CC BY
3
Вестник Томского государственного университета. Биология. 2024. № 65. С. 27-51 Tomsk State University Journal of Biology. 2024;65:27-51
БИОТЕХНОЛОГИЯ И МИКРОБИОЛОГИЯ
Научная статья
УДК 579.26
doi: 10.17223/19988591/65/2
Таксономическое и функциональное разнообразие бактерий, выделенных из техноген ного щелочного водоёма
Юлия Игоревна Нечаева1, Владислав Сергеевич Алеев2, Елена Анатольевна Шестакова3, Анна Александровна Пьянкова4, Елена Генриховна Плотникова5
1,2,3,4,5 Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения
Российской академии наук - филиал ПФИЦ УрО РАН, Пермь, Россия 15 Пермский государственный национальный исследовательский университет,
Пермь, Россия 1 ulia-2012@mail.ru
2 v1.vvv132@yandex.ru
3 shestakova. e@iegm. ru
4 annpjankva@mail. ru
5peg_el@mail. ru
Аннотация. Из щелочного техногенного водоёма, расположенного на территории Верхнекамского месторождения калийно-магниевых солей (Пермский край, г. Березники), выделено 33 штамма алкалотолерантных и галофильных / галотоле-рантных бактерий. На основании результатов анализа нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК установлено, что выделенные штаммы относятся к классам Bacilli (семейство Bacillaceae), Gammaproteobacteria (семейство Halomonadaceae), Alphaproteobacteria (семейство Paracoccaceae) и Actinomycetes (семейства Micrococ-caceae, Microbacteriaceae, Brevibacteriaceae, Dietziaceae, Ornithinimicrobiaceae, Dermabacte-raceae). Большинство исследованных штаммов являются экстремофиль-ными микроорганизмами, способными расти при рН до 11 ед. и высоких концентрациях NaCl (до 250 г/л). Установлено, что некоторые штаммы обладают способностью к биодеградации в отношении различных ароматических соединений (нафталин, бифенил, орто-фталевая и бензойная кислоты) и компонентов дизельного топлива, в связи с этим в перспективе могут быть использованы в биотехнологических мероприятиях, которые направлены на восстановление загрязнённых территорий, характеризующихся высокой солёностью и щёлочностью среды.
Результаты идентификации выделенных бактериальных штаммов и их эко-лого-физиологические свойства описаны в прил. 1 и 2, размещенных на сайте журнала по адресу: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383
Ключевые слова: Верхнекамское месторождение солей, галофильные и галото-лерантные бактерии, алкалофильные бактерии, щелочной техногенный водоём
Источник финансирования: работа выполнена в рамках государственного задания Министерства науки и высшего образования Российской Федерации, номер государственной регистрации темы: 124020500028-4.
Для цитирования: Нечаева Ю.И., Алеев В.С., Шестакова Е.А., Пьянкова А.А., Плотникова Е.Г. Таксономическое и функциональное разнообразие бактерий, выделенных из техногенного щелочного водоёма // Вестник Томского государственного университета. Биология. 2024. № 65. С. 27-51. doi: 10.17223/19988591/65/2
© Нечаева Ю.И., Алеев В.С., Шестакова Е.А., Пьянкова А.А., Плотникова Е.Г., 2024
Original article
doi: 10.17223/19988591/65/2
Taxonomic and functional diversity of bacteria isolated from technogenic alkaline reservoir
Yulia L Nechaeva1, Vladislav S. Aleev2, Elena A. Shestakova3, Anna A. Pyankova4, Elena G. Plotnikova5
i, 2,3,4,5 jnsfitute of Ecology and Genetics of Microorganisms, UB RAS, Perm, Russian Federation 15 Perm State University, Perm, Russian Federation 1 ulia-2012@mail.ru
2 v1.vvv132@yandex.ru
3 shestakova. e@iegm. ru
4 annpjankva@mail. ru
5 peg_el@mail. ru
Summary. Currently, more and more attention is paid to the study of microorganisms living in various extreme environments and those characterized by high salinity and alkalinity, in particular. The microbial communities of natural halo-alkaline ecosystems have been studied well. However, there is insufficient knowledge about the microorganisms of artificial ecosystems formed under the influence of technogenic factors. This work was aimed to study the diversity of cultivated bacteria in the microbial community of the bottom sediments of an alkaline technogenic reservoir located on the territory of the Verkhnekamsk potassium-magnesium salt deposit (Perm Krai, Russia). The studied reservoir is an extreme ecosystem characterized by a high content of water-soluble salts, heavy metals, and alkalinity of the environment. Various organic pollutants, namely, aromatic and aliphatic compounds can be found there as well. In this regard, the study was aimed to search for haloalkaliphilic destructor bacteria that are promising for bioremediation of saline/alkaline media (soils, water bodies) contaminated with toxic organic compounds.
Thirty-three strains of alkalitolerant and halophilic/halotolerant bacteria were isolated from the bottom sediments of the alkaline technogenic reservoir. Based on the analysis of the nucleotide sequences of the 16S rRNA gene, the isolated strains belonged to the classes Bacilli, Gammaproteobacteria, Alphaproteobacteria, and Actino-mycetes. The dominant group among the identified cultivated microorganisms were bacteria of the Bacillaceae family (13 strains), represented by the genera Evansella, Oceanobacillus, Bacillus, Alkalihalobacillus, Paralkalibacillus, Salipaludibacillus, Cytobacillus and Exiguobacterium.
Most of the isolates were extremophiles capable of growing at high concentrations of NaCl (up to 250 g/l) and pH 7-11. Strains Microbacterium sp. СXP-56, Brachybac-terium sp. CXP-58, Salipaludibacillus sp. CX3-6 and Alkalihalobacillus sp. CX2-3.1 were obligate alkalophiles which grow in the pH range of 9.5-10.5. Alkalihalobacillus spp. CX2-3 and CX2-3.1, Salipaludibacillus sp. CX3-6 may be described as new taxa because these new strains had low percentage of similarity in 16S rRNA genes (97.27; 97.12 and 97.75%) with closely related type strains.
Most of the isolated strains had biodegradable properties and were able to use naphthalene, biphenyl, ortho-phthalic, benzoic acids, and diesel fuel as the sole source of carbon and energy. The destructor strains, which carry out effective decomposition of aromatic compounds at high alkalinity and salinity of the environment, presented interest, namely, Kocuria sp. CXP-33, Evansella sp. СX2-1, Halomonas sp. CX2-8,Micrococcus sp. CXP-15, Brevibacterium spp. CXP-21, CXP-53, and Brachybacterium spp. CXP-46, CXP-58.
The results obtained in this study are of fundamental importance and of interest for possible practical application in the restoration of saline/alkaline soils and water bodies contaminated with various organic compounds.
Data on the identification of the bacterial strains and on their ecological and physiological characteristics are available in supplements on the journal's website: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383 The article contains 2 Figures, 2 Supplements, 58 References. Keywords: Verkhnekamsk salt deposit, halophilic and halotolerant bacteria, alkalophilic bacteria, alkaline waste stabilization ponds
Funding: This work was financially supported by the Ministry of Science and Higher Education of the Russian Federation under the State Assignment # 124020500028-4.
For citation: Nechaeva YI, Aleev VS, Shestakova EA, Pyankova AA, Plotnikova EG. Taxonomic and functional diversity of bacteria isolated from technogenic alkaline reservoir. Vestnik Tomskogo gosudarstvennogo universiteta. Biologiya = Tomsk State University Journal of Biology. 2024;65:27-51. doi: 10.17223/19988591/65/2
Введение
В настоящее время все большее внимание уделяется изучению микроорганизмов, обитающих в различных средах с экстремальными значениями факторов среды, в частности, характеризующихся высокой соленостью и щелочностью. Достаточно хорошо изучены микробные сообщества природных галощелочных экосистем, таких как содовые и соленые озера, донные отложения щелочных и засоленных водоемов, солончаковые почвы [1]. Однако знаний о микроорганизмах искусственных экосистем, сформированных под воздействием техногенных факторов, крайне недостаточно.
Щелочной техногенный водоём, расположенный на территории Верхнекамского месторождения калийно-магниевых солей (ВМКМС), представляет собой специфический и экстремальный тип экосистемы. Водоем на протяжении 50 лет использовался в качестве временного резервного накопителя отходов производства Березниковского содового завода, а также являлся резервуаром для сточных вод из отводного канала промышленных стоков предприятий Березниковского промышленного узла. В связи с этим наряду с отходами содового производства в водоём поступали стоки с ти-тано-магниевого комбината, предприятий органического синтеза, производств силиката свинца, металлического натрия, хлорбензола, ртутного каустика, едкого калия и ряда других веществ. В водоеме сформированы осадочные породы (донные отложения), характеризующиеся щёлочностью среды, высоким содержанием водорастворимых солей и тяжёлых металлов, а также наличием органических загрязнителей (в том числе ароматических и алифатических соединений) [2]. Сочетание высокой солёности и щелочности среды, а также наличие различных токсичных органических и неорганических соединений позволяет предположить, что в исследуемом техногенном водоёме сформированы уникальные микробные сообщества, в составе которых присутствуют бактерии, обладающие высоким биотехнологическим потенциалом. Ранее из района промышленных разработок ВМКМС (солеотвалов, соляных шахт, засоленных почв и грунтов, шламо-
хранилищ) были выделены галофильные и галотолерантные бактерии-деструкторы моно(поли)циклических ароматических углеводородов, фтала-тов, нефтяных углеводородов и дизельного топлива классов Gammaproteobacteria, Actinomycetes, Bacilli, Alphaproteobacteria [3-8].
Известно, что многие ароматические и алифатические соединения являются широко распространенными загрязнителями наземных и водных экосистем, оказывают негативное хроническое воздействие на здоровье человека [9]. Накопление таких органических загрязнителей в почвах, воде, донных отложениях представляет угрозу для нормального функционирования экосистем, поскольку удаление многих органических соединений достаточно трудоемко в связи с их низкой растворимостью, повышенной стабильностью и гидрофобной природой [10]. К неблагоприятным факторам, затрудняющим процессы микробной деструкции органических загрязнителей, относятся также засолённость и щелочность объектов рекультивации (почв, водных экосистем), что вызывает необходимость поиска галоалкалофильных / толерантных бактерий-деструкторов, способных к эффективному разложению таких соединений.
Целью работы является исследование разнообразия культивируемых бактерий микробного сообщества донных отложений щелочного техногенного водоема, расположенного на территории Верхнекамского месторождения калийно-магниевых солей, и поиск галоалкалофильных бактерий-деструкторов, перспективных для биоремедиации засоленных/щелочных сред (почв, водоемов), загрязнённых ароматическими и алифатическими соединениями.
Материалы и методики исследования
Образцы донных отложений отбирали из техногенного водоёма, расположенного на территории Верхнекамского месторождения солей (г. Березники, Пермский край, Россия). Площадь водоёма составляет 17 га, диаметр около 500 м. Около 50 лет в водоем поступали отходы содового производства, которые характеризовались сильнощелочным рН (10-12), высокими концентрациями хлорид-ионов, ионов кальция, натрия, калия, а также наличием примесей (тяжёлые металлы и мышьяк). За время существования водоёма в нем накопился мощный слой (до 4,5 м) донного осадка.
Образцы донных осадков отбирали в сентябре 2021 г. с использованием метода проходки колонок (скважин) и отбора непрерывного керна. Исследованы осадки с двух участков, обозначенных № 2 [59°25'15.22"N, 56°43'59.63"E] и № 3 [59°25'20.36"N, 56°44'17.38"E]. Для микробиологических исследований использовали 18 образцов донных отложений, отобранных из внутренней части двух колонок, включающих 9 слоев, отличающихся значениями рН (9,89-11,59), содержанием солей (K+ 226-29447 мг/кг, Na+ 5610-39078 мг/кг, Mg2+ 1-4510 мг/кг, Ca2+ 1960-42137 мг/кг, Cl- 24475114600 мг/кг, SO42- 991-17020 мг/кг, NO2- 0,17-9,1 мг/кг, NO3- 3-862 мг/кг), а также содержанием органического вещества (1,72-5,3%).
Для выделения и культивирования микроорганизмов использовали модифицированную минеральную среду Пфеннига (сПф) [11] следующего состава (г/л): NH4CI - 0,5; KH2PO4 - 0,5; MgCh * 6H2O - 0,5; CaCb * 2H2O -
0,05; №С1 - 50 или 100. Для поддержания в среде рН 9,5 добавляли бикар-бонатно-карбонатный буфер (№2СОз и №НСОз). В качестве источников углерода добавляли пептон - 5,0 г/л, дрожжевой экстракт - 0,5 г/л или органические соединения (1,0 г/л): нафталин, бифенил, бензойную кислоту, ордао-фталевую кислоту, дизельное топливо.
Для получения накопительных культур (НК) в колбы со 100 мл сПф, содержащей 100 г/л №С1, добавляли по 1 г образца донных отложений. Культивирование проводили в течение 3 недель на термостатируемом шейкере при 100 об/мин и температуре 28°С, после чего осуществляли высев НК на агаризованную среду сПф (20 г/л агара) с содержанием 50 и 100 г/л №С1.
Выделение чистых культур бактерий также проводили методом прямого высева на плотную среду с последующим изолированием отдельных колоний. Для этого образцы (1 г) помещали в 10 мл стерильной сПф, содержащей 50 г/л №С1, и перемешивали на шейкере в течение 1 ч при 100 об/мин. После чего 100 мкл суспензии высевали на агаризованную сПф (50 г/л №С1) и инкубировали при 28°С до появления колоний. Отдельные колонии, отличающиеся по цвету, размеру и форме, отбирали для дальнейших исследований. Чистые культуры бактерий для долгосрочного хранения замораживали при температуре -80°С в 20% растворе глицерола [12]. Штаммы, выделенные с помощью метода прямого высева, обозначены «СХР», а с использованием накопительного культивирования - «СХ».
Морфофизиологические признаки и численность бактерий изучали по общепринятым методикам [12]. Рост бактерий оценивали при культивировании на агаризованной сПф с добавлением пептона 5,0 г/л, дрожжевого экстракта -0,5 г/л, а также на богатой среде Раймонда (БСР) [3] в присутствии 50 г/л №С1. Культивирование осуществляли в термостате при 28°С в течение 7 суток.
Рост бактерий при разных значениях рН определяли при культивировании в жидкой среде Пфеннига (рН 9-11; 50 г/л №С1) и БСР (рН 7-9; 50 г/л КаС1). Для выявления способности бактерий к росту при разных концентрациях хлорида натрия (до 300 г/л) использовалась среда Пфеннига (рН 9,5). Способность изолятов к деструкции ароматических и алифатических углеводородов оценивали с помощью культивирования в жидкой сПф (рН 9,5; 50 г/л №С1) с добавлением нафталина, бифенила, бензойной и орто-фтале-вой кислот, дизельного топлива в качестве единственного источника углерода и энергии. Источники углерода добавляли в среду до конечной концентрации 1 г/л. Культивирование бактерий в жидких средах осуществляли на термостатируемом шейкере при скорости вращения 140 об/мин и температуре 28°С в течение 7-14 суток. Оценку роста проводили путем измерения оптической плотности (ОП) культуральной жидкости на спектрофотометре UV-Visib1e В^рес-тЫ («Shimadzu», Япония) при длине волны 600 нм по отношению к абиотическому контролю.
Из чистых культур бактерий выделяли ДНК общепринятым методом -фенол-хлороформной экстракцией [13]. Идентификацию бактерий проводили на основе определения и анализа нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК. Амплификацию гена 16S рРНК осуществляли с использованием универсальных бактериальных праймеров: 27F [5'-AGAGTTTGATC(A/C)TGGCTCAG-3'] и 1492R [5'-АСGG(C/T)TACCTTGT
TACGACTT-3'] [14] на приборе C1000 Touch™ Thermal Cycler («Bio-Rad Laboratories», США). Определение нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК осуществляли с применением набора реактивов Big Dye Terminator Cycle Sequencing Kit на автоматическом секвенаторе Genetic Analyser 3500XL («Applied Biosystems», США), согласно рекомендациям производителя. Филогенетический анализ полученных нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК проводили с использованием программ Sequence Scanner v. 2.0. и MEGA 11 [15]. Поиск гомологичных последовательностей осуществляли в международных базах данных GenBank [16] и EzBioCloud [17]. Построение филогенетических деревьев проводили с использованием кластерного метода «neighbor-joining», встроенного в программу MEGA 11. Статистическую достоверность ветвления («bootstrap»-анализ) оценивали на основе 1 000 альтернативных деревьев.
Нуклеотидные последовательности генов 16S рРНК исследуемых штаммов депонированы в базу данных GenBank под номерами OQ359534-OQ359564, OQ402688, OP787986.
Результаты исследования и обсуждение
Общая численность бактерий в образцах донных отложений щелочного водоема (ВМКМС, г. Березники) при высеве на агаризованную среду Пфеннига (рН 9,5), содержащую 50 г/л хлорида натрия, не превышала 103 клеток/мл. Всего из исследуемых образцов в чистую культуру путем прямого высева и при накопительном культивировании (НК) выделено 85 галофиль-ных/галотолерантных штаммов бактерий, для каждого из которых проведено морфологическое описание и идентификация на основании анализа нуклео-тидной последовательности гена 16S рРНК. В соответствии с морфо-физио-логическими и генетическими характеристиками данные изоляты разделены на группы. В дальнейшем для работы отобрано по одному репрезентативному представителю из каждой выделенной группы, а именно 33 штамма алкало-толерантных и галофильных / галотолерантных бактерий, которые представлены в прил. 1 (https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383).
В результате сравнения полученных нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК с последовательностями типовых штаммов из базы данных EzBioCloud [17] 13 штаммов отнесены к семейству Bacillaceae, 9 штаммов -к семейству Micrococcaceae, по два штамма - к семействам Dermabacteraceae, Halomonadaceae, Brevibacteriaceae и Microbacteriaceae, по одному штамму - к семействам Ornithinimicrobiaceae, Dietziaceae, Paracoccaceae. Уровень сходства по гену 16S рРНК изолятов с типовыми штаммами валидных видов находится в пределах от 97,12 до 100% (прил. 1: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383).
Установлено, что большинство изолятов являются гало- и алкалотоле-рантными микроорганизмами, адаптированными к условиям высокой щелочности (до рН 11,0) и солености (до 250 г/л NaCl) среды. Кроме того, показано, что некоторые штаммы в таких экстремальных условиях способны
использовать различные ароматические (нафталин, бифенил, орто-фтале-вая и бензойная кислоты) и алифатические (в составе дизельного топлива) соединения в качестве единственного источника углерода и энергии (прил. 2: https://joumals.tsu.ru/biology/&joumal_page=archive&id=2383).
Семейство Bacillaceae насчитывает 117 родов [18]. Представители Bacillaceae широко распространены в различных средах обитания по всему миру, в том числе в почве, осадочных породах, воздухе, пресноводных и морских экосистемах, в активном иле, а также в организме человека и животных. Кроме того, большое количество родов бактерий, относящихся к семейству Bacillaceae, обнаружено в экстремальных местах обитания, таких как горячие источники, соленые и содовые озера, солончаки и засоленные почвы [19]. При исследовании донных отложений техногенного щелочного водоема (г. Березники) установлено, что среди изолятов семейства Bacillaceae обнаружены штаммы, близкородственные родам Evansella, Oceanobacillus, Bacillus, Alkalihalobacillus, Paralkalibacillus, Salipaludibacillus, Cytobacillus и Exiguobacterium. Штаммы родов Evansella и Oceanobacillus представлены наиболее широко, они выделены из большинства слоев донных отложений (прил. 1: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383). На рис. 1 показано положение исследуемых штаммов семейства Bacillaceae с близкородственными типовыми штаммами на филогенетическом дереве. Показано, что большинство штаммов семейства являются алкало- и / или галотолерантными микроорганизмами, способными к росту при pH 7,0-11,0 и концентрациях NaCl в среде культивирования в пределах 0-250 г/л (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383).
Представители рода Evansella, штаммы СХ2-1, СХ3-18, CX3-5 выделены из образцов донных отложений, отобранных с глубины 0,16-2,13 м. Установлено, что штаммы близкородственны видам E. clarkii, E. polygoni и E. cellulosilytica (прил. 1: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383). Уровень идентичности по гену 16S рРНК штаммов СХ2-1, СХ3-18 с типовыми штаммами видов E. clarkii, E. polygoni составлял 100%. В то же время штамм CX3-5 имел более низкий процент сходства (98,35%) с наиболее близким типовым штаммом вида E. cellulosilytica и в перспективе может быть описан как новый таксон. Для штаммов СХ2-1, СХ3-18 отмечена способность к росту при концентрациях NaCl в пределах 0-200 г/л, для штамма CX3-5 - от 0 до 100 г/л NaCl. Диапазон рН для роста штаммов рода Evansella составлял от 7,0 до 11,0, при оптимуме pH 7,0. Для типовых штаммов рода Evansella способность к росту при pH 7,0 не описана, а оптимальные значения pH в среде культивирования для представителей рода Evansella составляют от 8 до 10 [20]. Для штаммов СХ2-1 и СХ3-18 отмечена способность использовать в качестве единственного источника углерода и энергии нафталин, бифенил и дизельное топливо, а для штамма CX3-5 - орто-фталевую кислоту (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383).
Штамм CX3-2, относящийся к роду Oceanobacillus, выделен из 4 слоев донных отложений (глубина 0,12-1,82 м). Представители данного вида обнаружены только в образцах колонки № 3. При анализе нуклеотидной последовательности гена 16S рРНК выявлено, что штамм CX3-2 имеет
100%-ное сходство с типовым штаммом O. kimchii (прил. 1: https://joumals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383).
Evansellapolygon! YN-1 T(AB292819) CX2-1 (OQ359541)
Evansella clarUi DSM 8720 T (KV917376) CX3-1S (OQ359539) CX3-5 (OQ359540)
Evansella cellulosilytica DSM 2522 т (CP002394) CX2-5 (OQ359536)
Salipaludibacillus neizhouensis JSM 071004 T (EU925618) CX3-6 (OQ359537)
8« 1-CX3-4 (OQ359538)
100 ICX2-4 (OQ359544)
' Paralkalibacillus indicireducens Bps-1 T (LC197841) - Alkalihalobacillus akibai 1139 т (AB043858) г CX2-3 (OQ359543)
С
681-
I- с
100 CX2-3.1 (OQ402688) 100 1CX3-2 (OQ359535)
' Oceanobacillus kimchii X50 т (AOCX01000002) 100 Г CXP-19 (OQ359534)
Cytobacillus purgationiresistens DS22 T (FR666703) -Bacillus subtilis NCIB 3610 T (ABQL01000001) CX2-2 (OQ359542)
Bacillus zhangzhouensis DW5-4 T (J0n>0100006)l Bacillus safensis subsp. safensis FO-36bT (ASJDO1000027) Bacillus safensis subsp. osmophilus BC09 T (KY990920) iCXP-23 (OQ359545)
100
100 Exiguobacterium mexicanum 8N т (AM072764)
Рис. 1. Положение исследуемых штаммов семейства Bacillaceae на филогенетическом дереве, построенном на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей фрагментов генов 16S рРНК изолятов и близкородственных типовых штаммов семейства с использованием метода «neighbor-joining». Эволюционные расстояния рассчитаны с использованием метода «Jukes-Cantor». Цифрами показана статистическая достоверность порядка ветвления, установленная с помощью «bootstrap»-анализа 1 000 альтернативных деревьев (приведены значения выше 50%). Масштаб соответствует 1 нуклеотидной замене на каждые 100 нуклеотидов.
В скобках указаны номера в базе данных GenBank [Fig. 1. The position of the studied strains of the family Bacillaceae on the phylogenetic tree constructed on the basis of a comparative analysis of the nucleotide sequences of 16S rRNA gene fragments of isolates and closely related typical strains of the family using the "neighbor-joining" method, the evolutionary distances were calculated using the "Jukes-Cantor" method. The figures show the statistical reliability of the branching order, established using a "bootstrap" analysis of 1000 alternative trees (values above 50% are given). The scale corresponds to 1 nucleotide substitution for every 100 nucleotides. Numbers in the GenBank database are shown in parentheses]
Изолят CX3-2 является гало- и алкалотолерантным микроорганизмом, способным к росту при pH 9,0 как в отсутствие NaCl, так и в присутствии
хлорида натрия в концентрациях до 250 г/л. Галоалкалофильные представители рода Oceanobacillus ранее были выделены из соленых озер [21], морской воды и гиперсоленых отложений [22], а также из солено-щелочных почв [23]. Описана способность штаммов рода Oceanobacillus расти в диапазоне pH 7,0-12,0 [24] и концентрациях NaCl в среде культивирования от 0 до 250 г/л. Кроме того, отмечается высокий биотехнологический потенциал различных штаммов рода Oceanobacillus, в частности, для представителя рода показана способность к утилизации компонентов нефти в составе бактериального консорциума [25]. В настоящем исследовании выявлена способность штамма CX3-2 к использованию в качестве единственного источника углерода и энергии ароматических соединений, таких как нафталин, бифенил, и дизельное топливо (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383).
Штаммы рода Bacillus выделены из образцов донных отложений (колонка № 2), отобранных с глубины 1,04-1,88 м (прил. 1: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383). Анализ частичной нуклеотидной последовательности гена 16S рРНК длиной 904 п.н. показал, что штамм Bacillus sp. CX2-2 имеет 100%-ное сходство с типовыми штаммами видов B. zhangzhouensis, B. safensis subsp. safensis и B. safensis subsp. osmophilus. Максимальная соленость среды, при которой осуществляется рост штамма CX2-2, составляет 50 г/л NaCl. Штамм растет как в нейтральной среде, так и в щелочной (до pH 10,5). Штамм способен к росту на бифе-ниле, орто-фталевой и бензойной кислотах (прил. 2: https://journals.tsu.ru/ biology/&journal_page=archive&id=2383).
Изоляты CX2-3 и CX2-3.1, которые отнесены к роду Alkalihalobacillus, выделены из донных отложений колонки № 2 с глубины 1,04-1,31 м. В колонке № 3 представителей данного рода не обнаружено. Ранее штаммы рода Alkalihalobacillus выделены из различных галощелочных сред, включая почву и отложения содовых и гиперсоленых озер [26]. Анализ нуклеотидной последовательности гена 16S рРНК у штаммов CX2-3 и CX2-3.1 показал, что уровень сходства с ближайшим типовым штаммом A. akibai 1139T составляет 97,27 и 97,12% соответственно. В связи с низким процентом сходства с близкородственными штаммами в перспективе данные изоляты могут быть описаны как новые виды.
Штаммы Alkalihalobacillus sp. CX2-3 и Alkalihalobacillus sp. CX2-3.1 являются галотолерантными микроорганизмами, способными к росту при концентрациях NaCl в пределах от 0 до 100 г/л. Штамм CX2-3 проявляет широкие адаптивные свойства в отношении pH среды, в частности, способен к росту при pH в диапазоне от 7,0 до 10,5. Изолят CX2-3.1 в отличие от вышеуказанного штамма является алкалофилом, не способным к росту в нейтральной среде, оптимальные для роста значения pH находятся в узких пределах от 9,5 до 10,5. По литературным данным, большинство представителей рода Alkalihalobacillus являются алкалотолерантными (оптимум рН 9,0-10,0) и галотолерантными / галофильными микроорганизмами (NaCl от 0 до 120 г/л). Отмечается, что данные виды способны без последствий адаптироваться к внезапному повышению концентраций NaCl от 0,5 до 12%, при этом резкий сдвиг pH среды с 7,0 до 11,0 оказывает серьезное воздействие на жизнеспособность клеток [27]. Исследуемые штаммы CX2-3.1 и CX2-3
отличаются субстратной специфичностью, а именно штамм СХ2-3.1 способен использовать в качестве единственного источника углерода и энергии бифенил, дизельное топливо и нафталин, а Л1каИНа1оЬаеШш sp. СХ2-3 - только бифенил (прил. 2: https://jouma1s.tsu.ru/bio1ogy/&jouma1_page=archive&id=2383). Ранее для рода Л1каШа1оЬаеШш описана способность использовать бензоат в качестве единственного источника углерода и энергии [28].
Изолят рода РагаШаНЪасШш (штамм СХ2-4) выделен из образца донных отложений колонки № 2, отобранного с глубины 0,51-0,68 м. Анализ нук-леотидной последовательности гена 16S рРНК показал, что данный изолят имеет 100%-ное сходство с Р. тйШгейисет Bps-1T, который ранее был выделен из раствора индиго, используемого для окрашивания [29]. Вид Р. тйШгейисет является единственным в составе рода РагаШаНЪасШш. Исследуемый изолят СХ2-4 растет в среде с содержанием хлорида натрия до 100 г/л в диапазоне рН 7,0-11,0, что в целом согласуется с физиологическими характеристиками типового штамма за исключением того, что штамм СХ2-4 способен также к росту в нейтральной среде, что не описано для штамма Р. тйШгейисет Вр8-1Г [29]. Выявлена способность штамма СХ2-4 использовать бензойную кислоту в качестве единственного источника углерода и энергии, подобные свойства для представителей рода РагаШаНЪасШш ранее не описаны (прил. 2: https://journa1s.tsu.ru/bio1ogy/&journa1_page=archive&id=2383).
Штаммы СХ3-4, СХ3-6, СХ2-5 рода ЗаИраЫ^ЪасШш выделены из образцов, отобранных с глубин 0,51-0,68, 0,85-1,02 и 1,52-1,82 м. Представители данного рода широко распространены в средах, характеризующихся высокой соленостью и щелочностью среды, в содовых озерах [30]. Анализ нуклеотид-ной последовательности гена 16S рРНК штаммов СХ3-4, СХ3-6, СХ2-5 показал, что уровень сходства с ближайшим типовым штаммом вида Х neizhouensis составляет 98,71; 97,75 и 99,18% соответственно (прил. 1: https://journa1s.tsu.ru/ bio1ogy/&journa1_page=archive&id=2383). Для штамма & neizhouensis JSM071004Г характерен рост при концентрациях хлорида натрия в среде до 10% в пределах рН 6,5-10,0 [31]. В отличие от штамма & neizhouensis JSM071004Г изоляты СХ2-5 и СХ3-4 способны расти в среде культивирования с содержанием №С1 от 0 до 200 г/л при рН 7,0-10,5. Штамм СХ3-6 является алкалофильным и гало-толерантным организмом, растущим только в щелочных условиях (рН 9,510,5) как без хлорида натрия в среде культивирования, так и в его присутствии до 250 г/л (прил. 2: https://journa1s.tsu.ru/bio1ogy/&journa1_page=archive&id=2383). Стоит отметить, что в отличие от штаммов СХ3-6 и СХ2-5, изолят СХ3-4 может использовать дизельное топливо в качестве единственного источника углерода и энергии (прил. 2: https://journa1s.tsu.ru/bio1ogy/&journa1_page=archive&id=2383). Ранее у штаммов рода ЗаИраШи^ЪасШш способности к разложению алифатических соединений не описано. Штаммы рода ЗаНраШёШасШш, выделенные из донных отложений, в перспективе могут быть описаны как новые таксономические единицы в связи с их физиологическими и генетическими отличиями от ближайшего типового штамма 5". neizhouensis JSM071004Г. Поскольку данные штаммы устойчивы к высоким концентрациям хлорида натрия и щёлочности среды, они потенциально могут быть
использованы в различных биотехнологических областях, поэтому изо-ляты СХ3-4, СХ3-6, СХ2-5 представляют большой интерес для дальнейших исследований.
Изолят рода Cytobacillus (штамм СХР-19) выделен методом прямого высева (сПф, 50 г/л КаС1) из образцов донных отложений, отобранных с глубины 0,51-0,68 м. Анализ нуклеотидной последовательности гена 16S рРНК показал, что данный штамм имеет наибольший уровень сходства (99,76%) с C. purgationiresistens DS22T Ранее описаны галофильные штаммы рода Cytobacillus, изолированные из морских отложений [32] и гидротермального солёного источника [33]. Штамм CytobaciПш sp. СХР-19 является га-лоалкалотолерантным организмом: способен расти без содержания соли в среде культивирования и в присутствии №С1 до 100 г/л при значениях рН среды от 7,0 до 9,5, что согласуется с данными для типового штамма вида C. purgationiresistens [32]. Установлено, что штамм способен использовать в качестве единственного источника углерода и энергии бифенил и орто-фталевую кислоту (прил. 2: https://jouma1s.tsu.ru/bio1ogy/&jouma1_page=archive&id=2383). Ранее у штаммов рода Cytobacillus описана способность к деградации ди-(2-этил-гексил)фталата ^ЕНР) и продуктов его разложения, таких как моно(2-этил-гексил)фталат, монобутилфталат, 2-этилгексанол, орто-фталевая и прото-катеховая кислоты [34].
Штамм СХР-23, представитель рода Exiguobacterium, имеет 100%-ный уровень сходства по гену 16S рРНК с типовым штаммом вида E. mexicanum (прил. 1: https://journa1s.tsu.ru/bio1ogy/&journa1_page=archive&id=2383). Изолят СХР-23 выделен из поверхностного слоя донных отложений колонки № 2. По литературным данным, штаммы рода Exiguobacterium выделены из разнообразных местообитаний, в том числе из донных отложений, щелочных сточных вод, ледников, гидротермальных источников и промышленных стоков [35]. Представители рода устойчивы к широкому спектру условий среды, в том числе к перепаду температур (от 12 до 55°С), широкому диапазону рН, ультрафиолетовому излучению, тяжёлым металлам, различному качественному и количественному составу солей в среде [35]. Кроме того, некоторые штаммы рода Exiguobacterium способны к деградации полиэтилена низкой плотности [36]. Исследуемый штамм Exiguobacterium 8р. СХР-23 растет в среде культивирования при рН от 7,0 до 9,5 как в отсутствие NaQ, так и в присутствии соли до 100 г/л в среде культивирования. Показана способность штамма СХР-23 использовать в качестве единственного источника углерода и энергии ряд ароматических и алифатических соединений, таких как нафталин, бифенил, орто-фталевая и бензойная кислоты, а также дизельное топливо (прил. 2: https://journa1s.tsu.ru/bio1ogy/&journa1_page=archive&id=2383). В связи с описанными для представителей рода уникальными способностями штамм СХР23 может быть интересен для дальнейшего более глубокого исследования с целью возможности использования в биотехнологических целях, в том числе в биоремедиации.
Семейство М'югососсасеае представлено 28 родами [18]. Бактерии семейства изолированы из различных природных сред обитания, в том числе
характеризующихся экстремальными условиями (высокая соленость, щелочность, высокие концентрации тяжелых металлов и других токсичных элементов) [37]. Ранее большой массив штаммов семейства Micrococcaceae был выделен из образцов соляной породы (каменная соль, карналлит) Верхнекамского месторождения калийно-магниевых солей, а также из почв, грунтов и донных отложений, загрязненных отходами химических и соледобывающих производств [6].
Из донных отложений техногенного щелочного водоема, расположенного на территории ВМКМС, выделены бактерии семейства Micrococcaceae, родов Micrococcus и Kocuria (прил. 1: https://joumals.tsu.ru/biology/&journal_page= archive&id=2383). Изоляты демонстрировали эффективный рост при pH от 7,0 до 10,0 и концентрациях соли в среде культивирования в пределах 0-150 г/л (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383), за исключением двух галофильных штаммов (Micrococcus sp. CXP-15, Kocuria sp. CXP-13), которые не способны к росту в среде без хлорида натрия. На рис. 2 показано положение исследуемых штаммов семейства Micrococcaceae с близкородственными типовыми штаммами на филогенетическом дереве.
Рис. 2. Положение исследуемых штаммов семейства Micrococcaceae на филогенетическом дереве, построенном на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей фрагментов генов 16S рРНК изолятов и близкородственных типовых штаммов семейства с использованием метода «neighbor-joining». Эволюционные расстояния рассчитаны с использованием метода «Jukes-Cantor». Цифрами показана статистическая достоверность порядка ветвления, установленная с помощью «bootstrap»-анализа 1 000 альтернативных деревьев (приведены значения выше 50%). Масштаб соответствует 5 нуклеотидным заменам на каждые 1 000 нуклеотидов. В скобках указаны номера в базе данных GenBank [Fig. 2. The position of the studied strains of the family Micrococcaceae on the phylogenetic tree constructed on the basis of a comparative analysis of the nucleotide sequences of 16S rRNA gene fragments of isolates and closely related typical strains of the family using the "neighbor-joining" method. The evolutionary distances are calculated using the "Jukes-Cantor" method. The figures show
the statistical reliability of the branching order, established using a "bootstrap" analysis of 1000 alternative trees (values above 50% are given). The scale corresponds to 5 nucleotide substitutions for every 1000 nucleotides. Numbers in the GenBank database are shown in parentheses]
Два штамма рода Micrococcus (CXP-17 и CX2-7) имели 100%-ный уровень сходства по генам 16S рРНК, штаммы CX3-3 и CXP-11 - около 99,8% сходства с типовым штаммом вида M. luteus, а штаммы CXP-7 и CXP-15 близкородственны (сходство 100%) с типовыми штаммами видов M. endo-phyticus и M. terreus соответственно (прил. 1: https://journals.tsu.ru/ biology/&journal_page=archive&id=2383). Все изоляты отличались по BOX-про-филям (данные не приводятся). Штаммы рода Micrococcus способны расти в диапазоне pH от 7,0 до 10,5 как в отсутствие NaCl, так и в присутствии до 150 г/л соли в среде культивирования за исключением изолятов CX3-3 и CXP-11, для которых предельные концентрации соли в среде составляли 50 и 100 г/л, соответственно. В предыдущих исследованиях показано, что типовые штаммыM. luteus,M. endophyticus,M. terreus растут при pH 5,5-9,0 и содержании в среде культивирования NaCl до 100 г/л [37]. Для некоторых штаммов рода Micrococcus ранее описана способность к разложению фенан-трена, антрацена, нафталина [38], 2-нитротолуола [39], а также эфиров фтале-вых кислот [8, 34]. Штаммы из донных отложений техногенного водоема также характеризуются способностью использовать в качестве единственного источника углерода и энергии различные алифатические и ароматические соединения (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383).
Штаммы CXP-33 и CXP-14 рода Kocuria, выделенные их исследуемых образцов, согласно анализу нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК являются близкородственными типовому штамму вида K. palustris (сходство на уровне 99,47 и 99,65%, соответственно). Штамм CXP-13 имеет наибольшее сходство (99,65%) с типовым штаммом вида K. carniphila (прил. 1: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383). Штамм K. carniphila CCM 132T рос при pH от 5,0 до 10,0 без соли и концентрациях NaCl до 100 г/л [40], а штамм K. palustris DSM 11925T - при pH 5,0-8,0 и содержании NaCl до 70 г/л [41]. Изоляты CXP-33 и CXP-14 способны расти в среде культивирования, содержащей до 150 г/л соли (при pH 7,0-9,5), а штамм CXP-13 является галофилом и не растет в среде без NaCl (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383). Выделенные штаммы показали способность к эффективному использованию дизельного топлива, бифенила, нафталина, орто-фталевой и бензойной кислот в качестве единственного источника углерода и энергии (прил. 2: https://journals.tsu.ru/ biology/&journal_page=archive&id=2383). Ранее были выявлены штаммы рода Kocuria — деструкторы ароматических (нафталин, фенантрен, хлорфенолы) и алифатических соединений [6, 11].
Семейство Paracoccaceae включает 60 родов [18]. Представители семейства Paracoccaceae широко распространены в естественной среде, особенно в морских экосистемах, в содовых и соленых озерах [42]. Выделенный из донных отложений штамм CXP-20 имеет 100%-ный уровень сходства по гену 16S рРНК с типовым штаммом вида P. aerius [43]. Paracoccus sp. CXP-20 способен к росту в отсутствие NaCl и в присутствии до 100 г/л в среде культивирования и при pH 7,0-10,0, что соответствует характеристикам штамма P. aerius 011410T У штамма обнаружена способность к росту на орто-фта-левой и бензойной кислотах. У представителей нескольких видов рода
Paracoccus описана способность к разложению полиароматических соединений [44] и сложных эфиров фталевых кислот [45]. Однако у штаммов вида P. aerius способность к деструкции ароматических соединений ранее описана не была.
Семейство М1сгоЬас1ег1асеае представлено 60 родами [18]. Бактерии семейства широко распространены в различных наземных и водных экосистемах, присутствуют в ассоциациях с растениями. Галофильные представители рода Microbacterium (семейство Microbacteriaceae) ранее были изолированы из галофильных растений [46] и засоленных почв [47]. Штаммы СХР-26 и СХР-56, согласно анализу генов 16S рРНК, близкородственны типовым штаммам Microbacterium paraoxydans NBRC 103076т и Microbacterium algeriense G1т, соответственно (прил. 1: https://journals.tsu.ru/ bюlogy/&joumal_page=arcЫve&id=2383). Штаммы являются галоалкалотолерант-ными организмами: могут расти в среде культивирования без содержания хлорида натрия и в присутствии до 100 г/л (штамм СХР-26) или до 150 г/л (штамм СХР-56), а также при значениях рН среды от 7,0 до 9,5. Также у исследуемых штаммов обнаружена способность к использованию в качестве единственного источника углерода и энергии дизельного топлива и бифенила. Штамм СХР-56 способен к разложению нафталина, орто-фтале-вой и бензойной кислот (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/ &j oumal_page=archive&id=2383).
Семейство БегшаЬа^егасеае включает в себя 4 рода [18], в том числе род Brachybacterium, представители которого распространены в морских и наземных экосистемах, в ризосфере, тканях растений [48], а также в средах, загрязнённых различными поллютантами [49]. Штамм СХР-58, выделенный из поверхностного слоя донных отложений, имеет 99,87% сходства (по гену 16S рРНК) с типовым штаммом вида B. paraconglomeratum (прил. 1: https://journals.tsu.ru/biology/&joumal_page=archive&id=2383). Штамм СХР-46 выделен из донных отложений с глубины 0,38-0,69 м, согласно анализу нуклеотид-ной последовательности гена 16S рРНК, имеет 100%-ное сходство с Brachybacterium muris С3Н-21т [50]. Штаммы являются галотолерантными организмами (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383), что по литературным данным соответствует физиологическим характеристикам близкородственных типовых штаммов рода Brachybacterium [51]. В ходе исследования показана способность штаммов Brachybacterium spp. СХР-58 и СХР-46 к использованию в качестве ростовых субстратов различных моно- и полиароматических соединений, а также дизельного топлива (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383).
Семейство Втеу1Ьас1ег'шсеае включает в себя 3 рода [18]: Brevibacterium, Sediminivirga, Spelaeicoccus. Большинство представителей рода Brevibacterium являются галотолерантными микроорганизмами и преимущественно встречаются в средах с повышенными концентрациями соли, таких как морская вода, соленые продукты, засоленные почвы, глубоководные отложения океана, морей и соленых озер [52]. Штаммы рода Brevibacterium (СХР-21, СХР-53), выделенные из донных отложений, имеют 99,87-100%-ный уровень сходства по гену 16S рРНК с типовым штаммов вида
B. pityocampae (прил. 1: https://joumals.tsu.ru/biology/&joumal_page=archive&id= 2383). Как и штамм B. pityocampae DSM 21720T, изоляты CXP-21 и CXP-53 способны расти в щелочных условиях (pH до 10). Штамм CXP-21, как и типовой штамм, рос в среде культивирования как без соли, так и с содержанием NaCl до 100 г/л, а штамм CXP-53 способен к росту при концентрациях соли до 150 г/л. Стоит также отметить способность изолятов CXP-21 и CXP-53 к использованию в качестве единственного источника углерода и энергии дизельного топлива и различных ароматических соединений (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383). В целом род Brevibacterium представляет большой интерес для исследователей, ранее охарактеризована способность некоторых штаммов к разложению алифатических углеводородов [53].
Семейство Ornithinimicrobiaceae сформировано в 2018 г. [18] и в него включены 2 рода, в частности Ornithinimicrobium и Serinicoccus. Ранее представители рода Ornithinimicrobium выделены из различных почв, активного ила, водорослей, тканей растений, карстовой пещеры, а также из сред с высокой соленостью [54]. В настоящем исследовании из образца колонки № 3, взятого с глубины 0,38-0,69 м, выделен штамм CXP-45, который отнесён к роду Ornithinimicrobium. Анализ нуклеотидной последовательности гена 16S рРНК показал, что данный штамм имеет сходство 98,66% со штаммами O. algicola JC311T и O. pratense W204T (прил. 1: https://journals.tsu.ru/biology/ &journal_page=archive&id=2383). Штамм CXP-45 растет при pH от 7,0 до 9,5 и содержании хлорида натрия в среде культивирования - до 50 г/л. Физиологические характеристики штамма CXP-45 и типовых штаммов рода Ornithinimicrobium отличаются. В частности, для штамма O. algicola JC311T допустимыми значениями pH являются 6-8, а концентрации NaCl в среде -от 10 до 80 г/л. Штамм O. pratense W204T - галотолерантный и алкалотоле-рантный микроорганизм: растет в широком диапазоне pH от 7 до 11 как в отсутствие хлорида натрия, так и при его концентрациях в среде культивирования до 100 г/л. На основании полученных данных можно сделать заключение, что штамм Ornithinimicrobium sp. CXP-45, отличающийся по физиологическим характеристикам и гену 16S рРНК от близкородственных типовых штаммов рода Ornithinimicrobium, в перспективе может быть описан как новый таксон.
Семейство Halomonadaceae насчитывает 14 родов [18], представители которых широко распространены в различных засоленных экосистемах, таких как соленые озера, морская вода, солончаки, засоленная почва, морепродукты, морские беспозвоночные, сточные воды и гидротермальные источники [55]. Виды рода Halomonas, относящиеся к семейству Halomonadaceae, широко изучаются как модельные организмы галофильности, а также представляют интерес для применения в биотехнологических целях, таких как производство осмопротекторов, биополимеров, биосурфактантов, а также использования в процессах биоремедиации окружающей среды [55]. Изолированные штаммы CX2-8 и CX3-1, согласно анализу генов 16S рРНК, наиболее близки типовым штаммам видов H. meridiana и H. alkalicola, соответственно
(прил. 1: https://joumals.tsu.ru/bюlogy/&joumal_page=arcЫve&id=2383). Штаммы являются алкалогалотолерантными микроорганизмами, могут расти в среде без содержания соли и с хлоридом натрия до 250 г/л при pH от 7,0 до 10,5. Получены данные о способности исследуемых штаммов использовать в качестве ростовых субстратов алифатические и ароматические соединения (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383). Ранее было показано, что представители рода Halomonas, выделенные из района солеразработок ВМКМС, способны расти в среде культивирования с содержанием хлорида натрия до 300 г/л, а также использовать бензойную кислоту в качестве единственного источника углерода и энергии [3, 4].
Семейство 01е111асеае на настоящий момент включает единственный род Dietzia [18], который насчитывает 12 видов. Представители рода Dietzia изолированы из почв, соленых местообитаний, пресноводных озер, с поверхности рыб и растений, а также из клинических проб [57]. Бактерии рода Dietzia применяются в широком спектре отраслей промышленности, особенно в медицинской, химической и пищевой. Некоторые виды рода Dietzia способны к деструкции ароматических и алифатических углеводородов и перспективны для использования в биодеградации при низких температурах, в условиях высокой солёности и в широком интервале pH [56, 57]. Изо-лят СХР-24 имеет 100%-ное сходство по гену 16S рРНК с штаммом Dietzia kunjamensis subsp. kunjamensis DSM 44907т (прил. 1: https://journals.tsu.ru/biology/&journal_page=archive&id=2383). Штамм является гало-и алкалотолерантным микроорганизмом, способным к росту при pH 7,0-9,5 как в отсутствие NaQ в среде культивирования, так и при концентрациях до 100 г/л. Показана способность штамма СХР-24 к деструкции бензойной кислоты и дизельного топлива (прил. 2: https://journals.tsu.ru/biology/ &journal_page=archive&id=2383), что ранее было описано для других штаммов рода Dietzia [57].
Выделенные и охарактеризованные штаммы бактерий, согласно санитарно-эпидемиологическим правилам СП 3.3686-21 «Санитарно-эпидемиологические требования по профилактике инфекционных болезней» [58], не относятся к патогенным для человека микроорганизмам.
Заключение
В результате исследования донных отложений щелочного техногенного водоема, расположенного на территории Верхнекамского месторождения калийно-магниевых солей, выделено 33 штамма алкалотолерантных и гало-фильных / галотолерантных бактерий, относящихся к семействам BacШaceae, Micrococcaceae, Dermabacteraceae, Halomonadaceae, Brevibacteriaceae, Microbacteriaceae, Omithinimicrobiaceae, Dietziaceae и Paracoccaceae. Ряд штаммов (AlkalihalobacШus spp. СХ2-3 и СХ2-3.1, Sali-paludibacillus sp. СХ3-6) имели низкий уровень сходства последовательностей генов 16S рРНК (97,27; 97,12 и 97,75% соответственно) с близкородственными типовыми штаммами и в перспективе могут быть описаны в ка-
честве новых таксонов. Большинство изолятов являются экстремофиль-ными бактериями, способными расти при высоких концентрациях соли (до 250 г/л NaCl) и рН 7-11. Штаммы Microbacterium sp. CXP-56, Brachybacte-rium sp. CXP-58, Salipaludibacillus sp. CX3-6 и Alkalihalobacillus sp. СХ2-3.1 являются облигатными алкалофилами (оптимальный рост при рН 9,5-10,5). Исследуемые бактериальные культуры способны использовать различные ароматические (нафталин, бифенил, oprno-фталевую и бензойную кислоты) и алифатические (в составе дизельного топлива) соединения в качестве единственного источника углерода и энергии. Особый интерес представляют штаммы Kocuria sp. CXP-33, Evansella sp. CX2-1, Halomonas sp. CX2-8, Micrococcus spp. CXP-15, Brevibacterium spp. CXP-21, CXP-53, Brachybacterium spp. CXP-46, СХР-58, способные к эффективной деградации ароматических углеводородов в условиях повышенной солености и щелочности. Таким образом, выделенные бактерии-деструкторы представляют большой интерес для разработки эффективных биотехнологий, направленных на восстановление загрязненных почв и водоёмов, характеризующихся высоким засолением и щёлочностью.
Список источников
1. Martínez G.M., Pire C., Martínez-Espinosa R.M. Hypersaline environments as natural sources of microbes with potential applications in biotechnology: the case of solar evaporation systems to produce salt in Alicante County (Spain) // Current research in microbial sciences. 2022. Vol. 3. P. 100136. doi: 10.1016/j.crmicr.2022.100136
2. Нечаева Ю.И., Белкин П.А., Плотникова Е.Г. Анализ структуры микробных сообществ донных осадков техногенного водоема (г. Березники, Пермский край) // Симбиоз-Россия 2022 : сборник статей XIII Международной конференции ученых-биологов (г. Пермь, ПГНИУ, 24-25 октября 2022 г.). Пермь, 2023. С. 833-837. doi: 10.17072/simbioz-2022-848-853
3. Корсакова Е.С., Ананьина Л.Н., Назаров А.В., Бачурин Б.А., Плотникова Е.Г. Разнообразие бактерий семейства Halomonadaceae района разработок Верхнекамского месторождения солей // Микробиология. 2013. Т. 82, № 2. С. 247247. doi: 10.7868/S0026365613020079
4. Пьянкова А.А., Плотникова Е.Г. Бактерии-деструкторы бензойной кислоты семейства Halomonadaceae, выделенные из района солеразработок: видовое разнообразие и анализ benA-генов // Микробиология. 2022. Т. 91, № 1. С. 102-115. doi: 10.31857/S0026365622010104
5. Плотникова Е.Г., Ястребова О.В., Корсакова Е.С., Пьянкова А.А., Ананьина Л.Н. Изучение бактерий-деструкторов моно(поли)ароматических соединений семейства Micrococcaceae, перспективных для разработки биотехнологий очистки промышленных территорий Пермского края // Вестник Пермского федерального исследовательского центра. 2022. № 2. С. 47-55. doi: 10.7242/2658-705X/2022.2.5
6. Ястребова О.В., Плотникова Е.Г. Филогенетическое разнообразие бактерий семейства Micrococcaceae, выделенных из биотопов с различным антропогенным воздействием // Вестник Пермского университета. Серия: Биология. 2020. Т. 4. С. 321-333. doi: 10.17072/1994-9952-2020-4-321-333
7. Yastrebova O.V., Plotnikova E.G., Ananina L.N., Demakov V.A. Aerobic spore-forming bacteria from the region of salt mining // Russian journal of ecology. 2009. Vol. 40. PP. 516-521. doi: 10.1134/S1067413609070108
8. Ястребова О.В., Пьянкова А.А., Плотникова Е.Г. Бактерии-деструкторы фталатов, выделенные из района промышленной добычи и переработки калийно-магниевых
солей // Прикладная биохимия и микробиология. 2019. Т. 55, № 4. С. 378-385. doi: 10.1134/S0555109919040159
9. Thacharodi A., Hassan S., Singh T., Mandal R., Khan H.A., Hussain M.A., Pugazhendhi A. Bioremediation of polycyclic aromatic hydrocarbons: an updated microbiological review // Chemosphere. 2023. Vol. 328. P. 138498. doi: 10.1016/j.chemosphere.2023.138498
10. Chattopadhyay S., Sachan S. Biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons and the impact of various genes for their enhanced degradation // Letters in applied microbiology. 2023. Vol. 76, № 2. P. ovac062. doi: 10.1093/lambio/ovac062
11. Pfennig N., Biebl H. Desulfuromonas acetoxidans gen. nov. and sp. nov., a new anaerobic, sulfur-reducing, acetate-oxidizing bacterium // Archives of Microbiology. 1976. Vol. 110, № 1. PP. 3-12. doi: 10.1007/BF00416962
12. Нетрусов А.И., Егорова М.А., Захарчук Л.М. Практикум по микробиологии : учеб. пособие для студ. высш. учеб. заведений. М. : Академия, 2005. 608 с.
13. Ausubel F.M., Brent R., Kingston R.E., Moore D.D., Seidman J.G., Smith J.A., Struhl K. Short Protocols in molecular biology. New York : Wiley, 1995. 900 p. doi: 10.1086/417163
14. Lane D.J. 16S/23S rRNA sequencing // Nucleic acid techniques in bacterial systematic / eds by E. Stackebrandt, M. Goodfellow. N.Y. : John Wiley & Sons, 1991. P. 115-175.
15. Tamura K, Stecher G., Kumar S. MEGA11: molecular evolutionary genetics analysis version 11 // Molecular biology and evolution. 2021. Vol. 38, № 7. PP. 3022-3027. doi: 10.1093/molbev/msab120
16. The National Center for Biotechnology Information. URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov (дата обращения: 14.07.2023).
17. EzBioCloud Database. Avaliable at: http://www.ezbiocloud.net (дата обращения: 14.07.2023).
18. List of Prokaryotic names with Standing in Nomenclature. URL: https://lpsn.dsmz.de (дата обращения: 14.07.2023).
19. Mandic-Mulec I., Stefanic P., van Elsas J.D. Ecology ofBacillaceae // The bacterial spore: from molecules to systems / eds by A. Driks, P. Eichenberger. New York : Wiley, 2016. PP. 59-85. doi: 10.1128/9781555819323.ch3
20. Liu G.H., Narsing Rao M.P., Chen Q.Q., Che J.M., Shi H., Liu B., Li W.J. Evansella halocellulosilytic a sp. nov., an alkali-halotolerant and cellulose-dissolving bacterium isolated from bauxite residue // Extremophiles. 2022. Vol. 26, № 2. P. 19. doi: 10.1007/ s00792-022-01267-y
21. Zhu W.Y., Yang L., Shi Y.J., Mu C.G., Wang Y., Kou Y.R., Tang S.K. Oceanobacillus halotolerans sp. nov., a bacterium isolated from salt lake in Xinjiang province, north-west China // Archives of microbiology. 2020. Vol. 202. PP. 1545-1549. doi: 10.1007/s00203-020-01865-4
22. Yongchang O., Xiang W., Wang G. Oceanobacillus bengalensis sp. nov., a bacterium isolated from seawater of the Bay of Bengal // Antonie Van Leeuwenhoek. 2015. Vol. 108. PP. 1189-1196. doi: 10.1007/s10482-015-0573-5
23. OuYang Y., Li M.M., Lv A.P., Jin P.J., Liu L., Liu Z.T., Wang S. Oceanobacillus saliphilus sp. nov., isolated from saline-alkali soil in Heilongjiang province, China // Current microbiology. 2022. Vol. 79, № 10. P. 301. doi: 10.1007/s00284-022-02997-0
24. Hirota K., Aino K., Nodasaka Y., Yumoto I. Oceanobacillus indicireducens sp. nov., a facultative alkaliphile that reduces an indigo dye // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2013. Vol. 63, № 4. PP. 1437-1442. doi: 10.1099/ijs.0.034579-0
25. Kumar A.G., Rajan N.N., Kirubagaran R., Dharani G. Biodegradation of crude oil using self-immobilized hydrocarbonoclastic deep sea bacterial consortium // Marine pollution bulletin. 2019. Vol. 146. PP. 741-750. doi: 10.1016/j.marpolbul.2019.07.006
26. Joshi A., Thite S., Karodi P., Joseph N., Lodha T. Alkalihalobacterium elongatum gen. nov. sp. nov.: an antibiotic-producing bacterium isolated from Lonar Lake and reclassification of the genus Alkalihalobacillus into seven novel genera // Frontiers in microbiology. 2021. Vol. 12. P. 722369. doi: 10.3389/fmicb.2021.722369
27. Krishna P., Raghunathan S., Prakash J. Comparative genome analysis of Alkalihalobacillus okhensis Kh10-101T reveals insights into adaptive mechanisms for halo-alkali tolerance // 3 Biotech. 2021. Vol. 11. PP. 1-18. doi: 10.1007/s13205-021-02938-x
28. Yumoto I., Yamaga S., Sogabe Y., Nodasaka Y., Matsuyama H., Nakajima K., Suemori A. Bacillus krulwichiae sp. nov., a halotolerant obligate alkaliphile that utilizes benzoate and m-hydroxybenzoate // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2003. Vol. 53, № 5. PP. 1531-1536. doi: 10.1099/ijs.0.02596-0
29. Hirota K., Nishita M., Matsuyama H., Yumoto I. Paralkalibacillus indicireducens gen., nov., sp. nov., an indigo-reducing obligate alkaliphile isolated from indigo fermentation liquor used for dyeing // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2017. Vol. 67, № 10. PP. 4050-4056. doi: 10.1099/ijsem.0.002248
30. Wang S., Dong L., Zhao B., Zhang X., Xu S., Wu K., Wang H. Salipaludibacillus keqinensis sp. nov., a moderately halophilic bacterium isolated from a saline-alkaline lake // Antonie van Leeuwenhoek. 2019. Vol. 112. PP. 897-903. doi: 10.1007/s10482-018-01224-w
31. Chen Y.G., Zhang Y.Q., Wang Y.X., Liu Z.X., Klenk H.P., Xiao H.D., Li W.J. Bacillus neizhouensis sp. nov., a halophilic marine bacterium isolated from a sea anemone // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2009. Vol. 59, № 12. PP. 3035-3039. doi: 10.1099/ijs.0.009522-0
32. Patel S., Gupta R.S. A phylogenomic and comparative genomic framework for resolving the polyphyly of the genus Bacillus: proposal for six new genera of Bacillus species, Peribacillus gen. nov., Cytobacillus gen. nov., Mesobacillus gen. nov., Neobacillus gen. nov., Metabacillus gen. nov. and Alkalihalobacillus gen. nov // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2020. Vol. 70, № 1. PP. 406-438. doi: 10.1099/ijsem.0.003775
33. Tarasov K., Yakhnenko A., Zarubin M., Gangapshev A., Potekhina N.V., Avtukh A.N., Kravchenko E. Cytobacillus pseudoceanisediminis sp. nov., a novel facultative methylotrophic bacterium with high heavy metal resistance isolated from the deep underground saline spring // Current microbiology. 2023. Vol. 80, № 1. P. 31. doi: 10.1007/s00284-022-03141-8
34. Ningthoujam R., Satiraphan M., Sompongchaiyakul P., Bureekul S., Luadnakrob P., Pinyakong O. Bacterial community shifts in a di-(2-ethylhexyl) phthalate-degrading enriched consortium and the isolation and characterization of degraders predicted through network analyses // Chemosphere. 2023. Vol. 310. P. 136730. doi: 10.1016/j. chemosphere.2022.136730
35. López M.C., Galán B., Carmona M., Navarro Llorens J.M., Peretó J., Porcar M., García J.L. Xerotolerance: a new property in Exiguobacterium genus // Microorganisms. 2021. Vol. 9, № 12. P. 2455. doi: 10.3390/microorganisms9122455
36. Maroof L., Khan I., Hassan H., Azam S., Khan W. Microbial degradation of low density polyethylene by Exiguobacterium sp. strain LM-IK2 isolated from plastic dumped soil // World journal of microbiology and biotechnology. 2022. Vol. 38, № 11. P. 197. doi: 10.1007/s11274-022-03389-z
37. Dastager S., Krishnamurthi S., Rameshkumar N., Dharne M. The Family Micrococcaceae // The Prokaryotes / eds by E. Rosenberg, E.F. DeLong, S. Lory, E. Stackebrandt, F. Thompson. Springer, Berlin, Heidelberg, 2014. PP. 455-498. doi: 10.1007/978-3-642-30138-4_168
38. Jegan J., Vijayaraghavan K., Senthilkumar R., Velan M. Naphthalene degradation kinetics of Micrococcus sp., isolated from activated sludge // CLEAN-Soil, Air, Water. 2010. Vol. 38, № 9. PP. 837-842. doi: 10.1002/clen.200900148
39. Mulla S.I., Talwar M.P., Bagewadi Z.K., Hoskeri R.S., Ninnekar H.Z. Enhanced degradation of 2-nitrotoluene by immobilized cells of Micrococcus sp. strain SMN-1 // Chemosphere. 2013. Vol. 90, № 6. PP. 1920-1924. doi: 10.1016/j.chemosphere.2012.10.030
40. Tvrzová L., Schumann P., Sedlácek I., Pácová Z., Sproer C., Verbarg S., Kroppenstedt R.M. Reclassification of strain CCM 132, previously classified as Kocuria
varians, as Kocuria carniphila sp. nov // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2005. Vol. 55, № 1. PP. 139-142. doi: 10.1099/ijs.0.63304-0
41. Kovacs G., Burghardt J., Pradella S., Schumann P., Stackebrandt E., Marialigeti K. Kocuria palustris sp. nov. and Kocuria rhizophila sp. nov., isolated from the rhizoplane of the narrow-leaved cattail (Typha angustifolia) // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 1999. Vol. 49, № 1. PP. 167-173. doi: 10.1099/00207713-491-167
42. Zhang G., Xian W., Yang J., Liu W., Jiang H., Li W. Paracoccus gahaiensis sp. nov. isolated from sediment of Gahai Lake, Qinghai-Tibetan Plateau, China // Archives of microbiology. 2016. Vol. 198. PP. 227-232. doi: 10.1007/s00203-015-1184-2
43. Xue H., Piao C.G., Guo M.W., Wang L.F., Li Y. Paracoccus aerius sp. nov., isolated from air // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2017. Vol. 67, № 8. PP. 2586-2591. doi: 10.1099/ijsem.0.001976
44. Gan X., Teng Y., Zhao L., Ren W., Chen W., Hao J., Luo Y. Influencing mechanisms of hematite on benzo (a) pyrene degradation by the PAH-degrading bacterium Paracoccus sp. strain HPD-2: insight from benzo (a) pyrene bioaccessibility and bacteria activity // Journal of hazardous materials. 2018. Vol. 359. PP. 348-355. doi: 10.1016/j.jhazmat.2018.07.070
45. Xu Y., Minhazul K.A., Wang X., Liu X., Li X., Meng Q., Sun B. Biodegradation of phthalate esters by Paracoccus kondratievae BJQ0001 isolated from Jiuqu (Baijiu fermentation starter) and identification of the ester bond hydrolysis enzyme // Environmental pollution. 2020. Vol. 263. P. 114506. doi: 10.1016/j.envpol.2020.114506
46. Zhu Q.H., Yang C.L., Luo X.X., Zhang L.L., Xia Z.F. Microbacterium karelineae sp. nov. isolated from a halophyte plant in the Taklamakan desert // International Journal of systematic and evolutionary microbiology. 2021. Vol. 71, № 2. P. 004629. doi: 10.1099/ijsem.0.004629
47. Li W.J., Chen H.H., Kim C.J., Park D.J., Tang S.K., Lee J.C., Jiang C.L. Microbacterium halotolerans sp. nov., isolated from a saline soil in the west of China // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2005. Vol. 55, № 1. PP. 67-70. doi: 10.1099/ijs.0.63239-0
48. Tuo L., Yan X.R., Li F.N., Bao Y.X., Shi H.C., Li H.Y., Sun C.H. Brachybacterium endophyticum sp. nov., a novel endophytic actinobacterium isolated from bark of Scutellaria baicalensis Georgi // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2018. Vol. 68, № 11. PP. 3563-3568. doi: 10.1099/ijsem.0.003032
49. Harboul K, Alouiz I., Hammani K, El-Karkouri A. Isotherm and kinetics modeling of biosorption and bioreduction of the Cr (VI) by Brachybacterium paraconglomeratum ER41 // Extremophiles. 2022. Vol. 26, № 3. P. 30. doi: 10.1007/s00792-022-01278-9
50. Buczolits S., Schumann P., Weidler G., Radax C., Busse H.J. Brachybacterium muris sp. nov., isolated from the liver of a laboratory mouse strain // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2003. Vol. 53. PP. 1955-1960. doi: 10.1099/ijs.0.02728-0
51. Takeuchi M., Fang C.X., Yokota A. Taxonomic study of the genus Brachybacterium: proposal of Brachybacterium conglomeratum sp. nov., nom. rev., Brachybacterium paraconglomeratum sp. nov., and Brachybacterium rhamnosum sp. nov // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 1995. Vol. 45, № 1. PP. 160-168. doi: 10.1099/00207713-45-1-160
52. Pei S., Xie F., Niu S., Ma L., Zhang R., Zhang G. Brevibacteriumprofundi sp. nov., isolated from deep-sea sediment of the Western Pacific Ocean // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2020. Vol. 70, № 11. PP. 5818-5823. doi: 10.1099/ijsem.0.004483
53. Ali N., Dashti N., Al-Mailem D., Eliyas M., Radwan S. Indigenous soil bacteria with the combined potential for hydrocarbon consumption and heavy metal resistance // Environmental science and pollution research. 2012. Vol. 19. PP. 812-820. doi: 10.1007/s11356-011-0624-z
54. Gao L., Fang B.Z., Liu Y.H., Huang Y., Jiao J.Y., Li L., Li W.J. Ornithinimicrobium sediminis sp. nov., a novel actinobacterium isolated from a saline lake sediment // Archives of microbiology. 2022. Vol. 204, № 5. P. 277. doi: 10.1007/s00203-022-02898-7
55. De la Haba R.R., Arahal D.R., Sánchez-Porro C., Ventosa A. The family Halomonadaceae // The Prokaryotes / eds by E. Rosenberg, E.F. DeLong, S. Lory, E. Stackebrandt, F. Thompson. Springer, Berlin, Heidelberg, 2014. PP. 325-360. doi: 10.1007/978-3-642-38922-1_235
56. Gharibzahedi S.M.T., Razavi S.H., Mousavi S.M. Characterization of bacteria of the genus Dietzia: an updated review // Annals of microbiology. 2014. Vol. 64, № 1. PP. 1-11. doi: 10.1007/s13213-013-0603-3
57. Fathepure B.Z. Recent studies in microbial degradation of petroleum hydrocarbons in hypersaline environments // Frontiers in microbiology. 2014. Vol. 5. P. 173. doi: 10.3389/fmicb.2014.00173
58. СП 3.3686-21 «Санитарно-эпидемиологические требования по профилактике инфекционных болезней» от 28 января 2021 г.
References
1. Martínez GM, Pire C, Martínez-Espinosa RM. Hypersaline environments as natural sources of microbes with potential applications in biotechnology: the case of solar evaporation systems to produce salt in Alicante County (Spain). Current research in microbial sciences. 2022;3:100136. doi: 10.1016/j.crmicr.2022.100136
2. Nechaeva YI, Belkin PA, Plotnikova EG. Analysis of the of microbial communities structure in bottom sediments of a technogenic water reservoir (Berezniki, Perm krai). In: Simbioz-Rossiya 2022 [Elektronnyy resurs]: sbornik statey XIII Mezhdunarodnoy konferentsii uchenykh-biologov (g. PermPGNIU, 24-25 oktyabrya 2022 g.) [Symbiosis-Russia 2022 [Electronic resource]: collection of articles of the XIII International Conference of Biological Scientists (Perm, Perm State University, October 24-25, 2022)]. Perm: Perm State University Publ.; 2023. pp. 833-837. doi:10.17072/simbioz-2022-848-853. In Russian, English summary
3. Korsakova ES, Anan'ina LN, Nazarov AV, Bachurin BA, Plotnikova EG. Diversity of bacteria of the family Halomonadaceae at the mining area of the Verkhnekamsk salt deposit. Microbiology. 2013;82(2):249-252. doi: 10.1134/S0026261713020070
4. Pyankova AA, Plotnikova EG. Benzoate-degrading bacteria of the family Halomonadaceae isolated from a salt mining area: species diversity and analysis of the benA genes. Microbiology. 2022;91(1):91-103. doi: 10.1134/S0026261722010106
5. Plotnikova EG, Yastrebova OV, Korsakova ES, P'yankova AA, Anan'ina LN. Study of bacteria of the family Micrococcaceae degrading mono(poly)aromatic compounds promising for the development of biotechnologies for purification of industrial territories of the Perm region]. Journal of the Perm Federal Research Centre. 2022;2:47-55. doi: 10.7242/2658-705X/2022.2.5. In Russian
6. Yastrebova OV, Plotnikova EG. Philogenetic diversity of bacteria of the family Micrococcaceae isolated from biotopes with different anthropogenic impact. Bulletin of Perm University. Biology. 2020;4:321-333. doi: 10.17072/1994-9952-2020-4-321-333. In Russian, English summary
7. Yastrebova OV, Plotnikova EG, Ananina LN, Demakov VA. Aerobic spore-forming bacteria from the region of salt mining // Russian journal of ecology. 2009;40:516-521. doi: 10.1134/S 1067413609070108
8. Yastrebova OV, Pyankova AA, Plotnikova EG. Phthalate-degrading bacteria isolated from an industrial mining area and the processing of potassium and magnesium salts. Applied Biochemistry and Microbiology. 2019;55(4):397-404. doi: 10.1134/S000368381904015X
9. Thacharodi A, Hassan S, Singh T, Mandal R, Khan HA, Hussain MA, Pugazhendhi A. Bioremediation of polycyclic aromatic hydrocarbons: an updated microbiological review. Chemosphere. 2023;328:138498. doi: 10.1016/j.chemosphere.2023.138498
10. Chattopadhyay S, Sachan S. Biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons and the impact of various genes for their enhanced degradation. Letters in applied microbiology. 2023;76(2):ovac062. doi: 10.1093/lambio/ovac069
11. Pfennig N, Biebl H. Desulfuromonas acetoxidans gen. nov. and sp. nov., a new anaerobic, sulfur-reducing, acetate-oxidizing bacterium. Archives of Microbiology. 1976;110(1):3-12. doi: 10.1007/BF00416962
12. Netrusov AI, Egorova MA, Zakharchuk LM. Praktikum po mikrobiologii: Ucheb. posobie dlya stud. vyssh. ucheb. zavedeniy [Workshops in microbiology: Practical guide for students]. Moscow: "Akademiya" Publ.; 2005. 608 p. In Russian
13. Ausubel FM, Brent R, Kingston RE, Moore DD, Seidman JG, Smith JA, Struhl K. Short Protocols in molecular biology. New York: Wiley; 1995. 900 p. doi: 10.1086/417163
14. Lane DJ. 16S/23S rRNA sequencing. In: Nucleic acid techniques in bacterial systematics. Stackebrandt E, Goodfellow M, editors. New York: John Wiley & Sons; 1991. pp. 115-175.
15. Tamura K, Stecher G, Kumar S. MEGA11: molecular evolutionary genetics analysis version 11. Molecular biology and evolution. 2021;38(7):3022-3027. doi: 10.1093/molbev/msab120
16. The National Center for Biotechnology Information [Electronic resource]. Avaliable at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov (accessed 14.07.2023).
17. EzBioCloud Database. Avaliable at: http://www.ezbiocloud.net (accessed 14.07.2023).
18. List of Prokaryotic names with Standing in Nomenclature. Avaliable at: https://lpsn.dsmz.de (accessed 14.07.2023).
19. Mandic-Mulec I, Stefanic P, van Elsas JD. Ecology of Bacillaceae. In: The bacterial spore: from molecules to systems. Driks A, Eichenberger P, editors. New York: Wiley; 2016. pp. 59-85. doi: 10.1128/9781555819323.ch3
20. Liu GH, Rao MPN, Chen QQ, Che JM, Shi H, Liu B, Li WJ. Evansella halocellulosilytic a sp. nov., an alkali-halotolerant and cellulose-dissolving bacterium isolated from bauxite residue. Extremophiles. 2022;26(2):19. doi: 10.1007/s00792-022-01267-y
21. Zhu WY., Yang L, Shi YJ, Mu CG, Wang Y, Kou YR, Tang SK. Oceanobacillus halotolerans sp. nov., a bacterium isolated from salt lake in Xinjiang province, north-west China. Archives of microbiology. 2020;202:1545-1549. doi: 10.1007/s00203-020-01865-4
22. Yongchang O, Xiang W, Wang G. Oceanobacillus bengalensis sp. nov., a bacterium isolated from seawater of the Bay of Bengal. Antonie Van Leeuwenhoek. 2015;108:1189-1196. doi: 10.1007/s10482-015-0573-5
23. OuYang YT, Li MM, Lv AP, Jin PJ, Liu L, Liu ZT, Wang S. Oceanobacillus saliphilus sp. nov., isolated from saline-alkali soil in Heilongjiang province, China. Current microbiology. 2022;79(10):301. doi: 10.1007/s00284-022-02997-0
24. Hirota K, Aino K, Nodasaka Y, Yumoto I. Oceanobacillus indicireducens sp. nov., a facultative alkaliphile that reduces an indigo dye. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2013;63(4):1437-1442. doi: 10.1099/ijs.0.034579-0
25. Kumar AG, Rajan NN, Kirubagaran R, Dharani G. Biodegradation of crude oil using self-immobilized hydrocarbonoclastic deep sea bacterial consortium. Marine pollution bulletin. 2019;146:741-750. doi: 10.1016/j.marpolbul.2019.07.006
26. Joshi A, Thite S, Karodi P, Joseph N, Lodha T. Alkalihalobacterium elongatum gen. nov. sp. nov.: an antibiotic-producing bacterium isolated from Lonar Lake and reclassification of the genus Alkalihalobacillus into seven novel genera. Frontiers in microbiology. 2021;12:722369. doi: 10.3389/fmicb.2021.722369
27. Krishna P, Raghunathan S, Prakash J. Comparative genome analysis of Alkalihalobacillus okhensis Kh10-101T reveals insights into adaptive mechanisms for halo-alkali tolerance. 3 Biotech. 2021;11:1-18. doi: 10.1007/s13205-021-02999-y
28. Yumoto I, Yamaga S, Sogabe Y, Nodasaka Y, Matsuyama H, Nakajima K, Suemori A. Bacillus krulwichiae sp. nov., a halotolerant obligate alkaliphile that utilizes benzoate and m-hydroxybenzoate. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2003;53(5):1531-1536. doi: 10.1099/ijs.0.02596-0
29. Hirota K, Nishita M, Matsuyama H, Yumoto I. Paralkalibacillus indicireducens gen., nov., sp. nov., an indigo-reducing obligate alkaliphile isolated from indigo fermentation liquor used for dyeing. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2017;67(10):4050-4056. doi: 10.1099/ijsem.0.002248
30. Wang S, Dong L, Zhao B, Zhang X, Xu S, Wu K, Wang H. Salipaludibacillus keqinensis sp. nov., a moderately halophilic bacterium isolated from a saline-alkaline lake. Antonie van Leeuwenhoek. 2019;112:897-903. doi: 10.1007/s10482-018-01224-w
31. Chen YG, Zhang YQ, Wang YX, Liu ZX, Klenk HP, Xiao HD, Li WJ. Bacillus neizhouensis sp. nov., a halophilic marine bacterium isolated from a sea anemone. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2009;59(12):3035-3039. doi: 10.1099/ijs.0.009522-0
32. Patel S, Gupta RS. A phylogenomic and comparative genomic framework for resolving the polyphyly of the genus Bacillus: proposal for six new genera of Bacillus species, Peribacillus gen. nov., Cytobacillus gen. nov., Mesobacillus gen. nov., Neobacillus gen. nov., Metabacillus gen. nov. and Alkalihalobacillus gen. nov. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2020;70(1):406-438. doi: 10.1099/ijsem.0.003775
33. Tarasov K, Yakhnenko A, Zarubin M, Gangapshev A, Potekhina NV, Avtukh AN, Kravchenko E. Cytobacillus pseudoceanisediminis sp. nov., a novel facultative methylotrophic bacterium with high heavy metal resistance isolated from the deep underground saline spring. Current microbiology. 2023;80(1):31. doi: 10.1007/s00284-022-03141-8
34. Ningthoujam R, Satiraphan M, Sompongchaiyakul P, Bureekul S, Luadnakrob P, Pinyakong O. Bacterial community shifts in a di-(2-ethylhexyl) phthalate-degrading enriched consortium and the isolation and characterization of degraders predicted through network analyses. Chemosphere. 2023;310:136730. doi: 10.1016/j.chemosphere.2022.136730
35. López MC, Galán B, Carmona M, Llorens JMN, Peretó J, Porcar M, García JL. Xerotolerance: a new property in Exiguobacterium genus. Microorganisms. 2021;9(12):2455. doi: 10.3390/microorganisms9122455
36. Maroof L, Khan I, Hassan H, Azam S, Khan W. Microbial degradation of low density polyethylene by Exiguobacterium sp. strain LM-IK2 isolated from plastic dumped soil. World journal of microbiology and biotechnology. 2022;38(11):197. doi: 10.1007/s11274-022-03389-z
37. Dastager S, Krishnamurthi S, Rameshkumar N, Dharne M. The Family Micrococcaceae. In: The prokaryotes. Rosenberg E, DeLong EF, Lory S, Stackebrandt E, Thompson F, editors. Springer, Berlin, Heidelberg; 2014. pp. 455-498. doi: 10.1007/978-3-642-30138-4_168
38. Jegan J, Vijayaraghavan K, Senthilkumar R, Velan M. Naphthalene degradation kinetics of Micrococcus sp., isolated from activated sludge. CLEAN-Soil, Air, Water. 2010;38(9):837-842. doi: 10.1002/clen.200900148
39. Mulla SI, Talwar MP, Bagewadi ZK, Hoskeri RS, Ninnekar HZ. Enhanced degradation of 2-nitrotoluene by immobilized cells of Micrococcus sp. strain SMN-1. Chemosphere. 2013;90(6):1920-1924. doi: 10.1016/j.chemosphere.2012.10.030
40. Tvrzová L, Schumann P, Sedlácek I, Pácová Z, Sproer C, Verbarg S, Kroppenstedt RM. Reclassification of strain CCM 132, previously classified as Kocuria varians, as Kocuria carniphila sp. nov. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2005;55(1):139-142. doi: 10.1099/ijs.0.63304-0
41. Kovács G, Burghardt J, Pradella S, Schumann P, Stackebrandt E, Márialigeti K. Kocuria palustris sp. nov. and Kocuria rhizophila sp. nov., isolated from the rhizoplane of the narrow-leaved cattail (Typha angustifolia). International journal of systematic and evolutionary microbiology. 1999;49(1):167-173. doi: 10.1099/00207713-49-1-167
42. Zhang G, Xian W, Yang J, Liu W, Jiang H, Li W. Paracoccus gahaiensis sp. nov. isolated from sediment of Gahai Lake, Qinghai-Tibetan Plateau, China. Archives of microbiology. 2016;198:227-232. doi: 10.1007/s00203-015-1184-2
43. Xue H, Piao CG, Guo MW, Wang LF, Li Y. Paracoccus aerius sp. nov., isolated from air. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2017;67(8):2586-2591. doi: 10.1099/ijsem.0.001756
44. Gan X, Teng Y, Zhao L, Ren W, Chen W, Hao J, Luo Y. Influencing mechanisms of hematite on benzo (a) pyrene degradation by the PAH-degrading bacterium Paracoccus sp. strain HPD-2: insight from benzo (a) pyrene bioaccessibility and bacteria activity. Journal of hazardous materials. 2018;359:348-355. doi: 10.1016/jjhazmat.2018.07.070
45. Xu Y, Minhazul KA, Wang X, Liu X, Li X, Meng Q, Sun B. Biodegradation of phthalate esters by Paracoccus kondratievae BJQ0001 isolated from Jiuqu (Baijiu fermentation starter) and identification of the ester bond hydrolysis enzyme. Environmental pollution. 2020;263:114506. doi: 10.1016/j.envpol.2020.114506
46. Zhu QH, Yang CL, Luo XX, Zhang LL, Xia ZF. Microbacterium karelineae sp. nov. isolated from a halophyte plant in the Taklamakan desert. International Journal of systematic and evolutionary microbiology. 2021;71(2):004629. doi: 10.1099/ijsem.0.004629
47. Li WJ, Chen HH, Kim CJ, Park DJ, Tang SK, Lee JC, Jiang CL. Microbacterium halotolerans sp. nov., isolated from a saline soil in the west of China. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2005;55(1):67-70. doi: 10.1099/ijs.0.63239-0
48. Tuo L, Yan XR, Li FN, Bao YX, Shi HC, Li HY, Sun CH. Brachybacterium endophyticum sp. nov., a novel endophytic actinobacterium isolated from bark of Scutellaria baicalensis Georgi. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2018;68(11):3563-3568. doi: 10.1099/ijsem.0.003032
49. Harboul K, Alouiz I, Hammani K, El-Karkouri A. Isotherm and kinetics modeling of biosorption and bioreduction of the Cr (VI) by Brachybacterium paraconglomeratum ER41. Extremophiles. 2022;26(3):30. doi: 10.1007/s00792-022-01278-9
50. Buczolits S, Schumann P, Weidler G, Radax C, Busse HJ. Brachybacterium muris sp. nov., isolated from the liver of a laboratory mouse strain. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2003;53:1955-1960. doi: 10.1099/ijs.0.02728-0
51. Takeuchi M, Fang CX, Yokota A. Taxonomic study of the genus Brachybacterium: proposal of Brachybacterium conglomeratum sp. nov., nom. rev., Brachybacterium paraconglomeratum sp. nov., and Brachybacterium rhamnosum sp. nov. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 1995;45(1):160-168. doi: 10.1099/00207713-45-1-116
52. Pei S, Xie F, Niu S, Ma L, Zhang R, Zhang G. Brevibacterium profundi sp. nov., isolated from deep-sea sediment of the Western Pacific Ocean. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2020;70(11):5818-5823. doi: 10.1099/ijsem.0.004483
5 3. Ali N, Dashti N, Al-Mailem D, Eliyas M, Radwan S. Indigenous soil bacteria with the combined potential for hydrocarbon consumption and heavy metal resistance. Environmental science and pollution research. 2012;19:812-820. doi: 10.1007/s11356-011-0624-z
54. Gao L, Fang BZ, Liu YH, Huang Y, Jiao JY, Li L, Li WJ. Ornithinimicrobium sediminis sp. nov., a novel actinobacterium isolated from a saline lake sediment. Archives of microbiology. 2022;204(5):277. doi: 10.1007/s00203-022-02898-7
55. De la Haba RR, Arahal DR Sánchez-Porro C, Ventosa A. The family Halomonadaceae. In: The Prokaryotes. Rosenberg E, DeLong EF, Lory S, Stackebrandt E, Thompson F, editors. Springer, Berlin, Heidelberg; 2014. pp. 325-360. doi: 10.1007/978-3-642-38922-1_235
56. Gharibzahedi SMT, Razavi SH, Mousavi SM. Characterization of bacteria of the genus Dietzia: an updated review. Annals of microbiology. 2014;64(1): 1-11. 10.1007/s13213-013-0603-3
57. Fathepure BZ. Recent studies in microbial degradation of petroleum hydrocarbons in hypersaline environments. Frontiers in microbiology. 2014;5:173. doi: 10.3389/fmicb.2016.00173
58. Sanitarno-epidemiologicheskie trebovaniya po profilaktike infektsionnykh bolezney. Sanitarnojepidemiologicheskie pravila. SP 3.3686-21 [Sanitary and epidemiological requirements for the prevention of infectious diseases. Sanitary and epidemiological rules. SP 3.3686-21]. Moscow: Rospotrebnadzor. 2021.
Нечаева Ю.И., Алеев В. С., Шестакова Е.А и др. Таксономическое разнообразие Информация об авторах:
Нечаева Юлия Игоревна - инженер лаборатории микробиологии техногенных экосистем Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН - филиала Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН (Пермь, Россия); аспирант Пермского государственного национального исследовательского университета (Пермь, Россия). E-mail: ulia-2012@mail.ru
Алеев Владислав Сергеевич - инженер лаборатории микробиологии техногенных экосистем Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН - филиала Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН (Пермь, Россия). E-mail: v1.vvv132@yandex.ru
Шестакова Елена Анатольевна - ведущий инженер лаборатории микробиологии техногенных экосистем Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН - филиала Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН (Пермь, Россия). E-mail: shestakova.e@iegm.ru
Пьянкова Анна Александровна - м.н.с. лаборатории молекулярной иммунологии Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН - филиала Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН (Пермь, Россия). E-mail: annpjankva@mail.ru
Плотникова Елена Генриховна - д-р биол. наук, зав. лабораторией микробиологии техногенных экосистем Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН - филиал Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН (Пермь, Россия); профессор кафедры ботаники и генетики растений Пермского государственного национального исследовательского университета (Пермь, Россия). E-mail: peg_el@mail.ru
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. Information about the authors:
Yulia I. Nechaeva, engineer of laboratory of microbiology of technogenic ecosystems, Institute of Ecology and Genetics of Microorganisms UB RAS (Perm, Russian Federation); Postgraduate student of Perm State University (Perm, Russian Federation). E-mail: ulia-2012@mail.ru
Vladislav S. Aleev, engineer of laboratory of microbiology of technogenic ecosystems, Institute of Ecology and Genetics of Microorganisms UB RAS (Perm, Russian Federation). E-mail: v1.vvv132@yandex.ru
Elena A. Shestakova, engineer of laboratory of microbiology of technogenic ecosystems, Institute of Ecology and Genetics of Microorganisms UB RAS (Perm, Russian Federation). E-mail: shestakova.e@iegm.ru
Anna A. Pyankova, junior researcher of laboratory of molecular immunology, Institute of Ecology and Genetics of Microorganisms UB RAS (Perm, Russian Federation). E-mail: annpjankva@mail.ru
Elena G. Plotnikova, doctor of biology, head of laboratory of microbiology of technogenic ecosystems, Institute of Ecology and Genetics of Microorganism UB RAS (Perm, Russian Federation); Professor of the department of botany and plant genetics, Perm State University (Perm, Russian Federation). E-mail: peg_el@mail.ru
The Authors declare no conflict of interest.
Статья поступила в редакцию 25.08.2023; одобрена после рецензирования 03.10.2023; принята к публикации 18.03.2024.
The article was submitted 25.08.2023; approved after reviewing 03.10.2023; accepted for publication 18.03.2024.
