СТРЕПТОЗОЦИН-ИНДУЦИРОВАННАЯ БОЛЕЗНЬ АЛЬЦГЕЙМЕРА КАК САМОСТОЯТЕЛЬНЫЙ ФАКТОР РИСКА РАЗВИТИЯ ГИПЕРГЛИКЕМИИ У КРЫС ЛИНИИ ВИСТАР Текст научной статьи по специальности «Ветеринарные науки»

(J) Check for updates

Стрептозоцин-индуцированная болезнь Альцгеймера

как самостоятельный фактор риска развития гипергликемии у крыс

линии Вистар

© А.В. Ставровская1*, Д.Н. Воронков1, Е.А. Шестакова2, А.С. Гущина1, А.С. Ольшанский1, Н.Г. Ямщикова1

'Научный центр неврологии, Москва, Россия;

Национальный медицинский исследовательский центр эндокринологии, Москва, Россия

Обоснование. В последние годы широко обсуждается тема взаимной связи болезни Альцгеймера (БА) и метаболических расстройств. Тем не менее остается неясным, является ли БА непосредственной причиной нарушений углеводного обмена или наличие классических факторов риска сахарного диабета 2-го типа (СД 2), в первую очередь ожирения, значимо повышает риск возникновения БА.

Цель: оценить раздельный вклад двух факторов в развитие нарушений углеводного обмена - 1) увеличения массы тела на фоне высококалорийного питания и 2) экспериментально вызванной БА.

Методы. Крысам-самцам линии Вистар были проведены стереотаксические операции по введению в латеральные желудочки мозга стрептозоцина (СТЗ) для моделирования БА либо физиологического раствора (ложнооперированные животные - ЛО). Спустя 2 нед животные были разделены на четыре группы: 1) группа ЛО, которой была назначена нормока-лорийная (НКД) диета (ЛО+НКД); 2) группа ЛО, которой была назначена высококалорийная диета (ЛО+ВКД); 3) группа, которой была назначена НКД после введения СТЗ в латеральные желудочки мозга (СТЗ+НКД); 4) группа, которой была назначена ВКД после введения СТЗ (СТЗ+ВКД). Длительность нахождения животных на диете составила 3 мес. Перед началом диеты, а также спустя 3 мес животным были проведены интраперитонеальные глюкозотолерантные тесты. По окончании исследования была проведена морфологическая оценка тканей головного мозга, поджелудочной железы, печени. Результаты. Через 3 мес после проведения оперативных вмешательств и введения диет характер гликемических кривых значимо различался в четырех исследуемых группах: нормогликемия сохранялась лишь в группе ЛО+НКД, тогда как ВКД и введение СТЗ сопровождались развитием гипергликемии (р=0,0001). Группа СТЗ+НКД, отражавшая изолированное воздействие БА, также характеризовалась нарушениями углеводного обмена. Морфологическое исследование показало, что ВКД приводит к более выраженному эктопическому накоплению жира в ткани печени и поджелудочной железы, чем НКД. Введение СТЗ вне зависимости от диеты приводило к типичным для модели БА изменениям - увеличению размеров желудочков мозга, дегенерации белого вещества и накоплению ß-амилоида в гипоталамусе.

Заключение: СТЗ-индуцированные повреждения структур головного мозга, характерные для БА, приводили к нарушениям углеводного обмена вне зависимости от получаемой диеты и являлись самостоятельным фактором риска развития гипергликемии.

Ключевые слова: болезнь Альцгеймера, сахарный диабет 2-го типа, гипергликемия, ожирение, стрептозоцин, гипоталамус, крысы.

Streptozocin-induced Alzheimer's disease as an independent risk factor for the development of hyperglycemia in Wistar rats

© Alla V. Stavrovskaya1*, Dmitriy N. Voronkov1, Ekaterina A. Shestakova2, Anastasiya S. Gushchina1, Artyom S. Olshansky1, Nina G. Yamshikova1

1Research Center of Neurology, Moscow, Russia; 2Endocrinology Research Centre, Moscow, Russia

BACKGROUND: In recent years the theme of the relationship of Alzheimer's disease (AD) and metabolic disorders has been widely discussed. Nevertheless, it remains unclear whether AD is a direct cause of carbohydrate metabolism disorders or it is the presence of classical risk factors for type 2 diabetes mellitus (DM 2), primarily obesity, that significantly increases the risk of AD. AIM: To evaluate the separate contribution of two factors to the development of disorders of carbohydrate metabolism: (1) weight gain due to a high-calorie diet and (2) experimental-induced AD.

METHODS: Male Wistar rats were injected with streptozocin (STZ) in the lateral ventricles of the brain to induce AD or saline (sham operated animals - SO) during stereotactic operations. After 2 weeks, the animals were divided into four groups: 1) the SO group, which was assigned to the normal calorie (NCD) diet (SO NCD); 2) the SO group, which was assigned to the high-calorie diet (SO HCD); 3) the group to which the norm-calorie diet was prescribed after the administration of STZ into the lateral ventricles of the brain (STZ NCD); 4) the group to which the HCD was assigned after the administration of STZ (STZ HCD). The animals were on a diet for 3 months. Intraperitoneal glucose tolerance tests were carried out before the diet and after 3 months. At the end of the study, a morphological assessment of brain tissue, pancreas, and liver was performed.

RESULTS: 3 months after surgical interventions and the appointment of diets, the glycemic curves significantly differed in the 4 studied groups: normoglycemia persisted only in the SO + NCD group, while HCD and the STZ administration were accompanied by the development of hyperglycemia (p = 0.0001). The STZ + NCD group, which represented the isolated effect of AD, was also characterized by impaired carbohydrate metabolism. A morphological study showed that HCD leads to a more pronounced ectopic accumulation of fat in the liver and pancreas tissue than NCD. The administration of STZ, regardless of the diet, led to changes typical for the AD model - an increase in the size of the ventricles of the brain, degeneration of white matter, and the accumulation of P-amyloid in the hypothalamus.

Copyright © 2019 by the MediaSphere Licensee: CC BY-NC-ND doi: 10.14341/probl12126

Проблемы эндокринологии 2019. - Т. 65. - №5. - С. 351-361 Problems of Endocrinology 2019;65(5)):351-361

CONCLUSIONS: The STZ-induced brain damage typical for AD led to impaired carbohydrate metabolism regardless of diet and was an independent risk factor for hyperglycemia.

Keywords: Alzheimer disease, type 2 diabetes mellitus, hyperglycemia, obesity, streptozocin, hypothalamus, rats.

Обоснование

XX век был ознаменован появлением множества лекарственных препаратов для борьбы с инфекционными заболеваниями, в результате чего значимо увеличилась продолжительность жизни населения. В то же время начал наблюдаться неуклонный рост количества неинфекционных заболеваний [1]. К эпидемиям XXI века относят как метаболические расстройства (сахарный диабет 2-го типа (СД 2), ожирение), так и болезнь Альцгеймера (БА) [2]. БА — комплексное нейродегенеративное заболевание, в первую очередь характеризующееся когнитивным дефицитом, а на патоморфологическом уровне — прогрессирующей гибелью нейронов и накоплением сенильных бляшек и нейрофибриллярных клубков в результате агрегации р-амилоида. За последние годы накоплены многочисленные свидетельства взаимосвязи БА и метаболических расстройств. Нарушения секреции инсулина и его сигнальных путей являются общими механизмами для БА и СД 2 и провоцируют окислительный стресс, воспалительные процессы и накопление р-амилоида [3]. Однако остается неясным, является ли БА непосредственной причиной нарушений углеводного обмена или ассоциация деменции с развитием СД 2 обусловлена сочетанием БА с классическими факторами риска гипергликемии, такими как избыточная масса тела и возраст пациентов.

Цель

Оценка раздельного вклада двух факторов в развитие нарушений углеводного обмена: (1) увеличения массы тела на фоне высококалорийного питания и (2) экспериментально вызванной БА.

Методы

Дизайн исследования

Проведено одноцентровое экспериментальное проспективное контролируемое исследование с участием лабораторных животных.

Условия проведения

Исследование проведено в Лаборатории экспериментальной патологии нервной системы ФГБНУ «Научный центр неврологии» (Москва, Россия).

Продолжительность исследования

Суммарная продолжительность исследования составила 4 мес. После получения животных из питомника был введен карантин длительностью 2 нед. По окончании карантина животным проведены сте-реотаксические операции. Через 2 нед после оперативных вмешательств был проведен первый глюко-зотолерантный тест (ГТТ) и введены нормо- (НКД) и высококалорийная (ВКД) диеты, повторный ГТТ проведен через 3 мес от исходного.

Описание медицинского вмешательства

Крысы-самцы линии Вистар были получены из питомника «Столбовая» в возрасте 3—3,5 мес. После окончания карантина животным были проведены стереотаксические операции по введению в латеральные желудочки мозга стрептозоцина (СТЗ) для моделирования БА либо физиологического раствора (ложнооперированные животные — ЛО). Спустя 2 нед животные были разделены на 4 группы:

— группа с введением физиологического раствора, которой была назначена НКД (ЛО+НКД);

— группа с введением физиологического раствора, которой была назначена ВКД (ЛО+ВКД);

— группа, которой была назначена НКД после введения СТЗ в латеральные желудочки мозга (СТЗ+ НКД);

— группа, которой была назначена ВКД после введения СТЗ в латеральные желудочки мозга (СТЗ+ВКД).

Длительность нахождения животных на диете составила 3 мес. Перед началом диеты, а также спустя 3 мес животным были проведены интраперитоне-альные ГТТ. По окончании исследования животных декапитировали и производили морфологическую оценку тканей головного мозга, поджелудочной железы, печени (рис. 1).

Рацион и содержание животных. Животные содержались в стандартных контролируемых условиях вивария при 12 ч световом цикле. НКД включала только полнорационный комбикорм для содержания лабораторных животных производства ООО «Лабораторкорм», из расчета 5 г на 100 г веса животного в 1 сут. Питье — фильтрованная вода. ВКД помимо комбикорма, в том же количестве включала в себя обогащение рациона, которое животные получали ежедневно. В данной работе использовалось 2 варианта обогащенной диеты, которые чередовались для гарантированного употребления экспери-

Рис. 1. Дизайн исследования.

ЛО — ложнооперированные живозные; СТЗ — стрептозоцин; HK^ — нормокалорийная диета; BKД — высококалорийная диета.

ментальными крысами предлагаемой им кормосме-си. Первый вариант смеси для обогащения рациона включал 6% белков, 31% жиров и 43% углеводов, пищевая ценность составляла 1143 ккал/100 г. Общая масса смеси равнялась 210 г на 10 животных в 1 сут. Дополнительно животные получали 3% раствор сахарозы в качестве питья. Второй вариант смеси для обогащения рациона включал 17,4% белков, 34% жиров и не включал углеводов, пищевая ценность составляла 1321 ккал/100 г. Общая масса смеси равнялась 210 г на 10 животных в 1 сут. Дополнительно животные получали 10% раствор сахарозы в качестве питья.

Хирургические процедуры. Для получения модели БА анестезированных крыс помещали на раму лабораторного СТЗ («Stoelting», США), надрезали скальп и через просверленные в черепе отверстия вводили раствор стрептозоцина («Abcam», США) с помощью микрошприца c иглой 26G/51 мм («Hamilton Bonaduz AG», Швейцария), закрепленного в стереотаксиче-ском манипуляторе. Растворяли СТЗ в физиологическом растворе в дозе 3 мг/кг, по 5 мкл в каждый боковой желудочек мозга. Для стереотаксического введения использовали следующие координаты: AP=—0,8; L=1,5; V=3,5 [4]. В качестве анестезии применяли зо-летил 100 («Valdepharm», Франция; производитель растворителя — «Delpharm Tours», Франция) в дозе 3 мг/100 г и ксилу (Interchemie Werken «De Adelaar» B.V., Нидерланды) в дозе 3 мг/кг внутримышечно, для премедикации использовали атропин (ООО «ОЗ «ГНЦЛС», Украина) в дозе 0,04 мг/кг подкожно за 10—15 мин до введения ксиланита.

Основной исход исследования

Основным исходом исследования являлась оценка состояния углеводного обмена у крыс на фоне ВКД и в экспериментальной модели БА.

Дополнительные исходы исследования

Дополнительными исходами являлись изменение динамики массы тела животных, изменения морфометрических показателей плотности GFAP-позитивных астроцитов и дофаминергических нейронов в вентромедиальных структурах гипоталамуса. Кроме того, критерием оценки моделей служило выявление при морфологическом исследовании накопления ß-амилоида в мозге (для стрептозоцино-вой модели БА), накопления липидов в ткани печени и поджелудочной железы и изменения островков поджелудочной железы.

Методы регистрации исходов

Основную конечную точку — динамику гликемии — регистрировали в ходе теста ГТТ на фоне вну-трибрюшинного введения глюкозы (глюкоза 40% раствор для инъекций, ЗАО «Мосагроген», Россия) в дозе 1,5 мг/кг после 8-10-часовой пищевой депри-вации [5]. Концентрацию глюкозы измеряли с помощью глюкометра Акку-Чек Перформа («Roche Diabetes Care Inc.», США) электрохимическим методом в цельной крови из хвостовой вены, до углеводной нагрузки (исходно) и спустя 10, 30, 60 и 120 мин.

Вес животных определяли каждые 7 дней после начала эксперимента с помощью весов Sartori-us L610D («Sartotius AG», Германия). В публикации

представлены данные по изменению веса через 1 и 3 мес от введения диет.

Морфологическое исследование. Крыс декапити-ровали гильотиной, извлекали мозг, правую долю печени и спленальную часть поджелудочной железы и фиксировали 48 ч погружением в 4% нейтральный раствор формалина. Образцы пропитывали 30% раствором сахарозы и замораживали в среде O.C.T («Tissue Tek, Sakura», США), после чего на криоста-те Cryo 3 («Tissue Tek, Sakura», США) готовили срезы толщиной 10 мкм.

Для демаскировки антигенов срезы нагревали 15 мин в Tрис-ЭДTА буфере (pH=9,0, «Dako», США), в пароварке. После остывания их промывали фосфатным буфером (0,01 M, pH=7,2), содержащем 0,2% Trton X100 («Sigma», Германия). Использовали антитела к глиофибриллярному белку (GFAP, каталожный номер С9205, «Sigma»), циклонуклеотидфосфа-тазе (CNP, AMab91068, «Sigma»), тирозингидрок-силазе (TH, T8700, «Sigma»), ß-амилоиду (anti-Aß, поликлональные, CT695, «ThermoFisher», США) и хромогранину A (ChgA, Ab45179, «Abcam», Великобритания), разведение антител выбирали в соответствии с протоколами производителей. Срезы инкубировали во влажной камере, 18 ч при комнатной температуре, после чего промывали и инкубировали 4 ч с вторичными антителами. Для иммунофлю-оресцентной детекции использовали вторичные антитела (F(ab')2 фрагменты IgG, «Sigma») меченые флуорохромами CF488 или CF555. Ядра клеток докрашивали DAPI (диамидинофенилиндол, «Sigma»). Для заключения срезов использовали среду Fluoro-shield («Sigma»).

Липиды выявляли окрашиванием 0,7% раствором масляного красного (OilRed O, OÜ625, «Sigma») в про-пиленгликоле. Срезы проводили через 85% раствор пропиленгликоля, окрашивали 7 мин, дифференцировали окраску пропиленгликолем, ополаскивали дистиллированной водой, докрашивали гематоксилином («Биовитрум», Россия) и заключали в водорастворимую среду MountQuick («Bio-Optica», Италия).

Срезы исследовали и документировали с помощью микроскопов Nikon Eclipse Ni-u (Япония) с монохромной камерой Nikon DS-Qi для регистрации флюоресценции и микроскопа Leica DMLB (Германия) с цветной камерой Leica DC200 для светлого поля. Подсчет клеток производили в интересующей области при увеличении объектива *20, на 5—10 полях зрения на срез, обрабатывая 6—12 срезов с каждого животного. Данные по каждому животному усредняли.

Этическая экспертиза

Исследование было проведено в соответствии с правилами, принятыми Европейской конвенцией по защите позвоночных животных (Страсбург, 1986); Приказом МЗ РФ №119 H от 1 апреля 2016 г.

«Об утверждении Правил лабораторной практики», Principles of Good Laboratory Practice (OECD, ENV/ MC/ CUEM (98)17, 1997); ГОСТ 33044-2014 «Принципы надлежащей лабораторной практики» (идентичен GLP OECD); со статьей 11 Федерального закона от 12 апреля 2010 г. №61-ФЗ «Об обращении лекарственных средств» (ред. от 22.10.14). Были предприняты надлежащие меры по соблюдению биоэтических норм сокращения количества исследуемых животных [6].

Статистический анализ

Размер выборки предварительно не рассчитывался. Для статистической обработки данных применяли программу GraphPad Prism 7.0, используя одно- и двух факторный дисперсионный анализ (ANOVA), а при отклонении данных от нормального распределения использовали тест Краскелла-Уоллис ANOVA. Для сравнения между группами использовали апостериорные тесты Тьюки (Tukey test) или Данна (Dunn test). Результаты считали статистически значимыми при p<0,05.

Результаты

Объекты (участники) исследования

В исследование включены 21 крысы линии Вистар. Исходные характеристики животных к началу эксперимента составили: масса = 362,4±6,8 г; концентрация глюкозы в плазме крови натощак = 5,40±0,11 ммоль/л; концентрация глюкозы на 120-й минуте ГТТ = 6,56±0,23 ммоль/л (данные представлены в виде M±SEM).

Основные результаты исследования

По результатам первого ГТТ у всех групп животных показатели гликемии значимо не различались. Также не было различий между группами по весу животных.

Через 3 мес после проведения оперативных вмешательств и введения диет характер гликемических кривых значимо различался в 4х исследуемых группах (рис. 2). Двухфакторный анализ ANOVA (факторы: «время» х «экспериментальная группа») показал значимые различия динамики гликемии (F(12, 68)=16,52, p=0,0001).

Группа ЛО+НКД демонстрировала нормальный паттерн гликемической кривой в ходе ГТТ: пик концентрации глюкозы в венозной крови приходился на 10—15 мин после пищевой нагрузки, далее наблюдалось постепенное снижение гликемии к 60-й минуте теста до 7,2±0,25 ммоль/л (см. рис. 2). Данная группа имела наименьшую площадь под гликемической кривой, остальные три группы имели значимо больший прирост гликемии в ответ на углеводную нагрузку. Группа ЛО-ВКД ожидаемо характеризова-

Рис. 2. Результаты интраперитонеального теста толерантности к глюкозе.

а — изменения площади под гликемической кривой (ЛИС, М+8ЕМ); б — гликемическая кривая (М+8ЕМ); 1) группа ЛО+НКД; 2) группа ЛО+ВКД; 3) группа СТЗ+ВКД; (4) группа СТЗ+НКД.

Примечание: * — значимые отличия ^<0,05) от группы ЛО+НКД; ** — значимые отличия от группы ЛО+ВКД (ЛКОУЛ, апостериорный тест Тьюки).

Рис. 3. Изменения массы тела животных.

а — измерения до проведения стереотаксических операций, спустя 1 и 3 мес после начала диет; б — внешний вид животного из группы СТЗ+ВКД (слева) и получавшего НКД (справа).

Примечание: * — значимые отличия (^<0,05) от группы ЛО+НКД в точке «3 мес».

лась более высокими значениям гликемии в раннем постпрандиальном периоде и менее быстрым снижением гликемии. Гликемическая кривая группы СТЗ-НКД отличалась менее выраженным подъемом гликемии в первые минуты теста (до 11,8+1,31 ммоль/л к 10-й минуте ГТТ), однако в дальнейшем продолжался рост гликемии вплоть до 60-й минуты, также не происходило снижения гликемии к окончанию теста. Значимых отличий гликемической кривой между группами СТЗ+НКД и СТЗ+ВКД не выявили.

Дополнительные результаты исследования

Изменение веса животных. Все животные демонстрировали прибавку в весе в течение эксперимента (рис. 3а), однако к концу эксперимента вес животных экспериментальных групп (Кга8ке11^а1И8 ЛКОУЛ Н=11,49, ^=3, ^=0,0093) значимо различался. Группа ЛО+НКД имела меньший вес по сравнению с группой ЛО+ВКД (£=0,039, апостериорный тест Данна) и группой СТЗ+ВКД (^=0,013), однако проведенный статистический анализ не выявил раз-

Рис. 7. Плотность GFAP-позитивных астроцитов (а) и дофаминергических нейронов (б) в аркуатном ядре гипоталамуса (M±SD; ANOVA, апостериорный тест Тьюки).

Примечание. * — значимые отличия (р<0,05) от группы ЛО+НКД; ** — значимые отличия от группы ЛО+ВКД.

личий между обеими группами, получавшими ВКД. При этом группа СТЗ+ВКД характеризовалась наличием животных с аномально высокой массой (свыше 1 кг, рис. 3б), что давало больший разброс значений, чем у животных группы ЛО+ВКД. Медианное значение массы тела животных группы СТЗ+НКД к концу эксперимента составило 513,5 г [ЬО = 445,5; НО = 575,5], что значимо не отличалось от показателей группы ЛО+НКД.

Морфологические исследования. Морфологическая часть нашего исследования ставила перед собой две задачи: оценить возможные различия в эктопическом накоплении липидов в ткани печени и поджелудочной железы животных, а также определить выраженность дегенеративных изменений структур головного мозга, ассоциированных с развитием БА.

Группа ЛО+НКД характеризовалась отсутствием эктопического накопления липидов в печени. У обеих групп животных, получавших ВКД, была выявлена диффузная жировая дистрофия печени (рис. 4, и—м, см. раздел «Дополнительная информация»). Однако у животных группы ЛО+ВКД наблюдали мелко- и среднекапельное внутриклеточное накопление жира в гепатоцитах, тогда как у животных группы СТЗ+ВКД чаще выявляли диффузную средне- и крупнокапельную (у четырех животных из шести) жировую инфильтрацию, в том числе с образованием жировых кист, что согласуется с неравномерным распределением по весу в этой группе. В группе СТЗ+НКД накопление липидов в гепатоцитах было выражено в значительно меньшей степени, чем в группах, получавших ВКД.

Эктопическое накопление жира в поджелудочной железе преимущественно обнаруживалось у животных в группах, получавших ВКД (рис. 4, а—г, см. раздел «Дополнительная информация»), по сравнению с

животными на нормокалорийном питании. Имму-номорфологическое исследование с окрашиванием на хромогранин А показало гиперплазию островков поджелудочной железы, сопровождавшуюся нарушением их регулярной формы в обеих группах, получавших ВКД (рис. 4,д—з, см. раздел «Дополнительная информация»), тогда как животные групп ЛО+НКД и СТЗ+НКД не имели особенностей формы и размеров островков.

Морфологическая оценка структур головного мозга у животных, которым был введен СТЗ, выявила выраженные дегенеративные изменения стенки III желудочка и прилежащих к нему структур — вентромедиального и аркуатного ядер гипоталамуса. В обеих группах (СТЗ+НКД и СТЗ+ВКД) наблюдали деформацию и резкое увеличение просвета III желудочка, повреждение эпендимоцитов, исчезновение GFAP-позитивной астроглии и а-таницитов и выраженное накопление ß-амилоида в нейронах (рис. 5, 6, см. раздел «Дополнительная информация»). Окрашивание на циклонуклеотидфосфатазу (CNP, маркер олигодендроглии) выявило дегенерацию олигоден-дроглии, повреждение перивентрикулярного белого вещества под действием СТЗ (см. рис. 6, см. раздел «Дополнительная информация»). Кроме того, СТЗ вызвал снижение количества GFAP-позитивной глии и глиотические изменения сохранной астроглии — гипертрофию отростков и их поляризацию.

Подсчет плотности астроцитов (рис. 7) выявил значимые различия между экспериментальными группами (ANOVA, F(3, 17)=85,14, ^-<0,0001), причем изменения астроглии были разнонаправленными. У животных группы ЛО+ВКД в медиальных ядрах гипоталамуса наблюдали ее активацию, а в обеих группах с введением СТЗ — дегенерацию, наряду с реактивными изменениями отдельных астроцитов.

В группе ЛО+ВКД по сравнению с контролем плотность астроцитов возрастала (р=0,001, апостериорный тест Тьюки), а в обеих группах с введением СТЗ она была значимо снижена (£<0,0001, апостериорный тест Тьюки). Наряду с повреждением олигодендро-глии и астроцитов СТЗ вызывал значимое снижение плотности ТН-позитивных нейронов в аркуатном ядре, по сравнению с группой ЛО+НКД (ЛМОУЛ Б(3, 17)=15,76, р<0,0001, апостериорный тест Тьюки), тогда как у животных группы ЛО+ВКД изменения плотности нейронов не выявили. При этом, при сравнении с группой СТЗ+ВКД животные группы СТЗ+НКД не демонстрировали значимых отличий по средней плотности астроцитов в аркуатном ядре.

Нежелательные явления

На протяжении эксперимента общее состояние животных всех групп было удовлетворительным. У крыс обеих групп с ВКД шерстный покров гладкий, волос блестящий, удерживался хорошо, у крыс, получавших фиксированное количество нормокало-рийного корма, шерстный покров поредевший, тусклый, подкожная клетчатка слабо развита.

Обсуждение

Резюме основного результата исследования

Наше исследование ставило перед собой цель оценить вклад таких факторов, как ожирение и БА, в развитие нарушений углеводного обмена. Для ответа на поставленный вопрос мы разделили животных на 4 группы, каждая из которых имела один из факторов риска или их комбинацию:

— ЛО+НКД — контроль (отсутствие вмешательства на головном мозге и нормокалорийное питание);

— ЛО+ВКД — изолированное воздействие высококалорийного питания и увеличения массы тела;

— СТЗ+НКД — изолированное воздействие СТЗ как способа моделирования БА;

— СТЗ+ВКД — совместное действие обоих факторов риска (увеличения массы тела и развития БА).

В нашем исследовании как воздействие ВКД, так и введение СТЗ приводило к нарушениям углеводного обмена у лабораторных животных, однако паттерн изменения гликемической кривой отличался у животных с СТЗ-моделированной БА и ожирением на фоне ВКД.

Обсуждение основного результата исследования

Роль ВКД в развитии ожирения и нарушений углеводного обмена хорошо известна. Увеличение потребления пищи с высоким содержанием жиров является одним из ключевых факторов, ответственных за рост числа пациентов с СД 2 по всему миру

[7]. Кроме того, имеются многочисленные данные об увеличении риска развития СД 2 у пациентов с БА

[8]. Однако остается непонятным, являются ли деге-

неративные изменения структур головного мозга при БА самостоятельной причиной развития нарушений углеводного обмена или тенденция к увеличению частоты развития СД 2 при деменции связана с тем, что пациенты с БА находятся в более пожилом возрасте и зачастую имеют увеличенную массу тела.

В проведенном исследовании мы постарались сформировать группы животных таким образом, чтобы было возможно разделить вклад увеличения массы тела с одной стороны и дегенеративных изменений головного мозга, типичных для БА, с другой. Возраст животных был одинаков, поэтому роль этого фактора была исключена.

В нашей работе ВКД приводила к выраженным метаболическим нарушениям у животных — ожирению и гипергликемии. Морфологически животные, получавшие диету с высоким содержанием жиров, имели закономерно более выраженное эктопическое накопление жира в ткани печени и поджелудочной железы, чем животные на нормокалорий-ном питании.

В то же время, введение СТЗ в латеральные желудочки головного мозга, приводило в нашем исследовании к развитию у животных изменений головного мозга, характерных для БА. Экспериментально БА моделируется интрацеребральным введением СТЗ, который увеличивает агрегацию р-амилоида и приводит к патоморфологическим и поведенческим изменениям, сходным с БА [9, 10]. В то же время СТЗ захватывается транспортером глюкозы (ОЬИТ2), проявляет высокую токсичность по отношению к р-клеткам поджелудочной железы и используется для индукции СД у животных. Известно, что при системном введении СТЗ вызывает у животных диабет 1-го типа [11]. В зависимости от модели, дозы СТЗ варьируются от 30 до 100 мг/кг и более. Однократное системное введение СТЗ в высоких дозах (>50 мг/кг) вызывает практически полную гибель р-клеток поджелудочной железы и снижение продукции инсулина до неопределяемой концентрации, тогда как многократное системное введение малых доз СТЗ используют для моделирования умеренного повреждения р-клеток [11]. Важно, что однократное введение СТЗ в дозе 35 мг/кг крысам в сочетании с высокожирной диетой приводило к инсулинорезистентности, нарушая передачу сигнала через инсулиновый рецептор, тогда как эта же доза при нормокалорийной диете не вызывала значимых изменений [12]. В том же исследовании доза СТЗ в 25 мг/кг вне зависимости от диеты не приводила к изменениям базальной концентрации глюкозы и инсулина в плазме крови. Вместе с тем многократно показано, что интрацеребральное введение СТЗ, в дозах 1—3 мг/кг, не вызывающих диабета, приводит к когнитивному дефициту, локальному нарушению метаболизма глюкозы, окислительному стрессу и накоплению р-амилоида в структурах мозга, хотя механизмы действия СТЗ в мозге до кон-

ца не изучены [13]. Кроме того, полученные нами результаты согласуются с работой [14], выполненной на крысах линии Lewis, где продемонстрированы метаболические нарушения при внутрижелудочковом введении СТЗ, при отсутствии его влияния на р-клетки поджелудочной железы.

Мы можем говорить о том, что в обеих группах — СТЗ+НКД и СТЗ+ВКД - нам удалось создать модель БА. Но к изолированному воздействию СТЗ можно отнести только СТЗ+НКД; иными словами, эта группа являлась моделью БА без ожирения. Поэтому нарушения углеводного обмена, продемонстрированные в группе СТЗ+НКД, могли служить подтверждением влияния повреждения структур головного мозга на метаболический статус животных.

По результатам нашего исследования, группа животных СТЗ+НКД демонстрировала увеличение площади под гликемической кривой по сравнению с контрольной группой ЛО+НКД, что свидетельствует о вовлеченности пораженных СТЗ структур головного мозга в регуляцию системного метаболизма глюкозы. Мы предполагаем, что важным патогенетическим аспектом СТЗ-индуцированной модели БА является повреждение структур гипоталамуса. Это предположение подтверждается выявленной нами дегенерацией в аркуатном ядре гипоталамуса тани-цитов, астроглии и дофаминовых нейронов — клеточных популяций, модулирующих активность гипота-ламических нейронов и непосредственно вовлеченных в системный энергетический гомеостаз [15, 16]. В мозге р-амилоид, по-видимому, ингибирует сигнальные каскады инсулина на разных уровнях [10, 17]. Так, на трансгенных мышах экспрессия мутант-ного APP (предшественника Р-амилоида) в гипоталамусе вызвала местное снижение метаболизма глюкозы [18]. Важно, что действие олигомеров р-амилоида на ядра гипоталамуса, вовлеченные в энергетический метаболизм, вызывает периферические нарушения толерантности к глюкозе [19], на генетических моделях БА также отмечаются системные метаболические нарушения, связанные с дисфункцией гипоталамуса [20]. Все это указывает на участие в патогенезе БА не только локальной, внутрицеребральной, но и системной регуляции метаболизма глюкозы. Известно, что нейроны, танициты и астроглия гипоталамуса, в том числе аркуатного, дорсо- и вентромедиаль-ного гипоталамических ядер, участвуют в контроле пищевого поведения, гуморальных, симпатических и парасимпатических механизмов регуляции энергетического обмена [16, 21, 22]. В клинических испытаниях пациенты с БА демонстрируют нарушения, указывающие на дисфункцию гипоталамуса, — изменение веса, нейроэндокринные нарушения, нарушения цикла сон—бодрствование [17, 23]. Дегенерация ядер гипоталамуса при БА показана в прижизненных ней-ровизуализационных и посмертных аутопсийных исследованиях [20, 24].

Таким образом, продемонстрированные нами морфологические изменения структур гипоталамуса в группе СТЗ+НКД, могли самостоятельно приводить к системным нарушениям углеводного обмена.

В то же время хотелось бы обратить внимание на морфологические изменения головного мозга, наблюдаемые в группе ЛО+ВКД. Животные данной группы, в отличие от обеих групп СТЗ, демонстрировали активацию астроглии в аркуатном ядре гипоталамуса. Активация астроцитов и усиление экспрессии ОБАР могут быть физиологическим, адаптационным ответом, отражающим участие глиальных популяций гипоталамуса в регуляции энергетического метаболизма. С другой стороны, пролиферация астроглии может отражать активацию провоспалительных реакций в ответ на изменение рациона. Так, существуют данные о влиянии высококалорийной диеты (обогащенной жирами и простыми углеводами) на метаболические процессы в различных областях головного мозга [2, 3, 25]. Диета, обогащенная жирными кислотами, вызывает нейровоспаление, сопровождающееся астроглиозом и активацией микроглии в гипоталамусе и, по-видимому, в других структурах мозга [26—28]. В свою очередь нейровоспаление провоцирует и отягощает накопление р-амилоида и нейроде-генерацию при БА [29].

Взаимосвязь нарушений углеводного обмена и БА подтверждают и данные о том, что внутрижелу-дочковое введение аналога инсулина у крыс с СТЗ-индуцированной БА, приводило к уменьшению выраженности когнитивных нарушений [30]. И наоборот, у крыс с СД, вызванным СТЗ, протективные свойства в отношении когнитивных функций демонстрируют агонисты рецепторов глюкагоноподобного пептида 1-го типа — препараты, точкой приложения которых являются ядра гипоталамуса [31].

Вместе с тем ранее нами продемонстрированное защитное свойство избыточной массы тела на когнитивные функции у крыс линии 8рга§ие-Ба^еу [32] в текущем эксперименте не было подтверждено. В нашем исследовании ВКД не приводила к улучшению состояния стенки желудочков мозга и прилежащих гипоталамических структур, поврежденных под действием СТЗ. Эти противоречия отражены и в работах других авторов: имеются данные о том, что под действием высокожирной диеты на генетических моделях БА происходило улучшение состояния гемато-эцефалического барьера и не менялось накопление р-амилоида в гиппокампе [33], а в другом исследовании было отмечено, что высокожирная диета увеличивает накопление р-амилоида [34].

Более полно роль нарушений углеводного обмена на стрептозотоциновой модели БА еще предстоит оценить. В нашей работе интрацеребральное введение СТЗ приводило к существенным нарушениям системного метаболизма глюкозы. Важно отметить,

что последующее содержание животных на нормо-или высококалорийной диете значимо не влияло на состояние углеводного обмена, что говорит о непосредственном вкладе интрацеребрального введения СТЗ как модели БА в развитие нарушений углеводного обмена.

Ограничения исследования

Ограничением исследования являлось определение гликемии с использованием глюкометра, что объясняется малым объемом циркулирующей крови животных и невозможностью сбора большего количества крови в ходе ГТТ. Возможным ограничением работы могут являться полученные нами результаты о неоднородности распределения по весу крыс, получавших СТЗ. Это может быть связано как с разной степенью повреждения гипоталамических структур, так и с индивидуальными особенностями животных, требует отдельного исследования и может изменять интерпретацию данных.

Заключение

В последние годы широко обсуждается взаимосвязь БА и метаболических расстройств. Тем не менее неясно, могут ли дегенеративные изменения структур головного мозга при БА быть непосредственной причиной развития СД 2-го типа. В нашей работе мы ставили перед собой цель оценить раздельный вклад двух факторов в развитие нарушений углеводного обмена: увеличения массы тела на фоне потребления высококалорийной диеты и дегенеративного поражения структур головного мозга, наблюдаемых при моделировании БА. В нашем исследовании внутрижелудочковое введение СТЗ вызвало характерные для модели БА изменения — увеличение размеров желудочков мозга, дегенерацию белого вещества и накопление ß-амилоида в гипоталамусе. В ядрах гипоталамуса выявили выраженные нейродегенеративные изменения — гибель дофами-нергических нейронов тубероинфундибулярной системы, таницитов и астроцитов. СТЗ в сочетании с любой диетой вызывал нарушение углеводного обмена у крыс, но именно группа животных, получавших нормокалорийное питание, представляла собой модель изолированного влияния поражения головного мозга под действием СТЗ на углеводный обмен. В данной группе отмечалась значимо более выраженная гипергликемия по сравнению с ложно-оперированной группой на НКД, что говорит о самостоятельном вкладе дегенеративных изменений ядер гипоталамуса в системный метаболизм глюкозы. Токсическое действие СТЗ на ß-клетки поджелудочной железы при интрацеребральном введении

минимально, в связи с отсутствием проникновения СТЗ через гематоэнцефалический барьер и крайне низкие используемые дозы СТЗ.

Таким образом, показанное в нашей работе непосредственное влияние повреждения структур головного мозга в модели БА на углеводный обмен свидетельствует в пользу общности патогенетических механизмов БА и СД 2. Наличие когнитивных нарушений может сопровождаться изменением центральной регуляции энергетического обмена.

Дополнительная информация

Дополнительные материалы к статье

Рис. 4. Морфологическая картина поджелудочной железы (а-з) и печени (и-м) у животных, получавших НКД (а, д, и), у группы ЛО+ВКД (б, е, к), группы СТЗ+ВКД (в, ж, л) и группы СТЗ+НКД (г, з, м):

а—г, и—м — выявление липидов масляным красным; д—з — островки поджелудочной железы, выявление хромогранина А (зеленым), ядра докрашены DAPI (синий). Шкала: 1 мм — на рисунках а—г, 250 мкм — на рисунках д—з, 50 мкм — на рисунках и—м.

Доступен на цветной вклейке и в сети Интернет:

https://doi.org/10.14341/probl12126-4749 Рис. 5. Изменения стенки III желудочка мозга и прилежащих структур гипоталамуса под действием СТЗ (х40): а, б - дегенерация GFAP-позитивных а-таницитов, повреждение стенки желудочка и снижение плотности астроглии (вывление GFAP); в, г — накопление ß-амилоида в нейронах; введение физиологического раствора (а, в); внутрижелудоч-ковое введение стрептозоцина (б, г); ядра докрашены DAPI (синий).

Доступен на цветной вклейке и в сети Интернет:

https://doi.org/10.14341/probl12126-4750 Рис. 6. Изменения медиобазальных структур гипоталамуса под действием СТЗ (х10):

а, б, в — циклонуклеотидфосфатаза (CNP); г, д, е — глиофибриллярный белок (GFAP); ж, з, и — дофаминовые (ТН-позитивные) нейроны аркуатного ядра. Обозначения: стрелки указывают области повреждения; ядра докрашены DAPI (синий).

Доступен на цветной вклейке и в сети Интернет: https://doi.org/10.14341/probl12126-4751

Источник финансирования. Исследование и публикация настоящей статьи осуществлены на личные средства авторского коллектива. Конфликт интересов. Исследование и публикация настоящей статьи осуществлены в рамках государственного задания ФГБНУ НЦН.

Участие авторов: А.В. Ставровская — создание концепции исследования, проведение исследования, анализ результатов, участие в подготовке рукописи; Д.Н. Воронков — создание концепции исследования, проведение исследования, анализ результатов, написание рукописи; Е.А. Шестакова — анализ полученных результатов, написание рукописи; А.С. Гущина — проведение исследования, ветеринарное сопровождение лабораторных животных; А.С. Ольшанский — проведение исследования; Н.Г. Ямщикова — проведение исследования. Все авторы внесли значимый вклад в проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию статьи перед публикацией.

AMTEPATYPAlREFERENCES

1. Benziger CP, Roth GA, Moran AE. The Global Burden of Disease Study and the Preventable Burden of NCD. Glob Heart. 2016;11(4):393-397.

doi: https://doi.org/10.1016/j.gheart.2016.10.024

2. Суркова Е.В. Сахарный диабет и центральная нервная система // Терапевтический архив. — 2016. — Т.88. — №10. — С. 82-86. [Surkova EV. Diabetes mellitus and the central nervous system. Ther arch. 2016;88(10):82-86. (In Russ).]

doi: https://doi.org/10.17116/terarkh201688682-86

3. Anjum I, Fayyaz M, Wajid A, et al. Does obesity increase the risk of dementia: a literature review. Cureus. 2018;10(5):e2660.

doi: https://doi.org/10.7759/cureus.2660

4. Paxinos G, Watson C. The rat brain in stereotaxic coordinates. London: Academic Press; 2007. 456 p.

5. Горячева М.А., Макарова М.Н. Особенности проведения глюкозотолерантного теста у мелких лабораторных грызунов (мыши и крысы) // Международный вестник ветеринарии. — 2016. — №3. — С. 155-159. [Goryacheva MA, Makarova MN. Special aspects of glucose tolerance test in small laboratory rodents (mice and rats). Mezhdunarodnii vestnikveterinarii. 2016;3:155-159. (In Russ).]

6. Каркищенко Н.Н. Руководство по лабораторным животным и альтернативным моделям в биомедицинских исследованиях. / Под ред. Н.Н. Каркищенко, С.В. Грачева. — М.: Профиль, 2010. — 358 с. [Karkishchenko NN. Rukovodstvopo laboratornym zhivotnym i al'ternativnym modeliam v biomeditsinskikh issledovani-yakh. Ed by NN Karkishchenko, SV Grachev. Moscow: Profil'; 2010, 358 p. (In Russ).]

7. Schwingshackl L, Hoffmann G, Lampousi AM, et al. Food groups and risk of type 2 diabetes mellitus: a systematic review and metaanalysis of prospective studies. Eur J Epidemiol. 2017;32(5):363— 375. doi:10.1007/s10654-017-0246-y

8. Janson J, Laedtke T, Parisi JE, et al. Increased risk of type 2 diabetes in alzheimer disease. Diabetes. 2004;53(2):474-481.

doi: https://doi.org/10.2337/diabetes.53.2.474

9. Kamat P. Streptozotocin induced Alzheimer's disease like changes and the underlying neural degeneration and regeneration mechanism. Neural Regen Res. 2015;10(7):1050-1052.

doi: https://doi.org/10.4103/1673-5374.160076

10. Gupta S, Yadav K, Mantri SS, et al. Evidence for compromised insulin signaling and neuronal vulnerability in experimental model of sporadic Alzheimer's disease. Mol Neurobiol. 2018;55(12): 8916-8935.

doi: https://doi.org/10.1007/s12035-018-0985-0

11. Deeds MC, Anderson JM, Armstrong AS, et al. Single dose strep-tozotocin-induced diabetes: considerations for study design in islet transplantation models. Lab Anim. 2011;45(3):131-140.

doi: https://doi.org/10.1258/la.2010.010090

12. Srinivasan K, Viswanad B, Asrat L, et al. Combination of high-fat diet-fed and low-dose streptozotocin-treated rat: a model for type 2 diabetes and pharmacological screening. Pharmacol Res. 2005;52(4):313-320.

doi: https://doi.org/10.1016/j.phrs.2005.05.004

13. Grieb P. Intracerebroventricular Streptozotocin Injections as a Model of Alzheimer's Disease: in Search of a Relevant Mechanism. Mol Neurobiol. 2016;53(3):1741-1752.

doi: https://doi.org/10.1007/s12035-015-9132-3

14. Bloch K, Gil-Ad I, Vanichkin A, et al. Intracerebroventricular Streptozotocin induces obesity and dementia in Lewis rats. J Al-zheimersDis. 2017;60(1):121-136.

doi: https://doi.org/10.3233/JAD-161289

15. Zhang X, van den Pol AN. Hypothalamic arcuate nucleus tyrosine hydroxylase neurons play orexigenic role in energy homeostasis. Nat Neurosci. 2016;19(10):1341-1347.

doi: https://doi.org/10.1038/nn.4372

16. García-Cáceres C, Balland E, Prevot V, et al. Role of astrocytes, microglia, and tanycytes in brain control of systemic metabolism. Nat Neurosci. 2019;22(1):7-14.

doi: https://doi.org/10.1038/s41593-018-0286-y

17. Vercruysse P, Vieau D, Blum D, et al. Hypothalamic alterations in neurodegenerative diseases and their relation to abnormal energy metabolism. Front Mol Neurosci. 2018;11:2. doi:10.3389/fnmol.2018.00002

18. Zheng H, Zhou Q, Du Y, et al. The hypothalamus as the primary brain region of metabolic abnormalities in APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer's disease. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 2018;1864(1):263-273.

doi: https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2017.10.028

19. Clarke JR, Lyra E Silva NM, Figueiredo CP, et al. Alzheimer-associated Aß oligomers impact the central nervous system to induce peripheral metabolic deregulation. EMBO Mol Med. 2015;7(2):190-210.

doi: https://doi.org/10.15252/emmm.201404183

20. Ishii M, Wang G, Racchumi G, et al. Transgenic mice overex-pressing amyloid precursor protein exhibit early metabolic deficits and a pathologically low leptin state associated with hypothalamic dysfunction in arcuate neuropeptide neurons. J Neurosci. 2014;34(27):9096-9106.

doi: https://doi.org/10.1523/JNEUR0SCI.0872-14.2014

21. Verberne AJ, Sabetghadam A, Korim WS. Neural pathways that control the glucose counterregulatory response. Front Neurosci. 2014;8:38. doi: https://doi.org/10.3389/fnins.2014.00038

22. Timper K, Brüning JC. Hypothalamic circuits regulating appetite and energy homeostasis: pathways to obesity. Dis Model Mech. 2017;10(6):679-689. doi: https://doi.org/10.1242/dmm.026609

23. Baloyannis SJ, Mavroudis I, Mitilineos D, et al. The hypothalamus in Alzheimer's disease: a Golgi and electron microscope study. Am J Alzheimers Dis Other Demen. 2015;30(5):478-487.

doi: https://doi.org/10.1177/1533317514556876

24. Ishii M, Iadecola C. Metabolic and non-cognitive manifestations of Alzheimer's disease: the hypothalamus as both culprit and target of pathology. CellMetab. 2015;22(5):761-776.

doi: https://doi.org/10.1016/jxmet.2015.08.016

25. Боголепова А.Н. Болезнь Альцгеймера и сахарный диабет // Медицинский совет. — 2015. — №18. — С. 36-40. [Bogolepo-va AN. Alzheimer''s disease and diabetes mellitus. Meditsinskiy sovet. 2015;18:36-40. (In Russ).]

doi: https://doi.org/10.21518/2079-701X-2015-18-36-40

26. Tran DQ, Tse EK, Kim MH, Belsham DD. Diet-induced cellular neuroinflammation in the hypothalamus: mechanistic insights from investigation of neurons and microglia. Mol Cell Endocrinol. 2016;438:18-26. doi: https://doi.org/10.1016/j.mce.2016.05.015

27. Guillemot-Legris O, Muccioli GG. Obesity-induced neuroinflammation: beyond the hypothalamus. Trends Neurosci. 2017;40(4): 237-253. doi: https://doi.org/10.1016/j.tins.2017.02.005.

28. Rollins CP, Gallino D, Kong V, et al. Contributions of a high-fat diet to Alzheimer's disease-related decline: a longitudinal behavioural and structural neuroimaging study in mouse models. Neuroimage Clin. 2019;21:101606.

doi: https://doi.org/10.1016/j.nicl.2018.11.016

29. Rodriguez-Casado A, Toledano-Díaz A, Toledano A. Defective insulin signalling, mediated by inflammation, connects obesity to Alzheimer disease. Relevant pharmacological therapies and preventive dietary interventions. Curr Alzheimer Res. 2017;14(8):894-911. doi: https://doi.org/10.2174/1567205014666170316161848

30. Shingo AS, Kanabayashi T, Kito S, Murase T. Intracerebroventricular administration of an insulin analogue recovers STZ-induced cognitive decline in rats. Behav Brain Res. 2013;241:105-111.

doi: https://doi.org/10.1016/j.bbr.2012.12.005

31. Palleria C, Leo A, Andreozzi F, et al. Liraglutide prevents cognitive decline in a rat model of streptozotocin-induced diabetes independently from its peripheral metabolic effects. Behav Brain Res. 2017;321:157-169. doi: https://doi.org/10.1016/j.bbr.2017.01.004

32. Шестакова Е.А., Ставровская А.В., Гущина А.С., и др. Оценка когнитивных функций и метаболических параметров зрелых крыс-самцов линии Sprague-Dawley на фоне высококалорийной и гипокалорийной диеты // Ожирение и метаболизм. — 2018. — Т.15. — №4. — С. 65-73. [Shestako-va EA, Stavrovskaya AV, Gushchina AS, et al. Cognitive function and metabolic features in male Sprague-Dawley rats receiving high-

fat and low-calorie diets. Obesity and metabolism. 2018;15(4):65-73. (In Russ).] doi: https://doi.org/10.14341/OMET10022

33. Goldman ES, Goez D, Last D, et al. High-fat diet protects the blood-brain barrier in an Alzheimer's disease mouse model. Aging Cell. 2018;17(5):e12818. doi: https://doi.org/10.1111/acel.12818

34. Lin B, Hasegawa Y, Takane K, et al. High-fat-diet intake enhances cerebral amyloid angiopathy and cognitive impairment in a mouse model of Alzheimer's disease, independently of metabolic disorders. J Am Heart Assoc. 2016;5(6). pii: e003154.

doi: https://doi.org/10.1161/JAHA.115.003154

Рукопись получена: 12.11.2019 Одобрена к публикации: 20.12.2019 Опубликована online: 10.01.2020.

ИНФОРМАЦИЯ ОБ АВТОРАХ

"Ставровская Алла Вадимовна, к.б.н. [Alla V. Stavrovskaya, PhD, leading research associate]; адрес: Россия, 103064, Москва, пер. Обуха, 5 [address: 5 Obukha l., 103064 Moscow, Russia]; ORCID: https://orcid.org/0000-0002-8689-0934; eLibrary SPIN: 8013-7362; e-mail: alla_ stav@mail.ru

Воронков Дмитрий Николаевич, к.м.н. [Dmitry N. Voronkov, PhD, senior researcher]; ORCID: https://orcid.org/0000-0001-5222-5322; eLibrary SPIN:1576-8871; e-mail: voronkov@neurology.ru

Шестакова Екатерина Алексеевна, к.м.н. [Ekaterina A. Shestakova, MD, PhD, leading research associate]; ORCID: https://orcid.org/0000-0001-6612-6851; eLibrary SPIN: 1124-7600; e-mail: katiashestakova@mail.ru

Гущина Анастасия Сергеевна [Anastasiya S. Gushchina, researcher]; ORCID: https://orcid.org/0000-0003-3026-0279; eLibrary SPIN: 40175024; e-mail: anastaisha-2015@mail.ru

Ольшанский Артём Сергеевич, к.б.н. [Artyom S. Olshansky, PhD, senior Researcher]; ORCID: https://orcid.org/0000-0002-5696-8032; eLibrary SPIN: 7072-0721; e-mail: AS0769@yandex.ru

Ямщикова Нина Гавриловна, к.б.н. [Nina G. Yamshikova, PhD, leading researcher]; ORCID: https://orcid.org/0000-0003-4387-2266; eLibrary SPIN: 9385-5576; e-mail: nyamshikova@yandex.ru

КАК ЦИТИРОВАТЬ:

Ставровская А.В., Воронков Д.Н., Шестакова Е.А., Гущина А.С., Ольшанский А.С., Ямщикова Н.Г. Стрептозоцин-индуцированная болезнь Альцгеймера как самостоятельный фактор риска развития гипергликемии у крыс линии Вистар // Проблемы эндокринологии. — 2019. - Т. 65. - №5. - С. 351-361. doi: https://doi.org/10.14341/probl12126

TO CITE THIS ARTICLE:

Stavrovskaya AV, Voronkov DN, Shestakova EA, Gushchina AS, Ol'shanskiy AS., Yamshikova NG. Streptozocin-induced Alzheimer's disease as an independent risk factor for the development of hyperglycemia in Wistar rats. Problems of Endocrinology. 2019;65(5): 351-361. doi: https://doi.org/10.14341/probl12126

К статье А.В. Ставровской и соавт. «Стрептозоцин-индуцированная болезнь Альцгеймера как самостоятельный фактор риска развития гипергликемии у крыс линии Вистар»

Рис. 4. Морфологическая картина поджелудочной железы (а-з) и печени (и-м) у животных, получавших нормокало-рийную диету (а, д, и), у группы ЛО+ВКД (б, е, к), группы СТЗ+ВКД (в, ж, л) и группы СТЗ+НКД (г, з, м).

а—г, и—м — выявление липидов масляным красным; д—з — островки поджелудочной железы, выявление хромогранина А (зеленым), ядра докрашены БАР! (синий). Шкала: 1 мм — на рисунках а—г, 250 мкм — на рисунках д—з, 50 мкм — на рисунках и—м.

К статье А.В. Ставровской и соавт. «Стрептозоцин-индуцированная болезнь Альцгеймера как самостоятельный фактор риска развития гипергликемии у крыс линии Вистар»

(продолжение)

Рис. 5. Изменения стенки III желудочка мозга и прилежащих структур гипоталамуса под действием стрептозоцина (ув. х40).

а, б — дегенерация ОРАР-позитивных а-таницитов, повреждение стенки желудочка и снижение плотности астроглии (выявление ОРАР); в, г — накопление |3-амилоида в нейронах; введение физиологического раствора (а, в); внутрижелудочковое введение стрептозоцина (б, г); ядра докрашены БАР! (синий).

►

К статье А.В. Ставровской и соавт. «Стрептозоцин-индуцированная болезнь Альцгеймера как самостоятельный фактор риска развития гипергликемии у крыс линии Вистар»

(окончание)

ло+нкд

ло+вкд

стз+вкд

' К '• -V • '

i> J V /<~>ч

■ШМ:

шъ. . , '¿я

W. < у К г

f"

' /Г •

, в

ж'

*

•

>

■ '

. • 'у*

Рис. 6. Изменения медиобазальных структур гипоталамуса под действием стрептозоцина (ув. х10).

а, б, в — циклонуклеотидфосфатаза (СМР); г, д, е — глиофибриллярный белок (ОРАР); ж, з, и — дофаминовые (ТН-позитивные) нейроны аркуатного ядра.

Обозначения: стрелки указывают области повреждения; ядра докрашены БАР! (синий).