.25.OIL, окуляр WF 10 18, окулярной измерительной сеткой для цито-стереометрических исследований, предложенной Г.Г. Автандиловым [6]. Идентификацию клеток проводили по Г.С. Кати-нас (1981) [7]. Обнаруженные изменения фотографировали с использованием видеосистемы DIGITAL (Japan), микроскопа JENAVAL (ГДР).

Статистические методы обработки материала. Полученный цифровой материал статистически обрабатывали с вычислением среднеарифметических показателей (М), среднеквадратических ошибок (м) и определения уровня достоверности

различия результатов (Р) с последующей оценкой по критическим значениям t-образного критерия Стьюдента. Все указанные вычисления производили на персональном компьютере, в программе Microsoft Excel. Разница в показателях принята значимой при Р<0,05, что соответствует достоверности разницы в 95% и более.

Результаты исследований. исследования показали поствакцинальный лейкоцитоз и лимфоцитоз уже на 7-й день после иммунизации. Количество лейкоцитов увеличилось на 42% (Р<0,05), лимфоцитов — на 23% (Р<0,001), сегментоядерных нейтрофилов — на 5% (Р<0,05), при уменьшении палочкоядерных нейтрофилов

— в 3,2 раза (Р<0,001). Выраженный лейкоцитоз и лимфоцитоз отмечались до 14 дня после вакцинации, количество лейкоцитов было увеличено на 80% — 7,75±0,56 тыс/мкл. (Р<0,05) по сравнению с контролем (5,37±0,47 тыс/мкл.). Количество лимфоцитов увеличились на 24,5%

— 70,0±0,14% (Р<0,001), в контроле этот показатель равен 56,2±182%. Через 28 дней после иммунизации содержание лимфоцитов оставалось выше, чем в контроле, на 15% (Р<0,001), а количество лейкоцитов у животных опытной группы сравнялось с контрольной. По результатам исследований можно сделать заключение о высокой иммуногенной активности вакцинного препарата.

Максимально высокий уровень (Р<0,001) количества Т-лимфоцитов наблюдается на 21-й день после иммунизации (65,0±0,91%), что на 12,7% выше по сравнению с контрольной группой (52,3±2,76%). Достоверное увеличение В-лимфоцитов наблюдается во все сроки исследования, но максимальное его значение отмечено на 28 день (50,75±2,56%) при Р<0,001 (увеличение на 27,5%) по сравнению с контролем (23,25±2,65%).

При биохимическом исследовании сыворотки крови у песцов максимальное увеличение показателей было отмечено на 14-й день после иммунизации. Количество общего белка увеличилось на 31%, что составило 8,5±0,27% (Р<0,001), в контроле этот показатель равен 6,46±0,05%, содержание -глобулинов повысилось на 64% (21,0±0,87%) (Р<0,001), в контрольной группе животных этот показатель равен 12,8±0,2%, показатель -глобулинов увеличился на 6%, что составило 17,1±0,16% (Р<0,001), при уменьшении альбуминов — на 13% (Р<0,05). На 21-й день после иммунизации сохраняется увеличение количества общего белка на 16% (Р<0,001), -глобулинов — на 50% (Р<0,001), -глобулинов — на 10% (Р<0,05). К 28-му дню после введения антигена сохраняется увеличение количество общего белка на 31% (Р<0,05), -глобулинов — на 47%, -глобулинов — на 10% (Р<0,05) при уменьшении альбуминов на 15% (Р<0,01).

35 30 25 20

%

15 10 5 0

7 дней 14 дней 21 день 28 дней

♦ опыт —*—контроль

Рис. - Опсоно-фагоцитарная активность нейтрофилов

Опсоно-фагоцитарная активность нейтрофилов увеличилась на 7-й день после иммунизации на 79% по сравнению с контрольной группой зверей и составила 30,0+1,22 (Р<0,001). К 28-му дню показатель фагоцитарной активности снизился до уровня показателя группы не вакцинированных животных (рис.).

Иммуноморфогенез в лимфоидной ткани тонкого отдела кишечника В лимфоидной ткани тонкого отдела кишечника выраженные изменении наблюдались в тощей и подвздошной кишках, было отмечено формирование как одиночных, так и групповых лимфоидных узелков. Лимфоидные узелки тощей и подвздошной кишок встречались округлой или овальной формы. На 14-й день после вакцинации появляются скопления лимфоидных узелков, которые в большинстве с герминативным центром. В них хорошо видно, как лимфоциты из купола лимфоидного узелка мигрируют в толщу эпителия навстречу антигенам, которые находятся в просвете желудочно-кишечного тракта. В тощей и подвздошной кишках было отмечено скопление иммунобластов и плазмобластов как в центре лимфоидных узелков, так и в куполе лимфоидных узелков. В лимфоидных узелках тощей и подвздошной кишках количество иммунобластов увеличилось в 1,9 раза: в тощей кишке — до 23,1+0,31 (Р<0,001) при контроле (12,0+0,21 штук) и плазмобластов 19,1+0,23 (Р<0,001) в контроле (10,1+0,14 шт.), в подвздошной кишке: иммунобластов 21,3+0,23 (Р<0,001) при контроле (11,2+0,21 шт.). В собственной пластинке слизистой оболочки отмечено скопление нейтрофи-лов, клеток с митотическим делением.

На 21-й день после иммунизации в собственной пластинке слизистой оболочки тощей и подвздошной кишок по сравнению с контролем увеличилось количество проплазмоцитов в 2 раза: в тощей — 30,2+0,47 при контроле (14,6+0,24 шт.), в подвздошной 39,2+0,36 (Р<0,001) в контроле (19,0+0,31 шт.). Максимальное увеличение зрелых плазматических клеток отмечено на 28-й день после вакцинации в тощей кишке — в 2,7 раза

34,2+0,31 (Р<0,001) в контроле (12,4+0,27 шт.), в подвздошной — в 2 раза 35,8+0,31 (Р<0,001) по сравнению с контролем (17,4+0,24 шт.). Зрелые плазматические клетки в основном были расположены скоплениями в собственной пластинке слизистой оболочки по 3—4 штуки.

В результате исследований установлено достоверное увеличение в крови количества лейкоцитов, лимфоцитов и сегментоядерных нейтрофилов, что указывает на высокую иммуногенность живой вакцины. Иммунизация животных сопровождается достоверным увеличением общего белка, - и -глобулинов. Полученные данные свидетельствуют о том, что пероральное введение вакцины стимулирует клеточные иммунные реакции в виде увеличения розеткообразующих лимфоцитов — Т-лимфоцитов, отвечающих за клеточный иммунитет.

Увеличение количества иммуннобластов и плазмобластов у вакцинированных зверей напрямую связано с увеличением в эти в сроки опсоно-фагоцитарной активности нейтрофилов. Показатель опсоно-фагоцитарной активности нейтрофилов на протяжении всего срока исследований поствакцинального иммунного ответа у иммунизированных животных оставался выше, чем в контрольной группе зверей.

Проведенные исследования указывают на то, что значительная часть антигенов попадает из ротовой полости в кровь и в лимфоидную ткань кишечника, иммунная функция которой обеспечивается многочисленными лимфоидными узелками (какодиночными, таки сгруппированными), вызывая изменения в лимфоидной ткани кишечника в ответ на пероральное введение антигена.

Литература

1. Домский, И.А. Оральная вакцинация пушных зверей против сальмонеллеза / И.А. Домский // Мат. межд. науч.-практ. конф., посвящ. 80-летию ВНИИОЗ. 28-31.05. Киров, 2002. С. 548-551.

2. Берестов, В.А. Картина крови норок, песцов и лисиц / В.А. Берестов, A.A. Берестова // Вопросы звероводства. Петрозаводск, 1971. T. X. Вып. 4. С. 11—20.

3. Jondall М. Surface markers of human В- and T-lymphocytes. I. A large population of lymphocytes forming nonimmunerosettes with sheep red blood cells / M. Jondall, J. Holm, H.Wogzell // J. Exp. Med., 1972, vol, 136, № 2, p. 207-215.

4. Bianco С Population of lymphocytes bearing a membrane receptor for antigenantibody complex /С.Bianco, R. Prilrick, V. A. Nussenzweig // J. Exp. Med, 1970, Vol, 134, № 4, p. 702-720.

5. Меркулов, Г.А. Курс патологогистологической техники // Г.А. Меркулов. Л.: Медицина, 1969. 326 с.

6. Автандилов, Г.Г. Системное исследование морфологии иммунных и эндокринных органов при инфекционном процессе / Г.Г. Автандилов, B.C. Барсуков // Архив патологии. 1993. № 1. С. 7.

7. Катинас, Г.С. Динамика количественного состава клеток лимфоидного ряда в паракортикальной зоне лимфатических узлов у мышей С57 В // Пространственная и временная организация тканей. Л.: Изд. 1-го Ленинградского мед. ин-та, 1981. С. 47-54.

i Надоели баннеры? Вы всегда можете отключить рекламу.