CC BY
55
УДК 581.557.24:576.8.095.32
Вестник СПбГУ. Сер. 3, 2006, вып. I
Н. М. Лабутова
ЦИКЛ РАЗВИТИЯ, УГЛЕРОДНЫЙ ОБМЕН
И ОБЛИГАТНАЯ БИОТРОФНОСТЬ ЭНДОМИКОРИЗНЫХ ГРИБОВ
Что делает арбускулярные микоризные грибы (АМГ) облигатными эндосимбионта-ми? Ответ на этот вопрос имеет как фундаментальное, так и прикладное значение. С одной стороны, расшифровка механизмов, обеспечивающих облигатную биотрофность АМГ на клеточном и молекулярном уровнях, позволит понять биотрофные взаимоотношения между растениями и другими микроорганизмами. С другой стороны - это ключ к манипулированию эндомикоризным симбиозом с целью его использования для повышения продуктивности растений. По-видимому, только понимание облигатной биотрофности АМГ позволит культивировать эти грибы в аксеничной культуре и разработать биотехнологические приемы, которые обеспечат производство инокулюма эффективных штаммов в промышленных масштабах.
Результаты исследований, представленные в данной работе свидетельствуют о том, что эндомикоризные грибы должны тесно взаимодействовать с растением для того, чтобы пройти полный цикл развития и, таким образом, полностью реализовать свой генетический потенциал.
Цикл развития АМГ. Наиболее изученной в цикле развития АМГ является симбио-трофная стадия, поскольку изучение эндомикоризного симбиоза началось с исследования развития фиба в корне растения-хозяина [74]. О развитии АМГ до внедрения в корень и формировании экстрарадикального мицелия долгое время было практически ничего не известно, так как отсутствовали методы, позволяющие изучать микромицет непосредственно в почве. Только в последнее десятилетие появление принципиально новых методов, таких как микроскопирование in vitro, спектроскопия и других, позволили получить сведения о развитии АМГ вне корня растения. В связи с этим в представленном обзоре основное внимание будет уделено развитию арбускулярных грибов до внедрения в корень и формированию экстрарадикального мицелия.
Цикл развития АМГ начинается с прорастания покоящихся спор. Споры представляют собой структуры сохранения, в виде которых гриб ожидает появления нового хозяина. Помимо спор, инфекционными структурами являются интрарадикальные везикулы, которые после разложения корней растения-хозяина сохраняются в почве, а при наступлении благоприятных условий прорастают и могут формировать симбиоз [10, 55, 56].
У многих видов АМГ обнаружены, так называемые спящие споры, которые не прорастают под действием факторов, вызывающих прорастание покоящихся спор. Спящие споры обнаружены у Glomus intraradices, G. clarum, G. caledonium, G. monosporum, G. coro-natum, Acaulospora laevis, A. longula.C другой стороны, у таких видов, как Gigaspora margarita, G. gigantea спящие споры не образуются [54, 73, 78]. Не удалось найти никаких различий между спящими и покоящимися спорами, не обнаружена также приуроченность спящих спор к представителям определенных видов и родов АМГ. Явление спящих спор, пока что, остается совершенно непонятным [44].
В современной литературе прорастание спор и формирование ростовых трубок рассматривают как асимбиотический рост АМГ. По мнению исследователей, на этой стадии растение не оказывает влияния на развитие гриба [10]. На это указывает способность спор АМГ прорастать в почве под действием многочисленных факторов, к которым относятся рН,
© Н. М. Лабутова, 2006
температура, влажность, минеральное и органическое питание, растение-хозяин, микроорганизмы. Сигналы на молекулярном уровне, которые вызывают прорастание спор или явление спящих спор, неизвестны [41, 45]. С уверенностью можно говорить лишь о том, что сигналы, подаваемые растением-хозяином, не являются единственным пусковым механизмом для инициирования прорастания спор. Об этом свидетельствует способность спор АМГ прорастать и формировать гифы в аксеничной культуре в отсутствие растения [47, 54, 68, 80]. На процесс прорастания спор без растения влияют такие абиотические факторы, как обеспеченность влагой, рН окружающей среды и температура. Иногда прорастание может быть вызвано увеличением содержания С02 в атмосфере или предварительной инкубацией спор при пониженной температуре [10].
При прорастании спор АМГ формируются неразветвленные гифы (ростовые трубки), длина которых колеблется от нескольких миллиметров до нескольких сантиметров, в зависимости от вида гриба. Процесс прорастания сопровождается синтезом ДНК и активным делением ядер. На этой стадии развития у эндомикоризных грибов активизируются основные пути метаболизма углерода, присущие всем грибам, включая потребление таких экзогенных Сахаров, как глюкоза и фруктоза [16, 21].
Если споры прорастают в отсутствие растения-хозяина, рост гиф прекращается через 15-20 дней после начала этого процесса [13, 19, 48]. Микроскопические исследования показали, что в этом случае, периферийные участки теряют цитоплазму, образуются перегородки, отделяющие «пустые» фрагменты гиф от активных участков. С течением времени происходит увеличение количества «пустых» гиф. Фрагменты гиф, лишенные цитоплазмы, ядер и органелл не проявляют никакой метаболической активности [81]. У большинства грибов начинается хаотичный процесс аутолизиса ростовых трубок [6].
Долгое время существовала точка зрения, что на образование ростовых трубок тратятся все запасы питательных веществ споры, и если в течение нескольких суток гриб не найдет корень растения-хозяина, то гифы и спора погибают. Более поздние исследования показали, что в отсутствие растения, асимбиотический рост гиф прекращается задолго до того, как будут потреблены запасы питательных веществ, содержащихся в споре [6]. У АМГ включается механизм, направленный на сохранение питания и ограничение потерь энергии при прорастании: параллельно с прекращением роста происходит миграция ядер и клеточных органелл из концевых участков гиф обратно в материнскую спору. В других случаях наблюдается втягивание цитоплазмы ростовых трубок в спору. Через некоторое время происходит повторное прорастание споры. Процесс прорастания может возобновляться несколько раз [54, 59].
Продолжительность асимбиотического периода существования АМГ может увеличиваться и за счет небольших участков ростовых трубок, примыкающих к споре. В таких участках, благодаря образующимся перегородкам, сохраняется цитоплазма, когда начинается процесс ее потери периферийными фрагментами гиф. Сохранившие целостность участки гиф, являются физиологически активными, не теряют жизнеспособность и способность к заражению растения в течение 6 месяцев [81].
Прекращение развития ростовых трубок в отсутствие растения-хозяина свидетельствует о том, что чувствительность гиф к присутствию растения значительно выше, чем у спор. Этот факт позволил выдвинуть гипотезу, согласно которой, АМГ обладают механизмами развития, реализующими стратегию выживания. Стратегия строится на минимизации энергии, которую теряет спора при прорастании. По-видимому, только в присутствии рас-тения-хозяина запускаются механизмы, которые обеспечивают максимальный рост гиф и использование всех резервов споры [13]. Сигнал к завершению асимбиотического роста является первым вмешательством растения в развитие гриба.
После прорастания споры АМГ становятся зависимыми от присутствия растения-
хозяина для дальнейшего роста, гриб переходит в другую стадию развития [12, 13, 30, 35, 39, 61, 71]. В. Bago и G. Becard [10] определили эту стадию в жизни АМГ как пресимбиоти-ческую, поскольку отсутствует физический контакт между грибом и растением, но действуют специфические корневые выделения, которые диффундируют в почве и/или летучие соединения, выделяемые корнями.
В ответ на факторы растения, гриб демонстрирует ряд изменений на молекулярном уровне. Так, на примере Gigaspora rosea, G. gigantea и других АМГ было показано, что в присутствии корневых экссудатов и летучих веществ, выделяемых корнями (включая С02), у ростовых трубок грибов повышалось поглощение фосфатов и увеличивалась НГ-АТФазная активность [24, 58], а интрацеллюлярная рН эндомикоризных грибов возрастала на 0,2 единицы [50]. Были также изолированы гены АМГ, специфическая экспрессия которых наблюдалась при стимуляции этих грибов растением [44].
Реакция гриба на действие факторов растения проявляется также в ускорении роста гиф, увеличении их длины и ветвлении. Интенсивность ветвления возрастает по мере сокращения расстояния между грибом и корнями. Установлено, что ветвление является ответом гриба только на сигналы корней микотрофных растений [36, 37, 63, 68].
Рост и ветвление гиф на пресимбиотической стадии приводят к образованию сети ко-эноцитного мицелия, длина которого обычно не превышает 200 мм. Густая сеть мицелия формируется и за счет появления анастомозов между гифами [40]. Установлено, что анастомозы образуются между гифами одной особи АМГ, либо между гифами особей, относящихся к одному изоляту. Эксперименты, проведенные с парами грибов Glomus mossae, G. coledonium, Gigaspora rosea, показали, что анастомозы не формируются между гифами грибов, относящихся к разным видам. Это свидетельствует о способности АМГ «узнавать» клеточную стенку особи своего вида [40, 43].
Образование сети мицелия в присутствии растения-хозяина сопровождается прекращением апикального роста гиф АМГ, что можно рассматривать как переключение развития гриба на образование зон проникновения инфекции. В то же время это свидетельствует о Готовности гриба перейти в симбиотическую стадию [38, 39]. Пресимбиотическая стадия заканчивается контактом гиф гриба с корнем растения и образованием таких инфекционных структур, как аппрессории. Формирование аппрессориев на внешней поверхности корня является наиболее существенным доказательством того, что процесс поиска растения-хозяина завершился успешно [77].
АМГ переходит к следующему этапу - инфицированию растения и формированию симбиоза. Из аппрессориев формируются инфекционные гифы, которые разрастаются в интрацеллюлярном пространстве кортекса, постепенно образуя сеть интрарадикального мицелия (ИРМ). На ИРМ в межклетниках корня формируются такие структуры, как везикулы. Гифы интрарадикального мицелия проникают в интрацеллюлярное пространство и образуют в клетках кортекса гаусториеподобные структуры - арбускулы. На этом процесс инфицирования растения завершается [74, 76].
Образующийся в корнях ИРМ является каналом, по которому углерод растения поступает в тело гриба и используется им для роста [8, 74, 76]. В результате биотрофного потребления С рост АМГ активизируется, и образуется обильная сеть экстрарадикального мицелия (ЭРМ) [4, 32, 76]. При формировании экстрарадикального мицелия гифы интрарадикального мицелия выходят из корня и развиваются в ризосферной почве. Густая сеть ЭРМ образуется за счет ветвления гиф и формирования многочисленных анастомозов, частота встречаемости которых варьирует от 64 до 78% в зависимости от вида растения-хозяина [42]. Длина экстрарадикального мицелия колеблется от 1,1 до 54 м/г почвы [44].
Образующийся ЭРМ разрастается в субстрате, окружающем корни хозяина и очень активно поглощает минеральные и, возможно, органические элементы питания [8, 33, 51,
53, 76]. Развивающаяся колония АМГ, в состав которой входит ИРМ и образовавшийся ЭРМ, как и все растущие грибные колонии, находится в ассимилятивном состоянии. Поэтому большая часть потребляемых АМГ элементов питания расходуется на рост самого гриба [4]. На ассимилятивной стадии у АМГ образуются структуры, которые участвуют в потреблении питания. В клетках корня формируются арбускулы [2, 22, 76], происходит дальнейший рост ИРМ, а в окружающем субстрате на гифах ЭРМ образуются, так называемые, разветвленные абсорбирующие структуры (РАС) [5, 28, 52]. После завершения фазы активного роста колонии АМГ эндомикоризный симбиоз можно считать сформировавшимся. Следует, однако, отметить, что дальнейшее формирование и развитие ЭРМ происходит и после полного формирования симбиоза [5, 11].
Сформировавшийся симбиоз характеризуется переходом АМГ от ассимилятивной стадии к диссимилятивной, когда часть потребляемых грибом элементов питания транспортируется растению-хозяину. ЭРМ является каналом, по которому элементы питания из почвы поступают в корень. Мощная сеть экстрарадикального мицелия, которая пронизывает почву, абсорбирует минеральные элементы питания и транспортирует их в корень, играет значительную роль в обеспечении растения элементами питания [76].
Важной функцией ЭРМ в биогеоценозе является образование единой гифальной сети, которая связывает растения. Установлено, что в естественных условиях образование анастомозов между гифами экстрарадикального мицелия дает биологическую основу для построения бесконечной гифальной паутины, которая соединяет воедино растения, относящиеся к разным семействам, родам и видам [26, 60, 65]. Предполагается, что по экстрарадикальным гифам осуществляется перенос углерода, азота и фосфора между видами растений, которые связаны общим микоризным мицелием. Существование гифальной сети и перенос элементов питания являются важными факторами в использовании и перераспределении ресурсов внутри растительного сообщества [31, 60, 69].
Экстрарадикальный мицелий также представляет собой наиболее существенный источник инокулюма, за счет которого происходит колонизация корней проростков растений эндомикоризными грибами в естественных условиях [1].
По-видимому, ЭРМ участвует в создании и стабилизации структуры почвы [79, 83]. О механизмах, которые регулируют образование мощной гифальной сети экстрарадикального мицелия, практически ничего не известно.
Во время активного поступления элементов питания, грибы, как правило, проходят стадию споруляции. В большинстве случаев в спорах аккумулируется С в виде запасных веществ. У АМГ также присутствует стадия споруляции, которая характеризуется образованием асексуальных покоящихся спор на ИРМ и ЭРМ [4]. Большая часть С в спорах эндо-микоризных грибов запасается в виде липидов [23, 70, 78], и незначительная - в виде гликогена [23]. Споры АМГ характеризуются большим количеством ядер: от 2000 до 9000 [16, 27]. Созревшие споры способны прорастать и возобновлять жизненный цикл АМГ.
Влияние растения на развитие АМГ. В течение почти двух десятилетий исследователи АМГ пытаются установить, молекулы каких веществ, содержащихся в корневых выделениях растений, являются сигнальными для развития эндомикоризных грибов.
Хорошо известно, что корневые выделения многих видов растений содержат вещества, которые стимулируют прорастание спор АМГ. Исследование широкого набора метаболитов корней показало, что некоторые флавоноиды и полиамины оказывали сильное стимулирующее действие на прорастание спор АМГ [15, 29, 34, 35, 64, 82]. Однако дальнейшее изучение действия этих веществ на АМГ in vitro и in vivo показало, что развитие эндомикоризных грибов, формирование и нормальное функционирование симбиоза происходят при полном отсутствии флавоноидов и полиаминов. В настоящее время признание флавоноидов и полиаминов основными сигнальными веществами, с помощью которых растение контро-
лирует развитие гриба и процесс формирования симбиоза является весьма спорным [17, 20, 64, 82]. Позднее из очищенных фракций свежих корневых выделений были получены вещества, которые активно стимулировали ветвление гиф [63] и пролиферацию клеток АМГ [24]. Локальное нанесение этих веществ в очень низкой концентрации на поверхность гиф, вызывало их ветвление через 5 ч. Предварительные исследования показали, что соединения имеют низкий молекулярный вес, термоустойчивы, липофильны и не являются флавонои-дами.. Химическая природа молекул неизвестна. Пока что, такие вещества обнаружены только в корневых экссудатах микотрофных растений [10].
По-видимому, одним из важных факторов, влияющих на развитие АМГ, является СОг. Работы, выполненные с видами p. Gigaspora показали, что для прохождение пресим-биотической стадии этому грибу необходимо одновременное присутствие корневых выделений и С02. Была высказана гипотеза, что АМГ может фиксировать С02 как источник углерода [12, 25, 67]. Предположение подтвердилось более поздними исследованиями, в результате которых была установлена способность Glomus intraradices к тем новой фиксации углекислоты. По-видимому, активизация метаболизма и роста гриба при фиксации С02 происходит за счет поступления дополнительного количества углерода [17, 24, 63].
Таким образом, вещества, выделяемые растением, химическая природа которых не известна, могут регулировать при чрезвычайно низких концентрациях функционирование клеток АМГ на пресимбиотической стадии развития. На симбиотической же стадии растение-хозяин регулирует функции гриба, связанные с метаболизмом углерода.
Углеродный метаболизм. Одно из объяснений невозможности прохождения АМГ полного цикла развития без растения базируется на своеобразии углеродного метаболизма эндомикоризных грибов [3]. В последние годы использование молекулярных методов исследования, микроскопирование in vivo позволило сделать существенный вклад в изучение метаболизма АМГ на симбиотической И асимбиотической стадиях развития и выдвинуть углеродную концепцию облигатной биотрофности АМГ.
Симбиотическая стадия. В течение ассимилятивной фазы формирования симбиоза интрарадикальные гифы АМГ активно поглощают гексозы, поступающие от растения [72, 75]. Эти сахара гриб использует для гликолиза, пентозо-фосфатного цикла и цикла трикар-боновых кислот. Помимо этого, АМГ переводят получаемые гексозы в два типичных для грибов углевода: трегалозу и гликоген [72]. Эти углеводы могут выступать как кратковременные С-запасные вещества, которые поддерживают постоянную концентрацию цито-зольной глюкозы [9, 66]. Образовавшаяся трегалоза претерпевает быстрый оборот [72] и, по-видимому, не участвует в транспорте С от ИРМ к ЭРМ [9]. Гликоген также подвергается превращению и аккумулируется в гранулах, которые откладываются в активных ветвях ар-бускул, интрарадикальных гифах [22] и наиболее тонких веточках РАС на экстрарадикальном мицелии [5]. Вероятно, это самый первый поток С от ИРМ к ЭРМ на ранней стадии развития симбиоза.
Третий вид запасных веществ синтезируется интрарадикальными гифами при функционировании сформировавшегося симбиоза. Это - триацилглицериды [66]. Триацилглице-рин аккумулируется в виде промежуточных жировых тел - олеосом [62] в стволах арбускул и интрарадикальных гифах [22]. Из ИРМ триацилглицерин транспортируется в ЭРМ [66].
В отличие от интрарадикального мицелия, экстрарадикальные гифы АМГ не способны потреблять экзогенные гексозы. Поэтому синтез триацилглицерина в ЭРМ отсутствует, либо выражен крайне слабо [66]. Это подразумевает отсутствие соответствующих механизмов транспорта гексоз в экстрарадикальные структуры и, как следствие, отсутствие синтеза жирных кислот [9]. По-видимому, экстрарадикальные гифы специализируются на поглощении питания из почвы, о чем свидетельствует тот факт, что транспорт некоторых элементов, например, фосфора, осуществляется ЭРМ, но не имеет места в ИРМ [46].
Таким образом, углерод поступает в ИРМ из растения-хозяина в виде гексоз, углерод которых запасается в триацилглицеридах. В ЭРМ углерод транспортируется исключительно из интрарадикальных гиф в виде липидов, которые подвергаются действию грибных липаз, а затем через глиоксалатный цикл образуют глюкозу. Такая ситуация свидетельствует о биполярном метаболическом поведении интра- и экстрарадикального мицелия АМГ [57].
Стадия споруляции. На стадии споруляции интрарадикальные гифы продолжают включать гексозы растения в трегалозу и гликоген [66, 72]. Продолжается также экспорте в виде триацилглицеринов в экстрарадикальный мицелий [7, 18, 66]. Это свидетельствует о том, что на стадии споруляции интрарадикальные гифы продолжают демонстрировать в основном гликолитическое поведение [7, 66], которое характерно для ИРМ в течение всего жизненного цикла. Экстрарадикальные гифы также поддерживают свою линию метаболического поведения: они продолжают ресинтезировать сахара из поступающих липидов. Однако на стадии споруляции липиды, поступающие из ИМР в ЭРМ, большей частью запасаются в формирующихся спорах, а не расходуются на ростовые процессы.
Образование покоящихся спор - поворотный момент в жизненном цикле АМГ. Споры представляют ключевые резервы как генетического материала, так и запасов углерода, которые передают следующему поколению АМГ. Основной же запас углерода создается за счет поступающих из ИРМ триацилглицеринов, которые составляет в спорах до 95% от их массы [14, 19, 23]. Именно поэтому АМГ абсолютно зависимы от синтеза триацилглицеринов в интрарадикальных гифах, которые необходимы для образования покоящихся спор, т. е. для завершения полного цикла развития.
Асимбиотическая стадия. Прорастающая спора демонстрирует метаболическое поведение, направленное преимущественно на образование Сахаров, используемых на рост гиф [7, 49]. На асимбиотической стадии имеют место все основные пути поступления углерода через окисление и глиоксалатный цикл, цикл трикарбоновых кислот и пентозофосфат-ный цикл. Кроме того, ростовые трубки способны поглощать экзогенную глюкозу из окружающей среды. Так же как и интрарадикальный мицелий, ростовые трубки способны к гликолизу [7].
Исходя из того, что у ростовых трубок функционируют все пути углеродного метаболизма, можно было бы предположить, что после прорастания споры гриб должен развиваться нормально в отсутствие растения-хозяина. Но этого не происходит: для того, чтобы развиваться нормально и завершить свой жизненный цикл грибу необходимо колонизировать растение и осуществить дифференциацию на ИРМ и ЭРМ. Было выдвинуто предположение, что необходимость дифференциации обусловлена тем, что ростовые трубки и мицелий, формирующийся на асимбиотической стадии не способны к синтезу липидов, а точнее жирных кислот, которые необходимы для образования спор. По-видимому, синтез липидов способен осуществляться только или преимущественно в интрарадикальных гифах [7, 66]. Это предположение было подтверждено более поздними исследованиями с культурой Glomus intraradices и меченным 13С. Действительно, гексозы, поступающие от растения, в интрарадикальных гифах через гликолиз, частично через цикл трикарбоновых кислот и синтез жирных кислот, включались в триацилглицерины. Напротив, в ростовых трубках и экстрарадикальных гифах углерод, источником которого служил ацетат, не включался в глицерил и остатки жирных кислот, входящих в молекулу триацилглицерина [7, 66]. Однако если источником углерода служил глицерин, то углерод не включался в жирные кислоты, но обнаруживался в глицерильных остатках триацилглицерина [10]. Таким образом, если остатки глицерина могут синтезироваться ИРМ, ЭРМ и ростовыми трубками, то синтез жирных кислот осуществляется преимущественно в интрарадикальных гифах. Неспособность (или очень низкая способность) ЭРМ и ростовых трубок к синтезу своих запасных липидов может быть обусловлена блокадой биосинтеза жирных кислот. Цепочка же конкретных метаболических изменений, приводящих к блокаде, пока не известна.
Заключение. Таким образом, формирование симбиоза необходимо АМГ для того, чтобы полностью пройти жизненный цикл. По-видимому, для этого есть один путь, который заключается в морфологической и биохимической дифференциации. Морфологическая дифференциация проявляется в формировании интра- и экстрарадикального мицелия, а биохимическая - в осуществлении биполярного метаболизма. Вероятно, что такая морфо-лого-биохимическая дифференциация является причиной облигатной биотрофности АМГ. Причина дифференциации остается полностью неизвестной, но, несомненно, ее источник -в растении-хозяине. Апопласт корня, где развивается ИРМ, создает особую окружающую среду, физические и химические факторы которой, необходимы для включения программы дифференциации. Именно эти факторы могут индуцировать или репрессировать соответствующие гены в ядрах интрарадикального мицелия [10].
Статья рекомендована проф. Н. П. Битюцким. Summary
Labutova N. М. Life cycle, carbon metabolic pathways and obligate biotrophy of arbuscular my-corrhizal fungi.
The review concers the basis of obligate biotrophic nature of arbuscular mycorrhizal fungi (AMF). Recent data, based on more careful examination of fungal growth stimulation during the presymbiotic stage, and fungal carbon metabolism during both free living stages and symbiosis has provided indirect evidence that fungus must interact closely with its host to fully express its genetic potential. It seems to be also the only way for fulfilling a life cycle to become differentiated both morphologically (i. e. formation of structures adapted to the intra-/extraradical environment) and biochemically (differentiation of С metabolism and formation of a metabolic bipole). The root apoplast may provide a particular environment where fungus is exposed to specific factors, necessary to induce the differentiation programme.
Литература
1 .AddyH. D., Miller Ml. H., Peterson R. L. Infectivety of the propagules associated with extraradical fnycelia of two AM fungi following winter freezing // New Phytol. 1997. Vol. 135. P. 745-753. 2. Alexander Т., Meier R., Weber H. C. Dynamics of arbuscular development and degeneration in onion, bean and tomato with reference to vesicular-arbuscular mycorrhizae in grasses// Can. J. Bot. 1989. Vol.67. P. 2505-2513. 3. Azcon-Agiiilar C., Bago В., В area J. M. Saprotrophic growth of AMF // Mycorrhiza: structure, function, molecular biology and biotechnology / Ed. by A. Varma, B. Hock. Berlin, 1999. P. 391^407. 4. Bago В., Azcon-Agnilar C., Pick Y. Architectura and developmental dynamics of the external mycelium of the arbuscuiar micorrhizai fungus Glomus intraradices growth under monoxenic conditions // Mycologia. 1998. Vol.90. P. 52-62. 5.Bago В., Azcon-Aguilar C., GouletA., Piche Y. Branched absorbing structures (BAS): a feature of the extraradical mycelium of symbiotic mycorrhizal fungi // New Phytol. 1998. Vol. 139. P. 375-388. 6. Bago В., Zipfel W„ Williams R. M„ Chamber/and H., LafonlaineJ. G„ Webb W. W„ Pich Y. In vivo stadies on the nuclear behavior of the arbuscular mycorrhizal fungus Gigaspora rosea grown under ax-enic conditions // Protoplasma. 1998. Vol. 203. P. 1-15. 7. Bago В., Pfeffer P. E., Douds D.. BecardG., Sha-shar-Hill Y. Corbon metabolism in spores of arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices as a revealed by nuclear magnetic reonance spectroscopy // Plant, Phys. 1999. Vol. 121. P. 263-271. S. Bago B. Putative sites for nutrient uptake in arbuscular micorrhizai fungi // Plant Soil, 2000. Vol. 219. P. 57-63. 9. Bago В., Pfeffer P. E., Shashar-Hill Y. Carbon metabolism and transport in arbuscular mycorrhizas // Plant Physiol. 2000. Vol. 124. P. 949-957. 10. Bago В., Becard G. Bases of the obligate biotrophy of arbuscular mycorrhizal fungi // Mycorrhizal Technology in agriculture / Ed. by S. Gianinazzi, H. Schupp, J. M. Barea, K. Hasalwandter. Bazel, 2002. P. 33-^8. 11 .BecardG., Fortin A. Early events of vesicular mycorrhiza formation on Ri T-DNA transformed roots // New Phytol. 1988. Vol. 108. P. 211-218. 12. BecardG., Pich Y. Fungal growth stimulation by C02 and root exudates in vcsicular-arbuscular mycorrhizal symbiosis // Appl. Environ. Microbiol. 1989. Vol.55. P. 2320-2325. 13.BecardG., Pich Y. New aspects on acqusition of biotrophic status by a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus, Gigaspore margarita // New Phytol. 1989. Vol. 112. P. 77-83. 14. BecardG., Rolin D. В.. Douds D., Pfeffer P. E. Identification and quantification of
trehalose in vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi by in vivo ,3CNMR and HPLC analyses // New Phytol. 1991. Vol. 118. P. 547-552. .15. Becard G., Douds D. D., Pfeffer P. E. Extensibe hyphal growth of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in the presence of C02 and flavonols // Appl. Environ. Microbiol. 1992. Vol. 58. P. 821-825. 16. Becard C., Prejfer P. E. Status of nuclear division in arbuscular mycorrhizal fungi during in vitro development // Protoplasma. 1993. Vol.174. P. 62-68. 17. Becard G., Taylor L. P., Douds D. D., Pfeffer P. E., Doner L. W. Flavonoid are not necessary plant signal compounds in arbuscular mycorrhizal symbiosis // Mol. Plant Microbe. Interact. 1995. Vol. 8. P. 252-258. 18.BeilbyJ. P. Effects of inhibitors on early protein, RNA, and lipid synthesis in germinating vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi spores of Glomus caledonium // Can. J. Bot. 1983. Vol. 29. P. 596-601. 19. BeilyJ. P., Kidby D. K. Biochemistry of ungerminated and germinated spores of the vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus caledonium: changes in neutral and polar lipids // J. Lipid Res. 1980. Vol. 21. P. 739-750. 20. Bel-Rhlid R., Chabot S., PicheY.. Chenevert R. Isolation and identification of flavonoids from Ri T-DNA transformed roots (Daucus carota) and their significans in vesicular-arbuscular mycorrhiza // Phytochem. 1993. Vol. 33. P. 1369-1371. 21. Bianciotto V., Bonfante P. Evidance of DNA replication in an arbuscular mycorrhizal fungus in the absence of the host plant // Protoplasma. 1993. Vol. 176. P. 100-105. 22. Bonfante-Fasolo P. Anatomy and morphology of VA mycorrhizae // VA Mycorrhiza / Ed. by C. L. Powell, D. Bagyaraj. Boca Raton, 1984. P. 5-33. 23. Bonfante P., Balestrini R., Mendgen K. Storage and secration processes in the spore of Gigaspora margarita becker and Hall as reveald by high-pressure freezing and freeze substitution // New Phytol. 1994. Vol. 128. P. 93-101. 24. Buee V., Rossignol M., Jauneau A., Ranjeva R., Becard G. The pre-symbiotic growth of arbuscular mycorrhizal fungi is indued by a branching factor partially purified from plant root exudates // Mol. Plant-Microbe Interact. 2000. Vol. 13. P. 693-698. 25. Chabot S., Bel-Rhlid R., Chenevert R., PicheY. Hyphal growth promotion in vitro of the VA mycorrhizal fungus, Gigaspora margarita Becker and Hall, by the activity of structurally specific flavonoids compaunds under COj-enriched conditios // New Phytol. 1992. Vol. 122. P. 461^167. 26. Chiariello N.. Hickman J. C. Mooney H. A. Endomycorrhizal role for interspecific transfer of phophorus in a cjmmunity of annual plants // Science. 1982. Vol.217. P. 941-943. 27. Cooke J. C., German J. N.. Koske R. E. Observation of nuclei in vesicular-arbuscular fungi // Mycologia. 1987. Vol.79. P. 331-333. 28. Declerck S., Cranenbrouck S., Daple Y., Grandmogin-Ferjani J., Sancholle M. Glomus proliferum sp. nov.: a discription based on morfological, biochemical, molecular and monoxenic cultivation data // Mycologia. 2000. Vol.92. P. 1178-1187. 29. Douds D. D„ Nagahashi G., Abney G. D. The differential effects of cell wall-associated phenolics, cell walls and cytosolic phenoloics of host and non-host roots on the growth of two srecies of AM fungi // New Phytol. 1996. Vol. 92. P. 289-294. 30. Elias K. £., SafirG. R. Hyphal elongation of Glomus fasciculatum in response to root exudates // Appl. Environ. Microbiol. 1987. Vol. 53. P. 1928-1933. 31. Francis R., Read D. J. Direct trasfer of carbon between plants connected by vesicular-arbuscular mycorrhisal mycelium // Nature. 1984. Vol.307. P. 53-56. 32. Friese C. F., Allen M. F. The spread of VA mycorrhizal fungal hyphae in the soil: inoculum tipea and external hyphal architectura // Mycologia. 1991. Vol.83. P. 409-418. 33 .George E., MarshnerH.. Ja-kobssn I. R.o!e of arbuscular-mycorrhiza! fungi in the uptake of phosphorus and nitrogen from soil // Crit. Rev. Biotechnol. 1995. Vol.15. P. 257-270. 34. Ghachtouli N. E. L„ Pay-not M. Martin-Tangiiy J., Morandi D., Gianinazzi S. Effect of polyamins and polyamins biosynthesis inhibitors on spore germination and hyphal growth of Glomus mosseae // Mycol. Res. 1996. Vol.100. P. 597-600. 35. Gianinazzi-Pearson V., Branzanti B., Gianinazzi S. In vitro enhancement of spore germination and early hyphal growth of a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus by host root exudates and plant flavonoids // Symbiosis. 1989. Vol.7. P. 243-255. 36. Giovannetti M, SbranaC., AvioL., Sitemesi A. S., LogiC. Differentiatial hyphal morphogenesis in arbuscular mycorrhizal fungi during pre-infection stages // New Phytol. 1993. Vol. 125. P. 587-5903. 37. Giovannetti M, SbranaC., Sitemesi A. S., AvioL. Analysis of factors involved in fungal recognition response to host-derived signals by arbuscular micorrhizal fungi // New Phytol. 1996. Vol. 133. P. 65-71. 38. Giovannetti M. Host signals dictating growth direction, morphogenesis and differentiation in arbuscular micorrhizal symbiont // Eukaryotism and symbiosis / Ed. by H. E. A. Schenk, R. G. Herrmann, K. W. Jeon, N. W. Muller. Berlin, 1997. P. 405^11 1. 39. Giovannetti M„ Sbrana C. Meeting a non-host: the behaviour of AM fungi // Mycorrhiza. 1998. Vol.8. P. 123-130. 40. Giovannetti M„ Azzolini D.. Cite-mesi A. S. Anastomosis formation and nuclear and protoplasmic exchange in arbuscular micorrhizal fungi // Appl. Environ. Micribiol. 1999. Vol.65. P. 5571-5575. 41. Giovannetti M. Spore germination and pre-symbiotic mycelium growth // Arbuscular mycorrhizas: phisiology and function / Ed. by Y. Kapulnik, D. D. Douds. Dordrecht, 2000. P. 47-68. 42. Giovannetti M.. Fortuna P., Citemesi A. S., MoriniS.. Nuti M. P. The occurance of anastomosis formation and nuclear exchange in intact arbuscular mycorrhizal net
works // New Phytol. 2001. Vol. 151. P. 717-724. 43. Giovannetii M., Sbrana C. Self and non-self responses in hyphal tips of arbuscular micorrhizal fungi // Cell biology of plant and fungi tip Growth / Ed. by M. Geitman, 1. B. Heath. Amsterdam, 2001. P. 221-231. 44. Giovannetii M, Sbrana C., Avio L. Arbuscular mycorrhizal fungal mycelium: from germlings to hyphal networks // Mycorrhizal Technology in agriculture / Ed. by S. Gianinazzi, H. Schupp, J. M. Barea, K. Hasalwandter. Bazel, 2002. P. 49-58. 45. Grahem J. H. Effect of citrus exudates on germination of chlamidospores of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus Glomus epigaem // Mycologia. 1982. Vol. 74. P. 831-835. 46. Harrison M. J., van Buuren M. L. A phosphate transporter from the mycorrhizal fungus Glomus versiforme // Nature. 1995. Vol.378. P. 626-629. 47. HepperC. M., Smith G. A. Observation of germination of Endogone spores // Trans Br. Mycol. Soc. 1976. Vol.66. P. 189-194. 48. Hep-per C. M. Inorganic Sulphur nutrition of the vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus Glomus caledonium // Soil. Biol. Biochem. 1984. Vol. 16. P. 669-671. 49.Jabaji-Hare S. Lipid and fatty acid profiles of some vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi: contribution to taxonomy // Mycologia. 1988. Vol.80. P. 622-629. 50. Jolicoeur M.. Germette 5., Gaudette M., Perrier M., Becard G. Intracellulaire pH in arbuscular mycorrhizal fungi: a symbiotic physiological marker// Plant Physiol. 1998. Vol. 116. P. 1279-1288. 51. Joner E. J., Ravnskov 5., Jakobsen. Arbuscular mycorrhizal phophate transport under monoxenic cjndition using radio-labelled inorganic phosphate // Biotech. Letters. 2001. Vol.22. P. 1705-1708. 52. Karandashov K, Kuzov-kina /., Hawkins H. J., George E. Growth and sporulation of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus caledonium in dual culture with transformed carrot roots // My-corrhiza. 2000. Vol. 10. P. 23-28. 53. Koide R. T., KabirZ. Extraradical hyphae of mycorrhizal fungus Glomus intraradices can hydrolyse organic phosphate // New Phytol. 2000. Vol.148. P. 511-517. 54. Koske R. E. Gigaspora gigantea: Observation of spore germination of VA-micorrhizal fungus // Mycologia. 1981. Vol. 73. P. 288-300. 55. Kozlova N. V., Stmnnikova O. K., Labutova N. M, Muromtsev G. S. Production and analysis of spicifity of polyclonal antybodies against soluble proteins from arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices // Mycorrhiza. 2000. Vol. 6. P. 35-39. 56. Labutova N. M., Poyda V. B., Ma-linovski B. N. Impact of wheat (Triticum monococcum, Triticum spp.) and sorghum (Sorghum vulgare) genotypes on the efficiency of symbiosis with Glomus intraradices // New approaches and techniques in breeding sustainable fooder crops and amenity grasses. St. Petersburg, 1999. P. 38^11. 57. hammers P. J., Abubaker J.. ArreolaA., Gopalan A., Bago B., Hermandesz-Sebastia C., Allen J., Douds D. D., Pfeffer P. £., Shashar-HiU Y. The glyoxylate cycle in an mycorrhizal fungus: gene expression and carbon flow // Plant Physiol. 2001. Vol. 140. P. 1844-18861. 58.Lei J., Becard G., Pick Y. Plant factors stimulate 32 P uptake and plas-malemm ATPase activity in arbuscular-vesicular fungus, Gigaspora margaritall New Phytol. 1991. Vol. 118. P. 289-294. 59. Logi C., Sbrana C., Giovannetii M. Cellular events involvedin survival of individual arbuscular mycorrhizal simbionts growing in the absence of the host // Appl. Environ. Microbiol. 1998. Vol. 64. P. 3473-3479. 60. Molina R., Massicotte H. B., Trappe J. M. Ecological role of specifity phenomena in ectomycorrhizal plant communities: potentials for interplant linkages and guild development // Mycorrhi-zas in ecosystems / Ed. by D. J. Read, D. H. Lewis, A. H. Fitter, 1. J. Alexander. Wallingford, 1992. P. 106— 112. 61. Mosse B., Hepper C. M. Vesicular-arbuscular infections in root organ cultures // Physiol. Plant. Pathol. 1975. Vol. 5. P. 215-223. 62. Murphy D. J. Starge lipids bodies in plants and other organisms // Prog. Lipid. 1991. Vol. 29. P. 299-324. 63. Nagahashi G., Douds D. D. A rapid and sensitive biomass with particle application for studies on interaction between root exudates and arbuscular micorrhizal fungi // Biotechnol. Tech. 1999. Vol. 13. P. 893-897.64. Nair M. G„ SafirG.R., Siqueira J. O. Isolation and indentification of vesicular-arbuscular mycorrhiza-stimulatory compaunds from clover (Trifollium repens) roots // Appl. Environ. Microbiol. 1991. Vol. 57. P. 434-439. 65. Perry D. A., Amaranthus M. P., Borchers S. L., Brainerd R. E. Bootstrapping in ecosystems// Biosci. 1989. Vol.39. P. 230-237. 66. Pfeffer P. £., Douds D.. Becard G„ Shashar-Hill Y. Carbon uptake and the metabolism and transport of lipids in an arbuscular mycorrhiza // Plant Phys. 1999. Vol. 120. P. 587-598. 67. Pouhn M. J., Bel-Rhlid R.. Piche Y, Chenevert R. Flavonoids released by carrot (Daucus caroia) seedlings stimulate hyphal development of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in presence of optimal C02 enrichment // Chem. Ecol. 1993. Vol. 19. P. 2317-2327. 68. Powell C. L. Development of mycorrhiza infection frim Endogone spores and infected root fragments // Trans Br. Mycol. Soc. 1976. Vol.66. P. 439^45. 69. Read D. Mycorrhizal fungi - the ties that bind // Nature. 1997. Vol.388. P. 517-518. 70. Sancholle M.. Daple Y., Grandmougin-Ferjani A. Lipids of mycorrhiza // The mycota IX: Fungal Assosiations / Ed. by B. Hock. Berlin, Heidelberg, 2001. P. 63-93. 71. Schreiner R. P., Koide R. T. Stimulation of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi by mycotrophic and nonmyctrophic plant root system // Appl. Environ. Microbiol. 1993. Vol.59. P. 2750-2752. 72. Shachar-Hill Y, Pfeffer P. E.. Douds D.. Os-man S. F.. Doner L. W., Ratcliffe R. G. Partitioning of intermediate carbon metabolism in VAM colonized
leek // Plant Physiol. 1995. Vol. 108. P. 7-15. 73 .SiqueiraJ. O., Hubbell D. H„ Schenck N. C. Spore germination and germ tube growth of vesicular-arbuscular fungus in vitro II Mycologia. 1982. Vol. 74. P. 952-959. 74. Smith F. A., Smith S. E. Structural deversity in (vesicular)-arbuscular mycorrhizal symbioses // New Phytol. 1997. Vol. 137. P. 373-388. 75. Solaiman M. D.. Saito M. Use of sugars by intraradical hyphae of arbuscular mycorrhizal fungireveaied by radiorespirometry /7 New Phytoi. 1997. Vol. 136. P. 533-538. 76. Smith S. £., Read D. J. Mycorrhizal symbiosis. London, 1997. 77. Staples R. C„ Macko V. Formation of the infection structures as a recognition response in fungi // Esp. Mycol. 1980. Vol.4. P. 2-16. 78. Sward R. J. The structura of spores of Gigaspora margarita. III. Germ tube emergence and growth // New Phytol. 1981. Vol. 88. P. 667-673. 79. TisdallJ. M, OadesJ. M. Stabilization of soil aggregates by roots systems of ryegrass // Aust. J. Soil Res. 1979. Vol. 17. P. 429441-429441. 80. Tommemp I. C. Spore dormancy in vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi // Trans Br. Mycol. Soc. 1983. Vol.81. P. 37-45. 81. Tommeriipp I. C. Persistance of infectiyity by germinated spores of arbuscular mycorrhizal fungi in soil //' Trans Br. Mycol. Soc. 1984. Vol. 82. P. 275-282. 82. Tsai S. M„ Phillips D. A. Flavonoids released naturally from alfalfa promote development of symbiotic Glomus spores in vitro II Appl. Environ. Microbiol. 1991. Vol. 57. P. 1485-1488. 83. Wright S. F., Upadhyaya A. A survey of soils for aggregate stability and glomalin, a glycoprotein produced by hyphae of arbuscullar mycorrhizal fungi // Plant Soil. 1993. Vol. 198. P. 97-107.
Статья поступила в редакцию 24 ноября 2005 г.
