CC BY
98
Биохимия, биотехнология и диагностика
УДК 577.1.576.895.122
ВЛИЯНИЕ АНТИГЕЛЬМИНТНЫХ ПРЕПАРАТОВ НА АКТИВНОСТЬ КИСЛОЙ И ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗ Bothriocephalus scorpii (Cestoda: Bothriocephalidae)
Э.А. БУРЕНИНА доктор биологических наук
Биолого-почвенный институт ДВО РАН, г. Владивосток, 690022, пр. 100-летия Владивостока, 159, e-mail: burenina @ ibss.dvo.ru
Изучены активности и свойства кислых (КФаз) и щелочных (ЩФаз) фосфатаз в субклеточных фракциях цестоды Bothriocephalus scorpii. Все субклеточные фракции B. scorpii обладают КФазной и ЩФазной активностями. Исследованы зависимости скоростей КФазной и ЩФазной реакций от концентрации субстрата. Изучено влияние различных эффекторов на активность ферментов, а также одно- и двухвалентных катионов (К+, Na+, Mg2+, Zn2+, Cu2+, Ca2+, Ba2+). Испытано действие ряда антигельминтных препаратов на активность кислой и щелочной фосфатаз. Наиболее эффектными для КФазы являются битионол, трихло-рофен и ацемидофен, для ЩФазы - оксинид, тиабенда-зол, фенбендазол, трихлорофен, ацемидофен и полит-рем.
Ключевые слова: цестода, Bothriocephalus scorpii, кислая и щелочная фосфатазы, цитозоль, митохондрии, микросомы, антигельминтные препараты.
Богатство и лабильность путей углеводного обмена гельминтов объясняются адаптациями, сопровождавшими возникновение явления паразитизма у червей, и логично укладываются в схему биохимической эволюции животных. Адаптация гельминтов к паразитическому образу жизни изменила соотношение затрат энергии на различные функции. У паразитических стадий гельминтов отсутствуют затраты на поддержание температуры тела, так как они имеют температуру тела хозяина. Энергетические расходы на мышечную деятельность тоже невелики, так как они ведут малоподвижный образ жизни. Большая часть энергии расходуется на биосинтезы, поддержание градиентов и другие процессы жизнедеятельности, особенно во время быстрого роста на отдельных стадиях развития и в период яйцепродукции. Среди органических соединений, входящих в состав живого организма, чрезвычайно важное место занимают сложноэфирные производные фосфорных кислот, выполняющие различные жизненно важные функции и играющие огромную роль в клеточном метаболизме. К этим соединениям относятся щелочные фосфатазы (ЩФаза, НФ 3.1.3.1.), имеющие щелочной оптимум и кислые фосфатазы (КФаза, НФ 3.1.3.2), имеющие кислый оптимум. Эти фосфатазы обладают очень широким спектром видо- и тканеспецифичности и обнаружены у самых разных биологических объектов, начиная от примитивного одноклеточного до чрезвычайно сложно организованного млекопитающего. Каталитические свойства фосфатаз (рН-оптимум, субстратная и ингибиторная специфичности) существенно зависят как от источника фермента, так и условий
69
определения ферментативной активности. Кислые и щелочные фосфатазы у гельминтов были определены с помощью гистохимических, цитохимических и биохимических методов исследования. У нематод фосфатазы были обнаружены в клетках гиподермиса, кутикулы, кишке, матке, экскреторных протоках [20, 21, 31]; у трематод - в клетках паренхимы, тегументе, кутикуле, кишечнике, репродуктивной системе [11, 27, 30, 32]; у цестод - в клетках кутикулы, кожно-мышечном мешке, экскреторных каналах, ротовой и брюшной присосках, яичниках [16, 24, 29]. Электронно-микроскопические исследования кутикулы показали, что отсутствие пищеварительного тракта у цестод сказывается на особенностях структуры кутикулы, которая является «вывернутым» кишечником и осуществляет функцию пищеварения, секреции и всасывания. Тегумент ряда исследованных цестод является полным морфологическим аналогом эпителиальной ткани кишечника высших животных. Присутствие ферментов в тегументе цестод указывает на его активную роль в процессах метаболизма и транспорта пищевых веществ. Наличие ряда ферментов в кутикуле, именно в микроворсинках цестод и щеточной кайме кишечника, вероятно, определяет функцию мембранного транспорта [1, 8, 9].
Целью работы было изучение активности и свойств кислой и щелочной фосфатаз у Bothriocephalus scorpii из отряда Pseudophyllidea Carus 1863, сем. Bothriocephalidae Blanch 1849, паразитирующих в пилорических придатках бычка Брандта (Myoxocephalus brandti) из залива Петра Великого, а также установление возможности ингибирования активности фосфатаз некоторыми препаратами, обладающими антигельминтной активностью.
Материалы и методы
Ботриоцефалов собирали из живых бычков на сейнерах и доставляли в лабораторию в термосе с раствором Рингера. Для приготовления ферментных экстрактов B. scorpii гомогенизировали с 10 объемами среды выделения. Полученный гомогенат центрифугировали 15 мин при 1000 g и 1оС. Надосадоч-ную жидкость центрифугировали 30 мин при 12 000 g (цитозоль 12 000 g). Митохондрии промывали средой выделения и центрифугировали 30 мин при 12 000 g. Для получения микросомальной фракции цитозоль 12 000 g центрифугировали при 105 000 g в течение 60 мин и получали цитозоль 105 000 g и микросомы.
Концентрации субстратов, ферментного белка, буфера и рН были подобраны такими, которые обеспечивали наибольшую скорость реакции. Активность кислой и щелочной фосфатаз измеряли по освобождению неорганического фосфата. Анализируемая среда для кислой фосфатазы содержала (мМ): 20 ацетатного буфера (рН 5,8), 80-120 Na-P-глицерофосфата и 0,1-0,15 мг ферментного экстракта в 0,1 мл, для щелочной фосфатазы: 50 Трис-HCl буфер (рН 8,3), 80-100 Na-P-глицерофосфата и 0,1-0,15 мг ферментного белка в 0,1 мл. Объем пробы составил 1,2 мл, в контрольные пробы перед добавлением белка вносили 0,5 мл 20 % ТХУ. Перед добавлением субстрата пробы преинкубировали в водяной бане при 30 оС в течение 10 мин. После добавления субстрата пробы инкубировали 30 мин в водяной бане, реакцию останавливали добавлением 0,5 мл 20 % ТХУ и охлаждали на льду. Пробы центрифугировали 20 мин при 4000 об/мин (настольная центрифуга MPW-340). В надосадочной жидкости измеряли содержание неорганического фосфора (Фн) по Кочетову [2]. Определение белка проводили по Лоури с сотр. [18]. Константы Михаэлиса (Km) определяли графически. Антигельминтные препараты растворяли в 96%-ном этаноле и вносили в опытную пробу в объеме 0,1 мл. Параллельно, чтобы исключить ингибирующее влияние этанола на активность фермента, ставили контроль на спирт. Активность фермента выражали в нмолях Фн/мин/мг белка.
Результаты и обсуждение
Активность кислой и щелочной фосфатаз в субклеточных фракциях B. scorpii изучена впервые. Для определения КФазной и ЩФазной активностей подбирали такие концентрации субстрата, величину рН и ферментного белка, при которых скорость реакции была максимальной. Отчетливый максимум КФазной активности во всех субклеточных фракциях B. scorpii находится в области рН 5,8, а ЩФазной активности - в области рН 8,3. Для паразитических гельминтов Schistosoma mansoni и Gastrodiscus aegyptiacus [11, 13] рН оптимум КФазы находится в пределах 3,8-4,6, у Gastrothylax crumenifer [14], Paramphistomum cervi [32] - в пределах 5,0. В гомогенатах взрослых S. mansoni авторы [33] нашли 2 пика активности при рН 3,8 и 5,2, у нематоды Stephanurus dentatus [31] - при рН 4,0 и 4,6, у Dirofilaria immitis [21] - при рН 3,8 и 5,5, у Angyostrongylus cantonensis [20] - при 4,5 и 6,0. Анализируя данные по ЩФазам, мы обнаружили, что рН оптимум в пределах 7,7-8,1 был обнаружен у Haematoloechus medioplexus [28], Moniezia expansa [8], Hymenolepis diminuta [7] и Isoparorchis hypselobagri [23]; в пределах 8,4-9,0 -у Biomphalaria glabrata, инвазированной S. mansoni [22]. Такой разброс рН у паразитических гельминтов обусловлен, по-видимому, особенностями фос-фатаз, а также вариабельностью условий, при которых исследовали активности.
В том случае, когда фермент встречается более чем в одной фракции, обнаруживают, что его свойства в этих разных фракциях несколько отличаются. Поэтому активности КФаз и ЩФаз были исследованы во всех субклеточных фракциях B. scorpii (цитозольных, митохондриальных и микросо-мальных). Как видно из таблицы 1, наибольшая активность ЩФазы локализована в митохондриях, а КФазы - в микросомах. Согласно литературным данным, фосфатазы изучались в основном в гомогенатах и только некоторые исследователи изучали активность фосфатаз в субклеточных фракциях [6, 22, 25]. В связи с этим можно сказать, что широкое распространение кислых и щелочных фосфогидролаз в органах и тканях гельминтов свидетельствует об их важной физиологической роли. Активность фосфатаз результируется в высвобождении ионов фосфора и они могут быть использованы в других путях обмена.
1. Распределение активности и кинетические параметры кислых и щелочных _фосфатаз в субклеточных фракциях Bothriocephalus scorpii_
Исследуемая фракция Активность Субстрат (Na-P-глицерофосфат)
Км Умах
Кислая фосфатаза
Цитозоль 12 000 g 24,0±0,3 250,0 100,0
Цитозоль 105 000 g 29,0±2,6 800,0 250,0
Митохондрии 30,3±4.2 833,3 285,7
Микросомы 31,3±2,0 666,7 285,7
Щелочная фосфатаза
Цитозоль 12 000 g 13,8±0,8 555,6 70,4
Цитозоль 105 000 g 17,0±0,5 285,7 71,4
Митохондрии 37,9±0,9 400,0 166,7
Микросомы 17,0±1,0 571,4 105,3
Примечание . Активность выражена в нмолях Фн/мин /мг белка, Км - в мМ, Умах нмоль Фн/мин/мг белка.
Скорость энзиматической реакции зависит от концентрации субстрата, которым служит Ка-Р-глицерофосфат. В отсутствии субстрата активность ферментов отсутствует во всех субклеточных фракциях B. scorpii. Скорость КФазной реакции растет с увеличением количества добавленного субстрата, оставаясь постоянной при концентрации его в пробе 80 мМ в микросомаль-
ной фракции, 90 мМ - в цитозоле 12 000 g, 100 мМ - в митохондриях и 120 мМ - в цитозоле 105 000 g; для ЩФазы - 80 мМ в цитозоле 105 000 g, а в остальных фракциях - 100 мМ Na-P-глицерофосфата. Кинетические параметры кислых и щелочных фосфатаз B. scorpii приведены в таблице 1 Насыщение Na-P-глицерофосфатом у 7 видов Monogenea и 8 видов Digenea [15] происходило при 10 мМ, у S. mansoni [10], D. immitis и A.cantonensis [29] - при 100 мМ, а у 8 видов трематод [23] - при 142,3 мкмоля. Таким образом, насыщение фосфатаз субстратом у разных гельминтов происходит при различных концентрациях.
Для анализа свойств кислой и щелочной фосфатаз было изучено влияние различных эффекторов и катионов на активность этих ферментов. Изучая влияние одновалентных катионов (Na+и К) на активность ЩФазы, обнаружили, что фермент был ингибирован во всех субклеточных фракциях. Фтористый натрий (NaF), являясь классическим ингибитором ферментов, ингиби-рует обе фосфатазы B. scorpii во всех субклеточных фракциях. Наши данные согласуются с данными, полученными на других гельминтах [11, 13, 14, 16, 21, 26, 29].
Исследуя влияние двухвалентных катионов на активность ЩФазы B. scorpii, обнаружили, что ионы Ca2+, Ba2+, Zn2+, Cu2+ и Mg2+ активировали фермент, кроме цитозоля 105 000 g, фермент которого был ингибирован ионом Са2+, а митохондриальный фермент был ингибирован ионом Mg2+. Самым сильным активатором был катион Zn2+, видимо, потому, что ЩФаза является Zn^-содержащим ферментом и дополнительное введение катиона Zn2+ привело к сильному активированию фермента. Согласно литературным данным, двухвалентные ионы ингибировали фермент G. crumenifer, G. aergyptiacus, S. mansoni, P. kellicotti, T. ranarum, G. tigrinum, M. ranarum, H. medioplexus [6, 13, 14, 23, 26, 28]. Катионы Zn2+ в концентрации 10 мМ также активировали КФазу B. scorpii. КФазы G. aegyptiacus, G. crumenifer, D. immitis и A. cantonensis [13, 14, 21] были ингибированы ионами Zn2+. КФаза B. scorpii была ингибирована ионами Mg2+ в трех фракциях, кроме 105 000 g цитозоля, ион Cu2+ ингибировал фермент, кроме микросомальной фракции, ион Са2+ ингибировал КФазу в цитозольных фракциях, но активировал в митохондриях и микросомах. Наши данные согласуются с данными, полученными для D. immitis и A. cantonensis [6], G. aegyptiacus [13], G. crumenifer [14], S. mansoni [33], C. sinensis [19].
ЭДТА, являясь хелатирующим агентом, оказывает специфическое действие на мембранные структуры. Нами обнаружено, что ЭДТА в концентрации 10 мМ угнетает КФазу и Щфазу B. scorpii во всех фракциях. Такой же эффект был обнаружен и при изучении ферментов G. aegyptiacus и S. mansoni [13, 22]. Однако, КФаза C. sinensis была активирована ЭДТА на 26 % [19]. Цистеин в концентрации 10 мМ ингибировал ЩФазу B. scorpii во всех фракциях, а КФазу - в трех фракциях, кроме микросомальной. Согласно литературным данным, КФазы C. sinensis [19] и S. mansoni [11] были активированы цистеином, а ЩФазы спороцист и церкарий S. mansoni и цестод R. johri [29] были ингибированы цистеином.
В поддержании активности ферментов существенную роль играют SH-группы. Так, ПХМБ (парахлормеркурибензоат), являясь ингибитором сульф-гидрильных групп ферментов, ингибировал кислую и щелочную фосфатазы во всех фракциях B. scorpii. Наши данные согласуются с данными, полученными для фосфогидролаз S. mansoni [11, 17], а ЩФаза H. medioplexus не реагировала на введение ПХМБ в инкубационную среду. 2,4-Динитрофенол (2,4-ДНФ), являясь ингибитором фосфорилирования и индуцированного синтеза ферментов, ингибировал кислую и щелочную фасфатазы B. scorpii во всех субклеточных фракциях. С помощью электронного микроскопа в кутикуле трематоды H. medioplexus [28] была обнаружена КФаза, которая была ингибирована 2,4-ДНФ, а ЩФаза не реагировала на введение в среду препарата.
Арсенат натрия в концентрации 10 мМ активирует ЩФазу во всех фракциях. Наши данные не согласуются с данными, полученными у восьми видов трематод, занимающих одинаковую среду обитания, фермент был ингибиро-ван арсенатом натрия в концентрации 10-3 М в пределах 13,9-41,9 % [23]. Молибдат аммония ингибировал ЩФазу B. scorpii во всех фракциях. Наши результаты согласуются с данными, полученными для S. mansoni [33] и H. diminuta [7, 24]. а-фенилаланин и дитиотрейтол ингибировали ЩФазу B. scorpii во всех фракциях. Данных о влиянии этих препаратов на ЩФазу гельминтов не встречали.
Подводя итог проведенным экспериментам, можно сделать вывод, что все субклеточные фракции B. scorpii обладают КФазной и ЩФазной активностями. Полученные результаты и литературные данные демонстрируют, что кислая и щелочная фосфатазы присутствуют в различных мышцах и органах разных представителей беспозвоночных и аналогичны свойствам ферментов из позвоночных.
Кислая и щелочная фосфатазы выполняют огромную роль в клеточном метаболизме гельминтов, изменение активности которых под влиянием анти-гельминтных препаратов может привести к серьезным нарушениям в углеводном обмене гельминта. Относительно влияния антигельминтных препаратов на активность кислой и щелочной фосфатаз в литературе отмечено влияние мебендазола [3]: препарат ингибировал активность ЩФазы Avitellina laharena на 66, КФазы - на 82 %. Было отмечено влияние левамизола на микро-, макрофилярий и половозрелых Setaria cervi, а также обнаружено, что ле-вамизол проявлял высокую эффективность против неполовозрелых стадий, угнетал активность ЩФазы, оказывал влияние на содержание гликогена у половозрелых стадий S. cervi и вызывал необратимый паралич [4]. Авторы [12] электронно-микроскопически и энзимо-цитохимически изучали воздействие люксабендазола на интегумент и кишечную стенку половозрелых Fasciola hepatica и обнаружили, что этот препарат вызывает деструктивные, дегенерационные и некротические изменения на абсорбционных поверхностях гельминтов. Эти изменения сопровождены отклонениями в активности и проявлениях изучаемых энзимов - КФазы, АТФазы и СДГ. Других данных о влиянии каких-либо антигельминтных препаратов на активность кислой и щелочной фосфатаз не встречали.
Было испытано действие ряда антигельминтных препаратов из разных групп соединений на активность кислых и щелочных фосфатаз (табл. 2).
2. Влияние антигельминтных препаратов на активность кислой и щелочной фосфатаз в субклеточных фракциях Bothriocephalus scorpii (% от контроля)
Антигельминт-ный препарат (10-4М) Кислая ( юсфатаза Щелочная фосфатаза
цитозоль 12 000 g митохондрии цитозоль 12 000 g митохондрии
Контроль 100 100 100 100
Оксинид -47,4 -85,7 -76,6 -60,0
Г-937 -5,1 -65,3 -11,5 -44,0
Г-1028 -15,3 -53,1 -3,9 -54,0
Битионол -78,0 -63,3 -21,2 -100
Тиабендазол -6,8 -55,1 -69,2 -100
Фенбендазол +1,7 -83,7 -100 -100
Трихлорофен -78,0 -73,5 -78,9 -100
Празиквантель -42,4 -51,1 -27,0 -30,0
Ацемидофен -71,2 -85,7 -78,8 -100
Политрем -27,1 -87,8 -84,6 -100
Примечание. Все антигельминтные препараты растворены в 96%-ном спирте, в контроль добавили 0,1 мл спирта.
Карбаматбензимидазолы, имеющие различные заместители в положении 5(6) бензимидазольного кольца, тиабендазол и фенбендазол, угнетают активность КФазы в митохондриальной фракции B. scorpii, а в цитозоле - незначительно, но щелочную фосфатазу угнетает полностью. Трихлорофен и битио-нол, являясь противоцестодозными средствами, вызывают необратимое нарушение двигательной активности цестод и ведут к разрушению тегумента. Трихлорофен сильнее ингибировал кислую и щелочную фосфатазы, чем би-тионол. Оксинид, производное битионола, ингибировал обе фосфатазы в ми-тохондриальной и цитозольной фракциях. Препараты Г-937 и Г-1028, представители салициланилидов, незначительно ингибировали обе фосфатазы в цитозольных фракциях, а в митохондриальных - сильнее. Известно, что аце-мидофен разрушает тегумент гельминтов, уменьшает включение глюкозы и активность щелочной фосфатазы [5]. Активность кислой и щелочной фосфа-таз была интенсивно ингибирована ацемидофеном. Среди средств лечения цестодозов особого внимания заслуживает празиквантел, обладающий высокой активностью по отношению к молодым и половозрелым цестодам теплокровных животных, но кислую и щелочную фосфатазы B. scorpii этот препарат ингибировал менее интенсивно. Политрем достаточно сильно ингибиро-вал активность ЩФазы в обеих фракциях, а активность КФазы была сильнее ингибирована в митохондриальной фракции, чем в цитозольной. Таким образом, наиболее эффективными для КФазы являются битионол, трихлорофен и ацемидофен, а для ЩФазы - оксинид, тиабендазол, фенбендазол, трихлоро-фен, ацемидофен и политрем. Других данных по влиянию антигельминтиков, изучаемых нами, на активность КФаз и ЩФаз не обнаружили.
Литература
1. Дивеева-Могила Ю.А., Глазунова Г.А. К вопросу о ферментном составе плоских червей // Тр. Всес. ин-та гельминтол. - 1971.- С. 123-124.
2. Кочетов Т.А. Метод определения неорганического фосфора. Практическое руководства по энзимологии. - М., 1980. - С. 215-216.
3. Ahmad M., Nizami W.A. In vitro effects of mebendazole on the carbohydrate metabolism of Avitellina lahorea (Cestoda) // J. Helminthol. - 1987. - У. 61, № 3. - P. 247-252.
4. Baqui A., Hatton H. Histochemical changes in Setaria cervi caused by certain anthelmintics // Proc. Indian Acad. Sci. Anim. Sci. - 1982. - У. 91, № 2. - P. 135 -141.
5. Barrett J. Biochemistry of parasitic helminths. L.; Basingstoke: MacMillan, - 1981. - P. 283-286.
6. Cesari I.M., Simpson A.J.G., Evans W.H. Properties of a series of tegumental membrane-bound phosphohydrolase activities of Schistosoma mansoni // Biochem. J. - 1981. - У. 198, № 3. - P. 467-473.
7. Dike S.C., Read C.P. Tegumentary phosphohydrolases of Hymenolepis diminuta // J. Parasitol. - 1971. - У. 57, № 1. - P. 81-87.
8. Erasmus D.A. Studies of phosphatase systems of cestodes. I. Studies of Taenia pisiformis (cysticercus and adult) // Parasitol. - 1957. - У. 47, № 1, 2. - P. 70-79.
9. Erasmus D.A. Studies of phosphatase systems of cestodes II. Studies of Cysticercus tenuicollis and Moniezia expansa (adult) // Parasitol. - 1957. - У. 47, № 1, 2. - P. 81-91.
10. Erasmus D.A. The host-parasite interface of Cyathocotyle bushiensis Khan, 1962 (Trematoda: Strigeoidea). III. Electron microscope observations on non-specific phosphatase activity // Parasitol. - 1968. - У. 58, № 2. - P. 371-375.
11. Ernst S.C. Biochemical and cytochemical studies of digestive-absorptive of esophagus, caecum and tegument in Schistosoma mansoni: acid phosphatases and tracer studies // J. Parasitol. - 1975. - У. 61, № 4. - P. 633-647.
12. Gorchilova L., Polyakova-Krusteva O., Spaldonova R., Vinarova M. Structural and functional characteristics of the tegument and intestinal wall in ma-74
ture Fasciola hepatica after treatment with luxabendazole // Helminthologia. -1990. - V. 27, № 2. - P. 79-90.
13. Gupta V., Agarwal S.K. Phosphatase activity in Gastrothylax crumenifer (Trematoda) // Indian J. Parasitol. - 1979. - V. 3, № 1. - P. 53-55.
14. Gupta S.P., Gupta R.S. Phosphatase activity in Gastrodiscus aegyptiacus (Trematoda) // Indian J. Parasitol. - 1978. - V. 2, № 1. - P. 61-63.
15. Halton D.W. Studies on phosphatase activity in trematoda // J. Parasitol. -1967. - V. 53, № 1. - P.46-54.
16. Hulinska D., Zdarska Z., Gubaydulin N.A. Localization of some enzymes in polycephalic larvae of two species of the genus Multiceps (Cestoda) // Folia parasitologica. - 1976. - V. 23, № 3. - P. 227-236.
17. Krupa P.L., Bogitsh B.J. Ultrastructural phosphohydrolase activities in Schistosoma mansoni sporocysts and cercariae // J. Parasitol. - 1972. - V. 58, № 3. - P.495-514.
18. Lowry O.H., Bosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. - 1951. - V. 193, № 1. - P. 265-275.
19. Ma L. Acid phosphatase in Clonorchis sinensis // J. Parasitol. - 1964. - V. 50, № 2. - P. 235-240.
20. Maki J., Yanagisawa T. Acid phosphatase activity demonstrated by intact Angyostrongylus cantonensis with special reference to its function // Parasitol. -1979. - V. 79, № 3. - P. 417-423.
21. Maki J., Yanagisawa T. Histochemical studies on acid phosphatase of the body wall and intestine of adult filarial worms in comparison with that of other parasitic nematodes // J. Helminthol. - 1980. - V. 54, № 1. - P. 39-41.
22. Michelson E.H., Dubois L. Increased alkaline phosphatase in the tissues and haemolymph of the snail Biomphalaria glabrata infected with Schistosoma mansoni // Comp. Biochem. Physiol. - 1973. - V. 44, № 3 B. - P. 763-767.
23. Nizami W.A., Siddiqi A.H., Yusufi A.N.K. Non-specific alkaline phosphomonoesterases of eight species of digenetic trematodes // J. Helminthol. -1975. - V. 49, №. 4. - P. 281-287.
24. Phifer K. Permeation and membrane transport in animal parasites: on the mechanism of glucose uptake by Hymenolepis diminuta // J. Parasitol. - 1960. - V. 42, № 2. - P. 145-153.
25. Probert A.J., Lwin T. Fasciola hepatica: the presence of particle-associated and soluble nonspecific acid phosphatases // Exp. Parasitol. - 1976. - V. 40, № 2. - P. 206-211.
26. Rao L.N., Simha S.S. Phosphatases and polyphenol oxidase in three trematodes of Rana tigrina // Helminthologia, Bratislava. - 1979. - V. 16, № 1. - P. 63-71.
27. Reader T.A.I. Histochemical observations on carbohydrates, lipids and enzymes in digenean parasites and host tissues of Bithynia tentaculata // Parasitol. -1971. - V. 63, № 1. - P. 125-136.
28. Rothman A.H. Enzyme localization and colloid transport in Haematoloechus medioplexus (Trematoda) // J. Parasitol. - 1968. - V. 54, № 2. -P.286-294.
29. Roy T.K. Histochemical studies on Raillietina (Raillietina) johri (Cestoda: Davaineidae). I. Non-specific and specific phosphatases // J. Helminthol. - 1979. -V. 53, № 1. - P. 45-49.
30. Roy T.K. Distribution, functional significance of phosphatases in the bovine amphistome Ceylonocotyle scoliocoelium // Indian J. Exp. Biol. - 1980. - V. 18, № 4. - P. 385-392.
31. Sharma P.N. Histochemical studies on the distribution of alkaline phos-phatase, acid phosphatase, 5-nucleotidase and ATPase in various reproductive tissues of certain digenetic trematodes // Z. Parasitenkd. - 1976. - V. 49, № 3. - P. 223-231.
32. Sharma P.N., Mandawat S. Phosphohydrolases of Paramphistomum cervi (Digenea, Paramphistomatidae) // Acta Parasitol. Pol. - 1983. - V. 28, № 40. - P. 381-392.
33. Smith R.H., Standen O.D. Phosphomonoesterases of Schistosoma mansoni // Exp. Parasitol. - 1963. - V. 13, № 3. - P. 305-322.
Influence of anthelmintic preparations on activities of acid and alkaline phosphatases of cestoda Bothriocephalus scorpii (Cestoda: Bothriocephalidae)
E.A. Burenina
Activities and properties of acid (AcPase) and alkaline phosphatases (AlPase) in subsellular fraction of Bothriocephalus scorpii were studied. It was studied dependence of rate AcPase and AlPase reactions on the substrate concencentrations, the effect of various effectors and cations (K+, Na+, Mg2+, Zn2+, Cu2+, Ca2+, Ba2+) on the enzymatic activities. The action of 10 anthelmintic preparations on activity of acid and alkaline phosphatases was investigated. From AcPase the effective preparations are bitionol, trichlorophen and acemidophene, from AlPase - oxinide, tiabendazole, fenbendazole, trichlorophen, acemidophen and politrem.
Keywords: cestoda, Bothriocephalus scorpii, alkaline phosphatase, acid phosphatase, cytosol, mitochondrion, microsomes, anthelmintic preparation.
