CC BY
40
Том 150, кн. 2
Естественные науки
2008
УДК 581.19+58.02
ЦИТОСКЕЛЕТ-ЗАВИСИМЫЕ ВЛИЯНИЯ НИТРОПРУССИДА НАТРИЯ НА СОДЕРЖАНИЕ Н2О2 И АКТИВНОСТЬ АСКОРБАТПЕРОКСИДАЗЫ В КОРНЯХ ТРЁХ СОРТОВ ЯРОВОЙ ПШЕНИЦЫ
А.В. Бояршинов, Ю.Е. Картунова, Е.В. Асафова, Е.В. Хохлова
Аннотация
Исследовали изменение содержания Н2О2 и активности аскорбатпероксидазы (АП) в корнях проростков трёх сортов яровой пшеницы при действии донора монооксида азота (N0) нитропруссида натрия (8№) и ингибитора полимеризации тубулиновых белков оризалина. Установлено, что кратковременная (1 ч) и длительная (40 ч) обработка проростков нитропруссидом натрия приводила к разнонаправленным изменениям в содержании Н2О2 и активности АП, что может быть связано с особенностями трансдукции N0-сигнала. Оризалин вызывал снижение активности АП, что указывает на возможность участия тубулинового цитоскелета в регуляции активности антиокси-дантных систем клеток. В опытах с последовательной обработкой проростков оризали-ном и SNP выяснено, что эффект донора N0 зависел от целостности микротубулиново-го цитоскелета. На основании полученных результатов выдвинуто предположение о цитоскелет-стабилизирующем действии экзогенного N0 и медиаторной роли тубулинового цитоскелета в процессах N0-сигнальной трансдукции.
Ключевые слова: ТгШсит ааНуит Ь., аскорбатпероксидаза (АП). пероксид водорода (Н2О2), донор N0, цитоскелет, оризалин.
Введение
Изучение функционирования и регуляции антиоксидантных систем в растениях может рассматриваться как ключевое звено в понимании основных механизмов устойчивости растений к стрессорам. Это связано с универсальной ролью окислительного стресса и активных форм кислорода (АФК) в процессах физиологического, биохимического и генетического ответов растений на любые внешние воздействия, включая стрессовые. Известно, что в утилизации избытка АФК при стрессах участвует ряд антиоксидантных метаболических систем (АОС). Основная роль принадлежит ферментным АОС (каталаза, супероксид-дисмутаза, пероксидазы), а также низкомолекулярным антиоксидантам (аскор-бат, витамин Е, фенолы). Одним из ключевых антиоксидантных ферментов клетки является аскорбатпероксидаза (КФ 1.11.1.11) - стартовый фермент ас-корбат-глутатионового цикла, необходимый для утилизации Н2О2, образующегося в растительных клетках при стрессе [1].
Восприятие и передача внешних воздействий осуществляется на уровне клеток и тканей множеством взаимосвязанных сигнальных метаболических путей [2]. Сопряженно с ними в процесс трансдукции сигналов вовлечены от-
дельные клеточные структуры и компартменты, а именно системы мембран, органоиды и цитоскелет. По современным представлениям цитоскелет является динамичной структурой клеток, способной изменять своё структурное состояние в ответ на действие различных биотических и абиотических факторов внешней среды [3-5]. Известно, что цитоскелет растительной клетки чувствителен к уровню интермедиатов некоторых сигнальных систем, таких, как цАМФ, ионов Са2+ и протонов, что определяет его роль в преобразовании внешних сигналов [2]. Регулирующую функцию цитоскелетных филаментов в ответах клеток на абиотические и биотические воздействия, обусловленную их участием в транс-дукции сигналов и экспрессии генов [4, 6-8], подтверждают данные молеку-лярно-генетического анализа природных и трансгенных тубулиновых мутантов высших растений [9].
Непрерывно накапливающимися с конца 90-х годов прошлого столетия данными показано, что одним из основных вторичных посредников в клетках растений, принимающим участие в большинстве физиологических ответов на внешние сигналы, является молекула монооксида азота N0 [10, 11]. Рядом работ продемонстрировано, что оксид азота способен эффективно модулировать уровень АФК в клетках растений при различных видах абиотического и биотического стресса и, таким образом, значительно снижать интенсивность окислительных повреждений [12, 13]. Показано наличие синергического взаимодействия между N0 и АФК в ходе индукции клеточной смерти в суспензионных культурах растительных клеток [11, 14]. Однако к настоящему времени отсутствуют данные о возможной взаимосвязи N0-сигнальной системы и структурного состояния цитоскелета.
Цель настоящей работы - выяснение цитоскелет-зависимого влияния донора NО нитропруссида натрия на содержание пероксида водорода и активность аскорбатпероксидазы (АП) в корнях растений яровой пшеницы.
1. Объекты и методы
Объектами исследования являлись корни 7-суточных проростков яровой пшеницы (ТгШеит aestivum Ь.) сортов Омская 33, Тризо и Дебют, характеризующихся различными адаптационными возможностями при действии стресс-факторов, в частности теплового стресса и засухи [15]. Растения выращивали в пластиковых кюветах на водопроводной воде при 25 °С и 12-часовом фотопериоде.
Корни интактных проростков помещали в 0.5 мМ раствор донора N0 нитропруссида натрия (SNP) на 1 или 40 ч. Контрольные растения в течение такого же промежутка времени выдерживали в дистиллированной воде.
Распространенным в лабораторной практике при определении роли цито-скелета в каких-либо физиологических процессах является ингибиторный анализ. Для выявления участия цитоскелета в N0-опосредованных клеточных ответах был использован высокоспецифичный ингибитор полимеризации цито-скелетных белков оризалин. Он относится к гербицидам динитроанилинового ряда и способен связываться с тубулиновыми белками цитоплазмы, подавляя их полимеризацию и вызывая пассивную разборку микротрубочек [16, 17]. Контрольные (Н20) и опытные (0.5 мМ SNP, 1 и 40 ч) проростки переносили на
3 ч в 10 мкМ раствор оризалина. По окончании обработки корни проростков промывали дистиллированной водой, обсушивали фильтровальной бумагой и определяли в них содержание H2O2 и активность аскорбатпероксидазы.
Определение содержания H2O2 проводили согласно [18]. Для этого 0.2 г свежего растительного материала (корни) растирали в 0.05 М боратном буфере (рН 8.0) при температуре 4 °С, гомогенат центрифугировали при 13000 g в течение 10 мин. Полученный супернатант добавляли в реакционную смесь, содержащую 125 мМ Xylenol Orange и 100 мМ сорбитола. Оптическую плотность замеряли на спектрофотометре при 560 нм. Концентрацию H2O2 находили по предварительно построенной калибровочной кривой и выражали в мкМоль на грамм сырой массы.
Для определения активности аскорбатпероксидазы (АП, КФ 1.11.1.11.) свежий растительный материал гомогенизировали при 4 °С в 0.05 М Трис-НС1 буфере (рН 7.8), содержащем 1 мМ ЭДТА, 1 мМ аскорбиновой кислоты (АК), 5% (вес/вес) поливинилпирролидона (ПВП) и 10% (вес/объём) сорбитола. Полученный экстракт фильтровали через 2 слоя капроновой ткани и центрифугировали при 12000 g в течение 30 мин. Активность АП определяли спектрофо-тометрически по снижению поглощения света при 290 нм, вызванному окислением аскорбата. Реакционная смесь (1 мл) содержала 0.06 М натрий-фосфатный буфер (рН 7.0), 0.1 мМ ЭДТА, 0.5 мМ АК, 100 мкл экстракта и 0.1 мМ H2O2 [1]. Содержание белка в экстрактах определяли по Лоури [19]. Активность фермента выражали в мМ окисленной аскорбиновой кислоты (Е = 2.8 мМ-1-см-1) за минуту на мг белка.
Полученные результаты обработаны статистически с помощью программ электронных таблиц. На графиках представлены средние арифметические значения из трех независимых экспериментов и их доверительные интервалы. Интервальные оценки использованы в качестве критериев значимости (P > 0.95).
2. Результаты и обсуждение
В контрольных условиях не было обнаружено сортовых различий в содержании H2O2 (рис. 1, а) и активности АП (рис. 1, б) в корнях яровой пшеницы. При изучении влияния донора NO нитропруссида натрия на содержание H2O2 установлено, что кратковременная (1 ч) экспозиция проростков в растворе 0.5 мМ SNP приводила к достоверному уменьшению содержания H2O2 и активности АП в корнях сорта Дебют (рис. 1, а, б). В соответствии с данными литературы молекула оксида азота способна вызвать снижение уровня H2O2 путем накопления в клетке цГМФ - одного из основных вторичных посредников в трансдукции NО-сигнала [12]. цГМФ, в свою очередь, может ингибиро-вать активность НАДФН-оксидазы плазматической мембраны - стартового фермента в цепи реакций, приводящей к образованию пероксида [20]. Кроме того, изменение количества H2O2 может быть следствием повышения связывания NO с супероксидным радикалом и последующим уменьшением скорости образования пероксида в супероксиддисмутазной реакции [21].
Длительная (40 ч) экспозиция проростков в растворе SNP не вызывала изменений содержания H2O2 в корнях пшеницы (рис. 1, а), что может указывать на кратковременность действия NO-сигнала, приводящего в 1-й час к уменьшению
о
.0 о
см
О 2
см
X
□ Контроль HSNP 0,5мМ, 1 ч HSNP 0,5мМ, 40 ч а)
Омская
Дебют
Тризо
0.15
с; <u ю
S2 <
0.05
Омская
Дебют
Тризо
Рис. 1. Влияние SNP на содержание Н2О2 (а) и активность АП (б) в корнях трех сортов яровой пшеницы
количества Н2О2. Однако при длительной обработке возрастала активность аскор-батпероксидазы в корнях сорта Омская 33 и незначительно - у сорта Дебют. Возрастание активности АП может происходить как вследствие накопления аскорбиновой кислоты, так и синтеза фермента de novo. Последнее предположение подтверждается полученными недавно данными о накоплении белка L-аскорбатпе-роксидазы в корнях гороха в ответ на длительную обработку растений SNP [22].
Возрастание активности АП, каталазы и супероксиддисмутазы (СОД) было показано при 12- и 36-часовой экспозиции бобовых Stylosanthes guianensis на растворе двух различных доноров оксида азота [23]. NО-индуцированная активация антиоксидантных ферментов, происходящая на уровне как их синтеза, так и посттрансляционной модификации и приводящая, в конечном итоге, к снижению интенсивности окислительного стресса, является, вероятно, одним из основных механизмов стресс-протекторного действия оксида азота [24]. Наши данные о повышении активности АП при действии экзогенного NО также подтверждают данное предположение.
6
4
0
□ Оризалин, 10 мкМ, 3 ч ЕБЫР, 40 ч +оризалин, 3 ч
Омская
Дебют
Тризо
0.2
с ш
ю 0.1
£ С
Омская
Дебют
Тризо
Рис. 2. Влияние оризалина на содержание Н202 (а) и активность АП (б) в корнях в условиях длительной предобработки донором N0
Ранее с помощью иммуноцитохимического метода показана разборка микротрубочек в корнях пшеницы после ингибирования процессов полимеризации тубулиновых белков оризалином (10 мкМ, 3 ч) [5]. В наших опытах аналогичная обработка оризалином (10 мкМ, 3 ч) способствовала незначительному увеличению содержания Н202 в тканях, однако оно было достоверным только для сорта Дебют (рис. 2, а). Взаимосвязь состояния цитоскелета и количества Н202 показана в опытах К. Ли с сотрудниками на клетках человека, экзогенная обработка которых перекисью водорода в микромолярных концентрациях вызывала окислительный стресс и деполимеризацию микротрубочек [25].
При действии оризалина происходило незначительное уменьшение активности АП в корнях всех трёх сортов, достоверное, однако, лишь для сорта Тризо (рис. 2, б). Оризалин может влиять на активность АП опосредованно через процессы полимеризации и деполимеризации тубулинового цитоскелета. Известно, что функциональная активность многих цитоплазматических ферментов зависит от целостности и структурного состояния цитоскелетной сети [26].
Вместе с тем гербициды, к которым принадлежит оризалин, способны индуцировать развитие окислительного стресса в клетках и тканях, связываясь с компонентами электронтранспортной цепи митохондрий и хлоропластов [12, 27].
6
4
2
0
0
В данном случае правомерно предположить, что деполимеризация тубулиновых микротрубочек оризалином сопряжена с развитием окислительного стресса в клетке. В связи с этим снижение активности аскорбатпероксидазы может быть также следствием истощения пула аскорбиновой кислоты, возникающего в клетках при окислительном стрессе [14]. Следовательно, снижение активности АП под влиянием специфического ингибитора полимеризации тубулинового цито-скелета предполагает возможность тесного участия микротрубочек в развитии окислительного стресса и в регуляции активности ферментных антиоксидантных систем клетки. Кроме того, мы наблюдали повышение уровня Н2О2 в корнях одного из исследуемых сортов пшеницы после 3-часового воздействия оризалина (рис. 2, а), что также указывает на развитие в них окислительного стресса.
В условиях предварительной обработки проростков донором N0 в течение 40 ч не наблюдали какого-либо изменения количества Н202 в корнях проростков всех трёх сортов (рис. 2, а). А также не наблюдали последующего достоверного снижения активности АП в корнях сорта Тризо в ответ на действие оризалина (рис. 2, б). При этом значения активности АП оставались на одном уровне с контролем. В данном случае можно предположить, что предобработка SNP вызывала стабилизацию цитоскелета в корнях этого сорта, повышая его устойчивость к деполимеризации оризалином. Предыдущими исследованиями сотрудников кафедры физиологии и биотехнологии КГУ показано цитоскелет-стабилизирующее действие экзогенной АБК [5]. Принимая во внимание тесную взаимосвязь сигнальных путей АБК и N0, обсуждаемых в ряде работ [23, 24, 28, 29], можно предположить, что цитоскелет-стабилизирующий эффект АБК может быть опосредован самой молекулой N0 или другими интермедиатами N0-сигнальной системы.
Для выяснения возможной медиаторной роли микротрубочек цитоскелета на влияние SNP по снижению уровня Н202 и изменению активности АП нами были проведены эксперименты с обращённой схемой обработок проростков: сначала проростки выдерживали в растворе оризалина (10 мкМ, 3 ч), затем переносили на раствор SNP (0.5 мМ, 1 ч). Было установлено, что после обработки корней оризалином в них не происходило снижения уровня Н202 в ответ на действие SNP (рис. 3, а). Напротив, в этом варианте опыта отмечено достоверное повышение содержания Н202 в корнях двух (Дебют и Тризо) сортов пшеницы (рис. 3, а). Причину этого мы склонны связывать с нарушением целостности цитоскелетной сети и передачи N0-сигнала в цитоплазме. В варианте с последовательной обработкой проростков оризалином и SNP происходило снижение активности аскорбатпероксидазы в корнях сортов Омская 33 (рис. 3, б). Увеличение содержания пероксида и снижение активности АП в предобработанных оризалином корнях в ответ на действие SNP может указывать на развитие в них окислительного стресса. Из данных литературы известно, что в ряде случаев молекула N0 способна выступать как синергист АФК, вызывая значительное усиление окислительного стресса на фоне подавления активности антиоксидант-ных ферментов, в частности аскорбатпероксидазы, что в конечном итоге может приводить к программируемой гибели клеток [14]. В наших экспериментах сортоспецифическое возрастание уровня Н202 на фоне падения АП-активности
10
о о го
о
.0 о
с* О см X
□ Контроль ■ вЫР 0,5мМ,1ч
□ оризалин,10 мкМ, 3ч ■ оризалин,3ч+ 8ЫР,1ч
а)
Омская
Дебют
Тризо
0.2
б)
0.15
с; ш
ю 0.1
£ <
0.05
Н77
Омская
Дебют
Тризо
8
6
4
2
0
0
Рис. 3. Эффекты оризалина и на содержание Н202 (а) и активность АП (б) в корнях
также может являться следствием взаимодействия Н202, образующегося в ответ на модификацию цитоскелета оризалином, и N0. Исходя их этих результатов, можно говорить о том, что в проведённых нами экспериментах эффект донора N0 нитропруссида натрия на изменение содержания Н202 и активность АП модулировался оризалином и, следовательно, мог быть зависимым от структурного состояния цитоскелета. Следует также отметить, что во многих случаях мы наблюдали сортоспецифичность ответных реакций на действие оризалина и
Таким образом, полученные данные позволяют заключить, что эффекты оксида азота на активность аскорбатпероксидазы и уровень Н202 зависят от структурного состояния и целостности микротубулинового цитоскелета, что, в свою очередь, предполагает тесное участие цитоскелетной сети в процессах N0- и АФК-сигнальной трансдукции. Обнаруженная в данной работе цитоске-лет-зависимая N0-регуляция ферментной антиоксидантной системы, на наш взгляд, требует дальнейших детальных исследований.
Summary
А.У. Boyarshinov, Y.E. Kartunova, E.V. Asafova, L.P. Khokhlova. The Cytoskeleton-Depended Effects of Sodium Nitroprusside and Orizalin on the H2O2 Content and Ascobate Peroxidase Activity in Roots of Three Cultyvars Spring Wheat.
The changes in the H2O2 content and ascorbate peroxidase (APX) activity in roots of three cultivars of spring wheat seedlings under nitric oxide donor sodium nitroprusside (SNP) and microtubuline cytosceleton modificator oryzalin treatments were investigated. It is stated that shorttime (1 h) and longtime (40 h) treatment of seedlings with SNP resulted in contrast changes in H2O2 level and APX-activity in roots. The exposition of seedlings with orizalin causes reduction in APX-activity. This reveals the possibility of microtubulin cytosceleton involvement in regulation of antioxidant systems. The experiments with subsequent treatments of seedlings with oryzalin and SNP revealed that the effect of NO donor depends from tubulin cytosceleton integrity. Basing on the results obtained, a proposition was made about cytosceleton-stabilizating effect of exogenic NO and mediating role of microtubulin cytosceleton in processes of NO-signaling transduction.
Key words: Triticum aestivum L., ascorbate peroxidase (APX), hydrogen peroxide (H2O2), NO donor, cytoskeleton, oryzalin.
Литература
1. Nacano Y., Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate specific peroxidase in spinach cloroplasts // Plant Cell Physiol. - 1981. - V. 22. - P. 867-880.
2. Тарчевский И.А. Сигнальные системы клеток растений. - М.: Наука, 2002. - 294 c.
3. Aderem A. Signal transduction and the actin cytosceleton: the role of MARCKS and profilin // Trends Biochem. Sci. - 1992. - V. 17, No 10. - P. 438-443.
4. Volkmann D., Baluska F. Actin cytosceleton in plants: from transport networks to signaling networks // Microsc. Res. Techn. - 1999. - V. 47, No 2. - P. 135-154.
5. Хохлова Л.П., Олиневич О.В. Реорганизация цитоскелета в клетках Triticum aestivum при закаливании растений к холоду и действии абсцизовой кислоты // Физиол. раст. - 2003. - Т. 50, № 4. - С. 528-540.
6. Hepler P.K., Vidali L., Cheung A.Y. Polarized cell growth in higher plants // Annu. Rev. Cell Biol. - 2001. - V. 17. - P. 159-187.
7. Smith L.G. Cytosceletal control of plant cell shape: getting the fine points // Curr. Opin. Plant Biol. - 2003. - V. 6, No 1. - P. 63-73.
8. Клячко Н.Л. Актиновый цитоскелет и форма растительной клетки // Физиол. раст. -2004. - № 6, Т. 51. - С. 918-925.
9. Abe T., Thitamadee S., Hashimoto T. Microtubule defects and cell morphogenesis in Lefty 1 and Lefty 2 tubulin mutant of Arabidopsis thaliana // Plant Cell. Physiol. - 2004. -V. 45, No 2. - P. 211-220.
10. Durner J., Wendehenne D., Klessig D. Defense gene induction in tobacco by nitric oxide, cyclic GMF and cyclic ADF-ribose // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1998. - V. 95, No 17. - P. 10328-10333.
11. Delledonne M., Zeier J., Marocco A., Lamb C. Signal infractions between nitric oxide and reactive oxygen intermediates in the plant hypersensetive disease resistnce response // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2001. - V. 98, No 23. - P. 13454-13459.
12. Beligni M.V., Lamattina L. Nitric oxide protectsagainst cellular damage produced by methylviologen herbicides in potato plants // Nitric Oxide Biol. Chem. - 1999. - V. 3, No 3. - P. 199-208.
13. Ruan H., Shen W., Ye M., Xu L. Protective effects of nitric oxide on salt stress-induced oxidative damage to wheat (Triticum aestivum L.) leaves // Chinese Sci. Bull. - 2002. -V. 47, No 5. - P. 677-681.
14. De Pinto M.C., Tommasi F., De Gara L. Changes in the antioxidant systems at part of the signalling pathway responsible for the programmed cell death activated by nitric oxide andreactive oxygen species in tobacco blight-yellow 2 cells // Plant Physiol. - 2002. -V. 130, No 2. - P. 698-708.
15. Ионова Н.Э., Валиуллина Р.Н., Козлова Л.В., Гасанова А.О. Сравнительное изучение структурно-функциональных характеристик яровой пшеницы в связи с засухоустойчивостью // Современная физиология растений: от молекул до экосистем: Материалы докл. Междунар. конф. (в 3-х ч.). - Сыктывкар, 2007. - Ч. 2. - С. 161-163.
16. Morejohn L.C., Bureau T.E., Mole-Bayer J. Orizalin dinitroaniline herbicide binds to plant tubulin and inhibits mikrotubule polymerization in vitro // Planta. - 1987. - V. 172. -P. 252-264.
17. Hugdahl J. Rapid and reversible highaffinity binding of the dinitroaniline herbicide orizalin to tubulin from Zea maus L. // Plant Physiol. - 1993. - V. 5, No 3. - P. 725-740.
18. Gay C., Gebicki J.M .A critical evaluation of the effect of sorbitol on the ferric-xylenol orange hydroperoxide assay // Analyt. Biochem. - 2000. - V. 284, No 2. - P. 217-220.
19. Lowry O.H., Roserbrough N.J., Farr A.J., Randall R.J. Protein measurment with the Fo-lin phenol reagent // J. Biol. Chem. - 1951. - V. 193, No 1. - P. 265-275.
20. Ванин А.Ф. Оксид азота в биологии: история, состояние и перспективы исследований // Биохимия. - 1998. - Т. 63. Вып. 7. - С. 867-869.
21. Волин М.С., Дэвидсон К.А., Камински П.М., Фейнгерш Р.П., Мохаззаб-ХК.М. Механизмы передачи сигнала оксидант-оксид азота в сосудистой ткани // Биохимия. -1998. - Т. 63, Вып. 7. - С. 958-965.
22. Тарчевский И.А., Яковлева В.Г., Егорова А.М. Является ли метилжасмонат-индуци-рованный синтез NО причиной репрограмирования синтеза белков? // Современная физиология растений: от молекул до экосистем: Материалы докл. Междунар. конф. (в 3-х ч.). - Сыктывкар, 2007. - Ч. 1. - С. 381-383.
23. Zhou B., Guo Z., Xing J., Huang B. Nitric oxide is involved in abscisic acid-induced antioxidant activities in Stylosanthes guianensis // J. Exp. Bot. - 2005. - V. 56, No 422. -P. 3223-3228.
24. Garcia-Mata C, Lamattina L. Nitric oxide induces stomatal closure and enhances the adaptive plant responses against drought stress // Plant Physiol. - 2001. - V. 126. -P. 1196-1204.
25. Lee C., Liu C., Hsieh R., Wei R. Oxidative stress indeed depolymerization of microtubules and alteration of mitochondrial mass in human cells // Ann. N. Y. Acad. Sci. -2005. - V. 1042. - P. 246-254.
26. Masters C. Interaction between Glycolytic Enzymes and Components of the Cytomatrix // J. Cell Biol. - 1984. - V. 99. - P. 222-225.
27. Hung K.T., Chang C.J, Kao C.H. Paraquat toxicity is reduced by nitric oxide in rice leaves // J. Plant Physiol. - 2002. - V. 159. - P. 159-166.
28. Desikan R., Cheung M.K., Bright J. et al. ABA, hydrogen peroxide and nitric oxide signaling in stomatal guard cells // J. Exper. Bot. - 2004. - V. 55. - P. 205-212.
29. Garcia-Mata C., Lamattina L. Nitric oxide and abscisic acid cross talk in guard cells // Plant Physiol. - 2002. - V. 128, No 3. - Р. 790-792.
Поступила в редакцию 14.01.08
Бояршинов Андрей Владимирович - аспирант кафедры физиологии и биотехнологии растений Казанского государственного университета.
E-mail: ossian@mail.ru
Картунова Юлия Евгеньевна - студент кафедры физиологии и биотехнологии растений Казанского государственного университета.
Асафова Елена Владимировна - кандидат биологических наук, старший научный сотрудник кафедры физиологии и биотехнологии растений Казанского государственного университета.
E-mail: Elena.Asafova@ksu.ru
Хохлова Людмила Петровна - доктор биологических наук, профессор, заведующий кафедрой физиологии и биотехнологии Казанского Государственного университета.
E-mail: Ludmila.Khokhlova@ksu.ru
