ТЕХНОЛОГИЯ СТЕРЕОТАКСИЧЕСКОГО ВНЕДРЕНИЯ ОПТОВОЛОКОННОГО НЕЙРОИНТЕРФЕЙСА В ГОЛОВНОЙ МОЗГ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО ЖИВОТНОГО Текст научной статьи по специальности «Прочие медицинские науки»

Abstracts Nationwide scientific forum of students with international participation «STUDENT SCIENCE - 2020»

технология стереотаксического внедрения оптоволоконного нейроинтерфейса в головной мозг экспериментального животного

Петросян Т. Р., Ткач А. В.

Научные руководители: д.м.н., проф. Кубышкин А. В., д.м.н., Фомочкина И. И. Кафедра общей и клинической патофизиологии

Медицинская академия им. С. И. Георгиевского КФУ им. В. И. Вернадского

Контактная информация: Ткач Антон Владиславович — студент 2 курса, первого медицинского факультета. Email: v_veber@mail.ua

Ключевые слова: оптогенетика, нейроинтерфейс.

Актуальность: Оптогенетика — новейшее направление в науке, позволяющее осуществлять контроль электрической активности электровозбудимых клеток и в перспективе управлять функциями клеток в режиме реального времени. Для исследования различных эффектов оптогенетической стимуляции мозга в эксперименте необходимо обеспечить внедрение оптоволоконного нейроинтерфейса в головной мозга.

Цель исследования: описать методику проведения операции по вживлению волоконно-оптического нейроинтерфейса для долговременной оптической регистрации нейрофизиологических процессов в мозге живых свободно движущихся мышей и оценить ее эффективность.

Материалы и методы: Эксперимент выполнялся на базе Центра коллективного пользования «Молекулярная биология» и «Экспериментальная физиология и биофизика» КФУ им. В.И. Вернадского. Объекты исследования — трансгенные мыши линии Ai27 (RCL-hChR2 (H134R)/tdT)-D), экспрессирующие природный канальный родопсин (Channelrhodopsin-2). Внедрение оптоволоконного нейроинтерфейса осуществлялось малоинвазивным методом хирургического вмешательства с применением стереотаксического аппарата Drill Robot, Германия, 2016.

Результаты исследования. Вживление зонда включало анестезию животного, сверление отверстий с помощью стереотаксических приспособлений, введение и закрепление зонда. Для проведения анестезии использовался ингаляционный наркоз с изофлураном с начальной скоростью инфузии 3-4 мл/час (первые 3-5 мин), последующей скоростью инфузии 1-1,2 мл/час, скорость подачи кислорода — 0,6 л/час на протяжении всей операции. Мышь фиксировалась в стереотаксическом аппарате с помощью внутриушных держателей. После скальпирования черепа оголенная поверхность обезжиривалась 96%-спиртом, а края раны обрабатывались клеем для фиксации мягких тканей («Vetbond»). Первичная калибровка стереотаксического аппарата проводилась по точке Bregma, затем с помощью стереотаксического атласа головного мозга мыши задавались координаты AP — 2.29; ML — 2,0; DV + 1,57. Сверление черепа проводилось с шагом 0,5 мм на глубину 1-2 мм. После отделения твердой мозговой оболочки сверло заменялось фиксатором канюли с установленным оптическим волокном, помещенным в ферулу. В эксперименте использовался многомодовый световод, с сердцевиной диаметром 200 ± 5 мкм и 2 оболочками с диаметрами: 225 ± 5 мкм и 500 ± 30 мкм. Числовая апертура такого волокна составляла NA = 50. Перед имплантацией канюли, измерялась мощность излучения в импульсном режиме (мощность на выходе канюли должна была достигать 2 мВт). После этого производилась повторная калибровка, после чего канюля погружалась на глубину 5 мм. Фиксация канюли выполнялась самопротравливающимся адгезивом «G-Bond» и стеклоионо-мерным цементом «GC Fudji PLUS».

Выводы: Применение описанного способа внедрения оптоволоконного нейроинтерфейса в головной мозг экспериментальных животных позволило обеспечить точное позиционирование дистального конца оптического волокна внутри мозга, надежность крепления и возможность долговременной регистрации нейрофизиологических процессов в глубоких слоях мозга свободнодвижущихся животных.

Комментарии: Исследование выполнено при частичной поддержке Программы развития КФУ им. В. И. Вернадского 2015-2024 г.

FORCIPE

VOL. 3 SUPPLEMENT 2020

ISSN 2658-4174

Материалы всероссийского научного форума студентов с международным участием «СТУДЕНЧЕСКАЯ НАУКА - 2020» 923

Литература

1. Сорокина Л.Е., Фомочкина И.И., Петренко В.И., Кучеренко А. С. Халилов С. С. Разработка оптических методов исследования функционирования мозга //Материалы VIII научно-практической конференции с международным участием «Генетика — фундаментальная основа инноваций в медицине и селекции», Ростовна-Дону, 2019. С. 189-190.

2. Deubner, J. Optogenetic approaches to study the mammalian brain /J. Deubner, P. Coulon, I // Curr. Opin Struct. Biol. — 2019. — Vol.10, № 57. — P: 157-163.

ЗАКРЫТИЕ ДЕФЕКТА МЕМБРАНОЗНОЙ ЧАСТИ ТРАХЕИ СВОБОДНЫМ ХРЯЩЕВЫМ ЛОСКУТОМ У КРОЛИКА

Савицкая А. А., Ильина П. Д., Шретер К. А.

Научный руководитель: ассистент Косулин А.В., ассистент Корниевский Л.А.

Кафедра оперативной хирургии и топографической анатомии им. профессора Ф.И. Валькера

Санкт-Петербургский государственный педиатрический медицинский университет

Контактная информация: Косулин Артем Владимирович — ассистент кафедры оперативной хирургии

и топографической анатомии им. профессора Ф.И. Валькера. E-mail: hackenlad@mail.ru.

Ключевые слова: трахея, трахеопластика, хрящевой трансплантат.

Актуальность: циркулярная резекция трахеи является вмешательством, имеющим значение для экспериментальных исследований. Разрыв мембранозной части трахеи является тяжелым интраоперационным осложнением с высоким риском летального исхода. Представляет интерес поиск эффективных способов закрытия дефекта мембранозной части.

Цель исследования: провести анализ результатов закрытия дефекта мембранозной части трахеи свободным хрящевым лоскутом.

Материалы и методы: на кафедре оперативной хирургии и топографической анатомии СПбГПМУ выполнено 7 операций закрытия дефекта мембранозной части трахеи свободным хрящевым лоскутом у кролика. После мобилизации трахеи производили циркулярную резекцию двух полуколец и формировали анастомоз хрящевой части, мембранозную часть не ушивали. Из резецированного сегмента выделяли хрящевую часть, помещали ее на дефект мем-бранозной части на уровне анастомоза и фиксировали узловыми швами. Учитывали исходы и осложнения.

Результаты: из 7 прооперированных животных один кролик погиб от анестезиологических причин. Также одно животное погибло вследствие послеоперационного пареза гортани. 5 кроликов выжило. Срок наблюдения составил от 10 до 36 суток. В одном случае было отмечено нагноение послеоперационной раны. Связанных с пластикой дефекта мембранозной части трахеи осложнений отмечено не было. Плановая аутопсия во всех случаях показала приживление лоскута.

Выводы: пластика свободным хрящевым лоскутом является эффективным и безопасным способом закрытия дефекта мембранозной части трахеи у кролика.

Литература

1. Grillo H. Surgery of the Trachea and Bronchi. 2004.

FORCIPE

ТОМ 3 СПЕЦВЫПУСК 2020

eISSN 2658-4182