CC BY
34
УДК 579.26:631.46
СТРУКТУРНЫЕ И ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ ПРОКАРИОТНОГО КОМПЛЕКСА ДЕРНОВО-ПОДЗОЛИСТОЙ ПОЧВЫ ПОД ВОЗДЕЙСТВИЕМ ГЕРБИЦИДА ГЛИФОСАТА
А.Д. Железова, Н.А. Манучарова, М.В. Горленко
В связи с интенсификацией сельскохозяйственной деятельности возрастают объемы применяемых средств химической защиты растений. Глифосат — один из наиболее распространенных гербицидов, воздействие которого на микробные сообщества агротрансформированных почв представляет интерес. Изучены изменения структуры и функций прокариотного комплекса дерново-подзолистой почвы, связанные с внесением глифосата. Влияния гербицида на общую численность прокариот и показатели интенсивности потребления субстратов микробным сообществом почв не наблюдается. При краткосрочном воздействии глифосата возрастает эмиссия СО2. Выявлено уменьшение численности метаболически активных представителей домена Archaea и филума Acidobacteria, а также увеличение численности Actinobacteria при долгосрочном воздействии глифосата.
Ключевые слова: подзолистые почвы, глифосат, микробное сообщество, метаболически активные прокариоты, FISH, функциональное биоразнообразие, мультисубстрат-ное тестирование.
Введение
Микробное сообщество почвы — это стабильная и вместе с тем динамичная часть биогеоценоза, выполняющая важнейшие экологические функции биосферы, в первую очередь — осуществление глобального цикла углерода. Структура, численность, функциональное разнообразие микробного сообщества зависит от множества условий. Комплексность и неоднородность почвенной среды способствуют поддержанию пула почвенных микроорганизмов с различными оптимумами экологических факторов. Тем не менее прослеживается соответствие структуры микробного сообщества и условий местообитания.
Сельскохозяйственная деятельность человека приводит к постоянному изменению среды обитания почвенных микроорганизмов, т.е. физических и химических свойств почвы. Это неизбежно отражается на состоянии почвенного микробного сообщества. Одним из факторов, влияющих на их состав и функционирование в агротрансформиро-ванных почвах, является регулярное применение гербицидов. Они попадают в почву при непосредственном внесении, с отмершими растительными остатками, при смыве с листьев и в составе корневых выделений [9, 11]. В связи с этим, а также под действием сопутствующих условий (характер и регулярность сельскохозяйственных обработок, возделываемая культура) изменяется структура и функциональное биоразнообразие, биологическая активность и обилие микробного сообщества почвы [16].
Один из наиболее используемых средств химического контроля сорной растительности — глифосат ^-(фосфонометил) глицин, CзH8NO5P), высокоэффективный системный малотоксичный гербицид. Принцип его действия обусловлен ин-гибированием фермента 5-енолпируват-шикимат-3-фосфат-синтазы шикиматного пути биосинтеза бензоидных ароматических соединений [12]. Препараты на основе этого гербицида используются для предпосевной обработки почвы. Период полуразложения глифосата варьирует в зависимости от типа почвы и характера климата. Согласно данным Агентства защиты окружающей среды США, этот гербицид может сохраняться в почве до 150 сут [14]. При попадании в почву глифосат может модифицироваться микроорганизмами до малотоксичных метаболитов, образовывать устойчивые комплексы с оксидами алюминия и железа или с гумусовым веществом [18,19, 23]. Будучи связанным в почве, он теряет свои гербицидные свойства [21].
Глифосат может оказывать как стимулирующее, так и подавляющее действие на микроорганизмы, составляющие микробный комплекс почвы; характер этого действия зависит от сопутствующих условий [3]. С одной стороны, присутствие шики-матного пути биосинтеза аминокислот в грибах и некоторых бактериях может служить причиной их подавления глифосатом [10, 20]. С другой стороны, глифосат может служить питательным субстратом и источником азота и фосфора для микроорганизмов [22], тем самым стимулируя развитие гидролитической части микробного сообщества [13, 15, 17]. В связи с этим представляется актуальным иссле-
дование изменений, происходящих с метаболически активным прокариотным комплексом в почве при внесении глифосата.
Цель работы — изучение структуры и функционирования метаболически активной части микробного сообщества дерново-подзолистой почвы в условиях полевого внесения гербицида глифоса-та и его последействия.
Объекты и методы исследования
Образцы почвы отбирали в июне, августе и ноябре 2013 г. на полях Центра точного земледелия РГАУ—ТСХАим. К.А. Тимирязева. Почва определена как агротрансформированная дерново-подзолистая среднесуглинистая на неоднородной поч-вообразующей породе с включениями тяжелосуглинистого материала и опесчаненными линзами [4, 8]. После отбора почву высушивали до воздушно-сухого состояния и гомогенизировали.
Микробное сообщество почв исследовали в двух экспериментах. Эксперимент I заключался в изучении воздействия глифосата на почвенное микробное сообщество спустя несколько дней после внесения, для чего с поля ЦТЗ-4 отбирали образцы (2 кг/га) непосредственно перед обработкой гли-фосатом и 4 дня спустя, в августе. Образцы взяты в двукратной повторности из трех точек.
В эксперименте II изучали более длительное воздействие гербицида на микробное сообщество. Образцы (2 кг/га) отбирали в ноябре на поле ЦТЗ-2 через 3 нед. после обработки почв глифосатом и в июне на поле ЦТЗ-1 спустя 7 мес. после внесения. Контроль — образцы без обработки гербицидом.
Для оценки воздействия глифосата на структурное и функциональное биоразнообразие использовали методы газовой хроматографии и люминесцентной микроскопии, метод FISH (fluorescent in situ hybridization) и мультисубстратное тестирование.
Один из показателей воздействия глифосата на активность микробного сообщества — эмиссия CO2, измеренная в микрокосмах. Навески почвы (5 г) в двух повторностях для каждого образца помещали в пенициллиновые флаконы с резиновыми пробками и стимулировали развитие сукцессии микроорганизмов внесением воды до 60%-й полевой вла-гоемкости. Эмиссию СО2 определяли на газовом хроматографе с детектором по теплопроводности со следующими характеристиками: длина колонки — 3м, наполнитель — Полисорб-1, скорость потока газа-носителя (He) — 25 мл/мин. Каждый микрокосм анализировали в двукратной повторности. Накопление СО2 в газовой фазе над образцами оценивали спустя сутки инкубации через 1 и 7 дней после начала сукцессии.
Определение общей численности прокариот в почве осуществляли с помощью метода люми-
несцентной микроскопии [5]. Почвенную суспензию из микрокосма (1:100) обрабатывали на ультразвуковой установке УЗДН-1 (2 мин, сила тока — 0,40 А, частота — 22 кГц), наносили микропипеткой на предметное стекло в количестве 0,01 мл и равномерно распределяли по площади 4 см2. После высушивания препараты окрашивали водным раствором акридина оранжевого (разведение 1: 10 000, 2—4 мин) с последующей промывкой и повторным высушиванием. Готовые препараты просматривали на люминесцентном микроскопе ZEIZZ Mikroskop Axioskop 2 plus (Германия) (светофильтр Filter set 09).
Количество микробных клеток, содержащихся в 1 г почвы, вычисляли по формуле: N = S\An/VS2c, где N — число клеток в 1 г почвы, S1 — площадь препарата (мкм2), A — число клеток в одном поле зрения (усреднение производилось по всем полям зрения для каждого образца), n — показатель разведения почвенной суспензии (мл-1), V — объем капли, наносимой на стекло (мл), S2 — площадь полей зрения микроскопа (мкм2), с—навескапочвы (г).
Оценка численности метаболически активных представителей прокариотной составляющей микробного сообщества почв (разные филогенетические группы домена Bacteria и Archaea) произведена с помощью метода in situ-гибридизации с рРНК-специфичными флуоресцентно-мечеными олигонуклеотидными зондами (FISH). Этот метод позволяет учесть живые, метаболически активные клетки почвенных прокариот. Для этого суспензию почвы (1: 10) обрабатывали ультразвуком и подготавливали к анализу по стандартной методике [6, 7]. В целях гибридизации использовали набор рРНК-олигонуклеотидных зондов, специфичных для организмов доменов Bacteria и Archaea, а также отдельных филогенетических групп в пределах Bacteria (Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria, Gam-maproteobacteria, Deltaproteobacteria, Cytophaga-Fla-vobacterium, Actinobacteria, Firmicutes, Acidobacteria, Planctomycetes и Verrucomicrobia). Синтез зондов, меченных флуоресцентным красителем СуЗ, осуществлялся компанией «Синтол» (Москва, Россия). По завершении процедуры гибридизации препараты анализировали аналогично методике люминесцентной микроскопии и рассчитывали численность метаболически активных прокариот по вышеуказанной формуле.
Функциональное разнообразие микробного сообщества изучали с помощью мультисубстратного тестирования по [1,2]. В основе этого метода лежит анализ спектров потребления субстратов природными микробными сообществами. При анализе использовали стандартные планшеты для иммунологических тестов с 96 ячейками. В каждую ячейку помещали один из 47 субстратов (сахара, спирты, соли органических кислот, аминокислоты, амины, амиды, нуклеозиды, полимеры), набор минераль-
ных солей и тетразолий фиолетовый в качестве индикатора роста микроорганизмов. Затем добавляли почвенную суспензию (1: 50, 35 мл) после обработки на орбитальном шейкере типа VORTEX (1,5 мин, 3000 об/мин) и центрифугирования (g = 2,2, 2 мин). Планшеты инкубировали 72 ч при температуре 28°. По мере роста микроорганизмов соли тетразолия восстанавливаются до окрашенного формазана. Окраска пропорциональна интенсивности потребления субстрата, ее регистрацию осуществляли с помощью многоканального фотометра «Униплан» на длине волны 510 нм. Далее информация автоматически поступала в базу данных компьютера и обрабатывалась с помощью оригинального программного обеспечения ЭКОЛОГ [2].
Данные обработаны в программах Excel и STA-TISTICA. Проведены корреляционные и кластерный анализы (Евклид—Вард) для данных мульти-субстратного тестирования.
Результаты и их обсуждение
Эмиссия СО2 (базальное дыхание). В эксперименте I измеряли эмиссию СО2 на 1-е и 7-е сутки в образцах почв, отобранных непосредственно перед обработкой глифосатом и через 4 дня после нее (табл. 1). В 1-е сутки эмиссия варьировала в пределах 2,46—4,96 мкмоль СО2/мл • сут для образцов без гербицида и 3,29—5,26 мкмоль СО2/мл • сут — для образцов, подвергшихся обработке глифосатом. На 7-е сутки она снизилась до 1,42—3,02 мкмоль СО2/мл • сут во всех образцах. В образцах, подвергшихся воздействию гербицида, эмиссия СО2 по сравнению с контролем увеличилась. Стимуляция дыхательной активности микробного сообщества почвы может быть обусловлена как использованием глифосата в качестве питательного субстрата, так и увеличением количества доступного
органического вещества в почве в результате гер-бицидного действия на растения.
В эксперименте II эмиссию СО2 также измеряли на 1-е и 7-е сутки. Во всех образцах она составила 4,36—4,62 мкмоль СО2/МЛ за 1-е сутки и 7,0—8,1 мкмоль СО2/мл • сут — на 7-й день после активации сукцессии увлажнением. Изменений дыхательной активности почв, связанных с долгосрочным последействием глифосата, не выявлено.
Численность бактерий. В эксперименте I общая численность прокариотной составляющей микробного сообщества почв составляла от 1 • 109 до 1,7 •ÍO9 кл/г почвы. Статистически достоверных изменений этого показателя, связанных с внесением гербицида глифосата, не выявлено.
В эксперименте II проведено сравнение общей численности бактерий и численности метаболически активных представителей филогенетических групп доменов Bacteria и Archaea в целях выявления изменений, произошедших за 7 мес. после внесения глифосата. Общая численность бактерий, учитываемая с помощью метода люминесцентной микроскопии, значимо не различается и составляет 1,56—1,95 • 109 кл/г почвы (рис. 1, а). Численность метаболически активных представителей домена Eubacteria также не различается и составляет 0,99—1,06 • 109 кл/г почвы. Однако снижается численность метаболически активных представителей домена Archaea (с 9,2 • 107 до 4,6 • 107 кл/г) в почве, подвергшейся воздействию глифосата (рис. 1, б).
При оценке численности отдельных групп домена Eubacteria (эксперимент II) наблюдается доминирование представителей групп Gammaproteobac-teria (2,7—3,0 • 108 кл/г почвы). Внесение глифосата слабо изменяет структуру метаболически активной части прокариотного сообщества почвы: численность основных филогенетических групп одинако-вадля обеих точек пробоотбора (рис. 1, в). Однако
Таблица 1
Показатели эмиссии СО2 для дерново-подзолистой почвы в условиях внесения глифосата и двух типов сельскохозяйственных обработок
Время пробоотбора Место пробоотбора (номер полосы) Внесение глифосата Эмиссия СО2, мкмоль/мл • сут, 1-й день Эмиссия СО2, мкмоль/мл • сут, 7-й день
Эксперимент I: август, до и через 4 дня после применения глифосата 40 — 4,96 ± 0,01 1,42 ± 0,03
+ 5,36 ± 0,15 2,63 ± 0,03
22 — 3,18 ± 0,17 2,13 ± 0,14
+ 3,29 ± 0,20 2,63 ± 0,15
17 — 2,45 ± 0,12 1,85 ± 0,10
+ 5,18 ± 0,24 3,02 ± 0,08
Эксперимент II: июнь, 7 мес. после применения глифосата край поля — 4,36 ± 0,33 7,00 ± 0,20
+ 4,62 ± 0,34 8,1 ± 0,25
ЗЕ+09
2Е+09
1Е+09
4.0Е+08
1 □ Контроль
3,0Е+08 □ Опыт
2.0Е+08 т i
1.0Е+08 -ÏJ I 1 ft А АЛ
0.0Е+00 1 íñ 1 1 1 h á i Г
Контроль Опыт
□ Метаболически активные формы
□ Покоящиеся формы
Archaea Eubacteria
□ Контроль
□ Опыт
Ж .А®
Л?
J? Л# J? # .
Л& ,<<> Л" л-5 ЛУ А0
^ АГ # Л*
0 ,0е
0*°
Í?
/
Рис. 1. Соотношение численности метаболически активных и покоящихся форм Bacteria в почве (эксперимент II) (а), численность метаболически активных представителей доменов Archaea и Bacteria (б) и отдельных филогенетических групп
домена Bacteria (в)
достоверно увеличивается численность представителей филума Actinobacteria (7,05 • 107 и 1,98 • 108 кл/г почвы) и снижается таковая представителей филума Acidobacteria (1,03 • 108 и 5,14 • 107 кл/г почвы), что связано с последействием гербицида глифосата.
Мультисубстратное тестирование. Для изучения изменений функционального биоразнообразия микробного сообщества почвы и для характеристики его устойчивости к внесению гербицида проведено мультисубстратное тестирование. По результатам определены показатели, характеризующие состояние микробных сообществ (табл. 2).
Коэффициент рангового распределения Гор-ленко спектров потребления субстратов (d) [2] является наиболее информативной характеристикой устойчивости микробного сообщества почв. Он принимает значения от 0,01 до 2,0, и по следующим
Показатели функционального разнообразия и устойчивости почвенного микробного сообщества
Время пробоотбора Место пробоотбора (номер полосы) Внесение глифосата d N W
Эксперимент I: август, 4 дня после применения глифосата 40 — 1 24 1487
+ 0,87 27 2034
17 — 0,90 19 1535
+ 0,75 24 1479
Эксперимент II: ноябрь, 3 нед. после применения глифосата июнь, 7 месяцев после применения глифосата 40 — 0,91 32 1349
39 + 0,49 26 1561
44 — 0,51 29 1666
43 + 0,48 31 1616
край поля — 0,19 29 1825
+ 0,07 25 2079
диапазонам можно диагностировать состояние микробного сообщества: 0,01—0,4 — благополучные избыточные системы, 0,4—0,6 — устойчивые стабильные системы, 0,6—0,8 — системы в угнетенном состоянии (например, при воздействии нарушающего фактора), 0,8—1,0 — системы в кризисном состоянии, 1,0—2,0 — необратимо нарушенные системы [2]. Согласно этой оценке, микробные сообщества почвы, изучаемые в эксперименте I, относятся к системам в кризисном и угнетенном состояниях. Это может быть связано со временем отбора образцов (после уборки урожая). Внесение гербицида несколько снижает коэффициент d, что свидетельствует об улучшении условий для микробного сообщества почвы. В эксперименте II фактор внесения глифосата также приводит к его снижению, что говорит о росте устойчивости микробных комплексов. С помощью непараметрического корреляционного анализа (метод Кенделла—Тау) выявлена обратная корреляция (т = = —0,97, p < 0,05) между коэффициентом d и значением эмиссии СО2 на 7-е сутки.
Функциональное биоразнообразие сообщества N рассчитывается по формуле: N = (N/N^^ • 100), где
Таблица 2
N„
. — число использованных суб-
стратов (47). В обоих экспериментах выявлено как возрастание, так и уменьшение данного показателя в образцах с глифосатом. Наибольшее функциональное биоразнообразие наблюдается в микробных сообществах почвы, отобранной в ноябре. Это согласуется с ранее полученными данными о сезонной динамике показателей функционального био-
Рис. 2. Результат кластерного анализа (метод Варда, евклидово расстояние) спектра потребляемых субстратов: а — эксперимент I; б — эксперимент II (3w — отбор образцов через 3 нед. после внесения глифосата, 7т — через 7 мес.), цифры (40, 17, 44, 39, 43) — полосы отбора образцов, К (контроль) — образцы без внесения глифосата, G — с глифосатом
разнообразия [2]. Удельная метаболическая работа микробного сообщества (Ж) характеризует среднюю интенсивность потребления субстратов. Этот показатель наибольший в образцах, отобранных в летний период. Связи между применением глифосата и изменением функционального биоразнообразия и удельной метаболической работы не наблюдается.
Кластерный анализ данных интенсивности потребления субстратов в эксперименте I сходства между образцами, подвергшимися кратковременному воздействию глифосата, не обнаружил (рис. 2, а). В эксперименте II с помощью того же анализа это сходство обнаружено для микробных сообществ почв, подвергавшихся длительному воздействию гербицида (рис. 2, б). Варианты с внесением глифосата были сгруппированы в один кластер. Следовательно, потенциал к использованию разных субстратов изменяется при долгосрочном воздействии
гербицида. Это может свидетельствовать об адаптационных изменениях в структуре почвенного микробного сообщества.
Проведенные ¿-тесты для сравнения чистых образцов и образцов, подвергавшихся воздействию гербицида глифосата, установили статистически достоверные изменения (р < 0,05) в интенсивности потребления некоторых субстратов. Сравнение образцов, отобранных до обработки глифосатом и через 4 дня после нее (эксперимент I), показало увеличение в потреблении пролина, аланина и фруктозы. В эксперименте II наблюдалось увеличение потребления рамнозы, маннитозы, гистидина, аспа-рагина, раффинозы и уменьшение — цитрата, ри-бозы и крахмала.
Заключение
Полученные результаты свидетельствуют о том, что применение глифосата модифицирует структур-
ное и функциональное разнообразие микробного сообщества почвы как при краткосрочном, так и при длительном воздействии.
При краткосрочном воздействии эмиссия СО2 возрастает. Удельная метаболическая работа и функциональное разнообразие не зависят от фактора внесения гербицида, однако отмечено его воздействие на интенсивность потребления некоторых субстратов. В образцах с глифосатом выявлено увеличение устойчивости микробного сообщества.
Общая численность прокариотной составляющей микробного сообщества при воздействии глифосата не изменяется. Однако некоторые филогенетические группы прокариот обладают чувст-
вительностью к долгосрочному воздействию гербицида: увеличивается число метаболически активных представителей групп ЛеИпоЬаМепа и снижается число Лcidobacteria и представителей домена АгеИаеа.
Таким образом, гербицид глифосат оказывает на микробное сообщество дерново-подзолистой почвы стабилизирующее воздействие. Предположительно, наблюдаемые эффекты обусловлены тем, что данный гербицид является субстратом для некоторых групп микроорганизмов.
Работа выполнена при финансовой поддержке РНФ, грант № 14-50-00029.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Горленко М.В. Методика выполнения измерений интенсивности потребления тест-субстратов микробными сообществами почв и почвоподобных объектов фотометрическим методом. М., 2010.
2. Горленко М.В., Кожевин П.А. Мультисубстрат-ное тестирование природных микробных сообществ. М., 2005.
3. Горленко М.В., Якименко О.С., Голиченков М.В., Костина Н.В. Функциональное биоразнообразие почвенных микробных сообществ при внесении органических субстратов различной природы // Вестн. Моск. ун-та. Сер. 17. Почвоведение. 2012. № 2.
4. Железова С.В., Акимов Т.А., Белошапкина О.О., Березовский Е.В. Влияние разных технологий возделывания озимой пшеницы на урожайность и фитосани-тарное состояние посевов (на примере полевого опыта Центра точного земледелия РГАУ—МСХА им. К.А. Тимирязева) // Агрохимия. 2017. № 4.
5. Звягинцев Д.Г. Методы почвенной микробиологии и биохимии. М., 1991.
6. Манучарова Н.А. Идентификация метаболически активных клеток прокариот в почвах с применением молекулярно-биологического флуоресцентно-микроскопического метода анализа fluorescence in situ hybridization (FISH). М., 2008.
7. Семенов М.В., Манучарова Н.А., Степанов А.Л. Распределение метаболически активных представителей прокариот (архей и бактерий) по профилям чернозема и бурой полупустынной почвы // Почвоведение. 2016. № 2.
8. Хитров Н.Б. Почвы длительного полевого опыта ТСХА // Изв. ТСХА. 2012. № 3.
9. Allegrini M., Zabaloy M.C., Gomez E.D.V. Ecoto-xicological assessment of soil microbial community tolerance to glyphosate // Sci. Total Environ. 2015. Vol. 533.
10. Busse M.D., RatcliffA.W., Shestak C.J., Powers R.F. Glyphosate toxicity and the effects of long-term vegetation control on soil microbial communities // Soil Biol. Bio-chem. 2001. Vol.33.
11. Doublet J., Mamy L., Barriuso E. Delayed degradation in soil of foliar herbicides glyphosate and sulcotrio-ne previously absorbed by plants: Consequences on herbicide fate and risk assessment // Chemosphere. 2009.Vol. 77.
12. Duke S.O., Powles S.B. Glyphosate: a once-in-a-century herbicide (mini-review) // Pest Manag. Sci. 2008. Vol. 64.
13. Helander M., Saloniemi I., Saikkonen K. Glyphosate in northern ecosystems // Trends in Plant Sci. 2012. Vol. 17.
14. Henderson A.M., Gervais J.A., Luukinen B. et al. Glyphosate General Fact Sheet. Corvallis, 2010.
15. Imfeld G., Lefrancq M., Maillard E., Payrau-deau S. Transport and attenuation of dissolved glyphosate and AMPA in a stormwater wetland // Chemosphere. 2013. Vol.90.
16. Imfeld G., Vuilleumier S. Measuring the effects of pesticides on bacterial communities in soil?: A critical review // Europ. J. Soil Biol. 2012. Vol. 49.
17. Lipok J., Wieczorek D., Jewginski M., Kafarski P. Prospects of in vivo 31P NMR method in glyphosate degradation studies in whole cell system // Enzyme Microb. Technol. 2009. Vol.44.
18. Mamy L., Barriuso E. Glyphosate adsorption in soils compared to herbicides replaced with the introduction of glyphosate resistant crops // Chemosphere. 2005. Vol. 61.
19. Pessagno R.C., Torres Sanchez R M., dos Santos Afonso M. Glyphosate behavior at soil and mineral-water interfaces // Environ. Pollut. 2008. Vol. 153.
20. Shehata A., Kuhnert M., Haufe S., Kruger M. Neutralization of the antimicrobial effect of glyphosate by humic acid in vitro // Chemosphere. 2013. Vol. 104.
21. Shushkova T., Ermakova I., Leontievsky A. Glyphosate bioavailability in soil // Biodegradation. 2010. Vol. 21.
22. Sviridov A.V., Shushkova T.V., Ermakova I.T. et al. Microbial Degradation of Glyphosate Herbicides (Rev.) // Appl. Biochem. Microbiol. 2015. Vol. 51.
23. Vereecken H. Mobility and leaching of glyphosate: A review // Pest Manag. Sci. 2005. Vol. 61.
Поступила в редакцию 11.06.2017
STRUCTURAL AND FUNCTIONAL CHARACTERISTICS
OF PROKARYOTIC COMPLEX OF SOD-PODZOLIC SOIL INFLUENCED
BY HERBICIDE GLYPHOSATE
A.D. Zhelezova, N.A. Manucharova, M.V. Gorlenko
The amount of pesticides used is growing due to agriculture intensification. Glyphosate is the most used herbicide, and studying its influence on soil microbial communities is of interest. Structural and functional changes in prokaryotic complexes of sod-podzolic soil following glyphosate application were studied. The herbicide application was not changing the total amount of prokaryotes and the intensity of substrate consumption by microbial community. Basal respiration increase was observed as a short-term effect of glyphosate application. The amounts of metabolically active Acidobacteria and Archaea were reduced, while the amount of metabolically active Actinobacteria was increased following long-term glyphosate exposure.
Key words: sod-podzolic soils, glyphosate, microbial community, FISH, metabolic activity of prokaryotes, functional biodiversity, multisubstrate testing.
Сведения об авторах
Железова Алена Дмитриевна, аспирант 4-го года обучения каф. биологии почв ф-та почвоведения МГУ им. М.В.Ломоносова; мл. науч. сотр. отдела биол. и биохим. почв Почвенного ин-та им. В.В.Докучаева. E-mail: alferrum@mail.ru. Манучарова Наталия Александровна, докт. биол. наук, профессор каф. биологии почв ф-та почвоведения МГУ им. М.В.Ломоносова. E-mail: manucharova@mail.ru. Горленко Михаил Владимирович, канд. биол. наук, науч. сотр. каф. биологии почв ф-та почвоведения МГУ им. М.В.Ломоносова. E-mail:gorlenko@soil.msu.ru.
