CC BY
2
Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2023. Т. 23, вып. 4. С. 411-425 Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2023, vol. 23, iss. 4, pp. 411-425
https://ichbe.sgu.ru https://doi.org/10.18500/1816-9775-2023-23-4-411-425, EDN: IVZQCS
Научная статья
УДК 547.458.1:[543.42+544.022]
Структура и надмолекулярное упорядочение I- и 0-аспарагината хитозана
К. М. Шипенок, А. Б. Шиповская '
Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского, Россия, 410012, г. Саратов, ул. Астраханская, д. 83
Шипенок Ксения Михайловна, студент Института химии, kshipenok@gmail.com, https://orcid.org/0000-0002-9733-751X Шиповская Анна Борисовна, доктор химических наук, профессор, заведующий кафедрой полимеров на базе ООО «АКРИПОЛ» Института химии, начальник отдела высокомолекулярных соединений Образовательно-научного института наноструктур и биосистем, shipovskayaab@yandex.ru, https://orcid.org/0000-0003-1916-4067
Аннотация. В работе использовали хитозан (CS) со средневязкостной молекулярной массой 200 кДа и степенью деацетилирова-ния 82 мольн.% производства ЗАО «Биопрогресс» (РФ). Получены водные растворы энантиомерных солевых комплексов CS с L- и D-аспарагиновой кислотой (AspA) при эквимольном соотношении CS:AspA, считая на аминогруппы. Порошки солей CS-L-(D-)AspA выделяли из соответствующих растворов упариванием воды и хранили в эксикаторе при нулевой влажности. Установлено, что в таких условиях образуется водорастворимая солевая форма полимера с пластинчатыми светло-бежевыми частицами размером 0.05-1.0 мм. Методами элементного анализа, ИК- и ЯМР-спектроскопии, рентгеновской дифрактометрии проведена оценка химического взаимодействия CS с L-(D-)AspA в водном растворе и конденсированном состоянии, исследованы химическая структура и надмолекулярное упорядочение энантиомерных солей. Установлено, что по классификации Ogawa K. с соавторами формульная единица CS-L-(D-)AspA соответствует негидратированным солям I типа, в которых молекулы воды заменены на анионы кислоты. ИК-спектроскопия подтвердила донорно-акцепторное взаимодействие полимер-кислота и выявила развитую систему меж- и внутримолекулярных контактов. Одно- и двумерная ЯМР-спектроскопия показала взаимодействие пар атомных ядер между H3-H6 полимера и 2Ир или Ha кислоты, H1 или H2 и Ha, H1 и H3-H6, обусловленное пространственной близостью протонов в повторяющихся мономерных единицах, удалённых по цепи «изгибных» сегментах цепей и соседних макромолекулах. Для CS-L-AspA выявлены дополнительные резонансы между H2 и H3-H6 полимера, для CSD-AspA - H1 или H2. Рентгеновская дифрактометрия обнаружила высокоупорядоченную ориентацию макроцепей и не типичную для солей CS высокую степень кристалличности. Солевой комплекс CSD-AspA, в отличие от CS-L-AspA, характеризуется меньшим количеством кристаллизационной воды, более упорядоченной надмолекулярной структурой и более развитой системой меж- и внутримолекулярных контактов.
Ключевые слова: хитозан, L- и D-аспарагиновая кислота, солевые комплексы, взаимодействие, элементный анализ, ИК- и ЯМР-спектроскопия, рентгеновская дифрактометрия
Благодарности: Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда, проект №22-23-00320, https://rscf.ru/ project/22-23-00320/.
Для цитирования: Шипенок К. М., Шиповская А. Б. Структура и надмолекулярное упорядочение L- и D-аспарагината хитозана // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2023. Т. 23, вып. 4. С. 411-425. https://doi. org/10.18500/1816-9775-2023-23-4-411-425, EDN: IVZQCS
Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY 4.0) Article
Structure and supramolecular ordering of chitosan L- and ^-aspartates X. M. Shipenok, A. B. Shipovskaya:
Saratov State University, 83 Astrakhanskaya St., Saratov 410012, Russia
Xenia M. Shipenok, kshipenok@gmail.com, https://orcid.org/0000-0002-9733-751X
Anna B. Shipovskaya, shipovskayaab@yandex.ru, https://orcid.org/0000-0003-1916-4067
Abstract. Chitosan (CS) with a viscosity-average molecular weight of 200 kDa and a deacetylation degree of 82 mol%, produced by Bioprogress Ltd. (RF) has been used in this work. Aqueous solutions of enantiomeric salt complexes of CS with L- and D-aspartic acid (AspA) have been obtained at an equimolar CS:AspA ratio, in terms of amino groups. Powders of CS-L-(D-) AspA salts have been isolated from the corresponding solutions
by evaporation of water and stored in a desiccator at zero humidity. It has been established that under such conditions a water-soluble salt form of the polymer with lamellar light beige particles 0.05-1.0 mm in size is formed. Using the methods of elemental analysis, IR and NMR spectroscopy, and X-ray diffractometry, the chemical interaction of CS with L-(D-)AspA in aqueous solution and condensed state has been evaluated, and the chemical structure and supramolecular ordering of these enantiomeric salts have been studied. It has been established that, according to the classification of K. Ogawa et al., the formula unit CS-L-(D-)AspA corresponds to non-hydrated salts of type I, in which water molecules are replaced by acid anions. IR spectroscopy confirmed the donor--acceptor polymer-acid interaction and revealed a developed system of intermolecular and intramolecular contacts. One- and two-dimensional NMR spectroscopy showed the interaction of pairs of atomic nuclei between H3-H6 of the polymer and 2Hp or Ha of the acid, H1 or H2 and Ha, H1 and H3-H6, due to the spatial proximity of protons in repeating monomer units, in the "bend" chain segments removed along the chain, and in neighboring macromolecules. For CSL-AspA, additional resonances have been identified between H2 and H3-H6 of the polymer, for CS-D-AspA these have been between H1 or H2. X-ray diffractometry has revealed a highly ordered orientation of macrochains and a high crystallinity degree, untypical for CS salts. The salt complex CS-D-AspA, in contrast to CSL-AspA, is characterized by a smaller amount of crystallization water, a more ordered supramolecular structure, and a more developed system of intermolecular and intramolecular contacts.
Keywords: chitosan, L- and D-aspartic acid, salt complexes, interaction, elemental analysis, IR and NMR spectroscopy, X-ray diffractometry Acknowledgements: This research was funded by a grant from the Russian Science Foundation No. 22-23-00320, https://rscf.ru/proj-ect/22-23-00320/.
For citation: Shipenok X. M., Shipovskaya A. B. Structure and supramolecular ordering of chitosan L- and D-aspartates. Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2023, vol. 23, iss. 4, pp. 411-425 (in Russian). https://doi.org/10.18500/1816-9775-2023-23-4-411-425, EDN: IVZQCS
This is an open access article distributed under the terms of Creative Commons Attribution 4.0 International License (CC-BY 4.0)
Введение
Солевые формы (СБ) с органическими и неорганическими кислотами вследствие проявления антиоксидантной, биоцидной, противовирусной, иммуномодулирующей, ранозаживляющей и др. активности, весьма перспективны в разработке новых фармацевтических препаратов и вакцин, средств доставки лекарств, биотрансплантатов и медицинских шовных материалов, а также в ветеринарии, косметологии, лечебном питании, производстве БАДов [1, 2]. Многочисленные исследования показали, что биологическая активность солей СБ определяется, в первую очередь, их катионной природой. Например, электростатическое взаимодействие протонированных аминогрупп макроцепи с анионными компонентами поверхностных структур клеточных мембран обусловливает дестабилизацию клеточной стенки и в конечном итоге приводит к гибели патогена [3, 4]. Катионная плотность заряда макромолекул СБ и, соответственно, электростатический эффект во многом определяются природой кислоты, используемой для формирования солей [2].
Кроме того, природа кислоты оказывает значимое влияние на конформационные характеристики и структуру солевой формы СБ. Так, японская научная группа классифицировала соли хитозана на несколько типов кристаллических структур, отличающихся конформацией макроцепей, количеством кристаллизационной воды, структурно-полиморфной модификацией и кинетической стабильностью [5]. Соли I типа представляют собой безводные кристаллы, в которых молекулы СБ принимают форму уд-
линенной двойной спирали 2/1 (аналогичной конформации хитина или целлюлозы), стабилизированной внутримолекулярной водородной связью О3 - О5'. Соли II типа образуют гидрати-рованный кристалл, вследствие чего основной вклад в кристаллическую структуру вносят скелетные цепи СБ с присутствующими между ними молекулами воды. Молекула СБ принимает при этом релаксированную двойную спираль 2/1, состоящую из асимметричных звеньев тетраса-харида. В более поздней работе была установлена конформация вытянутой восьмикратной спирали 8/5 или 8/3 [6]. При формировании солей II типа при низкой температуре молекула СБ формирует форму спирали 4/1 с асимметричными звеньями дисахарида. В обоих случаях конформация цепей неустойчивая, поскольку не образуется сильной внутримолекулярной Н-связи, такой как в типе I, но возможна стабилизация спирали анионами. Особенностью солевой формы II типа является спонтанная дегидратация, включающая и удаление кислоты, с необратимым превращением в высококристаллическую полиморфную модификацию СБ с системой Н-связей как в типе I [6]. В солях III типа конформация макроцепей СБ представлена пятикратной спиралью (5/3) с асимметричным звеном глюкозамина [7].
В последние годы для получения солевой формы СБ все чаще стали использовать биологически активные карбоновые кислоты и аминокислоты [8-10]. В данном случае природа кислоты-растворителя оказывает значимое влияние не только на физико-химические свойства материалов, но и расширяет спектр их медико-
биологических свойств [10-12]. Предполагается, что в таких солевых комплексах реализуются не только меж- и внутримолекулярные водородные связи и классические кулоновские взаимодействия, но и специфические кулоновские координации в виде ионных ассоциаций, а также гидрофобные и ион-дипольные контакты [13, 14]. При этом конкуренция кулоновского отталкивания одноименно заряженных мономерных звеньев и притяжения между «нейтрализованными» сегментами полимерных цепей влияет на пространственную упаковку макромолекул и их надмолекулярную ориентацию [14].
Аминокислоты и большинство биологически активных карбоновых кислот хиральны и имеют стереоантиподы, различающиеся пространственным строением и биологической функциональностью, что отражается и на свойствах их солей с CS. Так, ¿-молочная кислота обладает меньшим термодинамическим сродством к CS, чем её О-изомер, а ¿- и О-лактаты CS различаются температурой формирования солевых форм I (безводный кристалл) и II типа (гидрати-рованный кристалл) [15]. ¿- и О-аскорбаты CS отличаются размером макроклубков и их надмолекулярным упорядочением, хирооптическими свойствами, антибактериальной, пролифериру-ющей, противовоспалительной и ранозаживляю-
щей активностью [16-19]. При этом наибольшую эффективность проявляют соли CS не с фармакологически активной ¿-аспарагиновой кислотой, а с ее О-диастереомером.
Особый интерес представляют солевые формы CS с энантиомерами AspA. L-AspA является заменимой протеиногенной аминокислотой. Выполняет функцию нейромедиатора, участвует в переаминировании, биосинтезе мочевины, пиримидиновых оснований, в цикле лимонной кислоты (Кребса) и др., проявляет антимикробную активность [20, 21]. О-AspA обнаружена в составе белков хрусталика глаза при катаракте, в головном мозге при болезни Альцгеймера, в стенке аорты при атеросклерозе, в дентине зубов человека при физиологическом взрослении [22]. Предполагается, что О-AspA образуется при спонтанной рацемизации L-AspA в структуре полипептидов в процессе старения и выполняет в организме специфические функции эндокринной регуляции.
Молекулы AspA содержат две кислотные СООН-группы и основную NH2-группу, имеющую противоположную пространственную конфигурацию в случае энантиомерных форм этого вещества (рис. 1, а, б). Вследствие стерео-конфигурационных различий энантиомеры AspA характеризуются одинаковым по модулю, но
а/а
б/b
О H
\\ /
с—о
"Ч /
«Л //
CTV
H,Asp
о—H
с\ H
\\ /
С—О
*ч /
/
H
pÀ'a, — 2.1
H,Asp
W
*ч /
"Л //
/ \е
о.
H
/
4Г
HW \е
о
рА"а, = 3.9
в/с
HAsp
рКа, = 9.8
Asp
2-
Рис. 1. Структурные формулы энантиомеров L-AspA (а), D-AspA (б) и структуры ионов AspA
при разном значении рН (в) Fig. 1. Structural formulae of enantiomers L-AspA (a), D-AspA (b) and the structure of AspA ions
at several pH values (c)
противоположным по знаку удельным оптическим вращением: +25.5 град для L-AspA и -25.5 град для D-AspA (25°С, 589 нм, 5% в 5 М HCl). Обе кислоты имеют невысокую растворимость в воде [23]. В водной среде в зависимости от рН молекулы AspA существуют в различных пропорциях катионов, диполярных ионов, анионов и дианионов (см. рис. 1, в) [24, 25]. В твердой фазе AspA находится, преимущественно, в цвиттер-ионной форме [26]. ИК-спектры индивидуальных L- и D-энантиомеров AspA не различимы [21]. Различия в частотах полос поглощения структурных фрагментов наблюдаются лишь для рацемических смесей L-AspA + D-AspA.
Ранее нами было показано, что водные растворы AspA могут выступать в качестве биосовместимой среды для растворения CS [27]. Формирование аспарагиновокислого CS протекает при рН 3.5-3.8 и минимальном стехиометрическом отношении [AspA]/[-NH2] ~ 0.43 [28]. В растворе макромолекулы полисоли проявляют свойства полиэлектролита с частично компенсированным зарядом [28, 29] и образуют левозакрученную спиральную вторичную структуру [30]. Порошок CSAspA, выделенный из соответствующего раствора, имеет форму пластинчатых микрочастиц с фрактальным упорядочением [31]. Установлено, что соли CSL-AspA и CSD-AspA нетоксичны, гемо- и биосовместимы, проявляют высокую ростостимулирующую активность в отношении тест-растений с наилучшим эффектом для солевого комплекса с D-антиподом AspA [32]. Вероятно, что подобное проявление биологической активности обусловлено различиями в пространственном упорядочении CSL-AspA и CS-D-AspA. Однако детализация структурных особенностей энантиомерных форм CSL-(D-) AspA не была проведена.
Целью настоящего исследования является оценка химической структуры и надмолекулярного упорядочения L- и D-аспарагината CS методами ИК- и ЯМР-спектроскопии, элементного анализа и рентгеновской дифрактометрии.
Материалы и методы
Для исследования выбран CS со средневяз-костной молекулярной массой 200 кДа, степенью деацетилирования 82 мольн.%, влажностью W = 9±1 мас.% (ЗАО «Биопрогресс», РФ). Использовали порошки х.ч. L-AspA, полученной биокаталитическим синтезом (ЗАО «Биоамид», РФ), и х.ч. D-AspA (ЗАО «Вектон», РФ), биди-стиллированную воду, D2O (Cambridge Isotope
Laboratories, Inc., США). Солевые комплексы CS-L-(D -)AspA получали при мольном соотношении [AspA]/[-NH2] = 1.0 моль/осново-моль.
Растворы солей CSL-(D-)AspA в дистиллированной воде концентрации CcS = 0.8 г/дл (для получения порошков) и в D2O с CcS = 0.3 г/ дл (для получения ЯМР-спектров) получали на колбонагревателе Labdevices HMS-100D (Китай) при 50.0±0.1°С и перемешивании на магнитной мешалке со скоростью 400 об/мин. В колбу на 100 мл наливали 50 мл дистиллированной воды, подогревали до указанной температуры, засыпали навеску CS и перемешивали 20 мин для набухания частиц полимера. Далее в колбу вносили навеску AspA, добавляли 50 мл воды, перемешивали в течение 2-3 ч до растворения CS, охлаждали до комнатной температуры и пропускали через фильтрующую воронку Шот-та-1б0. Порошки солей CSL-(D-)AspA получали упариванием соответствующих растворов в чашках Петри при комнатной температуре (22±2 °С) в воздушной атмосфере, сушили до постоянной массы и измельчали в фарфоровой ступке. Образцы хранили в эксикаторе при нулевой влажности.
Гравиметрические измерения проводили на аналитических весах «Ohaus Discovery» (США).
Элементный анализ выполнен на CHNS-анализаторе Elementar Vario Micro Cube (ElementarAnalysensystem GmbH, Германия): C, H - в токе O2, N - в токе CO2. Погрешность составила ±0.5 мас.%. Брутто-формулу (формульную единицу) вещества вычисляли из атомного соотношения C/N, разного для CS и AspA, по методике [33].
ИК-спектры регистрировали на вакуумном ИК-фурье-спектрометре Vertex 70 v (Bruker, США) с термовариацией PIKE GladiATR и разрешением 4 см-1, используя в среднем 3б сканирований в диапазоне 4000-400 см-1 методом нарушенного полного внутреннего отражения (НПВО). Спектры обрабатывали в программе OPUS. Полосы колебательного поглощения расшифровывали по корреляционным таблицам [34] и экспериментальным работам для AspA, CS и его солевых форм [21, 28, 35].
Спектры ЯМР 1Н (400 МГц), 1ЗС (100 МГц), 1H-1H COSY, ROESY и NOESY регистрировали на спектрофотометре Bruker Avance II б00 (США) в D2O при 40°C, внутренний стандарт - тетра-метоксисилан. Проводили 32 скана с временем релаксации 1 с в диапазоне частот 5.5-1.5 м.д. Для расшифровки ЯМР-спектров использовали литературные источники [7, 28, 35, Зб].
Рентгеновские дифрактограммы получали на дифрактометре ДРОН-8Т (АО «ИЦ «Буревестник», РФ) с излучением CuKa, параболическим зеркалом Гёбеля (AXO Dresden GmbH, Германия) и позиционно-чувствительным детектором Mythen 2R1D с 640 каналами (Dectris, Швейцария) с дискретностью 20 = 0.0144 град, в кварцевой кювете 2 мм. Геометрия фокусного луча: щели аксиальная 12 мм, экваториальная 0.25 мм. Регистрацию осуществляли в диапазоне углов 20 = 5-40 град по точкам с шагом 0.02 град для центрального канала детектора и временем экспозиции 10 c в точке. Степень кристалличности (х, %) рассчитывали, как отношение интегральной интенсивности суммарного рассеяния кристаллитов к полному рассеянию от аморфных и кристаллических областей гра-
фическим интегрированием (программа QCAD 3.15) [37, 38]. Полученные результаты сравнивали с данным работ [28, 39, 40].
Результаты и их обсуждение
При высушивании свежеприготовленного водного раствора CS в L- и D-AspA образуется водорастворимый порошок CSL-(D-)AspA светло-бежевого цвета, состоящий из пластинчатых частиц размером 0.05-1.0 мм. Формульная единица образцов, полученных при мольном соотношении [AspA]/[~-NH2] = 1.0 mol/mono-mol и определенная по данным элементного анализа, приведена в табл. 1. Стехиометрический пересчет содержания элементов на усредненное элементарное звено показывает формирование солевых комплексов I типа (безводный кристалл
Таблица 1 / Table 1
Формульная единица и соотнесение полос поглощения ИК-спектров порошков CS, CSL-AspA и CSD-AspA Formula unit and correlation of absorption bands in the IR spectra of CS, CS-L-AspA and CSD-AspA powders
Тип колебания структурного фрагмента / Vibration type of the structural fragment CS CSL-AspA CSD-AspA
Формульная единица / Formula unit
ÇiAbiNO« + 1.5 H2Ü CiAbiNO« + C4H7NO4 + 2.б4 H2O C6.4HU.4NQ4.2 + C4H7NQ4 + 1.99 H2O
Частота полосы поглощения, см-1 / Absorption band frequency, cm-1
VO-H 3435
VN-H 3255
VN-H (NH3+) - 3125 3115
Vas(CH) 2925
VS(CH) 2B55
\вяз(°Щ - 2500
Vas(C-N) 23б0, 2340 23б0
Vc-О (COO-) - 2100, 14б0 2105, 14б5
vC=O (СООН) - 1715 1720
SC=O (Амид I) 1бЗ5 1бЗ0
Vh (Амид II) 15B0 15б0 1550
Sas(CH) 1420, 1370 1400, 1350
VC-N + ^N-Н (Амид III) 1305 - 1300
V(C-C), V(C-O), V(C-N), 8(C-H) Глюкопира-нозное кольцо Glucopyranose ring 1150
1100 - 1080
1040 - 1020
895 - 890
850
8о-Н (СООН) - б15 б20
[5]), поскольку количество кристаллизационной воды в СБ-Ь-ЛБрЛ и СБЮ-ЛБрЛ сравнимо с исходным порошком полимера. При этом меньшее количество связанной Н2О содержится в Ю-аспарагинате СБ, что косвенно указывает на сильное взаимодействие компонентов соли, вследствие чего на взаимодействие с водой остаётся меньше центров и групп, чем в ¿-солевом комплексе.
В ИК-спектрах солевых форм СБ с ¿- и Ю-ЛБрЛ присутствуют все характеристические для данного полимера частоты колебаний, в частности, вовлеченных в систему внутри- и межмолекулярных водородных контактов NH- и ОН-связей, ^НСО- групп (Амид I и Амид II), симметричных и ассиметричных колебаний СН- и С^связей, валентных и деформацион-
ных колебаний фрагментов глюкопиранозного кольца (рис. 2, см. табл. 1) [21, 28, 35]. Наблюдаются также плохо разрешенные полосы с центрами при 3125 см-1 для порошка СБ-Ь-ЛБрЛ и 3115 см-1 для порошка СБЮ-ЛБрЛ, относящиеся к протонированным аминогруппам полимера. В спектрах ¿- и Ю-аспарагинатов СБ имеются характерные для валентных колебаний ионизованных и неионизованных карбонильных групп кислотного остатка полосы поглощения: 2100, 1715, 1460, 615 см-1 для СБ-Ь-ЛБрЛ и 2105, 1720, 1465, 620 см-1 для СБЮ -ЛБрЛ. ИК-спектроскопия подтверждает, что взаимодействие СБ с ЛБрЛ идет с переносом протона кислоты на аминогруппу полимера с образованием ХН^-групп и, соответственно, солевой формы полимера.
X
н
о
100
но
G0
10
20
\
/Л
Л
\\\ А/
V rw\
W ? ь 1 /
3500
ЗООО 2500 2000 1500
Волновое число, см-1 / Wavenumber, cm-1
1000
500
Рис. 2. ИК-спектры порошков: 1 - CS, 2 - CSL-AspA, 3 - CSD-AspA (цвет онлайн) Fig. 2. IR spectra of powders: 1 - CS, 2 - CSL-AspA, 3 - CSD-AspA (color online)
При этом спектральные характеристики ¿- и Ю-аспарагината СБ несколько отличаются от ИК-спектров водорастворимых солевых форм этого полимера с анионами карбоновых кислот и от солевого комплекса СБ-ЛБрЛ, синтезированного в среде Н2О + изопропиловый спирт при 4-10°С в работе [30]. Например, в спектрах четко не выявляются полосы поглощения, характерные для симметричного изгибного растяжения соли амина. Вероятно, валентные колебания ХН^ перекрываются с полосой валентных колебаний NH и с полосой асимметричных валентных колебаний в СН2 фрагменте (2925 см-1 для обоих образцов), что проявляется в виде сравнительно небольшого изгиба спектральной линии с центром при 3125 и 3115 см-1 для образцов
СБ-Ь-АБрА и СБ-О-АБрА соответственно. Кроме того, полоса поглощения ХН^-группы накладывается на полосу поглощения Амид II, вследствие чего на спектральной линии фиксируется перегиб при 1560 см-1для СБ-Ь-ЛБрЛ и 1550 см-1 для СБ-Ю-ЛБрЛ.
При сравнении ИК-спектров ¿- и Ю-стерео-мерных солей СБ выявляется, что полосы поглощения валентных колебаний ХН в про-тонированной аминогруппе и деформационных колебаний ^Н (полоса Амид II) для образца СБЮ-ЛБрЛ наблюдаются при меньших значениях волнового числа по сравнению с СБ-Ь-ЛБрЛ. Валентные колебания С-О ионизированных и С=О неионизированных карбоксильных групп, а также деформационные колебания О-Н в - СООН для
порошка СБО-АБрА фиксируются при более высоких значениях V, чем для порошка СБЬ-АБрА.
Полученные спектральные характеристики указывают на достаточно развитую систему межи внутримолекулярных контактов в надмолекулярной структуре образцов Ь- и О-аспарагината СБ, что не типично для солевой формы этого полимера, протонированные группы которой вследствие внутримолекулярного электростатического отталкивания частично ослабляют исходную жёсткую кристаллическую структуру полимера. Это могут быть Н-связи между соседними цепями полимера или удаленными по цепи «изгибными» сегментами одной и той же
макромолекулы. Не исключены специфические кулоновские и ион-дипольные взаимодействия, о чем указывали авторы [13, 14]. Кроме того, возможны Н-связи между макромолекулами полимера и свободными функциональными группами молекул кислоты. Учитывая, что в твердой фазе AБpA находится в цвиттер-ионной форме, разумно предположить возможность участия в формировании Н-связей и биполярного иона молекулы кислоты. При этом наиболее развитой системой Н-связей характеризуется СБО-АБрА.
Спектры ЯМР ХИ и 13С растворов СБ-Ь-(О-) АБрА показывают все характерные для СБ и АБрА сигналы протонов и углеродов (рис. 3, табл. 2)
Й, ррт
а /a
Н„ (AspA)
2H|i (AspA)
5.0
4.5
4.0
3.5 5, ррщ
б/Ъ
3.0
2.5
2.0
Рис. 3. ЯМР !И спектры растворов CSL-AspA (а) и CSD-AspA (б) в D2O Fig. 3. 1H NMR spectra of solutions of CSL-AspA (a) and CSD-AspA (b) in D2O
Таблица 2 / Table 2
Соотнесение полос поглощения спектров ЯМР и 13С растворов CS, CS-L-AspA и CSD-AspA в D2O Correlation of absorption bands in the 1И and 13C NMR spectra of solutions of CS, CS-L-AspA and CSD-AspA in D2O
б, ppm CSL-AspA б, ppm CSD-AspA
L-AspA CS D-AspA CS
ЯМР !И / NMR !И
4.85 - H1 4.87 - H1
4.42 - d2o 4.42 - d2o
3.91-3.94 - H3-H6 3.94-3.97 - H3-H6
3.72 - 3.72 -
3.88 Ha - 3.89 Ha -
3.15 - H2 (деацетилированные звенья / deacetylated links) 3.17 - H2 (деацетилированные звенья / deacetylated links)
2.70 -2.88 Шр - 2.77-2.92 2HP -
2.05 - N-acetyl 2.06 - N-acetyl
ЯМР 13С / NMR 13С
179.24 -COOH - 178.68 -COOH -
176.27 -COOH -C=O 176.04 -COOH -C=O
100.69 - C1 100.60 - C1
79.63 - C4 79.63 - C4
77.43 - C5 77.44 - C5
73.10 - C3 73.02 - C3
62.87 - C6 62.85 - C6
58.59 - C2 58.58 - C2
54.64 -CH- - 54.38 -CH- -
38.72 -CH2- - 38.39 -CH2- -
[7, 35, 36]. Например, в спектрах ЯМР ХН, кроме сигналов протонов глюкопиранозного кольца и ацетамидной группы СБ присутствует уширенный сигнал протонов а-углеродного атома и квадруплет дублетов протонов Р-метиленовой группы ЛБрЛ. При этом сигнал в солевых комплексах смещен с сторону меньших 5 по сравнению с исходным СБ [36], что свидетельствует о формировании протонированных аминогрупп. Уширение сигнальных картин протонов На и 2Ир в Ь-(Ю-) аспарагинате СБ в сравнении с ЛБрЛ [28] также указывает на со-леобразование полимера с кислотой. В сравнении с СБ-Ь-ЛБрЛ, для СБ-О-ЛБрЛ наблюдается уменьшение площади сигналов Нх, Н2, Н3-Н6, На (при 5~3.9 ррт) и небольшое смещение данных резонансов в сторону более сильных полей. Для мультиплета 2Нр обнаруживается увеличение
площади сигнальных картин и более существенный сдвиг в область больших значений 5.
Оценка 1Н-1Н-связей и, соответственно, корреляции протонов с вицинальными протонами (COSY), пространственной близости удаленных протонов (ROESY) и их пространственной корреляции (NOESY) показала, что для CS-L-AspA и CS-D-AspA отмечаются взаимодействия между Н3-Н6 полимера и 2Нр или На кислоты, Hi или Н2 и На, Н1 и Н3-Н6. Для CSL-AspA выявляются дополнительные резонансы между Н2 и Н3-Н6 полимера, а для CSD-AspA - Н1 и Н2. Следует отметить, что выявленные кросс-пики могут быть обусловлены не только пространственной близостью протонов CS и AspA внутри одних и тех же повторяющихся мономерных единиц, но и пространственной близостью протонов соседних цепей полимера или удалённых
по цепи «изгибных» сегментов одной и той как и данные ИКС, подтверждают фомирование
же макромолекулы. Выявленные частотно- развитой системы меж- и внутримолекулярных
избирательные отклики протонов указывают контактов. Наибольшее число взаимодействий
на фомирование пространственно-сближенного между парами атомных ядер наблюдается для
солевого комплекса полимер-кислота, а также, образца СБЮ-ЛБрЛ (рис. 4, табл. 3).
d/e
e/f
Рис. 4. Спектры COSY (а, б), ROESY (в, г) и NOESY (д, е) растворов CS-L-AspA (а, в, д) и CSD-AspA (б, г, е) в D2O Fig. 4. COSY (a, b), ROESY (c, d) and NOESY (e, f) spectra of solutions of CS-L-AspA (a, c, e) and CS-D-AspA (b, d,f) in D2O
Таблица 3 / Table 3
Соотнесение кросс-пиков спектров COSY, ROESY и NOESY растворов CS, CS-L-AspA и CSD-AspA в D2O Correlation of cross-peaks in the COSY, ROESY and NOESY spectra of solutions of CS, CS-L-AspA
and CS-D-AspA in D2O
б, ppm CS-L-AspA б, ppm CSD-AspA
!И 1H 1H 1H
COSY
3.91 2.73 2.80 3.95
3.91 2.86 2.87 3.96 2Hp H3"H6
3.93 2.86 H3"H6 2He 2.92 3.95
3.93 2.73 3.14 4.85
3.95 2.73 3.16 4.85 H2 H1
3.95 2.86 3.19 4.85
3.71 3.87 H3"H6 Ha
3.88 3.16 Ha H2
ROESY
3.90 2.74 3.93 2.90
3.90 2.86 3.95 2.78
3.92 3.92 2.73 2.86 H3"H6 2He 3.95 3.96 2.90 2.78 H3"H6 2HP
3.95 2.73 3.98 2.78
3.95 2.86 3.98 2.90
NOESY
3.72 3.15 H2 3.72 3.89 H3"H6 Ha
3.72 3.88 H3"H6 Ha 3.72 4.85 H1
3.72 4.84 H1 3.88 3.16 Ha H2
3.88 3.15 Ha H2 3.89 4.85 H1
3.88 4.84 H1 3.92 2.78
3.92 2.72 H3"H6 2HP 3.93 2.89
3.94 2.85 3.96 2.78 H3"H6 2HP
3.96 2.90
3.98 2.79
Рентгеновская дифрактометрия показала существенные различия в надмолекулярном упорядочении Ь- и Ю-аспарагината СБ как в сравнении с исходным образцом, так и в отношении энантиомерных солевых форм (рис. 5, табл. 4). На рентгеновской дифрактограм-ме исходного порошка СБ на фоне аморфного гало проявляются основные кристаллические рефлексы при 20 ~ 11.1 и 19.4 град, а также три малоинтенсивных рефлекса в диапазоне 25.5-29.0 град. Дифрактограмма является типичной для аморфно-кристаллических полимеров с невысокой степенью кристалличности.
Рентгеновские дифрактограммы энантиомерных солей СБ характеризуются уширением основных рефлексов, что свидетельствует о наличии в них меньших по размеру структурных элементов. Интенсивность первого основного рефлекса в области 20 ~ 11.2-11.6 град повышается для обоих образцов, а второго - понижается и смещается до 18.5 град для СБЬ-ЛБрЛ и 18.7 град для СБЮ -ЛБрЛ. Обнаруживаются дополнительные рефлексы в диапазоне 20 ~ 21-23 град, проявляющиеся для СБЬ-ЛБрЛ уширенным пиком с центром при 20 ~ 22.2 град, а для СБЮ-ЛБрЛ - двумя пиками при 21.5 и 22.2 град.
29, град / 20, (îea
Рис. 5. Рентгеновские дифрактограммы порошков: 1 - CS, 2 - CSL-AspA,
3 - CSD-AspA
Fig. 5. X-ray diffraction patterns of powders: 1 - CS, 2 - CSL-AspA, 3 - CSD-AspA
Таблица 4 / Table 4
Характеристика кристаллитов и степень кристалличности порошков CS, CSL-AspA и CSD-AspA Characteristics of crystallites and the degree of crystallinity of CS, CS-L-AspA and CSD-AspA powders
Образец / Sample Дифракционный угол 28, град / Diffraction angle 28, deg Межплоскостное расстояние d, А / Interplanar distance d, А Степень кристалличности X, % / Degree of crystallinity x, %
CS 11.12 7.96 34.3
19.38 4.58
25.85 3.45
27.31 3.27
28.77 3.10
CS-L-AspA 7.88 11.23 28.0
11.23 7.88
18.46 4.81
22.15 4.01
CS-D-AspA 7.77 11.38 30.2
11.62 7.62
18.69 4.75
21.46 4.14
22.23 4.00
Слабоинтенсивные рефлексы в диапазоне 20 ~ 25.5-29.0 град, наблюдающиеся у исходного порошка СБ, на дифрактограммах его диастереомерных солей не обнаруживаются.
Степень кристалличности порошков СБ\Е-ЛБрЛ и СБЮ -ЛБрЛ достаточно высокая (см. табл. 4). Несколько меньше исходного образца, но не столь значимо как для солевых комплексов
CS с традиционными карбоновыми кислотами (СН3СООН, НСООН) [39, 40]. Значения межплоскостных расстояний в кристаллической решётке, определенные при основном рефлексе 20 ~ 11 град уменьшаются, а при 20 ~ 19 град -увеличиваются. Обнаруженные структурные изменения наиболее выражены для D-изомерных солевых комплексов CS. Наиболее высокие значения степени кристалличности также наблюдаются для D-аспарагината CS.
Заключение
Таким образом, солевые комплексы CSL-(D-)AspA отличаются от известных в литературе солевых комплексов CS с органическими кислотами высокоупорядоченной ориентацией макроцепей. Совокупность результатов элементного анализа, ИК- и ЯМР-спектроскопии, рентгеновской дифрактометрии позволяет предположить, что и развитая система меж- и внутримолекулярных контактов в надмолекулярной структуре энантиомерных солей CS и L-(D-)AsрA стабилизирована посредством сложных ион-ионно-водородных контактов, включающих классические ионные и водородные связи, а также специфические ион-диполь-ные и ассоциировано-кулоновские взаимодействия, в которых немаловажную роль выполняет стереоизомерная форма оптических антиподов AspA. Солевой комплекс CS-D-AspA, в отличие от CS-L-AspA, характеризуется меньшим количеством кристаллизационной воды, более развитой системой меж- и внутримолекулярных контактов и более высокой степенью кристалличности.
Список литературы
1. Kou S. G., Peters L., Mucalo M. Chitosan: A review of molecular structure, bioactivities and interactions with the human body and micro-organisms // Carbohydrate Polymers. 2022. Vol. 282. ID 119132. https://doi. org/10.1016/j.carbpol.2022.119132
2. Варламов В. П., Ильина А. В., Шагдарова Б. Ц., Лунь-ков А. П., Мысякина И. С. Хитин/хитозан и его производные: Фундаментальные и прикладные аспекты // Успехи биологической химии. 2020. Т. 60. С. 317-368.
3. Sajomsang W., Tantayanon S., Tangpasuthadol V., Daly W. H. Quaternization of N-aryl chitosan derivatives: synthesis, characterization, and antibacterial activity // Carbohydrate Research. 2009. Vol. 344, № 18. P. 2502-2511. https://doi.org/10.1016Zj.carres.2009. 09.004
4. Xie Y., Liu X., Chen Q. Synthesis and characterization of water-soluble chitosan derivate and its antibacterial activity // Carbohydrate Polymers. 2007. Vol. 69. P. 142-147.
5. Ogawa K., Yui T., Okuyama K. Three D structures of chitosan // International Journal of Biological Mac-romolecules. 2004. Vol. 34, № 1-2. P. 1-8. https://doi. org/10.1016/j.ijbiomac.2003.11.002
6. Ogawa Y., Naito P.-K., Nishiyama Y. Hydrogen-bonding network in anhydrous chitosan from neutron crystallography and periodic density functional theory calculations // Carbohydrate Polymers. 2019. Vol. 207. P. 211-217. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2018.11.04
7. Kawahara M., Yui T., Oka K, Zugenmaier P., Suzuki S., Kitamura S., Okuyama K., Ogawa K. Fourth 3D Structure of the Chitosan Molecule: Conformation of Chitosan in Its Salts with Medical Organic Acids Having a Phenyl Group // Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 2003. Vol. 67, № 7. P. 1545-1550. https://doi.org/10.1271/ bbb.67.1545
8. Хакимова А. А., Поминов В. В., Бабичева Т. С., Шмаков С. Л., Захаревич А. М., Шиповская А. Б. Применение ПЭМ для изучения микро- и наносфер хитозана, полученных их его солей с разными кислотами // Научно-технические ведомости СПбГПУ. Физико-математические науки. 2022. Т. 15, № 3.3. С. 381-385. https://doi.org/10.18721/JPM.153.375
9. Селиванова Н. М., Зимина М. В., Галяметдинов Ю. Г. Фазовое поведение хитозана в органических кислотах // Жидкие кристаллы и их практическое использование. 2019. T. 19, № 3. C. 76-82.
10. Li Q., Song B., Yang Z., Fan H. Electrolytic conductivity behaviors and solution conformations of chitosan in different acid solutions // Carbohydrate Polymers. 2006. Vol. 63, № 2. P. 272-282. https://doi.org/10.1016/jxarb-pol.2005.09.024
11. Singh J., Dutta P. K. Preparation, circular dichroism induced helical conformation and optical property of chitosan acid salt complexes for biomedical applications // International Journal of Biological Macromol-ecules. 2009. Vol. 45, № 4. P. 384-392. https://doi. org/10.1016/j.ijbiomac.2009.07.004
12. Sekar V., Rajendran K., Vallinayagam S., Deepak V., Mahadevan S. Synthesis and characterization of chitosan ascorbate nanoparticles for therapeutic inhibition for cervical cancer and their in silico modeling // International Journal of Biological Macromolecules. 2018. Vol. 62. P. 239. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2009.07.004
13. Endres M. B., Weichold O. Sorption-active transparent films based on chitosan // Carbohydrate Polymers. 2019. Vol. 208. P. 108-114. https://doi.org/10.1016/j. carbpol.2018.12.031
14. Pigaleva M. A., Portnov I. V., Rudov A. A., Blago-datskikh I. V., Grigoriev T. E., Gallyamov M. O., Potem-kin I. I. Stabilization of chitosan aggregates at the nanoscale in solutions in carbonic acid // Macromolecules. 2014. Vol. 47, № 16. P. 5749-5758. https://doi. org/10.1021/ma501169c
15. Kawada J., Yui T., Abe Y., Ogawa K. Crystalline features of chitosan-L-and D-lactic acid salts // Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 1998. Vol. 62, № 4. P. 700-704. https://doi.org/10.1271/bbb.62.700
16. Малинкина О. Н., Журавлёва Ю. Ю., Шиповская А. Б. Ранозаживляющая активность in vivo глицерогидро-гелевых пластин на основе аскорбата хитозана, алоэ вера и полиолата кремния // Прикладная биохимия и микробиология. 2022. Т. 58, № 2. С. 179-184. https:// doi.org/10.31857/S0555109922020143
17. Шиповская А. Б., Малинкина О. Н., Гегель Н. О., Зудина И. В., Луговицкая Т. Н. Структура и свойства солевых комплексов хитозана с диастереомерами аскорбиновой кислоты // Известия Академии наук. Серия химическая. 2021. № 9. С. 1765-1774. https:// doi.org/10.1007/s11172-021-3281-5
18. Гегель Н. О., Зудина И. В., Малинкина О. Н., Шиповская А. Б. Влияние изомерной формы аскорбиновой кислоты на антибактериальную активность её солей с хитозаном // Микробиология. 2018. T. 87, № 5. С. 618-623. https://doi.org/10.1134/S0026365618050105
19. Gegel N. O., Zhuravleva Y. Y., Shipovskaya A. B., Ma-linkina O. N., Zudina I. V. Influence of chitosan ascorbate chirality on the gelation kinetics and properties of sili-con-chitosan-containing glycerohydrogels // Polymers. 2018. Vol. 10, № 3. ID 259. https://doi.org/10.3390/ polym10030259
20. Ayon N. J. Features, roles and chiral analyses of pro-teinogenic amino acids // AIMS Molecular Science. 2020. Vol. 7, iss. 3. P. 229-268. https://doi.org/10.3934/ molsci.202001
21. Lee Tu, Lin Yu K. The origin of life and the crystallization of aspartic acid in water // Crystal Growth & Design. 2010. Vol. 10, № 4. P. 1652-1660. https://doi.org/10.1021/ cg901219f
22. Червяков А. В., Захарова М. Н., Пестов Н. Б. Роль D-аминокислот в патогенезе нейродегенеративных заболеваний и при нормальном старении // Анналы клинической и экспериментальной неврологии. 2014. Т. 8, № 2. C. 51-58.
23. Wang J., Wang J., Liu J., Wang S., Pei J. Solubility of D-aspartic acid and L-aspartic acid in aqueous salt solutions from (293 to 343) K // Journal of Chemical & Engineering Data. 2010. Vol. 55, № 4. P. 1735-1738. https://doi.org/10.1021/je9007102
24. Sang-Aroon W., Ruangpornvisuti V. Determination of aqueous acid-dissociation constants of aspartic acid using PCM/DFT method // International Journal of Quantum Chemistry. 2008. Vol. 108, № 6. P. 1181-1188. https:// doi.org/10.1002/qua.21569
25. Apelblat A., Manzurola E., Orekhova Z. Electrical conductance studies in aqueous solutions with aspartic ions // Journal of Solution Chemistry. 2008. Vol. 37. P. 97-105. https://doi.org/10.1007/s10953-007-9223-5
26. Derissen J. L., Endeman H. J., Peerdeman A. F. The crystal and molecular structure of L-aspartic acid // Acta Crystallographica Section B: Structural Crystallography and Crystal Chemistry. 1968. Vol. 24, № 10. P. 1349-1354. https://doi.org/10.1107/S0567740868004280
27. Луговицкая Т. Н., Шиповская А. Б. Физико-химические свойства водных растворов L-аспарагиновой кислоты с добавкой хитозана // Журнал общей химии. 2017. Т. 87, № 4. С. 650-656.
28. Lugovitskaya T. N., Shipovskaya A. B., Shmakov S. L., Shipenok X. M. Formation, structure, properties of chitosan aspartate and metastable state of its solutions for obtaining nanoparticles // Carbohydrate Polymers. 2022. Vol. 277. ID 118773. https://doi.org/10.1016/j. carbpol.2021.118773
29. Lugovitskaya T. N., Shipovskaya A. B., Shipenok X. M. Kinetic instability of a chitosan - aspartic acid - water system as a method for obtaining nano- and mic-roparticle // Chimica Techno Acta. 2021. Vol. 8, iss. 4. ID 20218405. https://doi.org/10.15826/chimtech.2021.8.4.05
30. Singh J., Dutta P. K. Preparation, circular dichroism induced helical conformation and optical property of chitosan acid salt complexes for biomedical applications // International Journal of Biological Macromol-ecules. 2009. Vol. 45, iss. 4. P. 384-392. https://doi.org/ 10.1016/j.ijbiomac.2009.07.004
31. Луговицкая Т. Н., Зудина И. В., Шиповская А. Б. Получение и свойства аспарагиновокислых растворов хитозана // Журнал прикладной химии. 2020. Т. 93, вып. 1. С. 90-99. https://doi.org/10.31857/ S0044461820010090
32. Shipovskaya A., Shipenok X., Lugovitskaya T., Babi-cheva T. Self-assembling nano- and microparticles of chitosan L- and D-aspartate: Preparation, structure, and biological activity // Materials Proceedings. 2023. Vol. 14, iss. 1. ID 31. https://doi.org/10.3390/I0CN2023-14492
33. Santos Z. M., Caroni A. L. P. F., Pereira M. R., da Silva D. R., Fonseca J. L. C. Determination of deacety-lation degree of chitosan: A comparison between con-ductometric titration and CHN elemental analysis // Carbohydrate Research. 2009. Vol. 344. P. 2591-2595. https://doi.org/10.1016/j.carres.2009.08.030
34. Тарасевич Б. Н. ИК-спектры основных классов органических соединений. Справочные материалы. М. : Изд-во МГУ, 2012. 55 c.
35. Комаров Б. А., Малков Г. В., Васильев С. Г., Баскаков С. А., Эстрина Г. А., Гурьева Л. Л., Волков В. И., Фролова М. А., Албулов А. И. Окислительная деструкция хитозана и его стабильность // Высокомолекулярные соединения. Серия Б. 2019. T. 61, № 2. С. 132-143. https://doi.org/10.1134/S2308113919020037
36. Kumirska J., Czerwicka M., Kaczynski Z., Bychowska A., Brzozowski K., Thoming J., Stepnowski P. Application of spectroscopic methods for structural analysis of chitin and chitosan // Marine Drugs. 2010. Vol. 8, iss. 5. P. 1567-1636. https://doi.org/10.3390/md8051567
37. Shipovskaya A. B, Shmakov S. L., Gegel N. O. Optical activity anisotropy of chitosan-based films // Carbohydrate Polymers. 2019. Vol. 206. P. 476-486. https://doi. org/10.1016/j.carbpol.2018.11.026
38. Могилевская Е. Л., Акопова Т. А., Зеленецкий А. Н., Озерин А. Н. О кристаллической структуре хитина и хитозана // Высокомолекулярные соединения. Серия А. 2006. Т. 48, № 2. С. 216-226.
39. Дресвянина Е. Н., Гребенников С. Ф., Добровольская И. П., Масленникова Т. П., Иванькова Е. М.,
Юдин В. Е. Влияние нанофибрилл хитина на сорб-ционные свойства композиционных пленок на основе хитозана // Высокомолекулярные соединения. Серия А. 2020. Т. 62, № 3. С. 181-188. https://doi. org/10.31857/S2308112020030050
40. Агеев Е. П., Вихорева Г. А., Зоткин М. А., Матушкина Н. Н., Герасимов В. И., Зезин С. Б., Оболонко-ва Е. С. Структура и транспортные свойства хито-зановых пленок, модифицированных термообработкой // Высокомолекулярные соединения. Серия А. 2004. Т. 46, № 12. С. 2035-2041.
References
1. Kou S. G., Peters L., Mucalo M. Chitosan: A review of molecular structure, bioactivities and interactions with the human body and micro-organisms. Carbohydrate Polymers, 2022, vol. 282, ID 119132. https://doi. org/10.1016/j.carbpol.2022.119132
2. Varlamov V. P., Ilyina A. V., Shagdarova B. Ts., Lunkov A. P., Mysyakina I. S. Chitin/chitosan and its derivatives: Fundamental problems and practical approaches. Biochemistry (Moscow), 2020, vol. 85, no. Suppl. 1, pp. 154-176. https://doi.org/10.1134/S0006297920140084
3. Sajomsang W., Tantayanon S., Tangpasuthadol V., Daly W. H. Quaternization of N-aryl chitosan derivatives: Synthesis, characterization, and antibacterial activity. Carbohydrate Research, 2009, vol. 344, no. 18, pp. 2502-2511. https://doi.org/10.1016/j.carres.2009.09.004
4. Xie Y., Liu X., Chen Q. Synthesis and characterization of water-soluble chitosan derivate and its antibacterial activity. Carbohydrate Polymers, 2007, vol. 69, pp. 142-147.
5. Ogawa K., Yui T., Okuyama K. Three D structures of chitosan. International Journal of Biological Macro-molecules, 2004, vol. 34, no. 1-2, pp. 1-8. https://doi. org/10.1016/j.ijbiomac.2003.11.002
6. Ogawa Y., Naito P.-K., Nishiyama Y. Hydrogen-bonding network in anhydrous chitosan from neutron crystallography and periodic density functional theory calculations. Carbohydrate Polymers, 2019, vol. 207, pp. 211-217. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2018.11.04
7. Kawahara M., Yui T., Oka K., Zugenmaier P., Suzuki S., Kitamura S., Okuyama K., Ogawa K. Fourth 3D structure of the chitosan molecule: Conformation of chitosan in its salts with medical organic acids having a phenyl group. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2003, vol. 67, no. 7, pp. 1545-1550. https://doi.org/10.1271/ bbb.67.1545
8. Khakimova A. A., Pominov V. V., Babicheva T. S., Shmakov S. L., Zakharevich A. M., Shipovskaya A. B. TEM use for the study of chitosan microspheres and nanospheres obtained from its salts with several acids. St. Petersburg Polytechnic University Journal. Physics and Mathematics, 2022, vol. 15, no. 3.3, pp. 381-385 (in Russian). https://doi.org/10.18721/JPM.153.375
9. Selivanova N. M., Zimina M. V., Galyametdinov Y. G. Phase behavior of chitosan in organic acids. Liquid
Crystals and Their Practical Use, 2019, vol. 19, no. 3, pp. 76-82 (in Russian).
10. Li Q., Song B., Yang Z., Fan H. Electrolytic conductivity behaviors and solution conformations of chitosan in different acid solutions. Carbohydrate Polymers, 2006, vol. 63, no. 2, pp. 272-282. https://doi.org/10.1016/j. carbpol.2005.09.024
11. Singh J., Dutta P. K. Preparation, circular dichroism induced helical conformation and optical property of chi-tosan acid salt complexes for biomedical applications International Journal of Biological Macromolecules, 2009, vol. 45, no. 4, pp. 384-392. https://doi.org/10.1016/j. ijbiomac.2009.07.004
12. Sekar V., Rajendran K., Vallinayagam S., Deepak V., Mahadevan S. Synthesis and characterization of chitosan ascorbate nanoparticles for therapeutic inhibition for cervical cancer and their in silico modeling. International Journal of Biological Macromolecules, 2018, vol. 62, pp. 239. https://doi.org/10.1016/jljbiomac.2009.07.004
13. Endres M. B., Weichold O. Sorption-active transparent films based on chitosan. Carbohydrate Polymers, 2019, vol. 208, pp. 108-114. https://doi.org/10.1016/j. carbpol.2018.12.031
14. Pigaleva M. A., Portnov I. V., Rudov A. A., Blagodat-skikh I. V., Grigoriev T. E., Gallyamov M. O., Potemkin I. I. Stabilization of chitosan aggregates at the nanoscale in solutions in carbonic acid. Macromolecules, 2014, vol. 47, no. 16, pp. 5749-5758. https://doi.org/10.1021/ma501169c
15. Kawada J., Yui T., Abe Y., Ogawa K. Crystalline features of chitosan-L-and D-lactic acid salts. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 1998, vol. 62, no. 4, pp. 700-704. https://doi.org/10.1271/bbb.62.700
16. Malinkina O. N., Zhuravleva Y. Y., Shipovskaya A. B. In vivo wound-healing activity of glycerohydrogel plates based on abcorbate chitosan, aloe vera, and silicon polyolate. Applied Biochemistry and Microbiology, 2022, vol. 58, no. 2, pp. 161-165 (in Russian). https://doi. org/10.1134/S0003683822020144
17. Shipovskaya A. B., Malinkina O. N., Gegel N. O., Zu-dina I. V., Lugovitskya T. N. Strucrure and properties of chitosan salt complexes with ascorbic and diastere-omers. Russian Chemical Bulletin, 2021, vol. 70, no. 9, pp. 1765-1774 (in Russian). https://doi.org/10.1007/ s11172-021-3281-5
18. Gegel N. O., Zudina I. V., Malinkina O. N., Shipovs-kaya A. B. Effect of ascorbic and isomeric forms on antibacterial activity of its chitosan salts. Microbiology, 2018, vol. 87, no. 5, pp. 732-737 (in Russian). https://doi. org/10.1134/S0026261718050107
19. Gegel N. O., Zhuravleva Y. Y., Shipovskaya A. B., Malinkina O. N., Zudina I. V. Influence of chitosan ascor-bate chirality on the gelation kinetics and properties of silicon-chitosan-containing glycerohydrogels. Polymers, 2018, vol. 10, no. 3, ID 259. https://doi.org/10.3390/ polym10030259
20. Ayon N. J. Features, roles and chiral analyses of pro-teinogenic amino acids. AIMS Molecular Science, 2020, vol. 7, iss. 3, pp. 229-268. https://doi.org/10.3934/ molsci.202001
21. Lee Tu, Lin Yu K. The origin of life and the crystallization of aspartic acid in water. Crystal Growth & Design, 2010, vol. 10, no. 4, pp. 1652-1660. https://doi.org/10.1021/ cg901219f
22. Cherviakov A. V., Zakharova M. N., Pestov N. B. Role of D-amino acids in the pathogenesis of neurodegenera-tive diseases and in normal aging. Annals of Clinical and Experimental Neurology, 2014, vol. 8, no. 2, pp. 51-58 (in Russian).
23. Wang J., Wang J., Liu J., Wang S., Pei J. Solubility of D-aspartic acid and L-aspartic acid in aqueous salt solutions from (293 to 343) K. Journal of Chemical & Engineering Data, 2010, vol. 55, no. 4, pp. 1735-1738. https://doi.org/10.1021/je9007102
24. Sang-Aroon W., Ruangpornvisuti V. Determination of aqueous acid-dissociation constants of aspartic acid using PCM/DFT method. International Journal of Quantum Chemistry, 2008, vol. 108, no. 6, pp. 1181-1188. https:// doi.org/10.1002/qua.21569
25. Apelblat A., Manzurola E., Orekhova Z. Electrical conductance studies in aqueous solutions with aspartic ions. Journal of Solution Chemistry, 2008, vol. 37, pp. 97-105. https://doi.org/10.1007/s10953-007-9223-5
26. Derissen J. L., Endeman H. J., Peerdeman A. F. The crystal and molecular structure of L-aspartic acid. Acta Crystallographica Section B: Structural Crystallography and Crystal Chemistry, 1968, vol. 24, no. 10, pp. 1349-1354. https://doi.org/10.1107/S0567740868004280
27. Lugovitskaya T. N., Shipovskaya A. B. Physicochemical properties of aqueous solutions of L-aspartic acid containing chitosan. Russian Journal of General Chemistry, 2017, vol. 87, no. 4, pp. 782-787 (in Russian). https://doi. org/10.1134/S1070363217040193
28. Lugovitskaya T. N., Shipovskaya A. B., Shmakov S. L., Shipenok X. M. Formation, structure, properties of chitosan aspartate and metastable state of its solutions for obtaining nanoparticles. Carbohydrate Polymers, 2022, vol. 277, ID 118773. https://doi.org/10.1016/j. carbpol.2021.118773
29. Lugovitskaya T. N., Shipovskaya A. B., Shipenok X. M. Kinetic instability of a chitosan - aspartic acid - water system as a method for obtaining nano- and micro-particle. Chimica Techno Acta, 2021, vol. 8, iss. 4, ID 20218405. https://doi.org/10.15826/chimtech.2021.8.4.05
30. Singh J., Dutta P. K. Preparation, circular dichroism induced helical conformation and optical property of chi-tosan acid salt complexes for biomedical applications. International Journal of Biological Macromolecules, 2009, vol. 45, iss. 4, pp. 384-392. https://doi.org/10.1016/j. ijbiomac.2009.07.004
31. Lugovitskaya T. N., Zudina I. V., Shipovskaya A. B. Obtaining and properties of L-aspartic acid solutions of
chitosan. Russian Journal of Applied Chemistry, 2020, vol. 93, iss. 1, pp. 80-88 (in Russian). https://doi. org/10.1134/S1070427220010097
32. Shipovskaya A., Shipenok X., Lugovitskaya T., Babiche-va T. Self-assembling nano- and microparticles of chitosan L- and D-aspartate: Preparation, structure, and biological activity. Materials Proceedings, 2023, vol. 14, iss. 1, ID 31. https://doi.org/10.3390/I0CN2023-14492
33. Santos Z. M., Caroni A. L. P. F., Pereira M. R., da Silva D. R., Fonseca J. L. C. Determination of dea-cetylation degree of chitosan: A comparison between conductometric titration and CHN elemental analysis. Carbohydrate Research. 2009, vol. 344, pp. 2591-2595. https://doi.org/10.1016/j.carres.2009.08.030
34. Tarasevich B. N. IK-spektry osnovnykh klassov organ-icheskikh soedinenii. Spravochnye materialy [IR spectra of the main classes of organic compounds. Reference materials]. Moscow, Moscow University Press, 2012. 55 p. (in Russian).
35. Komarov B. A., Malkov G. V., Vasil'ev S. G., Baska-kov S. A., Estrina G. A., Gur'eva L. L., Volkov V. I., Frolova M. A., Albulov A. I. Oxidative destruction of chitosan and its stability. Polymer Science, Series B, 2019, vol. 61, no. 2, pp. 189-199. https://doi.org/10.1134/ S2308113919020037
36. Kumirska J., Czerwicka M., Kaczynski Z., Bychows-ka A., Brzozowski K., Thöming J., Stepnowski P. Application of spectroscopic methods for structural analysis of chitin and chitosan. Marine Drugs, 2010, vol. 8, iss. 5, pp. 1567-1636. https://doi.org/10.3390/ md8051567
37. Shipovskaya A. B., Shmakov S. L., Gegel N. O. Optical activity anisotropy of chitosan-based films. Carbohydrate Polymers, 2019, vol. 206, pp. 476-486. https://doi. org/10.1016/j.carbpol.2018.11.026
38. Mogilevskaya E. L., Akopova T. A., Zelenetsky A. N., Ozerin A. N. The crystal structure of chitin and chi-tosan. Polymer Science, Series A., 2006, vol. 48, no. 2, pp. 116-123 (in Russian). https://doi.org/10.1134/ S0965545X06020039
39. Dresvyanina E. N., Grebennikov S. F., Dobrovol'-skaya I. P., Ivan'kova E. M., Yudin V. E., Maslenni-kova T. P., Ivanov'kova E. M., Yudin V. E. Effect of chitin nanofibrils on sorption behavior of chitosan-based composite films. Polymer Science, Series A., 2020, vol. 62, no. 3, pp. 181-188 (in Russian). https://doi.org/10.1134/ S0965545X20030050
40. Ageev E. P., Vikhoreva G. A., Zotkin M. A., Matush-kina N. N., Gerasimov V. I., Zezin S. B., Obolonko-va E. S. Structure and transport behavior of heat-treated chitosan films. Polymer Science, Series A, 2004, vol. 46, no. 12, pp. 1245-1250 (in Russian).
Поступила в редакцию 14.09.2023; одобрена после рецензирования 25.09.2023; принята к публикации 27.09.2023 The article was submitted 14.09.2023; approved after reviewing 25.09.2023; accepted for publication 27.09.2023
